EY015748、EY017964（MEZ）、およびEY019517（ASV）：この作品は、国立衛生研究所からの補助金によって賄われていた。この作品はまた、眼科部門及びセントラルニューヨークのライオンズに失明無制限グラントを防止するための研究によってサポートされていました。我々はまた、動物の彼の優れたケアのためのこのビデオに出演するにはステップのために、私たちの動物技術者、マシュー·メリーニに感謝したいと思います。

動物ケア アフリカツメガエルは、本研究で用いたオタマジャクシがアップステート医科大学動物実験委員会および実験動物の管理と使用に関する指針によって承認された手順に従って上昇し、治療、成長させたツメガエル 。 1前の行動セットアップ：オタマジャクシ<ol><li>市販のソースから受精アフリカツメガエル胚を入手するか、以前に記載したように、6 in vitroで 、卵母細胞を受精。 </li><li> 20のKCl;; 20のCaCl 2、50mMのHEPES 0.1X MMR [10×Marcの修正リンゲル（MMR）は、溶液の在庫（10 mMのMgCl 2を含む60ミリメートルペトリ皿に18˚Cで神経板期胚への胞胚を置く。 1 MのNaCl、50μg/ mlのゲンタマイシン抗生物質]）、pH7.5に調整し、オートクレーブにかけ、室温で保存した。毎日0.1X MMRを変更し、デッド胚を削除します。 </li><li>胚はNieuwkoopとフェーバー段階に到達したら〜27から30 7、目を切り替える抗生物質なしの0.1X MMRへのE胚腸細菌の増殖を可能とする。 </li><li>彼らは供給ステージ（ステージ45）に到達するまで、オタマジャクシを育て、0.1X MMRで満たさ100ミリメートルペトリ皿に移動します。介入の日に0.1X MMRを変える、一週間、一日おきに、彼らにイラクサ粉末上清フィード。 </li><li> 100ミリメートルペトリ皿中の1週間後、カエルの水で満たされた半ガロンのタンクに動物を移動し、[0.5グラム/ Lの瞬間、海と2 mMリン酸ナトリウム二塩基性（のNa 2 HPO 4：141.96 MW）のpH 6.8]。ステップ2.4​​のように、彼らを養うが、水が濁っている場合には、水を週に2〜3回だけを変更してください。ライトは6時にオンにして、12時間のlight/12明暗サイクルで動物を維持する。 </li><li>試験前に、少なくとも12時間、O / N、実験台のアンダーパッドのような白い表面の試験対象と半ガロンタンクを配置します。 </li><li>ステージ45から50の試験オタマジャクシは以下の手順3で説明。 </li></ol> 2前行動セットアップ：技術設備T <ol><li>行動分析のための実験室の面積を取っておく。これは、標準的な蛍光灯の静かな、低トラフィックエリアである必要があります。 </li><li>動物のためのテストタンクを準備します。 ネストされた、半ガロン試験槽は2つの部分から構成されています。水やオタマジャクシを開催する内槽;および視覚刺激と外槽。 <ol><li>内槽の場合は、シャーピー、一番下から5cmと外側の角に小さなマークを作る。これは水ライン（ 図1A、緑の点線）である。 </li><li>また、内槽のために、シルガードエラストマーのような不活性化合物と（コーナーと中央）タンク内のdivetsを埋める。注：これらは記入されていない場合は、オタマジャクシは、これらの分野に残るでしょう</li><li>外槽の場合は、1黒い絶縁テープでタンクと白のティッシュペーパー図1Bとの残りの半分の外のちょうど半分をカバーしています。 </li></ol></li><li>上のタンクを配置ターンテーブルを接種する。 </li><li>セットアップウェブカメラ/三脚には、テスト用のタンクの上になるように。 図1Cに示すように、検査部位の視覚化を可能にするようにカメラを調整する。 </li><li> 5をインストールしたQuickTime PlayerソフトウェアでコンピュータにWebカメラを接続してください。カメラの電源を入れます。 QuickTime Playerのでは、ファイルの下に、「新しい動画撮影を。」を選択行動分析のセットアップがすぐにコンピュータ上で表示されます。 </li><li>オタマジャクシ動作に影響を与える可能性があり、外部の合図を低減、ならびに、水の表面での反射光を低減するためにセットアップ全体にわたって軽量綿布ドレープ。 </li><li> 35〜50のCD / m 2で布措置に基づく輝度いることを確認してください。 </li></ol> 3。行動アッセイ<ol><li>カエルの水でステップ1.2.1で行われた5cmのウォーターマーク、内側テスト給油して下さい。 </li><li>小さなネットを使用して、ゆっくりと内部テストタンクに動物を移動します。 </li><li>オープンQコンピュータと、ガイドとして外槽の使用についてuickTimeソフトウェアは、カメラのテストエリアを視覚化し、記録することができることを確認してください。 </li><li>カメラで紙や記録の一部に、動物の名前、日付と時刻を書き込みます。 </li><li>右図2に、タンクの黒い面と外槽に試験水槽を配置します。 </li><li>タンクを配置した直後に動画撮影を開始し、2分間のタイマーをセットします。 </li><li>タイマービープ音は、内部試験水槽を削除すると、外槽を180°回転させ、外槽の内側にインナー試験水槽を配置します。タイマーを開始する。注：黒側は、現在、他の側に配置する必要があります。 </li><li> 10の試験の合計ステップ3.7、8回繰り返します。各試行をオフにチェックし、ガイドとして、図2を使用してください。 </li><li> 2別の日に行動分析を繰り返します。 </li></ol> 4。網膜軸索切断<ol><li>彼らが応答しなくなるまで0.02％トリカイン動物を配置＃3ピンセットで尾のピンチに。 </li><li> 0.1X MMR中の1％アガロースを融解し、次いで60ミリメートルのペトリ皿に入れる。いったん冷却し、アガロース中に小さな長方形のディボットを作り、動物が部分的に液体に沈められるように、少し0.02％トリカインでディボットにオタマジャクシを追加します。 </li><li>ピアース25 G針で目の背部の後ろに45度の角度で肌、反対側の鉗子に対して動物をブレースながら。 </li><li>視神経の隣にある静脈をチョキチョキしないように注意しながら、慎重に、＃5ピンセットで穴に達する視神経を切り取ると邪魔にそれを反転。重度の出血が原因で誤って動脈を切り取るに存在する場合には、すぐに安楽死させるために、2％トリカイン動物を配置します。注意：トリカイン液2％がヒトにしびれを引き起こす可能性があります。このソリューションは、手袋をして取り扱ってください。 </li><li>動物を回復するために、手術後、0.7X MMRで100ミリメートルペトリ皿と20分間50μg/ mlのゲンタマイシン動物を配置します。 NEXT、カエルの水で回収タンクにオタマジャクシを移す。てみよう動物の残りのO / N </li><li>翌朝、（3.1から3.9ステップ）上記のような視覚機能をテストします。 </li></ol> 5。結果の分析<ol><li>試験が終了した後、オタマジャクシは、タンクの黒い面に留まる時間を測定する。 <ol><li>手動で時刻を表示し、頻繁に一時停止を可能にするソフトウェアを使用して動画を表示する。映像の表示時間を見てください。内槽が正常に外槽の内側に入れ子にし、カメラのビューで二乗されたときである2分間の裁判の開始を書き留めます。 </li><li>動物が上の泳いでいる水槽のどちら側を定義するためにオタマジャクシの目の位置を使用してください。両眼が黒/白のラインを越えた場合にのみ、他にタンクの片側からクロスオーバー定義します。 </li></ol></li><li>動物は、黒側に費やすことを（秒単位）の各区間の始まりと終わりを書き留めます。一時停止して再正確さを保証するためにビデオを巻き。各試行内の秒の合計。 </li><li>付属の行動のためのワークシートに入力これらの番号を。に費や​​した合計秒 - ワークシートには、動物が（120 [秒で合計時間で合計120秒のトライアル·アンド·ディバイドから、タンクの黒い面に費やす時間を差し引くことにより、白側に費やした時間の割合を計算します黒側）/ 120秒]。全10試行以上のワークシートの平均は、この比率。 </li><li>日の間試験は（P≤0.05）が有意であるかどうかを判断するためにスチューデントのt検定、対の、両側分布を使用してください。 </li></ol>

