Name: high throughput fluorometric technique for assessment of macrophage phagocytosis and actin polymerization
Uploaded: 2014-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
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The authors would like to thank the following funding sources: RO1 DA 12104, RO1 DA 022935, RO1 DA031202, K05DA033881, P50 DA 011806, 1R01DA034582 (to S.R) and F31 DA026264-01A1, T32 DA07097 (to J.N.).

注：このプロトコルは、我々の以前に発表された研究12で使用される食作用およびアクチン重合の定量化などの複数の用途に使用することができる。プロトコルの改変が種々に向いて、 表1の細胞型および粒子が正常に過去の研究で利用した。ファゴサイトーシスまたはアクチン重合の定量化のためのこのプロトコルの標準的な使用は、 図1に示されている。 <img alt="図1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52195/52195diagram1.jpg" width="600" /> 図1：食作用およびアクチン重合の定量化のための蛍光分析のダイアグラム細胞は、メッキ処理し、付着させた後、緑色蛍光（FITC）で標識された粒子は、食作用のために細胞に添加する。この反応は、トリパンまたはantibiによって停止される耳の洗浄（非内在化粒子を除去するため）、および固定を4％パラホルムアルデヒドを用いて行われる。その後、細胞を赤色蛍光アクチン標識（ローダミンファロイジン）、青色蛍光標識（DAPI）で染色する。食作用およびアクチン重合のインデックスは、緑/青（FITC / DAPI）、または赤/青（ローダミン/ DAPI）蛍光の相対蛍光単位の比として定量化される。 1.細胞をプレーティングし、治療注：開始する前に、少なくとも4技術的反復で治療を実行することを検討し、プレートレイアウトで次のコントロールが含まれていますのみ（単独DAPIまたは単独のローダミンと、染色されていない）細胞および唯一の粒子。 <ol><li>汚染からサ ​​ンプルを保護するために、無菌細胞培養フード中で1〜4を段階的にすべての試薬 ​​添加を行う。 </li><li> （ウェル）50μl中1〜5×10 4細胞で96ウェルプレート中でプレートマクロファージ（マウスJ774細胞株）<html>の予熱されたメディアを補足。この方法のための理想的なプレートリーダ機能に応じて、透明または黒底黒色96ウェルプレートである。 <ol><li> （食作用のために生細菌を使用していない場合）を補った培地は、補体カスケードの干渉を避けるために、FBSを10％熱不活性化、および1％ペニシリン/ストレプトマイシンを使用する。接着細胞を使用して接着するため、非接着細胞を1〜2時間を許可する場合、500×gで10分間、細胞と共にプレートをスピンダウン。 </li></ol></li><li>を100μl（1×）の最終体積50μl中に2×濃度（補充した培地中で、より好ましくは、PBS中に再懸濁させまたは）において所望のアゴニスト/アンタゴニストまたはビヒクルコントロールを追加し、所望の時間インキュベートする。マルチチャンネルピペットと試薬リザーバは、最速の処理を容易にする。 </li></ol>蛍光粒子の2オプソニンftp_upload / 52195 / 52195table1.jpg &quot;幅=&quot; 500 &quot;/&gt; 表1：試験済みの細胞型との蛍光分析、蛍光粒子食作用およびアクチン重合の表1は、細胞型の組み合わせ（細胞株および初代細胞）を示す我々のグループは、蛍光測定法を介して使用されていること。野生型細胞による貪食及びアクチン重合見以外の、我々はまた、GFP（緑色蛍光タンパク質）を発現するトランスフェクト細胞による食作用を調べるために、これらの粒子のいくつかを利用している。蛍光レポーターを含むプラスミドでトランスフェクトした細胞の蛍光を、またDAPI 表の凡例に加えて、細胞のマーカーとして使用することができる：A -アクチン重合。 P - 食作用。 PT - GFPによる食作用は、トランスフェクトされた細胞を標識した。 OPDex - デキストランビーズをオプソニン。 HKOP - オプソニン殺さ熱。 <ol><li>蛍光粒子とラベルを常時光から保護されていることを確認し、DURる処理、洗浄、ならびにインキュベーションの間の光退色を防止するために<ol><li>製造業者の仕様を使用して、：（ 大腸菌 K-12株E2861）乾燥粒子のために、蛍光熱殺したオプソニン（HKOP）細菌を量る。 10ために必ず大量のアカウントを作るように注意してください：1から20：1の細菌：細胞比（または少なくとも10：1の比率を-一般的に食作用の定量化に使用される）13,14。粒子数は、製造業者によって提供されるか、または1 mg / mlのストック溶液の連続希釈をcoutingを介して決定することができる。 </li><li> 50μlのPBSに再懸濁し、最高の設定で1分間ボルテックス。適切なボルテックスを確認します（ここでは、プロトコル全体）粒子がオプソニン化の有効性に影響を与える可能性が凝集する傾向があるように。 </li><li>懸濁液中の粒子のような蛍光標識デキストランビーズ（DEXビーズ）のために、ボルテックスで1分間のストック溶液は、体積dのビーズ濃度に依存して懸濁液または50μlのを取る1ビーズ：細胞比etermineは10を容易にするために、ビーズのマウント。 </li></ol></li><li>粒子へのオプソニン化試薬の等量のを追加し、激しくさらに1分間ボルテックス。 </li><li> 1時間37℃で試薬をオプソニン化した粒子をインキュベートします。 </li><li>インキュベーション後、500×gで5分間、粒子を遠心分離し、過剰オプソニン化試薬を含む上清を取り除く。 100μlのPBS、ペレットを再懸濁するためにボルテックスし、500×gで5分間の遠心分離を追加することで粒子を洗浄する。 <ol><li>適切なオプソニン化および非結合抗体の除去を確実にするためにこれらのステップを2回繰り返します。 </li></ol></li><li> （1 96ウェルプレートのために十分な）メディアの5ミリリットルでそれらを再懸濁することによりオプソニン化粒子のワーキング溶液を調製し、細胞に添加するまで離れて光から保管してください。 </li></ol> 3.貪食<ol><li>無菌の試薬貯蔵中の粒子の使用液を置きます。ここから、50を追加56（50ng / mlの最終濃度のための） 工程1で調製した細胞へのオプソニン化粒子のlおよび食作用は、標準的な細胞培養条件で発生することを可能にする。以下に示すこの方法（ 図2）を用いて評価することができる食作用の二つの方法がある。 </li></ol><img alt="図2" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52195/52195diagram2.jpg" width="600" /> 図2：連続の比較に対する食作用を同期連続食作用、彼らはゆっくりウェルの底に細胞に到達するように時間をかけて粒子の連続内在化を示している。対照的な同期ステップ（遠心分離）は、細胞との粒子接触を高め、底に沈むように粒子を強制的に、そして細胞による即時の内在化につながる。シンクロナイズド食作用は、より迅速に部品を内部化より速いプロセスであり、増加した細胞に起因するicles：粒子接触。 <ol><li><ol><li>それらは徐々に底に沈むと細胞との接触、細菌がウェルの底に達するとで取得することを可能にするために、より長い時間枠を利用よう細胞が連続的にオプソニン化細菌を貪食することができ、連続貪食法（図2）のための細胞とタッチします。時間経過実験を行う場合は、異なる時間間隔で細菌を追加し、処理速度を向上すると同時に、反応プレート全体を停止させる。 </li><li>粒子を高める同期化貪食法（図2）の場合：遠心分離による細胞の接触、全ての時点の同期を容易にするために、細胞および粒子（500×gで5分）とすぐに、粒子が添加されるように、含む全プレートをスピンダウンし細胞相互作用：パーティクルを促進する。 <ol><li>右のセントリの完了後に開始時間経過を測定しますfugationステップ。経時的実験を行う場合は、以下に説明するように、異なる時間間隔で独立して、各時点で停止する。 </li></ol></li></ol></li></ol>注：同期された食作用法がやや面倒前の1からですが、短い時間でより高い貪食インデックスを提供します。 4.食作用の停止<ol><li>接着細胞の場合は、上清を除去し、PBSで希釈したトリパンブルーの50μlのを追加：非内部化細菌の蛍光を消すためには、（1 2希釈）。 </li><li>非接着細胞の場合は、プレートをスピンダウンし、上清を除去します。希釈されたトリパンブルーの50μlのを追加。細胞の損失を最小限に抑え、十分な洗浄を可能にするために、各洗浄の間（500×gで5〜10分）でプレートを遠心分離することを確認してください。 </li><li>パンインキュベーション後、（PBSをうまく明確になるから削除されるまで）任意の残留パンを削除するには、PBSで細胞を2回洗浄する。 Trはypanはなく、生きた細菌やOPDexビーズのために、蛍光標識した非内部化熱殺した、細菌粒子の蛍光15,16を消光することが示されている。生菌については、例えば、ペニシリン、ストレプトマイシン、ゲンタマイシン、又は代わりに非内在化粒子からの蛍光の交絡効果を回避するために、トリパン洗浄などの抗生物質での洗浄が含まれる。 </li><li> PBSで洗浄し、次いで、4％パラホルムアルデヒド100μlで細胞を固定し、室温で15分間インキュベートする（各洗浄につきウェル当たり100μlで）。このステップでは、週間まで4℃で細胞を保存するか、染色および定量に直接進む。 注：すべてのその後の工程は、この点の序文には、細胞培養フードの外で行うことができます形成する。 </li><li>すべての液体を除去し、PBSで再構成5 ng / mlのでDAPIの50μlを添加する。染色のために5分を許可した後、PBSで2回洗浄します。洗浄工程の後、各ウェルのレコード食作用に50μlのPBSを追加。 </lI&gt; </ol> 5.アクチン染色注：食作用に加えて、蛍光測定法、アクチンの強度を測定することによってアクチン重合の定量化を可能にする、葉状仮足の阻害時に低減され、pseudopodiae、および膜は、阻害剤（ 図1A）を用いた治療の結果として波打ちう。これは食作用に加えて、アクチン重合の定量化に関心のある場合は、オプションのステップです。アクチン重合が食作用のために蛍光粒子を使用して、最終的な目標である場合はオプションです。 <ol><li>パラホルムアルデヒド固定（ ステップ4.3）に続いて、各洗浄のために、ウェルあたり100μlのPBSでプレートを2回洗う。透過化のためにPBS中の0.1％トリトンX-100の50μlを加え、室温で-5分間インキュベートする。 </li><li> （上記のように）PBSを用いて0.1％トリトンX-100を2回洗浄し、ラベの非特異的結合を回避するために、20分間、1％ウシ血清アルブミン（BSA）でブロックしL。 </li><li>ブロッキングの後、BSA溶液を除去し、すぐにローダミンファロイジンを追加します。ローダミン染色の作業溶液を調製するには、（1プレートには十分）5mlのPBSに（製造者によって提供される）メタン酸溶液100μlを使用しています。ワーキング溶液からウェルあたり50μLを加え、室温で20分間インキュベートする。 注：4.4細胞は定量化のための準備ができてステップのように洗浄ステップとDAPI染色に続いて。 </li></ol> 6.定量<ol><li> λ= 460nmでλ= 355 nmの励起フィルターと発光フィルターを使用して、蛍光プレートリーダー、記録λ= 518 nmのλ= 488nmでの励起フィルターおよび発光フィルターを用いて緑色蛍光、および青色の蛍光を使用して、食作用を定量化する。 </li><li> λ= 355 nmおよびλ= 460nmの（上記）、および赤色インフルエンザ介して蛍光プレートリーダー、記録青色蛍光を使用してアクチン重合を定量化するλ= 584 nmおよび発光フィルターのλ= 620 nmでの励起フィルターを経由してorescence。 注：オービタルまたは中央検出は、記録のために許容可能である。いくつかの細胞型が軌道記録が有利であることができ、その場合、中央、よりよくのエッジに多くを集める。特に、軌道の周りに3点の平均値は、より正確な結果を得るために使用することができる。 </li><li>アクチンの定量化（ 図1） 対粒子標識または食作用に応じて、（DAPI）から青色蛍光読み出しによって緑色または赤色蛍光の合計RFUを分割。ハイプレート間の差異に起因して、最高の観察された傾向を説明するために、より信頼性の高い統計分析を容易にするために、（そのような= 0制御をトンと比較してのような）相対インデックスを使用。 </li></ol>

