Name: fluorescence-quenching of a liposomal-encapsulated near-infrared fluorophore as a tool for in vivo optical imaging
Uploaded: 2015-01-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 55 s
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この作品は、ドイツ学術振興助成 HI-698 / 10-1とRU-1652 / 1-1によってサポートされていました。私たちは、彼らの親切なサポートのための優れた技術支援と会社DYOMICS社、イエナのためのドリーン·メイに感謝。

注：すべての手順は、地域の動物委員会や動物の倫理的な使用に関する国際的なガイドラインに従って承認されている。 材料と楽器の作製<ol><li>自然発生的に形成された小胞分散液の調製（SFV） <ol><li>溶解すると、以下のリン脂質のストック溶液を調製する：214 mg / mlの卵ホスファチジルコリン（EPC）、134 mg / mlのコレステロール、122 mg / mlの1,2- distearoyl- のsn -glycero -3- phosphoethanolamine- N - [メトキシ（ポリエチレングリコール）-2000]（アンモニウム塩）（のmPEG 2000 -DSPE）および2mg / mlの1,2- dioleoyl- のsn -glycero -3- phosphoethanolamine- N - （7-ニトロ- 2-1,3-benzoxadiazol-4ガラスバイアル中でクロロホルムストア内イル）（アンモニウム塩）（NBD-DOP​​E）。 </li><li>丸底フラスコ中で約3ミリリットルのクロロホルムを提出し、EPからなるリポソームを調製する丸底フラスコに、リン脂質のストック溶液の適切な容量を転送するC：3：0.5のChol：6.5のモル比でのmPEG 2000 -DSPE。リポソームの二重蛍光標識のために脂質溶液に0.3モル％NBD-DOP​​Eを追加します。 </li><li>ロータリーエバポレーターを用いて55℃で減圧（300ミリバール）下で、有機リン脂質溶液からクロロホルムを蒸発させる。 </li><li>均一なリン脂質膜を形成した後、残留クロロホルム堆積物を除去するために1〜2時間10ミリバールの圧力を低下させる。 </li><li>クロロホルムが蒸発している間、10 mMトリス緩衝液（pH7.4）にDY-676-COOH（6.181μM）を溶解し、液体窒素デュワー瓶を埋める。超音波浴に切り替え、50℃に設定。 </li><li> DY-676-COOH（6.181μM）自然発生的に形成された小胞（SFV）の分散が形成されるまでドライリン脂質フィルム、激しく渦を水和する丸底フラスコに、溶液の適切な容量（0.5〜ml）を転送します。リン脂質の全てが脂質の損失を回避するために、分散していることを確認してください。 </li><li>慎重にTRA液体窒素中SFV分散体を含有する丸底フラスコnsferと3-5分間分散をフリーズ。その後分散を解凍1-2分間激しく分散を渦に50℃の超音波浴に丸底フラスコを置きます。 7凍結融解サイクルの合計を作り、この手順を6回繰り返します。 </li></ol></li><li>均質なリポソーム小胞を形成するためのSFVの押出<ol><li> 1mlシリンジ（注射器-a）の中SFV分散液を移し、シリンジ-bの中にLiposoFastベーシック押出機を用いて100nmのポリカーボネート膜を通して分散液を押し出す。 </li><li>サイクルを10回繰り返した後、バックシリンジ-Aに、注射器-bから分散を押し出す。押し出し、時間との明確な分散物に曇った外観から注射器の変化で溶液に起因する。 10サイクル（20シングル押し出しステップ）した後、デバイスから注射器-Bを削除し、直接、滅菌シリンジ-から最後の時間のための分散を押し出す1.5ミリリットルの反応管。 </li></ol></li><li>リポソームの精製は、無料の色素からDY-676-COOHをカプセル化<ol><li> 10 mMトリス緩衝液pH 7.4（カラム長28センチメートル、直径0.8センチメートル）に浸しG25ビーズを用いたゲルクロマトグラフィーカラムを準備する。 </li><li>ゲル床の上に押し出された小胞体分散液の0.5ミリリットルを転送し、ゲルマトリックス内に試料の消耗をしましょう​​。 </li><li> 10mMトリス緩衝液（pH7.4）（ 図1A）を有するリポソームを溶出し、カラムから完全に遊離色素ドレンまでカラムを洗浄する。必要であれ場合は、収集し、製造業者の説明書に従って脱塩し、脱水によって遊離色素をリサイクルする。 </li><li>超遠心により溶出リポソームを濃縮する（20万×gで、8℃で2時間）、その後、滅菌10mMトリス緩衝液の適切な容積でそれらを分散させる、7.4。 </li></ol></li><li>カプセル化されたDY-676-COOH濃度の定量<ol><li> DY-676-COOH（0、82、124を溶解することにより検量線を作成し、10mMトリス緩衝液、0.1％トリトンX100を含有するpH7.4の247、494、988 nM）を有する。 </li><li>小胞を破壊し、封入された染料を放出するように、1％トリトンX100を含有する100μlのトリス緩衝液中、室温で5分間リポソームを2μl（50ミリモル/ Lのストックの100 nmolの最終脂質）を溶解する。 0.1％の最終のTriton-X100濃度を10mMトリス緩衝液、pH7.4中の試料を希釈（v / v）の全量1mlを作る。重複してすべてのサンプルを準備します。 </li><li>励起λ= 645 nmおよび放出λ= 700 nmで（無料DY-676-COOHおよびTriton-X100は、リポソームを処理したもの）すべてのサンプルの吸収および発光を測定します。確立し、封入された染料の濃度を決定するために、遊離色素の検量線を使用する。 </li></ol></li><li>リポソーム特性評価<ol><li>動的光散乱法によりリポソームのサイズとゼータ電位を決定します。交流の滅菌フィルター（0.2μm）を10 mMトリス緩衝液（pH7.4）とリポソームサンプルを希釈100から300μM（脂質）のoncentration。低容量の使い捨てキュベットに希釈した試料を移し、製造業者の説明書に従って、サンプルを測定する。 </li><li>標準的なプロトコルに従ってリポソーム小胞のサイズ、完全性および均一性を実証するために、電子顕微鏡でリポソームを特徴付ける。 </li></ol></li></ol> 2.蛍光消光の検証と調製されたリポソームの活性化<ol><li>蛍光消光及び活性化の物理化学的分析<ol><li>リップ-Qのための2つの1.5ミリリットルチューブ、無料のDY-676-COOHのための2のチューブを準備します。転送100ナノモルの全脂質対応するチューブに（カプセル化されたDY-676-COOHの138μg/ mlのを含む42ミリモル/ Lリップ-Q原液の2.38μL、）。リップ-Q（使用されるX 2.38μlのリップ-Q 138μgの/ 1,000μLから例の結果0.38μgの）の染料含有量に無料でDY-676-COOH相当を転送します。 1タブをインキュベート4℃での各プローブのeおよび-80℃で一晩（16時間）で第2のチューブを凍結する。 </li><li> 30℃に加熱ブロックを加熱する。砕いた氷で冷却ボックスを充填し、室温に10 mMトリス緩衝液（pH7.4）のアリコートを平衡化。 </li><li> 4℃からプローブを除去し、5分間、30℃で-80℃からプローブ（光から保護するためにアルミホイルで包まれた）、すぐに解凍し、室温で平衡化。 （また、光から保護するためにアルミホイルで包まれた）を室温にそれらを転送する前に1分間氷上で解凍したプローブを冷やす。 </li><li> 100μlの最終容量にプ​​ローブの各々に10mMトリス緩衝液（pH7.4）を加え、室温で10分間、すべてのプローブを平衡化する。 </li><li>ピペット80の低容量のガラスキュベットに各プローブμlの分光計400~900ナノメートルから各プローブの吸収を測定する。それらに対応するチューブにプローブを返します。 </li><li>適切なガラスキュベットに各プローブの80μlのを転送674 nmで励起するプローブによる蛍光光度計での蛍光発光を測定し、694-800ナノメートルの蛍光を測定する。 </li></ol></li><li>細胞取り込みおよび蛍光活性化<ol><li>標準条件（37℃、5％CO 2および95％加湿雰囲気）に応じて、それらの対応する培養培地中で以下の細胞株を取得し、培養する。ここで、U-118MG（必須ビタミンを含有するMEMおよび10％（体積/（ダルベッコ改変イーグル培地、10％（v / v）ウシ胎児血清を補充した）、ヒト膠芽腫細胞株をマウスマクロファージ細胞株J774A.1を使用v）のウシ胎児血清）およびヒト線維肉腫細胞株、HT-1080（5％FCSを含むRPMI）。 </li><li>コー​​トポリ-L-リジンとの8ウェルチャンバースライド（各ウェルに100μlの0.001％ポリ-L-リシンを追加し、10分間37℃でインキュベートする。吸引除去液とチャンバースライドは、少なくとも4用に乾燥させ無菌作業台上で、室温で時間。チャンバースライドをすすぐ3必要とされるまで、200μlのハンクス緩衝食塩水回、その後、4℃でパラフィン及びアルミ箔とストアでそれらを密封する。 </li><li>チャンバースライドが枯渇している間に必要とするまで、4℃でリポソームと染料溶液とストアをフィルター滅菌する。 </li><li> インビボでの NIR蛍光イメージングシステムにおける全身プローブ取り込み分析のために、3つの試験細胞株の各々について5小さな培養フラスコ（合計15フラスコ）を準備する。シード2×10 6 J774A.1、U-118MGおよび（5倍に）のそれぞれの培地を5 mlの培養フラスコ当たりのHT-1080細胞および16-24時間成長する。 、培養フラスコに平行なそれぞれのチャンバースライドの2ウェルに各細胞株（J774A.1およびHT-1080）または20,000細胞（U-118MG）の30,000細胞を播種し、16〜24時間、500μlの培養培地中で増殖。 </li><li>翌日、細胞株につき2フラスコに、チャンバースライド上の各細胞株の1つのウェルにリップ-Qの100ナノモル（最終脂質量）を追加します。直ちに4℃、バックインキュベーターに第二のフラスコに細胞株あたり1フラスコを転送する。 NOTE：チャンバースライド上の濃度作り、プローブの容量がフラスコに添加し、チャンバースライドが同じである10倍高い（5 mlを500μlの培養培地である）。顕微鏡的検出をフラスコからの細胞ペレットを結像さNIR蛍光イメージングシステムよりも感度が低いので、これが必要である。 </li><li>その後直ちに細胞株あたり1フラスコを転送する、細胞株当たり2フラスコ中の細胞へとチャンバースライド上の各細胞株の1つのウェルにリップ-Q染料含有量に相当する濃度でフリーDY-676-COOHを追加4℃（エネルギー枯渇）とバックインキュベーターにチャンバースライドと一緒に他のフラスコに。対応する条件で24時間、すべての細胞をインキュベートする。プローブなしのフラスコ中の細胞を未処理の対照として役立つ。 </li></ol></li><li> NIRFイメージングと半定量分析<ol><li> 24時間のインキュベーション期間の後、ハンクスで細胞を2回洗浄することによってフラスコ中で細胞を採取、その後500μlのチューブ内で遠心分離（200×gで5分間）で、500μlのHBSS、ペレット中の細胞をこすり取る塩溶液（HBSS）をバッファリング。 </li><li>励起（615から665 nm）を放出（&gt; 700 nmのカット）のフィルタを使用して、NIRFイメージャと画像内の細胞ペレット（及びHBSS）でチューブを置きます。 </li><li>自家蛍光を控除し、製造者の指示に従って、自家蛍光対ターゲットの強さを評価する。これは、測定値が互いの間で比較可能となるように、露光時間、カメラゲイン、ビニングおよびビット深度のためのスケーリング後のカウントレベルを表す平均信号として蛍光強度（スケーリングされたカウント/秒）の半定量的レベルを与える。 </li></ol></li><li>共焦点顕微鏡分析<ol><li> 24時間のインキュベーションの後、500μlのHBSSで2回洗浄することにより、チャンバースライド上で細胞を回収。 </li><li> CEを修正RTで30分間、3.7％（v / v）のホルムアルデヒドを含む200μlのHBSSとLLS。 </li><li>固定が起こっている間、DNA染色マウントソリューションで、ヘキスト-33258 1:50に希釈する。 </li><li>固定後、その後HBSSで細胞を2回洗浄したスライドガラスからチャンバーを分離する。チャンバースライドのウェルに対応する各スポット上のDNA染色を含む50μlのマウントソリューションを追加します。ガラスカバースリップで細胞をカバーし、室温で10分間（暗い）用の透明なマニキュアと空気乾燥でエッジをシールする。 </li><li>適切な蛍光顕微鏡または共焦点顕微鏡上で画像セル。核（ヘキスト-33258：励起405nmで、放射420から480 nm）で対応するコンポーネントの可視化のための以下の励起および発光の設定を使用します。 NBD-DOP​​E（リポソーム脂質：励起488nmで、放射530 nm）を。 DY-676-COOH（NIR蛍光色素：励起633から645 nmの、放射650〜700ナノメートル）。 注：いることを確認して蛍光顕微鏡Availableは、より高い630 nmより波長の励起および発光を可能にする適切なフィルターが装備されている。 </li></ol></li></ol> 3.リポソームベースの炎症のin vivo蛍光イメージングで <ol><li>動物や材料の調製<ol><li>食物および水を自由に標準条件下で約36 250gのハウスは、8-12週齢の雄性NMRIマウス。 </li><li>実験の開始前7日間の組織自己蛍光を低減するために、すべてのマウスを低フェオフォルビド食を与える。 </li><li>二十四時間後、各実験の開始前に、所望の領域にマウスを削る（ 例えば、後肢浮腫のイメージングを使用する場合に、裏面全体面積）。 </li><li>動物の重量を測定し、体重kg当たり10マイクロモル（脂質濃度）で（リップ-Qとリップ-DQマウスあたりに噴射されるプローブの量を計算し、無料のDY-676-COOH使用リップ-Qのコンテンツを染色する（等価） 。 </li><li>画像の動物細胞ペレットを使用したのと同じ設定で全身NIR蛍光イメージャ。この測定は、動物の自己蛍光を提供しています。 </li><li> 1mlの等張生理食塩水を10 mgのザイモサンAを溶解し、4℃で一晩保存する。 </li></ol></li><li>炎症のおよびin vivo NIRFイメージングにおける誘導<ol><li>次の解決策を含むマウスあたり3注射器を準備します。 50μlのザイモサン溶液（10mg / ml）と50μlの等張食塩水で第2のシリンジを有する1つのシリンジを充填する。対照動物のためのリップ-Qとリップ-DQ（10マイクロモル/ kgの体重（脂質））（LIP-Qの​​ように濃度）試験動物とフリーDY-676-COOHのために指定されていることにより、プローブを、第3注射器を埋める。プローブは、150μlの最終容量に無菌のHBSSで希釈することを確認してください。 </li><li> （乾燥を避けるため、彼らは深く眠っているまで2％のイソフルランで動物を麻酔し、足に触れたときに反応しないように動物の眼にアイクリームを適用しますこれは）約2分かかります。 </li><li> （まだ麻酔下）暖かいマットの上にマウスを置き、右後肢にザイモサン - 溶液を皮下と左後脚に生理食塩水を注入する。 （tは0時間を=のように）注入/測定の記録時間をすぐに静脈内にプローブを注入して、その後の画像動物。画像キューブなどの結果の画像を保存し、他のすべての動物とそれぞれのプローブのための上記の手順を繰り返します。 </li><li>画像動物測定室の段階（たとえば、下に暖かいマットを置くことによって）、ウォームであることを確認し、10時間後に注入するための2時間、次いで、24時間後の注射、低体温を回避するためである。各測定後、餌と水を自由にケージに動物を配置し、温帯動物チャンバー内にケージを置く。動物はもはや触れなくなるまで反応し、その後、5〜10分間、二酸化炭素で安楽死させる2％イソフルランで麻酔第によって動物を安楽死させる動物が完全に呼吸が停止し、死後硬直が発生していることを確認してください。 </li><li>標準のオンライン評価することが可能なプロトコル（http://www.freebookez.com/mouse-dissection-lab-report/）と画像の臓器に応じてマウスを解剖。 </li><li>最初の自己蛍光のために関心領域を割り当て、その後、動物の全体的な蛍光（非混​​合）を控除することにより、製造業者の指示に従って測定した結果を評価する（生理食塩水後肢左）および炎症領域（ザイモサンAと右後肢）の蛍光を標的とする。 </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