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	<li>Maurer, C. M., Huang, Y. Y., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+zebrafish+oculomotor+behavior+to+model+human+disorders.">Application of zebrafish oculomotor behavior to model human disorders.</a> Rev Neurosci. 22 (1), 5-16 (2011).</li><li>Solessio, E., Scheraga, D., Engbretson, G. A., Knox, B. E., Barlow, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+modulation+of+temporal+properties+of+the+rod+pathway+in+larval+Xenopus.">Circadian modulation of temporal properties of the rod pathway in larval Xenopus.</a> J Neurophysiol. 92 (5), 2672-2684 (2004).</li><li>Moriya, T., Kito, K., Miyashita, Y., Asami, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preference+for+background+color+of+the+Xenopus+laevis+tadpole.">Preference for background color of the Xenopus laevis tadpole.</a> J Exp Zool. 276 (5), 335-344 (1996).</li><li>Viczian, A. S., Solessio, E. C., Lyou, Y., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+functional+eyes+from+pluripotent+cells.">Generation of functional eyes from pluripotent cells.</a> PLoS Biol. 7 (8), (2009).</li><li>Choi, R. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cone+degeneration+following+rod+ablation+in+a+reversible+model+of+retinal+degeneration.">Cone degeneration following rod ablation in a reversible model of retinal degeneration.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (1), 364-373 (2011).</li><li>Viczian, A. S., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+determination+using+the+animal+cap+transplant+(ACT)+assay+in+Xenopus+laevis.">Tissue determination using the animal cap transplant (ACT) assay in Xenopus laevis.</a> J Vis Exp. 16 (39), (2010).</li><li>Nieuwkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis (Daudin) : a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , (1994).</li><li>Blackiston, D., Shomrat, T., Nicolas, C. L., Granata, C., Levin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+second-generation+device+for+automated+training+and+quantitative+behavior+analyses+of+molecularly-tractable+model+organisms.">A second-generation device for automated training and quantitative behavior analyses of molecularly-tractable model organisms.</a> PLoS One. 5 (12), (2010).</li><li>Rosemberg, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+spatio-temporal+behavior+of+zebrafish+in+the+open+tank+paradigm+after+a+short-period+confinement+into+dark+and+bright+environments.">Differences in spatio-temporal behavior of zebrafish in the open tank paradigm after a short-period confinement into dark and bright environments.</a> PLoS One. 6 (5), (2011).</li><li>Dong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+Avoidance+in+Xenopus+Tadpoles+is+Correlated+With+the+Maturation+of+Visual+Responses+in+the+Optic+Tectum.">Visual Avoidance in Xenopus Tadpoles is Correlated With the Maturation of Visual Responses in the Optic Tectum.</a> J Neurophysiol. 101 (2), 803-815 (2009).</li><li>Lan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noggin+Elicits+Retinal+Fate+In+Xenopus+Animal+Cap+Embryonic+Stem+Cells.">Noggin Elicits Retinal Fate In Xenopus Animal Cap Embryonic Stem Cells.</a> Stem Cells. 27 (9), 2146-2152 (2009).</li><li>De Robertis, E. M., Kuroda, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal-ventral+patterning+and+neural+induction+in+Xenopus+embryos.">Dorsal-ventral patterning and neural induction in Xenopus embryos.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 20, 285-308 (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ここでは簡単に最小​​限の訓練を受けた研究室の担当者が週の下で実行することができる簡単な視覚誘導行動分析を報告する。他のアッセイは、動物の行動に特化した設備や専門知識を必要としますが、このアッセイは、視覚的な機能を決定するために簡単なテストを可能にする。別の行動分析、ビジュアル回避アッセイは、蓋がアフリカツメガエル 10内視知覚に貢献する?...