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The authors have no competing financial interests.

蛍光技術の主要な制限は、実験の分散、ならびに十分に洗浄し、非接着細胞の使用に関連する細胞の喪失である。 分散は、実験を実験からの粒子の同一の番号を維持する正確な方法ではないストック溶液の調製時に秤量し、ピペッティングなどの蛍光粒子の変化によるところが観察される。 （ - ;粒子がすぐに追加および削除t = 0の対照）実験間の変動の問題に対処する?...

蛍光シグナルの定量は、広く、フローサイトメトリー、PCRに至るまでの科学的方法の多数で使用される共焦点顕微鏡法、およびELISAを多重化分析をFRETされている。蛍光イメージングと定量化は、広範なアプリケーションがあり、様々な細胞プロセスの定量分析のための素晴らしいツールとなることができます。蛍光マーカーとその信号を使用すると、10年間で革命をもたらしてきた、蛍光プレートリーダーの出現は、細胞プロセスの間に放出される蛍光のハイスループット定量化が容易になった。 蛍光分析は、食作用の定量化に大きなツールとして役立つことができる。食作用は、1800 1メチニコフによる食細胞の発見以来研究されてきた。長年にわたり、種々の方法が、細菌、ウイルス、真菌および寄生虫病原体2-5侵入に対する自然免疫防御に必須のこの重要なプロセスを調べるために利用されている。その後、内在化粒子（手動でまたはソフトウェアを用いて）6~8の計数によって定量した貪食された細胞を可視化するために、定量化に利用顕微鏡および立体解析技術の従来の方法。定量分析のために単独で、顕微鏡を使用するいくつかの欠点は、細菌の手動カウントが労働集約的であり、観察者の偏りが発生しやすくなることである。食作用の定量化に使用される別の方法は、細菌培養プレート上（食作用の後）細胞溶解物からの細菌のメッキの微生物学的手法であるが、この方法は、殺菌メカニズムと部分的に内在化細菌の存在を考慮するために失敗することができる。この方法は、顕微鏡に比べ、より労働集約的であると分析するのに数日かかります。フローサイトメトリー食作用を定量化するための最速、最も効果的な方法であると思われると多くのグループ9-11により利用されてきたが、高コストは、一般的で関連付けられている前述のアッセイと比較した場合、分析に必要なトゥルメントは最も高価な方法になります。 蛍光測定法は、それがコスト法外としてではない機器を使用して蛍光の公平な定量化を提供するので、粒子の内在化の分析のためのフローサイトメトリーには良い代替手段です。蛍光測定の他の追加の利点は、高効率、および標識された内在化粒子によって放出される蛍光を定量するための高スループット能力である。 蛍光法の利点は、食作用以外のプロセスの定量化に外挿することができる。例えば、蛍光分析は、細胞内または膜結合型受容体、細胞透過性/生存率の変化、トランスフェクション効率、およびアクチン重合における変調の発現の変化をもたらす任意のプロセスを研究するために適用することができる。蛍光技術の一つの欠点は、使用されるラベルに応じて、高があってもよい、ということである通常、そのようなコントロールからの倍変化またはパーセント増加として、相対的な定量化を介してデータを示すことによって解決することができる可変性を実験する実験。

