Name: neonatal cardiac scaffolds: novel matrices for regenerative studies
Uploaded: 2016-11-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 16 s
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The authors gratefully acknowledge Ms. Cynthia DeKay for the preparation of the figures.

すべてのマウス実験は米国の動物福祉法に基づいて行われたミネソタ大学の施設内動物管理使用委員会によって承認されました。 マウスの心臓の単離のための1手法<ol><li>単回使用の刃で断頭により新生児マウスを安楽死させます。 </li><li> 70％エタノールで胸部を綿棒。 </li><li> ＃5ピンセットで横方向に皮膚を引っ張りながら、標準的なはさみで胸壁から離れて切断することにより、胸部から肌を解剖。 </li><li>腹壁を通して切断することによりハサミで胸骨のすぐ下の腹部を穿孔。はさみで胸の両側にリブかかわらず切断しながら、＃5鉗子で剣状突起をつかみ、身体から吻側胸骨を撤回。胸郭は、心臓を明らかにするためにピンセットで上方に反射されます。 </li><li>ぶっきらぼうにさらす、＃5鉗子で横方向に引っ張ることにより、胸腺の二つの主ローブを分析大動脈弓だけでなく、大静脈と肺静脈。 </li><li> 10cmの春のはさみで、大動脈弓、大動脈自体からの主要な動脈を横断。心のベースと腕頭動脈の間に大動脈を保持します。気管と食道からそれを分離し、前方の心を反映するために、＃5鉗子で切断された血管の端をつかみます。 </li><li> 10cmの春のはさみで心臓の両側に肺と心臓の間で切断することにより、肺血管系および他の主要な静脈を横断。静脈は排水を提供するために開いたままになります。 </li><li>主要な血管の切断端を把持し、＃5鉗子で縦隔から心臓を取り出します。カテーテル挿入のための滅菌リン酸緩衝生理食塩水（PBS）を含む60mm培養皿に心を置きます。 </li></ol>ランゲンドルフ灌流によって脱細胞化のため2.方法<ol><li>事前にカテーテルアセンブリを準備します。 4センチメートルセクションを描きます小型化、薄型化カテーテルを作成するための小さなアルコールの炎におけるPE 50チューブの。寸法を満たすためにブレードを用いて両端をトリム（約約500μmの外径のフランジと300μmの外径OD）は、 図1に示す。これは、プルの各側面から2つの対称的なカテーテルを提供します。 </li><li>薄い端の開口部にフランジを溶融するために、簡単に炎の中にチューブの切断端を指します。 </li><li> PBSで12ミリリットル注射器を記入し、注射器に3方活栓を配置することによって、カテーテルを組み立てます。コックに22 G×1針を追加し、隔壁を通して針を駆動します。針（ 図1）上に描かれたPEチューブカテーテルをスライドさせます。 </li><li>すべての気泡が除去されたことを保証する、PBSとの組立部品を洗浄。 </li><li> 7-0縫合糸の1タイで大動脈弁とライゲート過ぎて伸びるない、孤立した心臓の大動脈に、上記で概説したように調製し、カテーテルを挿入します。トンのフランジを休ま彼はタイトなシールを作り、カテーテルから外れるの心を防ぐ、タイに対して近位カテーテル。 </li><li>優しくPBSを含む注射器を用いて心臓を灌流しながら、倍率の下でカテーテル法を守ってください。漏れがシステムに存在しないことを確認し、潜在血液が除去されるように組織が均一に白く。 </li><li>入口アダプタの首に隔膜を配置し、ガラスの上側面を折り畳むことによってそれを封印。 </li><li> 図 20に示すようmmHgで圧力を発生させる列を生成するのに十分な長さのラインを介して蒸留水（のdH 2 O）中の1％ドデシル硫酸ナトリウム（SDS）を60mlを充填したリザーバーを取り付けます。 1。1ミリメートル水銀の関係に基づいて、液柱の高さからの圧力を計算すると1.3595センチメートルのH 2 Oに等しいです。 注意：SDSは、刺激性の特性を有する非常に綿状粉末です。接触は避けるべきです。適切な防護服を使用した粉末を処理します。 </li><li> 14時間、1％SDSで心臓を灌流。心臓が観察されない残りの組織と外観に半透明になります。 </li><li>残りのSDS溶液のコックにシステムをフラッシュし、10ミリリットルのdH 2 Oでそれを置き換えます1×ペニシリンストレプトマイシン（ペニシリン-ストレプトマイシン）を含有する60ミリリットルのPBS、続いて10ミリリットルのdH 2 Oに続いて（蒸留水で希釈した）10ミリリットル、1％トリトンX-100との心を、灌流します。 </li><li> 4℃で1×ペニシリン - ストレプトマイシンを含むPBS中で心を保管してください。意図された後の脱細胞化アプリケーションが灌流を必要とする場合は、大動脈内カテーテルは、そうでなければ、縫合ネクタイをカットし、カテーテルを取り外し、維持されるべきです。 </li></ol> 3. DNAの決意<ol><li> 50のKCl、2.5mMのMgCl 2を、10 mMトリス（pHは8.3）で0.45％のTween 20中に200μg/ mlのプロテイナーゼKを使用して、脱細胞化ECMまたはコントロール心のダイジェストを準備します。 </li><li>組織が溶解するまで、攪拌しながら55℃で組織をインキュベート通常、4-5時間。 </li><li>アッセイ4,11を結合DNAとホモジネートのDNA含有量を定量します。 </li></ol> 4.固定および組織のセクショニング<ol><li>室温で30分間、PBS中の4％パラホルムアルデヒド中で脱細胞化し、再細胞化または制御P3心を修正しました。 </li><li> PBS 3倍で組織を洗います。 </li><li>それが沈むまで4℃で0.1 Mリン酸緩衝液中の7.5％スクロースの溶液中で組織を置きます。 </li><li>それは沈むまで、再度、4℃で0.1 Mリン酸緩衝液中15％スクロース溶液を変更します。 </li><li> 37°Cに組織を加温し、15％スクロースおよび0.1Mリン酸緩衝液中のゼラチン溶液で容量の半分を交換し、一晩平衡化。ゼラチンの濃度は、1％、2.5％、5％を介して段階的に増加し、最終的に7.5％倍されます。 </li><li>新鮮な7.5％のゼラチンを使用してcryomoldsでサンプルを置きます。脱細胞化サンプルの形状を復元するには、液体のゼラチンは、tとの室に灌流することができます彼の心臓は、成形されています。液体窒素でcryomoldsを浮遊させることによって凍結。 -80℃で保管してください。 </li><li>クライオスタットで切断し（厚さ10μm）のセクション。セクションの表面に近いスライドを持参し、セクションが原因で静電処理したスライド上の電荷を表面にナイフからオフに移動を観察。一晩スライドを乾燥させ、将来の分析のために-80℃で保存します。 </li><li>冷凍庫からスライドを外し、室温に平衡化した後、ゼラチンを溶解させ、37℃で20分間、PBSを含むコプリンジャーに配置します。 </li><li>ヘマトキシリンおよびエオシンでステップ4.7から切断面を染色します。コプリンジャーにスライドを置きます。 1.5分間剤を青味、1分間水道水を、3分間バッファー、1.5分間水道水を、45秒間ヘマトキシリンにステップ4.8で水和スライドを公開し、80％エタノールで1分間、アルコールエオシンY 8秒間、 1分間の3×1分、1分2×100％エタノール、エージェントをクリアする（キシレン代替物）80％エタノール、樹脂とカバーガラスベースの取り付けメディア。顕微鏡でスライドを調べます。 </li><li>加湿チャンバー内での水和スライドを配置することによって、このようなコラーゲンIVなどのECMの構造タンパク質のための心臓ECM、汚れのECMタンパク質の反応性の保持を確認し、0.1％トリトンを含むリン酸緩衝生理食塩水で10％正常ロバ血清（NDS）で処理するには室温（RT）で1時間-X100（PBST）。組織切片をカバーするのに十分な量を使用してください。 </li><li> 5％NDS / PBST中で経験的に決定された希釈での選択の一次抗体を含む溶液を交換してください。 150：例えば、コラーゲンIV抗体は1で希釈しました。 4℃で一晩インキュベートします。 </li><li> PBST 3倍でスライドを洗浄し、蛍光色素と結合した任意の二次抗体を適用します。経験的に決定された量によって抗体を希釈します。 RTで1時間インキュベートします。 PBS 3回洗浄します。 </li><li> mountiを含むDAPIを用いて細胞核が存在しないことを確認するために、例えば、DAPIなどのDNA結合色素とのスライドを染色カバースライドを滑る際にメディアをngの。 </li><li> 400Xの50での蛍光顕微鏡でスライドを調べます。 </li></ol>再細胞化のため5. P1新生児マウス心室心筋細胞<ol><li> 70％エタノールで各子犬をスプレーし、単回使用の刃で首を切ります。 </li><li>胸郭が胸腔を露出するように、小さな滅菌ハサミで正中線で分割されている間、親指と人差し指の間の各子犬を保持します。それは、主要な血管および唯一の心室組織を残して心房の自由切断されながら心臓が胸から自由に突出することを可能にするために圧力を適用します。 </li><li> 20 mlの氷冷カルシウム、全ての心が収集されるまで、20mMの4-（2-ヒドロキシエチル）-1-ピペラジンエタンスルホン酸（CBFHH）と重炭酸フリーハンクス緩衝生理食塩溶液を含む50mlチューブに直接心を置き。 </li><li> CBFHHを吸引し、チューブに新鮮なCBFHH（氷冷）10〜15ミリリットル追加。トンで組織を旋回することによって、組織を洗います彼はチューブを数回。 </li><li> 60ミリメートルのプラスチックペトリ皿に心を含む溶液をデカント。 </li><li>春のはさみで心から離れてトリミングすることにより、氷上で倍率で心からの任意の潜在心房組織を解剖。均一なサイズの小さな断片に心室をみじん切りに。 ＃5ピンセットで皿からの分離された非心室組織を削除します。 </li><li>ピペットで滅菌マイクロ撹拌棒が含まれている小型の滅菌バイアル中に組織片を転送するために必要とされるようCBFHHソリューションの多くを。 </li><li>組織がバイアルの底に沈殿し、CBFHH溶液を除去することができます。 </li><li> CBFHH中の酵素液1.75 mg / mlでトリプシン、20 / mlのDNアーゼIIの50ミリリットルを構成しています。ピペットで5この酵素溶液のmlおよび磁気撹拌機でミンチ心室組織と場所を含むチューブに追加します。 8分間室温で一定速度（340 rpm）で攪拌します。 注：攪拌作用が穏やかな、まだ許可する必要がありますスラリーの懸濁のため。 </li><li>撹拌プレートからバイアルを取り外し、スラリーを3分間沈降することを可能にします。ピペットと、それは主に血液細胞および組織破片が含まれて、最初のダイジェスト上清を廃棄します。 </li><li>ピペット第5ミリリットルの酵素溶液のアリコートと消化心室に追加します。 8分間撹拌し、それが他の3分間沈降することを可能にします。ダイジェストを開始する前に、2 50mlチューブ（1を標識し、2）をそれぞれ含む12ミリリットルの氷冷ウシ胎児血清（FBS）を準備します。各チューブの上に40μmのセルストレーナーを配置します。ピペットでチューブ1上のフィルターを通してこの上清。 </li><li> FBSを含む2つのチューブの間ダイジェスト上清の配置を交互に、消化プロセスをさらに8回繰り返します。各チューブに等しい体積を確保するため、チューブ1と2の間で均等に最後の上清を分割します。 注：各コレクションチューブは現在、細胞懸濁液の32.5ミリリットル総容量が含まれています。 </li><li>遠心管が含まれています4℃で6分間、上澄み150 XGをる。 </li><li>消化アリコートを収集しながら、（10％FBS、1×ペニシリン - ストレプトマイシン、1×L-グルタミンを含むダルベッコ改変イーグル培地（DMEM））メディアの6ミリリットルで5 100ミリメートル組織培養プレートを準備プレート当たり。培地を平衡化するために30分間、37℃、5％CO 2で、これらのアリコートをインキュベートします。 </li><li>両方のコレクションチューブからの細胞を組み合わせ、CBFHH酵素混合物を吸引し、上記で調製した培地を30mlに細胞を再懸濁。 </li><li> 100mMのプレートの各細胞懸濁液を6mlを戻し、37℃で45分間インキュベートします。 </li><li>インキュベーションの終わりに、5つの新しい皿に非接着細胞を転送し（線維芽細胞画分は、皿に付着し始めているであろうと、所望であれば別々に成長させることができる）45分間再度インキュベートします。 </li><li>めっき前の第二ラウンドの終了時に、皿から培地および非接着細胞を収集し、150で媒体を回転6分間XG。 </li><li> （灌流液100μlのコンストラクトあたり4.0×10 5細胞）を、おおよその所望の濃度に細胞をもたらすために余分なメディアをオフに描画します。計数およびまたは生存能力試験の14のためのアリコートを削除します。 </li></ol> P3ハートマトリックスの6バイオリアクター再細胞化<ol><li>一晩細胞を添加する前に、培養培地（ステップ5.15参照）で単離された心臓マトリックスを前処理。 </li><li> 図に示すようにランゲンドルフシステムの要素を組み立てます。 2。ガラス部品とエチレンオキシドをオートクレーブ滅菌性を保証するために、プラスチック部品を滅菌します。システムの種々のサブユニットは、支持台上に載置される前に、層流フード内で組み立てることができます。循環水浴加熱水流路は、明確にするために省略されています。 </li><li> （ステップ5.15参照）を組織培養培地120mlで組み立てシステムを埋めます。 </li><li> 60ミリメートルのCULのステップ2.14からカテーテルを挿入し、心臓の行列を配置トゥーレ倍率下皿とカテーテルへのステップ5.20から細胞懸濁液をロード×1針22 Gで1 mlシリンジを接続します。このアセンブリは、心臓塞栓避けるために気泡がないことを確認してください。 </li><li>穏やかに冠状動脈を介して心臓マトリックスに100μlの細胞懸濁液を灌流。完了すると、注射器/針の組み合わせを切り離します。 注：約の遅い灌流。毎分20μlのは、心臓を通過、静脈から流出するから細胞を防止するために必要とされます。 </li><li>バイオリアクター心臓瓶のふたの下側のルアーフィッティングに固定さ22グラム鈍いスタブと、スタブ上にカテーテルを押してください。 </li><li>蠕動ポンプを起動し、 図2に概説されるように進むことを確認します。貯水池からの移行をステップ2.5で大動脈内に配置されたカテーテル（ 図2の赤いパス）に気泡トラップを介して、ポンプを介して。静脈から心臓循環の流れを観察します頂点からsおよびドリップ、メディアリザーバーに再循環。 注：灌流流量は、このような構築物の血管抵抗、および心臓の大きさのような個々の要因に依存するが、50μL/分〜100の割合は、良い出発点です。中間の時点で、機能的な評価を行うことができます。新生児の再細胞化心臓のサイズスケールを行うことができますが、我々は、光学ベースのシステムは、彼らが大人のラット心臓で使用されてきたと同じように行動を破って定量化するために使用することができることを決定した評価を、制限されています。4構築物は、拡張のために灌流することができます（23時間まで）期間。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