アフリカツメガエルは、眼の形成を研究するためのモデル生物として用いられてきた。目はビジュアル開発と機能に影響を与える遺伝子または経路をテストするための一週間も経たないうちに満期まで成長し、急速に開発しています。視覚機能をテストするには、視運動と微細運動応答は、それぞれ1,2、ゼブラフィッシュおよびアフリカツメガエルのオタマジャクシで使用されている。 アフリカツメガエルのオタマジャクシの目はゼブラフィッシュよりも比較的小さいので、このアッセイは、 アフリカツメガエルの微妙なテールフリップと眼球運動の挙動を検出するために、特殊な装置を使用し、訓練された人材を必要とします。 アフリカツメガエルにおけるより堅牢な動作がここに記述されている3、白背景、とのタンクで泳ぐための好みです。半分黒/ハーフ白タンクにオタマジャクシを配置するときに、事前に変成オタマジャクシはすぐにタンクの白側に泳ぐ。我々は以前、多能性細胞由来かどうかを判断するためにこのアッセイを使用目は4機能的であった。ここでは、変態前のアフリカツメガエルのオタマジャクシの視覚機能をテストするために使用され得るこのアッセイの詳細なバージョンを、報告する。 それだけで、ほとんどのアフリカツメガエルの研究室で発見搭載したデジタルビデオカメラ、デジタルカメラのソフトウェアや標準的な装置を必要とするので、このアッセイは、微細運動応答アッセイよりも簡単である。また、記録された応答は、集計結果に特別なトレーニングを必要としません。当社の代表的な結果は、二重の網膜軸索切断を受けたオタマジャクシの同じグループは、タンクの周りにランダムに泳ぐことを示している。また、片方の眼は、視覚的応答を試験することができる方法を示す、代表的なオタマジャクシから行動アッセイの結果が含まれている。アッセイの間に取得された数値が挿入され、分析することができるようにワークシートが含まれている。このワークシートは、試験したオタマジャクシは、視覚的応答を有するか否かを決定するために使用することができる。

<table><tbody><tr><td>1/2 Gallon Flex-Tank with Cover</td><td>eNasco</td><td>SB19271M</td><td>Size: 5-3/8&quot; x 7&quot; x 3-3/4&quot;</td></tr><tr><td>Black electrical tape</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>White tissue paper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Large inoculating turntable</td><td>VWR</td><td>50809-022</td><td>Size: Dia 114.3 x&amp;nbsp; H 76.2 mm (4 1/2&amp;nbsp; x&amp;nbsp; 3&quot;)</td></tr><tr><td>Durasorb underpad</td><td>VWR</td><td>82004-836</td><td>Size: 43.2 x 60.1 cm (17 x 24&quot;)</td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Krackeler Scientific, Inc.</td><td>1945-34155-CS</td><td></td></tr><tr><td>Standard tripod</td><td></td><td>Various</td><td></td></tr><tr><td>iSight camera or webcam</td><td>Apple</td><td>M8817LL/A</td><td>Good for larger tadpoles but small ones are difficult to see</td></tr><tr><td>Portable computer</td><td>Apple/PC</td><td>Various</td><td>We used a 13&quot; MacBook, 2 GHz Intel Core 2 Duo running MacOSX Lion 10.7.5</td></tr><tr><td>MiniDV handycam camcorder</td><td>SONY</td><td>DCR-HC42</td><td>Connected by firewire to the computer with a 6-conductor and 4-conductor alpha FireWire 400&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Handycam station</td><td>SONY</td><td>DCRA-C121</td><td>This can be used for connecting firewire to camera</td></tr><tr><td>QuickTime Player software</td><td>Quicktime</td><td>Version 10.1</td><td></td></tr><tr><td>26 G Needle (5/8&quot; length)</td><td>VWR</td><td>BD305115</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Disposables</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gentamicin sulfate [50 mg/ml]</td><td>Fisher Scientific</td><td>17-528Z</td><td>Stored at RT</td></tr><tr><td>Sylgard 184 silicone elastomer</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9644388</td><td></td></tr><tr><td>Instant ocean</td><td>Doctors Foster and Smith</td><td>CD-116528</td><td>Stock solution = 100 g/L stored at RT</td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S0876</td><td>Stock solution = 0.4 M stored at RT</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;In vitro&lt;/em&gt; fertilized embryos</td><td>eNasco</td><td>LM00490MX</td><td>100 embryos/unit</td></tr></tbody></table>