リポソームはまた、蛍光色素のための送達システムとして機能することができるので、それらは、標的疾患の画像化を可能にする。このようなここで使用NIRF染料、DY676-COOHのような蛍光色素、高濃度の封入は、封入された色素の蛍光消光の高いレベルをもたらす。蛍光消光、高濃度で、多くのフルオロフォアで見られる現象は、対象領域の高感度で信頼性の高い検出が要求されるインビボ?...

リポソームは、集中的に調査し、臨床応用1,2に最も生体適合性の生物医学的な薬物送達システムの一つとして機能してきた。これらは、主に天然の細胞膜の一部を模倣する生体適合性化合物であり、その両方が、リン脂質およびコレステロールから構成されている。親水性物質は水性内部内に捕捉することができるが、親油性薬剤は、リポソームのリン脂質二重層3内に組み込むことができる。リポソームの水性内部内の ​​物質のカプセル化は、 インビボでの分解に対する保護を付与し、また、腫瘍細胞を破壊することを目的とし、例えば化学療法のための疾患の治療のために使用される細胞毒性薬剤の毒性作用からホストシステムを防ぐ。ポリエチレングリコール（PEG化）のようなポリマーとリポソーム表面の修飾は、さらにによる立体安定化を、インビボでのリポソームの血液循環時間を延長4。 Moreov小胞体、リポソームは、タンパク質、5,6-、親水性物質7,8および酵素9のようないくつかの物質の高濃度を隔離することができる。したがって、それらは、そのような癌治療のための4ドキソルビシンなどの細胞毒性薬剤の送達のための彼らの承認に値するとして信頼性の高い臨床治療および診断ツールを提供しています。それらの柔軟性のために、リポソームは、診断および画像誘導外科的目的のために蛍光色素をロードすることができる。 蛍光イメージングは、しかしながら、いくつかの基本的な要件を要求するインビボでの診断ツールでコスト効果の高い、非侵襲的に提供する。これは、in vivoイメージングのための最高に合う蛍光色素は、光分散及び散乱ならびに水由来の組織の自己蛍光およびヘモグロビンが低い範囲の特性吸収と発光極大を有することが証明できた。したがって、そのようなプローブは、650と900 nmの10の間に彼らのABS /全角最大を持っている。<html>オプソニン化および急速なクリアランスが大きくインビボ画像11のためのそれらの適用を制限することができ、この他に、in vitroおよびin vivoの両方での蛍光色素の安定性は、重要である。そのような貧しい安定性と低感度やインドシアニングリーン（ICG）12-16で見られるように標的器官に細胞毒性作用などの他の効果は、望ましくないとin vivoイメージングのためのプローブを設計する際に考慮に入れなければならない。これらの観察は、いくつかの前臨床NIR蛍光色素、ナノ粒子、ならびに炎症プロセス、癌のin vivoイメージングのための、画像誘導手術17-20のための新しい技術の開発が活発につながっている。ほとんどの前臨床NIRF（近赤外蛍光）の安定性にもかかわらず、染料インビトロ 、肝臓および腎臓を介してそれらの迅速な灌流およびクリアランス疾患および炎症プロセスのインビボ光学イメージングにおけるそれらの使用を妨げる。 ntentは&quot;&gt;したがって、我々はそのようなよく特徴付け近赤外蛍光色素DY-676-COOH、比較的高濃度のリポソームで21で自己クエンチする傾向のために知られているような蛍光色素のカプセル化のためのプロトコルを提示する。高濃度でH-二量体形成および/または蛍光色素分子間の蛍光共鳴エネルギー移動（FRET）に互いのフェルスター半径結果内に位置するフルオロフォア分子間のπスタッキング相互作用、低濃度では、フルオロフォア分子の間隔が増大し、それによって、πスタッキング相互作用を防止しHダイマー形成および高い蛍光発光をもたらす。高および低濃度および添付蛍光消光及び活性化との間のスイッチは、光学イメージング22に利用することができる有望な戦略である。この点で、NIRF染料高濃度のカプセル化DY-676-COOHリポソームの水性内部には多くのFAです遊離色素よりもin vivoイメージングのためのvorable。この方法の課題は、染料を高濃度でカプセル化から生じる利益の検証において、第二に、正しいカプセル内のすべての第ある。遊離色素のそれでクエンチしたリポソームの結像特性を比較し、また、色素の濃度が低い非クエンチリポソーム製剤とすることが不可欠である。私たちは、リポソーム中DY-676-COOHの消光濃度のカプセル化が可能であり、代替凍結融解サイクルと組み合わせるシンプルな、しかし非常に効果的なフィルムの水和と押し出しプロトコルによって示している。そのような逆相蒸発法23と同様にエタノール注入法24としてのリポソームを調製するために使用される他の方法は、多くの親水性物質のための高い封入効率を有するリポソーム製剤を可能にする。しかし、カプセル化される物質の性質は、カプセル化効率に影響を与えることができる。実際には、ここで紹介するフィルムの水和と押し出しプロトコルは、DY-676-COOHのカプセル化のための最高の効率を明らかにした。 DY-676-COOH、数時間以内に、炎症過程の研究を可能にするザイモサン誘導浮腫モデルのリポソームカプセル化の利点を説明するために、使用された。ここでは、カプセル化されたDY-676-COOHの高濃度を有するリポソームが遊離色素または低染料濃度を有する非クエンチリポソーム製剤よりも炎症過程のインビボ光学イメージングに全身に適していることが実証される。したがって、基本的なプロトコルは、 インビトロおよびインビボの両方でクエンチし、蛍光リポソームおよびそれらの活性化およびイメージング可能性の検証を生成するための簡単かつ迅速な方法を提供する。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Materials and equipments for preparation of liposomes&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>egg phospahtidylcholine</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>840051P</td><td>Dissolve in chloroform and store in glass vials (214 mg/ml)</td></tr><tr><td>cholesterol</td><td>Sigma</td><td>C8667</td><td>Dissolve in chloroform and store in glass vials (134 mg/ml)</td></tr><tr><td>1,2-distearoyl-&lt;em&gt;sn&lt;/em&gt;-glycero-3-phosphoethanolamine-&lt;em&gt;N&lt;/em&gt;-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>880120P</td><td>Dissolve in chloroform and store in glass vials (122 mg/ml)</td></tr><tr><td>1,2-dioleoyl-&lt;em&gt;sn&lt;/em&gt;-glycero-3-phosphoethanolamine-&lt;em&gt;N&lt;/em&gt;-(7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl) (ammonium salt)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>810145P</td><td>Dissolve in chloroform and store in glass vials (2 mg/ml)</td></tr><tr><td>Sartorius MC1 (d = 0.01 mg)</td><td>Sartorius AG</td><td>Research RC 210 P</td><td>used for weighing the phospholipids</td></tr><tr><td>Rotavapor</td><td>B&amp;uuml;chi Labortechnik AG</td><td>R-114</td><td>used for hydration of phospholipid film</td></tr><tr><td>Waterbath</td><td>B&amp;uuml;chi Labortechnik AG</td><td>R-481</td><td>used for hydration of phospholipid film</td></tr><tr><td>Vacuum Controller</td><td>B&amp;uuml;chi Labortechnik AG</td><td>B-720</td><td>used for hydration of phospholipid film</td></tr><tr><td>Vacobox</td><td>B&amp;uuml;chi Labortechnik AG</td><td>B-177</td><td>used for hydration of phospholipid film</td></tr><tr><td>Circulation Chiller</td><td>LAUDA DR. R. WOBSER&lt;br/&gt; GMBH &amp;amp; CO. KG</td><td>WKL 230</td><td>used for hydration of phospholipid film</td></tr><tr><td>DY-676-COOH</td><td>Dyomics GmbH</td><td>676-00</td><td>Dissolve in 10 mM Tris and store stock at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>Tris-(Hydroxymethyl)-aminomethan</td><td>Applichem</td><td>A1086</td><td>buffer 10 mM, pH 7.4</td></tr><tr><td>Trichlormethan</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>Y015.2</td><td>used for liposome preparation</td></tr><tr><td>Sonicator</td><td>Merck Eurolab GmbH</td><td>USR 170 H</td><td>used for liposome preparation</td></tr><tr><td>Vortex Genie 2 (Pop-off Cup, No. 146-3011-00)</td><td>Scientific Industries Inc.