<table><tbody><tr><td>1 &amp;mu;m yellow-green fluorescent Fluo-Spheres;</td><td>Molecular Probes</td><td>F8852</td><td>combine 50&amp;mu;l with 50&amp;mu;l opsonizing reagent for 30 min at 37&lt;sup&gt;o&lt;/sup&gt;C before use</td></tr><tr><td>Heat killed &lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt; BioParticles fluorescein conjugate</td><td>Molecular Probes</td><td>E2861</td><td>reconstitute (5 mg) in 50 &amp;mu;l of PBS and combine with 50 &amp;mu;l opsonizing reagent for 30 min at 37 &amp;deg;C before use</td></tr><tr><td>Opsonizing reagent</td><td>Molecular Probes</td><td>E2870</td><td></td></tr><tr><td>Rhodamine phalloidin</td><td>Molecular Probes</td><td>R415</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Trypan blue</td><td>Gibco</td><td>15250-061</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">The items below are available in many brands but the items we used in this study are from the following manufacturers:</td></tr><tr><td>RPMI Cell growth media</td><td>Gibco</td><td></td><td>Supplemented with 10% FBS and 1% pennicillin/streptomycin; warm in 37 &amp;deg;C before use</td></tr><tr><td>Fluorescent plate reader - Fluostar Omega</td><td>BMG Labtech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde (16%)</td><td>Fischer Scientific</td><td>AA433689M</td><td>dilute to 4% before use</td></tr><tr><td>96-well plates</td><td>Greiner</td><td>655097</td><td>clear or black or clear bottom - black plates</td></tr><tr><td>Multichannel pipette (8 - 12 channels)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reagent reservoirs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microfuge tubes (0.6 ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Conicles (10 ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

high throughput fluorometric technique for assessment of macrophage phagocytosis and actin polymerization

蛍光分析の目的は、食作用および他の細胞プロセスを分析する効率的な、費用対効果の高い、高スループットの方法を提供することです。この技術は、細胞の種々の特性を調べるために、接着性および非接着性の両方の細胞型の、さまざまに使用することができる。食作用を研究する場合、蛍光技術は、マクロファージなどの貪食細胞型を利用し、蛍光が蛍光パンブルーの存在下で消滅させることができ、オプソニン化粒子を標識した。 96ウェルプレート中の付着マクロファージのメッキに続いて、蛍光粒子（緑色または赤色）が投与された細胞は、時間の種々の量のために貪食させる。蛍光粒子の内在化に続いて、細胞が内在化されていない、または単に細胞表面に付着している細菌からの蛍光シグナルの消滅を促進するトリパンブルーを用いて洗浄される。パンの洗浄の後、細胞を固定し、PBSで洗浄し、NDの細胞の核を標識するのに役立つDAPI（核青色蛍光ラベル）、で染色した。核（青）または粒子（赤/緑）蛍光のプレート読み取りを通して、簡単な蛍光定量によって、我々は緑の相対蛍光単位の比率調べることができます：青を、セルごとに内部移行し、蛍光細菌の量の貪食指数が示す決定する。洗浄のために96ウェル方式とマルチチャンネルピペットを用いたアッセイの持続時間は、データ収集の最後に、食作用の端部から、45分未満である。フローサイトメトリーを同様に使用することができるが、蛍光法の利点は、高スループット、サンプルの最小限の操作および細胞あたりの蛍光強度の迅速な定量化と評価の迅速な方法である。同様の戦略は、非接着細胞、生標識細菌、アクチン重合、および蛍光を利用する本質的に任意のプロセスに適用することができる。そのため、蛍光法は、低コスト、高throughpのための有望な方法であり、細胞プロセスの研究ではUT機能を提供します。

このプロトコルを使用して、食作用およびその後のアクチン重合を定量化する2つの主要な方法は、連続または同期化された食作用を観察することです。 顕微鏡分析（ 図1B）は、蛍光光度計が記録されているものと同等の蛍光像を示している（また、 図1を参照）。 図1Bにアクチンの赤色蛍光、FITCの緑色の268蛍光がHKOP Eをラベ?...