a simple behavioral assay for testing visual function in xenopus laevis

カエルのオタマジャクシにおける視覚機能の測定は、 アフリカツメガエル 、生きた動物で失明のためのスクリーニングが可能となる。視運動性応答は試験した全ての脊椎動物で観察されている視覚ベース、反射的な動作です。従ってテールフリップ応答が微妙応答を記録するための訓練を受けた技術者を必要とする別の尺度として使用したオタマジャクシの目が小さい。私たちは、オタマジャクシは黒と白の両サイドにタンク内に置かれたとき、タンクの白い側に泳ぐことを好むという事実に基づいて、代替行動アッセイを開発した。ここで紹介するアッセイは、容易に測定された応答を作成し、安価な、簡単な代替手段です。セットアップは、ほとんどのアフリカツメガエルの研究室で容易に利用可能、三脚、ウェブカメラと、ネストされたテスト用のタンクで構成されています。この記事では、前と視神経を切断した後、オタマジャクシの挙動を示すのムービーが含まれています。片目の機能をテストするために、我々はまた、REPREを含むそれぞれの目には連続した日に、網膜軸索切断を受けているオタマジャクシのsentative結果。今後の研究では、一度に多くのオタマジャクシのビジョンをテストするためにこのアッセイの自動化されたバージョンを開発することもできます。

以前の報告は、我々はオタマジャクシのどちらかの目の視覚機能をテストするために、このアッセイを変更した、変態前のアフリカツメガエルのオタマジャクシは、白/黒のタンクの白側に泳ぐと、このアッセイと呼ばれることを好むことを背景色嗜好のアッセイ3を示している週間足らず。このようにして、彼らの目は、組織学的検査のために収集することができる。 <p clas...

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A Simple Behavioral Assay for Testing Visual Function in Xenopus laevis

アフリカツメガエルのオタマジャクシは黒/白のタンクの白側水泳を好むツメガエル 。この現象は、それらの視覚によって案内される。この動作に基づいて、我々はオタマジャクシの視覚機能をテストするための簡単​​な分析を提示する。

テスト視機能のための簡単​​な行動アッセイ<em&gt;アフリカツメガエル</em

Measurement of the visual function in the tadpoles of the frog, Xenopus laevis, allows screening for blindness in live animals. The optokinetic response ...

a-simple-behavioral-assay-for-testing-visual-function-xenopus

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Behavioral Assay for Testing Visual Function in Xenopus laevis

9.8K ビュー.  Center for Vision Research, SUNY Eye Institute, Upstate Medical University.  アフリカツメガエルのオタマジャクシは黒/白のタンクの白側水泳を好むツメガエル 。この現象は、それらの視覚によって案内される。この動作に基づいて、我々はオタマジャクシの視覚機能をテストするための簡単​​な分析を提示する。 

ビデオ: A Simple Behavioral Assay for Testing Visual Function in Xenopus laevis

Testing Visual Sensitivity to the Speed and Direction of Motion in Lizards

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of the visual system provide more empirical evidence for functional applications. Investigation into the sensory system provides information about the sensory capacity, learning and memory ability, and establishes known baseline behaviour in which to gauge deviations (Burghardt, 1977). However, unlike mammalian or avian systems, testing for learning and memory in a reptile species is difficult. Furthermore, using an operant paradigm as a psychophysical measure of sensory ability is likewise as difficult. Historically, reptilian species have responded poorly to conditioning trials because of issues related to motivation, physiology, metabolism, and basic biological characteristics. Here, I demonstrate an operant paradigm used a novel model lizard species, the Jacky dragon (Amphibolurus muricatus) and describe how to test peripheral sensitivity to salient speed and motion characteristics. This method uses an innovative approach to assessing learning and sensory capacity in lizards. I employ the use of random-dot kinematograms (RDKs) to measure sensitivity to speed, and manipulate the level of signal strength by changing the proportion of dots moving in a coherent direction. RDKs do not represent a biologically meaningful stimulus, engages the visual system, and is a classic psychophysical tool used to measure sensitivity in humans and other animals. Here, RDKs are displayed to lizards using three video playback systems. Lizards are to select the direction (left or right) in which they perceive dots to be moving. Selection of the appropriate direction is reinforced by biologically important prey stimuli, simulated by computer-animated invertebrates.