</td><td>SI-0256</td><td>used for liposome preparation</td></tr><tr><td>Sephadex G25 medium&amp;nbsp;</td><td>GE Healthcare Europe GmbH</td><td>17-0033-01</td><td>used for liposome purification</td></tr><tr><td>Triton X100</td><td>Ferak Berlin GmbH</td><td>505002</td><td>used to destruct liposomes&amp;nbsp; for dye quantification</td></tr><tr><td>LiposoFast-Basic</td><td>Avestin Inc.</td><td></td><td>used for the extrusion of liposomes</td></tr><tr><td>Polycarbonate filter membrane, 100 nm (Whatman Nucleopore Trans Etch Membrane, NUCLEPR PC 19 MM, 0.1 U)</td><td>VWR</td><td></td><td>used for the extrusion of liposomes via LiposoFast-Basic</td></tr><tr><td>Fluostar Optima</td><td>BMG Labtech</td><td></td><td>used for dye quantification</td></tr><tr><td>Zetasizer Nano ZS</td><td>Malvern</td><td></td><td>used for the determination of liposome size and zetapotential</td></tr><tr><td>Ultracentrifuge&amp;nbsp;</td><td>Beckmann Coulter GmbH</td><td>XL 80</td><td>used for concentration of the samples</td></tr><tr><td>Rotor</td><td>Beckmann Coulter GmbH</td><td>SW 55 TI</td><td>used for concentration of the samples</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Materials and equipments for the evaluation of liposome and optical imaging&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Zymosan-A from Saccharomyces cereviciae</td><td>Sigma</td><td>Z4250-250MG</td><td>used for induction of inflammation</td></tr><tr><td>Isotonic Saline (0.9%)</td><td>Fresenius GmbH</td><td>PZN-2159621</td><td>used for the dilution of Zymosan-A</td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer</td><td>Ohmeda Isotec 4</td><td></td><td>used for anesthesizing animals</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Actavis GmbH&amp;nbsp;</td><td>PZN-7253744</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>Thermo Mat Pro 20 W</td><td>Lucky Reptile</td><td>61202-HTP-20</td><td>used to keep animals warm during anesthesia</td></tr><tr><td>Omnican-F (1 ml injection)&amp;nbsp;</td><td>Braun</td><td>PZN-3115465</td><td>used for subcutaneous and intravenous application of probes</td></tr><tr><td>Panthenol eye cream</td><td>Jenapharm</td><td>PZN-3524531</td><td>used to prevent dryness of the eyes of animals during anesthesia</td></tr><tr><td>Hanks buffered saline solution</td><td>PAA Laboratories /Biochrom AG</td><td>L2045</td><td>w/o Mg2+, Ca2+ and phenol red. For dilution of probes and for washing of cells</td></tr><tr><td>8-Well chamber slides</td><td>BD Biosciences</td><td>354108</td><td>used for cell culture followed by microscopy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cell culture flasks</td><td>Greiner BioOne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cell culture media</td><td>Gibco (life technologies GmbH)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Lysine solution (0.01%, 50&amp;nbsp;ml)</td><td>Sigma</td><td>P4832</td><td>used to coat cell culture chamber slides</td></tr><tr><td>Mountant Permafluor</td><td>ThermoScientific&amp;nbsp;</td><td>S21022-3</td><td>Mounting solution for microscopy</td></tr><tr><td>Hoechst-33258</td><td>AppliChem</td><td></td><td>DNA stain for microscopy</td></tr><tr><td>Hera-Safe</td><td>Heraeus Instruments</td><td></td><td>sterile work bench used for cell culture</td></tr><tr><td>HERA cell</td><td>Heraeus Instruments</td><td></td><td>Incubator used for cell culture</td></tr><tr><td>LSM510-Meta</td><td>Zeiss</td><td></td><td>used for confocal microscopy</td></tr><tr><td>Maestro-TM in vivo fluorescence imaging system</td><td>CRi, Woburn</td><td></td><td>used for whole body fluorescence imaging of small animals</td></tr><tr><td>Spectrophotometer (Ultrospec 4300 pro UV)</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td>used for measurement of absorption</td></tr><tr><td>Spectrofluorometer (Jasco FP-6200)</td><td>Jasco</td><td></td><td>used for measurement of fluorescence emission</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Animals&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>NMRI mice (8-12 weeks old, male)</td><td>Elevage Janvier, France</td><td></td><td>used for inflammation trials</td></tr></tbody></table>