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High Throughput Fluorometric Technique for Assessment of Macrophage Phagocytosis and Actin Polymerization

Here we present a protocol to quantify phagocytosis of fluorescent particles by adherent macrophage cell line using a fluorometric method. This method facilitates a high throughput quantification of particle internalization as well as the resulting actin polymerization.

マクロファージ食作用およびアクチン重合の評価のためのハイスループット蛍光技術

The goal of fluorometric analysis is to serve as an efficient, cost effective, high throughput method of analyzing phagocytosis and other cellular ...

high-throughput-fluorometric-technique-for-assessment-macrophage

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

14.6K ビュー.  University of Minnesota. Here we present a protocol to quantify phagocytosis of fluorescent particles by adherent macrophage cell line using a fluorometric method. This method facilitates a high throughput quantification of particle internalization as well as the resulting actin polymerization.

ビデオ: High Throughput Fluorometric Technique for Assessment of Macrophage Phagocytosis and Actin Polymerization

"Phagosome Closure Assay" to Visualize Phagosome Formation in Three Dimensions Using Total Internal Reflection Fluorescent Microscopy (TIRFM)

Phagocytosis is a mechanism used by specialized cells to internalize and eliminate microorganisms or cellular debris. It relies on profound rearrangements of the actin cytoskeleton that is the driving force for plasma membrane extension around the particle. In addition, efficient engulfment of large material relies on focal exocytosis of intracellular compartments. This process is highly dynamic and numerous molecular players have been described to have a role during phagocytic cup formation. The precise regulation in time and space of all of these molecules, however, remains elusive. In addition, the last step of phagosome closure has been very difficult to observe because inhibition by RNA interference or dominant negative mutants often results in stalled phagocytic cup formation. 
We have set up a dedicated experimental approach using total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM) combined with epifluorescence to monitor step by step the extension of pseudopods and their tips in a phagosome growing around a particle loosely bound to a coverslip. This method allows us to observe, with high resolution the very tips of the pseudopods and their fusion during closure of the phagosome in living cells for two different fluorescently tagged proteins at the same time.

"Phagosome Closure Assay" to Visualize Phagosome Formation in Three Dimensions Using Total Internal Reflection Fluorescent Microscopy TIRFM

We describe an experimental setup to visualize with unprecedented high resolution phagosome formation and closure in three dimensions in living macrophages, using total internal reflection fluorescence microscopy. It allows monitoring of the base of the phagocytic cup, the extending pseudopods, as well as the precise site of phagosome scission.

「ファゴソーム閉鎖アッセイ」全反射蛍光顕微鏡（TIRFM）を用いて、三次元的にファゴソーム形成を可視化します

Phagocytosis is a mechanism used by specialized cells to internalize and eliminate microorganisms or cellular debris. It relies on profound rearrangements ...

免疫・感染学

Time-lapse 3D Imaging of Phagocytosis by Mouse Macrophages

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of the actin cytoskeleton to capture, envelop and engulf large particles. Although phagocytic receptors, downstream signaling pathways, and effectors, such as Rho GTPases, have been identified, the dynamic cytoskeletal remodeling of specific receptor-mediated phagocytic events remain unclear. Four decades ago, two distinct mechanisms of phagocytosis, exemplified by Fc&#947; receptor (Fc&#947;R)- and complement receptor (CR)-mediated phagocytosis, were identified using scanning electron microscopy. Binding of immunoglobulin G (IgG)-opsonized particles to Fc&#947;Rs triggers the protrusion of thin membrane extensions, which initially form a so-called phagocytic cup around the particle before it becomes completely enclosed and retracted into the cell. In contrast, complement opsonized particles appear to sink into the phagocyte following binding to complement receptors. These two modes of phagocytosis, phagocytic cup formation and sinking in, have become well established in the literature. However, the distinctions between the two modes have become blurred by reports that complement receptor-mediated phagocytosis may induce various membrane protrusions. With the availability of high resolution imaging techniques, phagocytosis assays are required that allow real-time 3D (three dimensional) visualization of how specific phagocytic receptors mediate the uptake of individual particles. More commonly used approaches for the study of phagocytosis, such as end-point assays, miss the opportunity to understand what is happening at the interface of particles and phagocytes. Here we describe phagocytic assays, using time-lapse spinning disk confocal microscopy, that allow 3D imaging of single phagocytic events. In addition, we describe assays to unambiguously image Fc&#947; receptor- or complement receptor-mediated phagocytosis.

Here we describe methods using spinning disk confocal microscopy to image single phagocytic events by mouse resident peritoneal macrophages. The protocols can be extended to other phagocytic cells.

マウスのマクロファージによる貪食のコマ撮りの 3 D イメージング

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of ...