心の繰り返し灌流にこの技術の依存性は、塞栓症の回避成功した結果の重要な要素になります。ステップ2.2から2.6での心臓の初期カテーテル法からは、ステップ2.8から2.14の間の溶液の変化に、心筋に灌流液の流れを損なう気泡の導入を可能にすることができる操作があります。新生児心臓の小柄なサイズに、血管系であっても微小な気泡は、このように不完全な脱細胞化をレンダリング、技...

心不全は一般的で致命的です。これは、臓器への血流を阻害し、身体満たされていないの代謝要求を残す心臓の収縮低下をもたらす進行性疾患です。 570万人のアメリカ人が心不全を有し、それは米国9における入院の主要な原因であると推定されます。米国における心不全の患者を治療するための集団的コストは年間9-10につき$ 300億ドルを超えました。末期の心不全のための唯一の決定的な治療法は、同所心臓移植です。毎年、10万人以上のドナーの心臓は、米国1-2で心臓移植の手続きのために必要とされていると推定されています。ドナーの限られた数に、わずか約2400移植は、米国2で毎年行われています。明らかに、この臓器不足は、他の戦略がtransplantaための付加的な臓器を産生するために必要とされるように対処する必要があります拒絶反応や生涯免疫抑制に関連する合併症を回避するようションとは、理想的には、これらの器官は、自己のだろう。 哺乳類の成体の心筋細胞は、損傷時に限られた再生能力を実証するが、最近の証拠は、哺乳動物の新生児の心がけが5-8以下の驚くべき再生能力を維持することを示唆しています。具体的には、部分的な外科的切除後、再生ウィンドウが誕生し、生後7日目、この回生期間は線維性瘢痕の欠如によって特徴づけられる、血管新生の形成、心外膜からの血管新生因子の放出、および心筋細胞の増殖5-8との間で発見されました、11。この時間の回生ウィンドウには、バイオ人工心臓の開発のための材料の新規供給源としての新生児の心臓を使用しての可能性を提供します。 細胞外マトリックスはcardiomyocytを促進する重要な手がかりを提供することが知られていますEの増殖と成長。新生児と成人の行列12および再生を促進する能力において分子の利用可能性の明確な違いは、13を検討されています。脱細胞化された成人のマトリックスは、細胞の再増殖およびバイオ人工心臓の発生のためのECMの足場を提供するために、いくつかの研究で使用されてきました。これらの研究、および幹細胞技術の新たな発見は、急速に進展しているが、いくつかのハードルが満たされていません。例えば、マトリックスの天然構造、マトリックス壁への細胞の統合、およびすべての制限このアプローチの成功増殖と成長をサポートする能力を維持するには限界。優れた再生属性は新生児心臓に帰されてきたが、そのような組織を使用して実用的な側面は、その探索を制限しています。 新生児の心臓の実証された再生能力に基づいて、我々は、開発することによって、新たな行列を開発しましたP3のマウスの心臓のための脱細胞化の手法。以前は6に決定するが、心臓が収穫、脱細胞化および再細胞化に十分な大きさであるとして、それは心臓再生のウィンドウ内にあるようP3の心はこれらの研究のために選択しました。本研究の目的は、新生児マウスの心臓から行列を作成することの実現可能性を実証することです。我々の研究は、ECMの構造とタンパク質性の整合性を維持しながら、分、新生児の心臓を脱細胞化の実現可能性のための証拠を提供します。また、mCherryを発現する心筋細胞でこの心臓ECMを再細胞化する能力を示す、我々は再細胞化後の種々の心臓マーカーの発現のために、これらの心筋細胞を検討しました。この技術は、バイオ人工心臓の開発のための新生児の行列の優位性のテストのためにできるようになります。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;1. Materials for mouse heart isolation&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>P1 mouse pups (as shown; B6;D2-Tg(Myh6*-mCherry)2Mik/J)</td><td>Jackson Laboratories</td><td>21577</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>60 mm Culture dish</td><td>BD Falcon</td><td>353004</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline pH 7.4 (sterile)</td><td>Hyclone</td><td>SH30256.01</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Single Use Blade</td><td>Stanley</td><td>28-510</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Standard Scissors</td><td>Moria Bonn (Fine Science Tools)</td><td>14381-43</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Spring Scissors 10 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>15024-10</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Vannas Spring Scissors - 3 mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>#5 Forceps</td><td>Dumnot (Fine Science Tools)</td><td>11295-00</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;2. Materials for decellularization&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Inlet adaptor</td><td>Chemglass</td><td>CG-1013</td><td>autoclavable</td></tr><tr><td>Septum</td><td>Chemglass</td><td>CG-3022-99</td><td>autoclavable</td></tr><tr><td>1/8 in. ID x 3/8 OD C-Flex tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06422-10</td><td>autoclavable</td></tr><tr><td>Male luer to 1/8&quot; hose barb adaptor</td><td>McMaster-Carr</td><td>51525K33</td><td>autoclavable</td></tr><tr><td>Female luer to 1/8&quot; hose barb adaptor</td><td>McMaster-Carr</td><td>51525K26</td><td>autoclavable</td></tr><tr><td>Prolene 7-0 surgical suture&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>8648G</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Ring stand</td><td>Fisher Scientific</td><td>S47807</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Clamp</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-769-6Q</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Clamp regular holder</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-754Q</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>60 cc syringe barrel&amp;nbsp;</td><td>Coviden</td><td>1186000777T</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Beaker</td><td>Kimble</td><td>14000250</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>22 G x 1 Syringe Needle</td><td>BD</td><td>305155</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>12 cc syringe</td><td>Coviden</td><td>8881512878</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>3-way stop cock</td><td>Smith Medical</td><td>MX5311L</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>PE50 tubing</td><td>BD Clay Adams Intramedic</td><td>427411</td><td>Must be formable by heat. Polyethylene recommended.</td></tr><tr><td>1% SDS</td><td>Invitrogen</td><td>15525-017</td><td>Ultrapure grade recommended. Make up fresh solution and filter sterilize before use.</td></tr><tr><td>1% Triton X-100&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td>Make up fresh solution from a 10% stock and filter sterilize before use.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Sterile dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Hyclone</td><td>SH30538.02</td><td>Or MilliQ system purified water.