fluorescence-quenching of a liposomal-encapsulated near-infrared fluorophore as a tool for in vivo optical imaging

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous number of imaging techniques currently available and the progress in instrumentation, there is still a need for highly sensitive probes that are suitable for in vivo imaging. One typical problem of available preclinical fluorescent probes is their rapid clearance in vivo, which reduces their imaging sensitivity. To circumvent rapid clearance, increase number of dye molecules at the target site, and thereby reduce background autofluorescence, encapsulation of the near-infrared fluorescent dye, DY-676-COOH in liposomes and verification of its potential for in vivo imaging of inflammation was done. DY-676 is known for its ability to self-quench at high concentrations. We first determined the concentration suitable for self-quenching, and then encapsulated this quenching concentration into the aqueous interior of PEGylated liposomes. To substantiate the quenching and activation potential of the liposomes we use a harsh freezing method which leads to damage of liposomal membranes without affecting the encapsulated dye. The liposomes characterized by a high level of fluorescence quenching were termed Lip-Q. We show by experiments with different cell lines that uptake of Lip-Q is predominantly by phagocytosis which in turn enabled the characterization of its potential as a tool for in vivo imaging of inflammation in mice models. Furthermore, we use a zymosan-induced edema model in mice to substantiate the potential of Lip-Q in optical imaging of inflammation in vivo. Considering possible uptake due to inflammation-induced enhanced permeability and retention (EPR) effect, an always-on liposome formulation with low, non-quenched concentration of DY-676-COOH (termed Lip-dQ) and the free DY-676-COOH were compared with Lip-Q in animal trials.

そのようなNIRF染料DY676-COOHのような蛍光色素、高濃度のカプセル化は、リポソームの水性内部にここで使用される蛍光消光の高いレベルをもたらす。蛍光消光、高濃度で、多くのフルオロフォアで見られる現象は、標的領域の高感度で信頼性の高い検出が要求されるインビボイメージング用途のいくつかで利用することができる。リポソームの使用はまた、in vivoでの適用?...

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Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity.

のためのツールと​​してのリポソームカプセル化された近赤外蛍光体の蛍光消光<em&gt;インビボ</em&gt;光学イメージング

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

fluorescence-quenching-liposomal-encapsulated-near-infrared

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

16.2K ビュー.  Jena University Hospital. The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity. 

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Non-invasive Optical Imaging of the Lymphatic Vasculature of a Mouse

The lymphatic vascular system is an important component of the circulatory system that maintains fluid homeostasis, provides immune surveillance, and mediates fat absorption in the gut. Yet despite its critical function, there is comparatively little understanding of how the lymphatic system adapts to serve these functions in health and disease1. Recently, we have demonstrated the ability to dynamically image lymphatic architecture and lymph "pumping" action in normal human subjects as well as in persons suffering lymphatic dysfunction using trace administration of a near-infrared fluorescent (NIRF) dye and a custom, Gen III-intensified imaging system2-4. NIRF imaging showed dramatic changes in lymphatic architecture and function with human disease. It remains unclear how these changes occur and new animal models are being developed to elucidate their genetic and molecular basis. In this protocol, we present NIRF lymphatic, small animal imaging5,6 using indocyanine green (ICG), a dye that has been used for 50 years in humans7, and a NIRF dye-labeled cyclic albumin binding domain (cABD-IRDye800) peptide that preferentially binds mouse and human albumin8. Approximately 5.5 times brighter than ICG, cABD-IRDye800 has a similar lymphatic clearance profile and can be injected in smaller doses than ICG to achieve sufficient NIRF signals for imaging8. Because both cABD-IRDye800 and ICG bind to albumin in the interstitial space8, they both may depict active protein transport into and within the lymphatics. Intradermal (ID) injections (5-50 &mu;l) of ICG (645 &mu;M) or cABD-IRDye800 (200 &mu;M) in saline are administered to the dorsal aspect of each hind paw and/or the left and right side of the base of the tail of an isoflurane-anesthetized mouse. The resulting dye concentration in the animal is 83-1,250 &mu;g/kg for ICG or 113-1,700 &mu;g/kg for cABD-IRDye800. Immediately following injections, functional lymphatic imaging is conducted for up to 1 hr using a customized, small animal NIRF imaging system. Whole animal spatial resolution can depict fluorescent lymphatic vessels of 100 microns or less, and images of structures up to 3 cm in depth can be acquired9. Images are acquired using V++ software and analyzed using ImageJ or MATLAB software. During analysis, consecutive regions of interest (ROIs) encompassing the entire vessel diameter are drawn along a given lymph vessel. The dimensions for each ROI are kept constant for a given vessel and NIRF intensity is measured for each ROI to quantitatively assess "packets" of lymph moving through vessels.

Recently developed imaging techniques using near-infrared fluorescence (NIRF) may help elucidate the role the lymphatic system plays in cancer metastasis, immune response, wound repair, and other lymphatic-associated diseases.

マウスのリンパ脈管構造の非侵襲的光イメージング

The lymphatic  vascular system is an important component of the circulatory system that  maintains fluid homeostasis, provides immune surveillance, and ...

免疫・感染学

A Step Beyond BRET: Fluorescence by Unbound Excitation from Luminescence (FUEL)

Fluorescence by Unbound Excitation from Luminescence (FUEL) is a radiative excitation-emission process that produces increased signal and contrast enhancement in vitro and in vivo. FUEL shares many of the same underlying principles as Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET), yet greatly differs in the acceptable working distances between the luminescent source and the fluorescent entity. While BRET is effectively limited to a maximum of 2 times the F&ouml;rster radius, commonly less than 14 nm, FUEL can occur at distances up to &micro;m or even cm in the absence of an optical absorber. Here we expand upon the foundation and applicability of FUEL by reviewing the relevant principles behind the phenomenon and demonstrate its compatibility with a wide variety of fluorophores and fluorescent nanoparticles. Further, the utility of antibody-targeted FUEL is explored. The examples shown here provide evidence that FUEL can be utilized for applications where BRET is not possible, filling the spatial void that exists between BRET and traditional whole animal imaging.