Testing visual sensitivity in lizards using an operant conditioning paradigm that employs video playback of random-dot kinematograms and computer-generated invertebrates.

トカゲの運動の速度と方向の視覚感度のテスト

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of ...

生物学

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

光強度の変化にゼブラフィッシュの応答性を測定する行動アッセイ

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

VisioTracker, an Innovative Automated Approach to Oculomotor Analysis

Investigations into the visual system development and function necessitate quantifiable behavioral models of visual performance that are easy to elicit, robust, and simple to manipulate. A suitable model has been found in the optokinetic response (OKR), a reflexive behavior present in all vertebrates due to its high selection value. The OKR involves slow stimulus-following movements of eyes alternated with rapid resetting saccades. The measurement of this behavior is easily carried out in zebrafish larvae, due to its early and stable onset (fully developed after 96 hours post fertilization (hpf)), and benefitting from the thorough knowledge about zebrafish genetics, for decades one of the favored model organisms in this field. Meanwhile the analysis of similar mechanisms in adult fish has gained importance, particularly for pharmacological and toxicological applications.
Here we describe VisioTracker, a fully automated, high-throughput system for quantitative analysis of visual performance. The system is based on research carried out in the group of Prof. Stephan Neuhauss and was re-designed by TSE Systems. It consists of an immobilizing device for small fish monitored by a high-quality video camera equipped with a high-resolution zoom lens. The fish container is surrounded by a drum screen, upon which computer-generated stimulus patterns can be projected. Eye movements are recorded and automatically analyzed by the VisioTracker software package in real time.
Data analysis enables immediate recognition of parameters such as slow and fast phase duration, movement cycle frequency, slow-phase gain, visual acuity, and contrast sensitivity.
Typical results allow for example the rapid identification of visual system mutants that show no apparent alteration in wild type morphology, or the determination of quantitative effects of pharmacological or toxic and mutagenic agents on visual system performance.

The VisioTracker is an automated system for the quantitative analysis of visual performance of larval and small adult fish based on the recording of eye movements. It features full control over visual stimulus properties and real-time analysis, enabling high-throughput research in fields such as visual system development and function, pharmacology, neural circuit studies and sensorimotor integration.

VisioTracker、眼球運動解析への革新的な自動化されたアプローチ

Investigations into the visual system development and function necessitate quantifiable behavioral models of visual performance that are easy to elicit, ...

神経科学

The Optokinetic Response as a Quantitative Measure of Visual Acuity in Zebrafish

Zebrafish are a proven model for vision research, however many of the earlier methods generally focused on larval fish or demonstrated a simple response. More recently adult visual behavior in zebrafish has become of interest, but methods to measure specific responses are new coming. To address this gap, we set out to develop a methodology to repeatedly and accurately utilize the optokinetic response (OKR) to measure visual acuity in adult zebrafish. Here we show that the adult zebrafish's visual acuity can be measured, including both binocular and monocular acuities. Because the fish is not harmed during the procedure, the visual acuity can be measured and compared over short or long periods of time. The visual acuity measurements described here can also be done quickly allowing for high throughput and for additional visual procedures if desired. This type of analysis is conducive to drug intervention studies or investigations of disease progression.

Zebrafish have been a valuable tool for many research areas. Here we demonstrate a method to elicit a visual response and calculate a functional visual acuity in the adult zebrafish.

ゼブラフィッシュにおける視力の定量的尺度としての視運動性応答

Zebrafish are a proven model for vision research, however many of the  earlier methods generally focused on larval fish or demonstrated a simple  ...