</td></tr><tr><td>1x Pen/Strep</td><td>Corning CellGro</td><td>30-001-Cl</td><td>or equivalent&lt;br /&gt;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;3. Materials for DNA quantitation&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Fisher</td><td>BP1700</td><td>&gt;30 U/mg activity</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&amp;#183;6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Mallinckrodt</td><td>5958-04</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Tween 20&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1379</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Tris base/hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1503/T5941</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Pico-Green dsDNA assay kit</td><td>Life Technologies&amp;nbsp;</td><td>P7589</td><td>requires fluorimeter to read</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;4. Method for fixation and sectioning of tissue&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Gelatin Type A from porcine skin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G2500</td><td>must be 300 bloom or greater</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;5. Method for tissue histology&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Cryomolds 10 x 10 x 5 mm</td><td>Tissue-Tek</td><td>4565</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Hacker/Bright</td><td>Model OTF</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Microscope Slides&amp;nbsp; 25 x 75 x 1 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-19</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Hematoxylin 560&amp;nbsp;</td><td>Surgipath/Leica Selectech&amp;nbsp;</td><td>3801570</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2701</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Define</td><td>Surgipath/Leica Selectech&amp;nbsp;</td><td>3803590</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Blue buffer&amp;nbsp;</td><td>Surgipath/Leica Selectech&amp;nbsp;</td><td>3802915</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Alcoholic Eosin Y 515&amp;nbsp;</td><td>Surgipath/Leica Selectech&amp;nbsp;</td><td>3801615</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Formula 83 Xylene substitute&amp;nbsp;</td><td>CBG Biotech&amp;nbsp;</td><td>CH0104B</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Permount Mounting Medium&amp;nbsp;</td><td>Fisher Chemical&amp;nbsp;</td><td>SP15-500</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Collagen IV Antibody</td><td>Rockland</td><td>600-401-106.1</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>&amp;alpha;-Actinin Antibody</td><td>Abcam</td><td>AB9465</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>mCherry Antibody</td><td>Abcam</td><td>AB205402</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>NKX2.5 Antibody</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>SC-8697</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Donkey anti-mouse AF488 Antibody</td><td>Life Technology</td><td>A21202</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Donkey anti-chicken AF594 Antibody</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>703-585-155&amp;nbsp;</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Donkey anti-goat CY5 Antibody</td><td>Jackson Immunoresearch&amp;nbsp;</td><td>705-175-147</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Fab Fragment Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) AF594</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>111-587-003</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Prolong Gold Antifade Mountant with DAPI</td><td>ThermoFisher</td><td>P36930</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;6. Isolation of neonatal ventricular cardiomyocytes using pre-plating&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>HBSS (Ca, Mg Free)</td><td>Hyclone</td><td>SH30031.02</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Corning CellGro</td><td>25-060-Cl</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Cell Strainer</td><td>BD Falcon</td><td>352340</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>50 ml tube</td><td>BD Falcon</td><td>352070</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Primeria 100 mm plates</td><td>Corning</td><td>353803</td><td>Primeria surface enhances fibroblast attachment promoting a higher myocyte purity</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Difco</td><td>215240</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>DNase II</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8764</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>DMEM (Delbecco&#039;s Minimal Essential Media)</td><td>Hyclone</td><td>SH30022.01</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Vitamin B12&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V6629</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Fibronectin coated plates&amp;nbsp;</td><td>BD Bioscience</td><td>354501</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Fetal bovine serum&amp;nbsp;</td><td>Hyclone</td><td>SH30910.03</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Heart bioreactor glassware</td><td>Radnoti Glass Technology</td><td>120101BEZ</td><td>Must be sterilizable by autoclaving or gas.</td></tr></tbody></table>