A Step Beyond BRET: Fluorescence by Unbound Excitation from Luminescence FUEL

Expanding the foundation and applicability of Fluorescence by Unbound Excitation from Luminescence (FUEL) by surveying the relevant principles and demonstrating its compatibility with a multitude of fluorophores and antibody-targeted conditions.

BRET歩：バインドされていない励起による蛍光発光から（燃料）

Fluorescence by Unbound Excitation from Luminescence (FUEL) is a radiative excitation-emission process that produces increased signal and contrast ...

生物工学

Multiplexing Focused Ultrasound Stimulation with Fluorescence Microscopy

By focusing low-intensity ultrasound pulses that penetrate soft tissues, LIPUS represents a promising biomedical technology to remotely and safely manipulate neural firing, hormonal secretion and genetically-reprogrammed cells. However, the translation of this technology for medical applications is currently hampered by a lack of biophysical mechanisms by which targeted tissues sense and respond to LIPUS. A suitable approach to identify these mechanisms would be to use optical biosensors in combination with LIPUS to determine underlying signaling pathways. However, implementing LIPUS to a fluorescence microscope may introduce undesired mechanical artefacts due to the presence of physical interfaces that reflect, absorb and refract acoustic waves. This article presents a step-by-step procedure to incorporate LIPUS to commercially-available upright epi-fluorescence microscopes while minimizing the influence of physical interfaces along the acoustic path. A simple procedure is described to operate a single-element ultrasound transducer and to bring the focal zone of the transducer into the objective focal point. The use of LIPUS is illustrated with an example of LIPUS-induced calcium transients in cultured human glioblastoma cells measured using calcium imaging.

Low-Intensity Pulsed Ultrasound Stimulation (LIPUS) is a modality for non-invasive mechanical stimulation of endogenous or engineered cells with high spatial and temporal resolution. This article describes how to implement LIPUS to an epi-fluorescence microscope and how to minimize acoustic impedance mismatch along the ultrasound path to prevent unwanted mechanical artefacts.

多重蛍光顕微鏡と超音波刺激を集中

By focusing low-intensity ultrasound pulses that penetrate soft tissues, LIPUS represents a promising biomedical technology to remotely and safely ...

工学

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

蛍光SAPC-DOPSナノベシクルを用いて脳腫瘍、関節炎のin vivo光イメージング中

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

医学

Non-invasive In Vivo Fluorescence Optical Imaging of Inflammatory MMP Activity Using an Activatable Fluorescent Imaging Agent

This paper describes a non-invasive method for imaging matrix metalloproteinases (MMP)-activity by an activatable fluorescent probe, via in vivo fluorescence optical imaging (OI), in two different mouse models of inflammation: a rheumatoid arthritis (RA) and a contact hypersensitivity reaction (CHR) model. Light with a wavelength in the near infrared (NIR) window (650 - 950 nm) allows a deeper tissue penetration and minimal signal absorption compared to wavelengths below 650 nm. The major advantages using fluorescence OI is that it is cheap, fast and easy to implement in different animal models.
Activatable fluorescent probes are optically silent in their inactivated states, but become highly fluorescent when activated by a protease. Activated MMPs lead to tissue destruction and play an important role for disease progression in delayed-type hypersensitivity reactions (DTHRs) such as RA and CHR. Furthermore, MMPs are the key proteases for cartilage and bone degradation and are induced by macrophages, fibroblasts and chondrocytes in response to pro-inflammatory cytokines. Here we use a probe that is activated by the key MMPs like MMP-2, -3, -9 and -13 and describe an imaging protocol for near infrared fluorescence OI of MMP activity in RA and control mice 6 days after disease induction as well as in mice with acute (1x challenge) and chronic (5x challenge) CHR on the right ear compared to healthy ears.

Non-invasive In Vivo Fluorescence Optical Imaging of Inflammatory MMP Activity Using an Activatable Fluorescent Imaging Agent

This paper explains the application of fluorescent imaging using an activatable optical imaging probe to visualize the in vivo activity of key matrix metalloproteinases in two different experimental models of inflammation.

非侵襲的<em&gt;インビボ</em&gt;活性化可能な蛍光イメージング剤を用いた炎症性MMP活性の蛍光イメージング

This paper describes a non-invasive method for imaging matrix metalloproteinases (MMP)-activity by an activatable fluorescent probe, via in vivo ...

<meta charset="utf8"></head><body>smFRET-TIRF研究のためのRNAのデュアルカラー末端標識と小胞カプセル化

Fluorescent End-Labeling and Encapsulation of Long RNAs for Single-Molecule FRET-TIRF Microscopy

Single-molecule F&#246;rster Resonance Energy Transfer (smFRET) excels in studying dynamic biomolecules by allowing precise observation of their conformational changes over time. To monitor RNA dynamics with smFRET, we developed a method to covalently label RNAs at their termini with a FRET pair of fluorophores. This direct end-labeling strategy targets the 5&#39;-phosphate by carbodiimide (EDC)/N-hydroxysuccinimide (NHS) activation and the 3&#39;-ribose by periodate oxidation, which can be adapted to other RNAs regardless of their size and sequence to study them independently of artificial modifications. Furthermore, the 5&#39;-EDC/NHS activation is of general interest to all nucleic acids with a 5&#39;-phosphate. The use of commercially available chemicals eliminates the need to synthesize RNA-specific probes.
Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy requires the surface-immobilized molecules of interest to be within the evanescent field to be illuminated. A sophisticated way of keeping the RNA molecules within the evanescent field is to encapsulate them in phospholipid vesicles. Encapsulation benefits from the best of both worlds, tethering the molecule to the surface while enabling free diffusion of the molecule. We ensure that each vesicle contains only a single RNA molecule, enabling single-molecule imaging. Upon dual-end labeling and encapsulation of the RNA of interest, smFRET measurements offer a dynamic and detailed view of RNA behavior.