Quantification of Efferocytosis by Single-cell Fluorescence Microscopy

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling and cellular processes that control efferocytosis. This quantification can be difficult to perform as apoptotic cells are often efferocytosed piecemeal, thus necessitating methods which can accurately delineate between the efferocytosed portion of an apoptotic target versus residual unengulfed cellular fragments. The approach outlined herein utilizes dual-labeling approaches to accurately quantify the dynamics of efferocytosis and efferocytic capacity of efferocytes such as macrophages. The cytosol of the apoptotic cell is labeled with a cell-tracking dye to enable monitoring of all apoptotic cell-derived materials, while surface biotinylation of the apoptotic cell allows for differentiation between internalized and non-internalized apoptotic cell fractions. The efferocytic capacity of efferocytes is determined by taking fluorescent images of live or fixed cells and quantifying the amount of bound versus internalized targets, as differentiated by streptavidin staining. This approach offers several advantages over methods such as flow cytometry, namely the accurate delineation of non-efferocytosed versus efferocytosed apoptotic cell fractions, the ability to measure efferocytic dynamics by live-cell microscopy, and the capacity to perform studies of cellular signaling in cells expressing fluorescently-labeled transgenes. Combined, the methods outlined in this protocol serve as the basis for a flexible experimental approach that can be used to accurately quantify efferocytic activity and interrogate cellular signaling pathways active during efferocytosis.

Efferocytosis, the phagocytic removal of apoptotic cells, is required to maintain homeostasis and is facilitated by receptors and signaling pathways that allow for the recognition, engulfment, and internalization of apoptotic cells. Herein, we present a fluorescence microscopy protocol for the quantification of efferocytosis and the activity of efferocytic signaling pathways.

単一細胞の蛍光顕微鏡による Efferocytosis の定量化

Studying the regulation of efferocytosis requires methods that are able to accurately quantify the uptake of apoptotic cells and to probe the signaling ...

Using Enhanced Green Fluorescence Protein-expressing Escherichia Coli to Assess Mouse Peritoneal Macrophage Phagocytosis

This manuscript describes a simple and reproducible method to perform a phagocytosis assay. The first part of this method involves building a pET-SUMO-EGFP vector (SUMO = small ubiquitin-like modifier) and expressing enhanced green fluorescence protein (EGFP) in Escherichia coli (BL21DE). EGFP-expressing E. coli is coincubated with macrophages for 1 h at 37 &#176;C; the negative control group is incubated on ice for the same amount of time. Then, the macrophages are ready for assessment. The advantages of this technique include its simple and straightforward steps, and phagocytosis can be measured by both flow cytometer and fluorescence microscope. The EGFP-expressing E. coli are stable and display a strong fluorescence signal even after the macrophages are fixed with paraformaldehyde. This method is not only suitable for the assessment of macrophage cell lines or primary macrophages in vitro but also suitable for the evaluation of granulocyte and monocyte phagocytosis in peripheral blood mononuclear cells. The results show that the phagocytic capability of peritoneal macrophages from young (eight-week-old) mice is higher than that of macrophages from aged (16-month-old) mice. In summary, this method measures macrophage phagocytosis and is suitable for studying the innate immune system function.

Using Enhanced Green Fluorescence Protein-expressing Escherichia Coli to Assess Mouse Peritoneal Macrophage Phagocytosis

Here, we present a protocol to assess mouse peritoneal macrophage phagocytosis using enhanced green fluorescence protein-expressing Escherichia coli.

緑色蛍光タンパク質-表現する拡張を使用するマウス腹腔マクロファージの貪食能を評価するために大腸菌

This manuscript describes a simple and reproducible method to perform a phagocytosis assay. The first part of this method involves building a ...

Mesenchymal Stem Cell Regulation of Macrophage Phagocytosis; Quantitation and Imaging

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics have been at the forefront. They interact with and regulate immune cell activity. The focus of this study is the MSC regulation of macrophage phagocytic activity. Macrophage (M&#934;) phagocytosis is an important part of the innate immune system response to infection, and the mechanisms through which MSC modulate this response are under active investigation. Presented here is a method to study M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan particles conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule while in co-culture with MSC. As phagocytic activity increases and the labeled zymosan particles are enclosed within the acidic environment of the phagolysosome, the fluorescence intensity of the pH-sensitive molecule increases. With the appropriate excitation and emission wavelengths, phagocytic activity is measured using a fluorescent spectrophotometer and kinetic data is presented as changes in relative fluorescent units over a 70 min period. To support this quantitative data, the change in the phagocytic activity is visualized using dynamic imaging. Results using this method demonstrate that when in co-culture, MSC enhance M&#934; phagocytosis of non-opsonized zymosan of both naive and IFN-&#947; treated M&#934;. These data add to the current knowledge of MSC regulation of the innate immune system. This method can be applied in future investigations to fully delineate the underlying cellular and molecular mechanisms.

Presented here is a protocol to quantify and produce dynamic images of mesenchymal stem cell (MSC) mediated regulation of macrophage (M&#934;) phagocytosis of non-opsonized yeast (zymosan) particles that are conjugated to a pH-sensitive fluorescent molecule.