neonatal cardiac scaffolds: novel matrices for regenerative studies

The only definitive therapy for end stage heart failure is orthotopic heart transplantation. Each year, it is estimated that more than 100,000 donor hearts are needed for cardiac transplantation procedures in the United States1-2. Due to the limited numbers of donors, only approximately 2,400 transplants are performed each year in the U.S.2. Numerous approaches, from cell therapy studies to implantation of mechanical assist devices, have been undertaken, either alone or in combination, in an attempt to coax the heart to repair itself or to rest the failing heart3. In spite of these efforts, ventricular assist devices are still largely used for the purpose of bridging to transplantation and the utility of cell therapies, while they hold some curative promise, is still limited to clinical trials. Additionally, direct xenotransplantation has been attempted but success has been limited due to immune rejection. Clearly, another strategy is required to produce additional organs for transplantation and, ideally, these organs would be autologous so as to avoid the complications associated with rejection and lifetime immunosuppression. Decellularization is a process of removing resident cells from tissues to expose the native extracellular matrix (ECM) or scaffold. Perfusion decellularization offers complete preservation of the three dimensional structure of the tissue, while leaving the bulk of the mechanical properties of the tissue intact4. These scaffolds can be utilized for repopulation with healthy cells to generate research models and, possibly, much needed organs for transplantation. We have exposed the scaffolds from neonatal mice (P3), known to retain remarkable cardiac regenerative capabilities,5-8 to detergent mediated decellularization and we repopulated these scaffolds with murine cardiac cells. These studies support the feasibility of engineering a neonatal heart construct. They further allow for the investigation as to whether the ECM of early postnatal hearts may harbor cues that will result in improved recellularization strategies.

脱細胞化 平均して、このプロトコルを使用して、P3の心臓の脱細胞化までの時間は約14時間です。 P3の新生児用23mgの平均心重量与えられました。 Acellularity 図3aは、完全に無傷でP3新生児の心臓（全体のマウント）を示している。 図3bは、脱細胞化以下同じ心を示している。 ...

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Neonatal Cardiac Scaffolds: Novel Matrices for Regenerative Studies

これらの研究では、我々は、回生の研究で使用するための新規、新生児マウスの心臓足場のための方法論を提供します。

新生児心臓足場：再生研究のための新しい行列

The only definitive therapy for end stage heart failure is orthotopic heart transplantation.  Each year, it is estimated that more than 100,000 donor ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.7K ビュー.  University of Minnesota. これらの研究では、我々は、回生の研究で使用するための新規、新生児マウスの心臓足場のための方法論を提供します。 

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Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

心臓組織工学のためのキャピラリーフォースリソグラフィ

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

生物工学

Tissue Engineering: Construction of a Multicellular 3D Scaffold for the Delivery of Layered Cell Sheets

Many tissues, such as the adult human hearts, are unable to adequately regenerate after damage.2,3 Strategies in tissue engineering propose innovations to assist the body in recovery and repair. For example, TE approaches may be able to attenuate heart remodeling after myocardial infarction (MI) and possibly increase total heart function to a near normal pre-MI level.4 As with any functional tissue, successful regeneration of cardiac tissue involves the proper delivery of multiple cell types with environmental cues favoring integration and survival of the implanted cell/tissue graft. Engineered tissues should address multiple parameters including: soluble signals, cell-to-cell interactions, and matrix materials evaluated as delivery vehicles, their effects on cell survival, material strength, and facilitation of cell-to-tissue organization. Studies employing the direct injection of graft cells only ignore these essential elements.2,5,6 A tissue design combining these ingredients has yet to be developed. Here, we present an example of integrated designs using layering of patterned cell sheets with two distinct types of biological-derived materials containing the target organ cell type and endothelial cells for enhancing new vessels formation in the &#8220;tissue&#8221;. Although these studies focus on the generation of heart-like tissue, this tissue design can be applied to many organs other than heart with minimal design and material changes, and is meant to be an off-the-shelf product for regenerative therapies. The protocol contains five detailed steps. A temperature sensitive Poly(N-isopropylacrylamide) (pNIPAAM) is used to coat tissue culture dishes. Then, tissue specific cells are cultured on the surface of the coated plates/micropattern surfaces to form cell sheets with strong lateral adhesions. Thirdly, a base matrix is created for the tissue by combining porous matrix with neovascular permissive hydrogels and endothelial cells. Finally, the cell sheets are lifted from the pNIPAAM coated dishes and transferred to the base element, making the complete construct.

For creation of highly organized structures of complex tissue, one must assemble multiple material and cell types into an integrated composite. This combinatorial design incorporates organ-specific layered cell sheets with two distinct biologically-derived materials containing a strong fibrous matrix base, and endothelial cells for enhancing new vessels formation.

組織工学：層状細胞シートの送達のための多細胞3D足場の構築

Many tissues, such as the adult human hearts, are unable to adequately regenerate after damage.2,3 Strategies in tissue engineering propose innovations to ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

筋原培養組織コンストラクトの作製

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

生物学

Comparable Decellularization of Fetal and Adult Cardiac Tissue Explants as 3D-like Platforms for In Vitro Studies

Current knowledge of extracellular matrix (ECM)-cell communication translates to large two-dimensional (2D) in vitro culture studies where ECM components are presented as a surface coating. These culture systems constitute a simplification of the complex nature of the tissue ECM that encompasses biochemical composition, structure, and mechanical properties. To better emulate the ECM-cell communication shaping the cardiac microenvironment, we developed a protocol that allows for the decellularization of the whole fetal heart and adult left ventricle tissue explants simultaneously for comparative studies. The protocol combines the use of a hypotonic buffer, a detergent of anionic surfactant properties, and DNase treatment without any requirement for specialized skills or equipment. The application of the same decellularization strategy across tissue samples from subjects of various age is an alternative approach to perform comparative studies. The present protocol allows the identification of unique structural differences across fetal and adult cardiac ECM mesh and biological cellular responses. Furthermore, the herein methodology demonstrates a broader application being successfully applied in other tissues and species with minor adjustments, such as in human intestine biopsies and mouse lung.