Behavioral Assessment of Visual Function via Optomotor Response and Cognitive Function via Y-Maze in Diabetic Rats

The optomotor response and the Y-maze are behavioral tests useful for assessing visual and cognitive function, respectively. The optomotor response is a valuable tool to track changes in spatial frequency (SF) and contrast sensitivity (CS) thresholds over time in a number of retinal disease models, including diabetic retinopathy. Similarly, the Y-maze can be used to monitor spatial cognition (as measured by spontaneous alternation) and exploratory behavior (as measured by a number of entries) in a number of disease models that affect the central nervous system. Advantages of the optomotor response and the Y-maze include sensitivity, speed of testing, the use of innate responses (training is not needed), and the ability to be performed on awake (non-anesthetized) animals. Here, protocols are described for both the optomotor response and the Y-maze and examples of their use shown in models of Type I and Type II diabetes. Methods include preparation of rodents and equipment, performance of the optomotor response and the Y-maze, and post-test data analysis.

Neural degeneration in both eyes and brain as a result of diabetes can be observed through behavioral tests carried out on rodents. The Y-maze, a measure of spatial cognition, and the optomotor response, a measure of visual function, both provide insight into potential diagnoses and treatments.

糖尿病ラットにおけるY-迷路を介した視運動応答と認知機能の行動評価

The optomotor response and the Y-maze are behavioral tests useful for assessing visual and cognitive function, respectively. The optomotor response is a ...

行動学

Microinjection of DNA into Eyebuds in Xenopus laevis Embryos and Imaging of GFP Expressing Optic Axonal Arbors in Intact, Living Xenopus Tadpoles

The primary visual projection of tadpoles of the aquatic frog Xenopus laevis serves as an excellent model system for studying mechanisms that regulate the development of neuronal connectivity. During establishment of the retino-tectal projection, optic axons extend from the eye and navigate through distinct regions of the brain to reach their target tissue, the optic tectum. Once optic axons enter the tectum, they elaborate terminal arbors that function to increase the number of synaptic connections they can make with target interneurons in the tectum. Here, we describe a method to express DNA encoding green fluorescent protein (GFP), and gain- and loss-of-function gene constructs, in optic neurons (retinal ganglion cells) in Xenopus embryos. We explain how to microinject a combined DNA/lipofection reagent into eyebuds of one day old embryos such that exogenous genes are expressed in single or small numbers of optic neurons. By tagging genes with GFP or co-injecting with a GFP plasmid, terminal axonal arbors of individual optic neurons with altered molecular signaling can be imaged directly in brains of intact, living Xenopus tadpoles several days later, and their morphology can be quantified. This protocol allows for determination of cell-autonomous molecular mechanisms that underlie the development of optic axon arborization in vivo.

Microinjection of DNA into Eyebuds in Xenopus laevis Embryos and Imaging of GFP Expressing Optic Axonal Arbors in Intact, Living Xenopus Tadpoles

This protocol aims to demonstrate how to microinject a DNA/DOTAP mixture into eyebuds of one day old Xenopus laevis embryos, and how to image and reconstruct individual green fluorescent protein (GFP) expressing optic axonal arbors in tectal midbrains of intact, living Xenopus tadpoles.

キセノプス・レービス胚における眼芽へのDNAのマイクロインジェクションとGFPのイメージングは、無傷で光学軸軸樹園を発現し、生きているキセノプス・タマジャクシ

The primary visual projection of tadpoles of the aquatic frog Xenopus laevis serves as an excellent model system for studying mechanisms that regulate the ...

発生生物学

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant (ACT) Assay in Xenopus laevis

Many proteins play a dual role in embryonic development. Those that regulate cell fate determination in a specific tissue can also affect the development of a larger region of the embryo. This makes defining its role in a particular tissue difficult to analyze. For example, noggin overexpression in Xenopus laevis embryos causes the expansion of the entire anterior region, including the eye1,2. From this result, it is not known if Noggin plays a direct role in eye determination or that by causing an expansion of neural tissue, Noggin indirectly affects eye formation. Having this complex phenotype makes studying its eye-specific role in cell fate determination difficult to analyze. We have developed an assay that overcomes this problem. Taking advantage of the pluripotent nature of the Xenopus laevis animal cap 3, we have developed an assay to test the ability of gene product(s), like noggin or the eye field transcription factors (EFTFs), to transform caps into particular tissue or cell types by transplanting this tissue onto the side of the embryo 4. While we have found either Noggin protein treatment or a collection of transcription factors can determine retinal cell fate in animal caps, this procedure could be used to identify gene product(s) involved in specifying other tissues as well.