間葉系幹細胞のマクロファージ食前細胞の調節;定量とイメージング

Mesenchymal stem cells (MSC) have traditionally been studied for their regenerative properties, but more recently, their immunoregulatory characteristics ...

Flow Cytometry Approach to Characterize Phagocytic Properties of Acutely-Isolated Adult Microglia and Brain Macrophages In Vitro

Microglia and central nervous system (CNS)-infiltrating macrophages, collectively called CNS mononuclear phagocytes (CNS-MPs), play central roles in neurological diseases including neurodegeneration and stroke. CNS-MPs are involved in phagocytic clearance of pathological proteins, debris and neuronal synapses, each with distinct underlying molecular pathways. Characterizing these phagocytic properties can provide a functional readout that compliments molecular profiling of microglia using traditional flow cytometry, transcriptomics and proteomics approaches. Phagocytic profiling of microglia has relied on microscopic visualization and in vitro cultures of mouse neonatal microglia. The former approach suffers from limited sampling while the latter approach is inherently poorly reflective of the true in vivo state of adult CNS-MPs. This paper describes optimized protocols to phenotype phagocytic properties of acutely-isolated mouse CNS-MPs by flow cytometry. CNS-MPs are acutely isolated from adult mouse brain using mechanical dissociation followed by density gradient centrifugation, incubated with fluorescent microspheres or fluorescent A&#946; fibrils, washed, and then labeled with panels of antibodies against surface markers (CD11b, CD45). Using this approach, it is possible to compare phagocytic properties of brain-resident microglia with CNS-infiltrating macrophages and then assess the effect of aging and disease pathology on these phagocytic phenotypes. This rapid method also holds potential to functionally phenotype acutely-isolated human CNS-MPs from post-mortem or surgical brain specimens. Additionally, specific mechanisms of phagocytosis by CNS-MP subsets can be investigated by inhibiting select phagocytic pathways.

Assessment of phagocytic properties of microglia and brain macrophages can provide a valuable functional dimension to molecular profiling studies. We describe a validated protocol that uses flow cytometry to rapidly and reliably quantify phagocytosis of fluorescent microspheres and amyloid beta fibrils by acutely-isolated microglia and brain macrophages from mouse models.

Microglia and central nervous system (CNS)-infiltrating macrophages, collectively called CNS mononuclear phagocytes (CNS-MPs), play central roles in ...

神経科学

In vitro Quantitative Imaging Assay for Phagocytosis of Dead Neuroblastoma Cells by iPSC-Macrophages

Microglia orchestrate neuroimmune responses in several neurodegenerative diseases, including Parkinson&#39;s disease and Alzheimer&#39;s disease. Microglia clear up dead and dying neurons through the process of efferocytosis, a specialized form of phagocytosis. The phagocytosis function can be disrupted by environmental or genetic risk factors that affect microglia. This paper presents a rapid and simple in vitro&#160;microscopy protocol for studying microglial efferocytosis in an induced pluripotent stem cell (iPSC) model of microglia, using a human neuroblastoma cell line (SH-SY5Y) labeled with a pH-sensitive dye for the phagocytic cargo. The procedure results in a high yield of dead neuroblastoma cells, which display surface phosphatidylserine, recognized as an &#34;eat-me&#34; signal by phagocytes. The 96-well plate assay is suitable for live-cell time-lapse imaging, or the plate can be successfully fixed prior to further processing and quantified by high-content microscopy. Fixed-cell high-content microscopy enables the assay to be scaled up for screening of small molecule inhibitors or assessing the phagocytic function of genetic variant iPSC lines. While this assay was developed to study phagocytosis of whole dead neuroblastoma cells by iPSC-macrophages, the assay can be easily adapted for other cargoes relevant to neurodegenerative diseases, such as synaptosomes and myelin, and other phagocytic cell types.

Neurodegenerative diseases are associated with dysregulated microglia functions. This article outlines an in vitro assay of phagocytosis of neuroblastoma cells by iPSC-macrophages. Quantitative microscopy readouts are described for both live-cell time-lapse imaging and fixed-cell high-content imaging.

iPSCマクロファージによる死んだ神経芽細胞の食細胞に対するインビトロ定量イメージングアッセイ

Microglia orchestrate neuroimmune responses in several neurodegenerative diseases, including Parkinson&#39;s disease and Alzheimer&#39;s disease. ...

A Time-Efficient Fluorescence Spectroscopy-Based Assay for Evaluating Actin Polymerization Status in Rodent and Human Brain Tissues

Actin, the major component of cytoskeleton, plays a critical role in the maintenance of neuronal structure and function. Under physiological states, actin occurs in equilibrium in its two forms: monomeric globular (G-actin) and polymerized filamentous (F- actin). At the synaptic terminals, actin cytoskeleton forms the basis for critical pre- and post-synaptic functions. Moreover, dynamic changes in the actin polymerization status (interconversion between globular and filamentous forms of actin) are closely linked to plasticity-related alterations in synaptic structure and function. We report here a modified fluorescence-based methodology to assess polymerization status of actin in ex vivo conditions. The assay employs fluorescently labelled phalloidin, a phallotoxin that specifically binds to actin filaments (F-actin), providing a direct measure of polymerized filamentous actin. As a proof of principle, we provide evidence for the suitability of the assay both in rodent and post-mortem human brain tissue homogenates. Using latrunculin A (a drug that depolymerizes actin filaments), we confirm the utility of the assay in monitoring alterations in F-actin levels. Further, we extend the assay to biochemical fractions of isolated synaptic terminals wherein we confirm increased actin polymerization upon stimulation by depolarization with high extracellular K+.