The cardiac extracellular matrix (ECM) is a complex network of molecules that orchestrate key processes in tissues and organs while enduring physiological remodeling throughout life. Standardized decellularization of fetal and adult hearts permits comparative experimental studies of both tissues in a 3D context by capturing native architecture and biomechanical properties.

生体外研究における 3 D のようなプラットフォームとして胎児と成人の心筋組織を外植体の対等な Decellularization

Current knowledge of extracellular matrix (ECM)-cell communication translates to large two-dimensional (2D) in vitro culture studies where ECM components ...

A Net Mold-based Method of Scaffold-free Three-Dimensional Cardiac Tissue Creation

This protocol describes a novel and easy net mold-based method to create three-dimensional (3-D) cardiac tissues without additional scaffold material. Human-induced pluripotent stem-cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs), human cardiac fibroblasts (HCFs), and human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) are isolated and used to generate a cell suspension with 70% iPSC-CMs, 15% HCFs, and 15% HUVECs. They are co-cultured in an ultra-low attachment "hanging drop" system, which contains micropores for condensing hundreds of spheroids at one time. The cells aggregate and spontaneously form beating spheroids after 3 days of co-culture. The spheroids are harvested, seeded into a novel mold cavity, and cultured on a shaker in the incubator. The spheroids become a mature functional tissue approximately 7 days after seeding. The resultant multilayered tissues consist of fused spheroids with satisfactory structural integrity and synchronous beating behavior. This new method has promising potential as a reproducible and cost-effective method to create engineered tissues for the treatment of heart failure in the future.

This protocol describes a net mold-based method to create three-dimensional scaffold-free cardiac tissues with satisfactory structural integrity and synchronous beating behavior.

スキャフォールド フリー三次元心筋組織構築純金型ベース方式

This protocol describes a novel and easy net mold-based method to create three-dimensional (3-D) cardiac tissues without additional scaffold material. ...

Fabrication of Decellularized Cartilage-derived Matrix Scaffolds

Osteochondral defects lack sufficient intrinsic repair capacity to regenerate functionally sound bone and cartilage tissue. To this extent, cartilage research has focused on the development of regenerative scaffolds. This article describes the development of scaffolds that are completely derived from natural cartilage extracellular matrix, coming from an equine donor. Potential applications of the scaffolds include producing allografts for cartilage repair, serving as a scaffold for osteochondral tissue engineering, and providing in vitro models to study tissue formation. By decellularizing the tissue, the donor cells are removed, but many of the natural bioactive cues are thought to be retained. The main advantage of using such a natural scaffold in comparison to a synthetically produced scaffold is that no further functionalization of polymers is required to drive osteochondral tissue regeneration. The cartilage-derived matrix scaffolds can be used for bone and cartilage tissue regeneration in both in vivo and in vitro settings.

Decellularized cartilage-derived scaffolds can be used as a scaffold to guide cartilage repair and as a means to regenerate osteochondral tissue. This paper describes the decellularization process in detail and provides suggestions to use these scaffolds in in vitro settings.

脱軟骨由来のマトリックス足場の作製

Osteochondral defects lack sufficient intrinsic repair capacity to regenerate functionally sound bone and cartilage tissue. To this extent, cartilage ...

Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair

The current protocol describes methods to generate scalable, mesh-shaped engineered cardiac tissues (ECTs) composed of cardiovascular cells derived from human induced pluripotent stem cells (hiPSCs), which are developed towards the goal of clinical use. HiPSC-derived cardiomyocytes, endothelial cells, and vascular mural cells are mixed with gel matrix and then poured into a polydimethylsiloxane (PDMS) tissue mold with rectangular internal staggered posts. By culture day 14 ECTs mature into a 1.5 cm x 1.5 cm mesh structure with 0.5 mm diameter myofiber bundles. Cardiomyocytes align to the long-axis of each bundle and spontaneously beat synchronously. This approach can be scaled up to a larger (3.0 cm x 3.0 cm) mesh ECT while preserving construct maturation and function. Thus, mesh-shaped ECTs generated from hiPSC-derived cardiac cells may be feasible for cardiac regeneration paradigms.

The present protocol generates mesh-shaped engineered cardiac tissues containing cardiovascular cells derived from human induced pluripotent stem cells to allow the investigation of cell implantation therapy for heart diseases.

生体内心筋修復用ヒトiPS細胞由来のメッシュ状の設計心臓組織の調製

The current protocol describes methods to generate scalable, mesh-shaped engineered cardiac tissues (ECTs) composed of cardiovascular cells derived from ...