<meta charset="utf8"></head><body>単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

This article describes the dual-color labeling of long RNAs at termini positions and their surface immobilization via encapsulation in phospholipid vesicles for single-molecule FRET TIRF microscopy applications. Combining these techniques enables precise visualization and analysis of RNA dynamics at the single-molecule level.

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

Single-molecule F&#246;rster Resonance Energy Transfer (smFRET) excels in studying dynamic biomolecules by allowing precise observation of their ...

生化学

Spatio-Temporal In Vivo Imaging of Ocular Drug Delivery Systems using Fiberoptic Confocal Laser Microendoscopy

Subconjunctival injection is an attractive route to administer ocular drugs due to easy trans-scleral access that bypasses anterior ocular barriers, such as the cornea and conjunctiva. While therapeutic effects and pharmacokinetics of the drugs upon subconjunctival injection have been described in some studies, very few assess the ocular distribution of drugs or drug delivery systems (DDS). The latter is critical for the optimization of intraocular DDS design and drug bioavailability to achieve the desired ocular localization and duration of action (e.g., acute versus. prolonged). This study establishes the use of fiberoptic confocal laser microendoscopy (CLM) to qualitatively study the ocular distribution of fluorescent liposomes in real-time in live mice after sub-conjunctival injection. Being designed for in vivo visual inspection of tissues at the microscopic level, this is also the first full description of the CLM imaging method to study spatio-temporal distribution of injectables in the eye after subconjunctival injection.

Spatio-Temporal In Vivo Imaging of Ocular Drug Delivery Systems using Fiberoptic Confocal Laser Microendoscopy

We present a protocol for the use of fiberoptic confocal laser microendoscopy (CLM) to non-invasively study the spatio-temporal distribution of liposomes in the eye after subconjunctival injection.

光ファイバー共焦点レーザー微小内視鏡検査を用いた眼内ドラッグデリバリーシステムの時空間的イン ビボ イメージング

Subconjunctival injection is an attractive route to administer ocular drugs due to easy trans-scleral access that bypasses anterior ocular barriers, such ...

Utilizing pHluorin-tagged Receptors to Monitor Subcellular Localization and Trafficking

Understanding membrane protein trafficking, assembly, and expression requires an approach that differentiates between those residing in intracellular organelles and those localized on the plasma membrane. Traditional fluorescence-based measurements lack the capability to distinguish membrane proteins residing in different organelles. Cutting edge methodologies transcend traditional methods by coupling pH-sensitive fluorophores with total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM). TIRF illumination excites the sample up to approximately 150 nm from the glass-sample interface, thus decreasing background, increasing the signal to noise ratio, and enhancing resolution. The excitation volume in TIRFM encompasses the plasma membrane and nearby organelles such as the peripheral ER. Superecliptic pHluorin (SEP) is a pH sensitive version of GFP. Genetically encoding SEP into the extracellular domain of a membrane protein of interest positions the fluorophore on the luminal side of the ER and in the extracellular region of the cell. SEP is fluorescent when the pH is greater than 6, but remains in an off state at lower pH values. Therefore, receptors tagged with SEP fluoresce when residing in the endoplasmic reticulum (ER) or upon insertion in the plasma membrane (PM) but not when confined to a trafficking vesicle or other organelles such as the Golgi. The extracellular pH can be adjusted to dictate the fluorescence of receptors on the plasma membrane. The difference in fluorescence between TIRF images at neutral and acidic extracellular pH for the same cell corresponds to a relative number of receptors on the plasma membrane. This allows a simultaneous measurement of intracellular and plasma membrane resident receptors. Single vesicle insertion events can also be measured when the extracellular pH is neutral, corresponding to a low pH trafficking vesicle fusing with the plasma membrane and transitioning into a fluorescent state. This versatile technique can be exploited to study localization, expression, and trafficking of membrane proteins.

Labeling the extracellular domain of a membrane protein with a pH sensitive fluorophore, superecliptic pHluorin (SEP), allows subcellular localization, expression, and trafficking to be determined. Imaging SEP-labeled proteins with total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM) enables the quantification of protein levels in the peripheral ER and plasma membrane.

細胞内局在や人身売買を監視するpHluorinタグ付き受容体を利用します

Understanding membrane protein trafficking, assembly, and expression requires an approach that differentiates between those residing in intracellular ...

のためのツールとしてのリポソームカプセル化された近赤外蛍光体の蛍光消光

要約

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この動画の章

マウスのリンパ脈管構造の非侵襲的光イメージング

BRET歩：バインドされていない励起による蛍光発光から（燃料）

多重蛍光顕微鏡と超音波刺激を集中

蛍光SAPC-DOPSナノベシクルを用いて脳腫瘍、関節炎のin vivo光イメージング中

非侵襲的

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

光ファイバー共焦点レーザー微小内視鏡検査を用いた眼内ドラッグデリバリーシステムの時空間的インビボイメージング

細胞内局在や人身売買を監視するpHluorinタグ付き受容体を利用します

のためのツールと​​してのリポソームカプセル化された近赤外蛍光体の蛍光消光

要約

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マウスのリンパ脈管構造の非侵襲的光イメージング

BRET歩：バインドされていない励起による蛍光発光から（燃料）

多重蛍光顕微鏡と超音波刺激を集中

蛍光SAPC-DOPSナノベシクルを用いて脳腫瘍、関節炎のin vivo光イメージング中

非侵襲的

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

単一分子FRET-TIRF顕微鏡法のための長鎖RNAの蛍光末端標識とカプセル化

光ファイバー共焦点レーザー微小内視鏡検査を用いた眼内ドラッグデリバリーシステムの時空間的イン ビボ イメージング

細胞内局在や人身売買を監視するpHluorinタグ付き受容体を利用します

のためのツールとしてのリポソームカプセル化された近赤外蛍光体の蛍光消光

光ファイバー共焦点レーザー微小内視鏡検査を用いた眼内ドラッグデリバリーシステムの時空間的インビボイメージング