We report a simple, time-efficient and high-throughput fluorescence spectroscopy-based assay for the quantification of actin filaments in ex vivo biological samples from brain tissues of rodents and human subjects.

げっ歯類とヒト脳組織におけるアクチン重合状態評価のための時間効率の高い蛍光分光法ベースアッセイ

Actin, the major component of cytoskeleton, plays a critical role in the maintenance of neuronal structure and function. Under physiological states, actin ...

Micromanipulation Techniques Allowing Analysis of Morphogenetic Dynamics and Turnover of Cytoskeletal Regulators

Examining the spatiotemporal dynamics of proteins can reveal their functional importance in various contexts. In this article, it is discussed how fluorescent recovery after photobleaching (FRAP) and photoactivation techniques can be used to study the spatiotemporal dynamics of proteins in subcellular locations. We also show how these techniques enable straightforward determination of various parameters linked to actin cytoskeletal regulation and cell motility. Moreover, the microinjection of cells is additionally described as an alternative treatment (potentially preceding or complementing the aforementioned photomanipulation techniques) to trigger instantaneous effects of translocated proteins on cell morphology and function. Micromanipulation such as protein injection or local application of plasma membrane-permeable drugs or cytoskeletal inhibitors can serve as powerful tool to record immediate consequences of a given treatment on cell behavior at the single cell and subcellular level. This is exemplified here by immediate induction of lamellipodial cell edge protrusion by the injection of recombinant Rac1 protein, as established a quarter-century ago. In addition, we provide a protocol for determining the turnover of enhanced green fluorescent protein (EGFP)-VASP, an actin filament polymerase prominently accumulating at lamellipodial tips of B16-F1 cells, employing FRAP and including associated data analysis and curve fitting. We also present guidelines for estimating the rates of lamellipodial actin network polymerization, as exemplified by cells expressing EGFP-tagged &#946;-actin. Finally, instructions are given for how to investigate the rates of actin monomer mobility within the cell cytoplasm, followed by actin incorporation at sites of rapid filament assembly, such as the tips of protruding lamellipodia, using photoactivation approaches. None of these protocols is&#160;restricted to components or regulators of the actin cytoskeleton, but can easily be extended to explore in analogous fashion the spatiotemporal dynamics and function of proteins in various different subcellular structures or functional contexts.

We describe how micro- and photomanipulation techniques such as FRAP and photoactivation enable the determination of motility parameters and the spatiotemporal dynamics of proteins within migrating cells. Experimental readouts include subcellular dynamics and turnover of motility regulators or of the underlying actin cytoskeleton.

マイクロマニピュレーション技術形成ダイナミクスの解析と細胞骨格のレギュレータの売り上げ高

Examining the spatiotemporal dynamics of proteins can reveal their functional importance in various contexts. In this article, it is discussed how ...

生物学

Automated Imaging and Analysis for the Quantification of Fluorescently Labeled Macropinosomes

Macropinocytosis is a non-specific fluid-phase uptake pathway that allows cells to internalize large extracellular cargo, such as proteins, pathogens, and cell debris, through bulk endocytosis. This pathway plays an essential role in a variety of cellular processes, including the regulation of immune responses and cancer cell metabolism. Given this importance in biological function, examining cell culture conditions can provide valuable information by identifying regulators of this pathway and optimizing conditions to be employed in the discovery of novel therapeutic approaches. The study describes an automated imaging and analysis technique using standard laboratory equipment and a cell imaging multi-mode plate reader for the rapid quantification of the macropinocytic index in adherent cells. The automated method is based on the uptake of high molecular weight fluorescent dextran and can be applied to 96-well microplates to facilitate assessments of multiple conditions in one experiment or fixed samples mounted onto glass coverslips. This approach is aimed at maximizing reproducibility and reducing experimental variation while being both time-saving and cost-effective.

Automated assays using multi-well microplates are advantageous approaches for identifying pathway regulators by allowing the assessment of a multitude of conditions in a single experiment. Here, we have adapted the well-established macropinosome imaging and quantification protocol to a 96-well microplate format and provide a comprehensive outline for automation using a multi-mode plate reader.

蛍光標識マクロピノソームの定量のための自動イメージングおよび分析

Macropinocytosis is a non-specific fluid-phase uptake pathway that allows cells to internalize large extracellular cargo, such as proteins, pathogens, and ...