Generation, High-Throughput Screening, and Biobanking of Human-Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiac Spheroids

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We recently published a cost-effective strategy for the massive expansion of hiPSC-CMs in two dimensions (2D). Two major limitations are cell immaturity and a lack of three-dimensional (3D) arrangement and scalability in high-throughput screening (HTS) platforms. To overcome these limitations, the expanded cardiomyocytes form an ideal cell source for the generation of 3D cardiac cell culture and tissue engineering techniques. The latter holds great potential in the cardiovascular field, providing more advanced and physiologically relevant HTS. Here, we describe an HTS-compatible workflow with easy scalability for the generation, maintenance, and optical analysis of cardiac spheroids (CSs) in a 96-well-format. These small CSs are essential to fill the gap present in current in vitro disease models and/or generation for 3D tissue engineering platforms. The CSs present a highly structured morphology, size, and cellular composition. Furthermore, hiPSC-CMs cultured as CSs display increased maturation and several functional features of the human heart, such as spontaneous calcium handling and contractile activity. By automatization of the complete workflow, from the generation of CSs to functional analysis, we increase intra- and inter-batch reproducibility as demonstrated by high-throughput (HT) imaging and calcium handling analysis. The described protocol allows modeling of cardiac diseases and assessing drug/therapeutic effects at the single-cell level within a complex 3D cell environment in a fully automated HTS workflow. In addition, the study describes a straightforward procedure for long-term preservation and biobanking of whole-spheroids, thereby providing researchers the opportunity to create next-generation functional tissue storage. HTS combined with long-term storage will substantially contribute to translational research in a wide range of areas, including drug discovery and testing, regenerative medicine, and the development of personalized therapies.

Presented here is a set of protocols for the generation and cryopreservation of cardiac spheroids (CSs) from human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes cultured in a high-throughput, multidimensional format. This three-dimensional model functions as a robust platform for disease modeling, high-throughput screenings, and maintains its functionality after cryopreservation.

ヒト誘起多能性幹細胞由来心臓スフェロイドの作製、ハイスループットスクリーニング、バイオバンキング

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We ...

3D Human Myocardial Tissue Generation Using Melt Electrospinning Writing of Polycaprolactone Scaffolds and hiPSC-Derived Cardiac Cells

The development of functional human cardiac tissues holds significant promise for advancing applications in drug screening, disease modeling, and regenerative medicine. This protocol describes the stepwise fabrication of 3D myocardial tissues with advanced mimicry of native cardiac structure by combining melt electrospinning writing (MEW) polycaprolactone (PCL) scaffolds with fibrin hydrogels and human induced pluripotent stem cell (hiPSC)-derived cardiac cells. The process involves embedding a mixture of cardiomyocytes (hiPSC-CMs) and cardiac fibroblasts (hiPSC-CFs) within a fibrin matrix to create mini-tissues, with structural support provided by MEW-generated scaffolds. These fibrillar scaffolds are fabricated at the micro- to nanoscale, allowing for precise control over fiber architecture, which plays a key role in organizing cell distribution and alignment. Meanwhile, the fibrin matrix promotes cell viability and mimics the extracellular environment. Characterization of the generated tissues reveals well-organized sarcomeres within hiPSC-CMs, along with stable contractile activity. The tissues demonstrate consistent spontaneous beating as early as two days post-seeding, with sustained functionality over time. The combination of hiPSC-CFs with hiPSC-CMs enhances the structural integrity of the tissues while supporting long-term cell viability. This approach offers a reproducible, adaptable, and scalable method for creating biomimetic cardiac tissue models, providing a versatile platform for preclinical drug testing, mechanistic studies of cardiac disease, and potential regenerative therapies.

A reproducible method is presented to generate 3D myocardial tissues combining melt electrospinning writing (MEW) polycaprolactone (PCL) scaffolds and fibrin hydrogels with hiPSC-derived cardiomyocytes and fibroblasts. This technique offers precise control over scaffold architecture and can be applied in preclinical drug testing and cardiac disease modeling.

ポリカプロラクトン足場およびhiPSC由来心細胞の溶融エレクトロスピニングライティングを用いたヒト心筋組織作製

The development of functional human cardiac tissues holds significant promise for advancing applications in drug screening, disease modeling, and ...

内皮から間葉への移行を研究するための生体内心臓移植

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

著者スポットライト:内皮から間葉への移行の研究のための新生児ヘテロトピックラット心臓移植モデル  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

内皮から間葉への移行研究のための新生児異所性ラット心臓移植モデル

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...

新生児心臓足場：再生研究のための新しい行列

要約

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心臓組織工学のためのキャピラリーフォースリソグラフィ

組織工学：層状細胞シートの送達のための多細胞3D足場の構築

筋原培養組織コンストラクトの作製

生体外研究における 3 D のようなプラットフォームとして胎児と成人の心筋組織を外植体の対等な Decellularization

スキャフォールドフリー三次元心筋組織構築純金型ベース方式

脱軟骨由来のマトリックス足場の作製

生体内心筋修復用ヒトiPS細胞由来のメッシュ状の設計心臓組織の調製

ヒト誘起多能性幹細胞由来心臓スフェロイドの作製、ハイスループットスクリーニング、バイオバンキング

ポリカプロラクトン足場およびhiPSC由来心細胞の溶融エレクトロスピニングライティングを用いたヒト心筋組織作製

内皮から間葉への移行研究のための新生児異所性ラット心臓移植モデル

新生児心臓足場：再生研究のための新しい行列

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