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant ACT Assay in Xenopus laevis

Animal caps overexpressing gene product(s) are transplanted to the flank of developing Xenopus laevis embryos in order to establish whether tissue is determined.

でアニマルキャップの移植（ACT）アッセイを用いて組織の決定アフリカツメガエル</em

Many proteins play a dual role in embryonic development. Those that regulate cell fate determination in a specific tissue can also affect the development ...

Electroretinogram Analysis of the Visual Response in Zebrafish Larvae

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the surface of the cornea, electrical activity generated in response to light can be measured and used to assess the activity of retinal cells in vivo. This manuscript describes the use of the ERG to measure visual function in zebrafish. Zebrafish have long been utilized as a model for vertebrate development due to the ease of gene suppression by morpholino oligonucleotides and pharmacological manipulation. At 5-10 dpf, only cones are functional in the larval retina. Therefore, the zebrafish, unlike other animals, is a powerful model system for the study of cone visual function in vivo. This protocol uses standard anesthesia, micromanipulation and stereomicroscopy protocols that are common in laboratories that perform zebrafish research. The outlined methods make use of standard electrophysiology equipment and a low light camera to guide the placement of the recording microelectrode onto the larval cornea. Finally, we demonstrate how a commercially available ERG stimulator/recorder originally designed for use with mice can easily be adapted for use with zebrafish. ERG of larval zebrafish provides an excellent method of assaying cone visual function in animals that have been modified by morpholino oligonucleotide injection as well as newer genome engineering techniques such as Zinc Finger Nucleases (ZFNs), Transcription Activator-Like Effector Nucleases (TALENs), and Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9, all of which have greatly increased the efficiency and efficacy of gene targeting in zebrafish. In addition, we take advantage of the ability of pharmacological agents to penetrate zebrafish larvae to evaluate the molecular components that contribute to the photoresponse. This protocol outlines a setup that can be modified and used by researchers with various experimental goals.

We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.

ゼブラフィッシュ幼虫における視覚反応の電位図解析

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the ...

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as accessibility to numerous imaging approaches, electrophysiological techniques and behavioral assays. The Xenopus tadpole olfactory system is particularly well suited to investigate the function of synapses established during normal development or reformed after injury. Here, we describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae. We outline a combination of in vivo measurements of presynaptic calcium responses in glomeruli of the olfactory bulb with olfactory-guided behavior assays. Methods can be combined with the transection of olfactory nerves to study the rewiring of synaptic connectivity. Experiments are presented using both wild-type and genetically modified animals expressing GFP reporters in central nervous system cells. Application of the approaches described to genetically modified tadpoles can be useful for unraveling the molecular bases that define vertebrate behavior.

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system in vivo. We describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae in normal rearing conditions or after injury.

生きているアフリカツメガエルのオタマジャクシ嗅覚経路の機能評価

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as ...

Zebrafish Avoidance and Thigmotaxis Assay: A High-Throughput Method to Examine Larval Behavior in Response to Aversive Visual Stimulus

Source: Richendrfer, H., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/50622/" target="_blank">Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae</a>. &#160;J. Vis. Exp.&#160;(2013)
The video describes the avoidance and thigmotaxis assay of zebrafish larvae. The video examines the behavior of zebrafish larvae in response to visual aversive stimulus.

ゼブラフィッシュの回避とチグモタキシスアッセイ:嫌悪的な視覚刺激に応答した幼虫の行動を調べるためのハイスループット法

Source: Richendrfer, H., et al. Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae. &#160;J. Vis. Exp.&#160;(2013)
The video describes the ...

テスト視機能のための簡単な行動アッセイ

要約

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この動画の章

トカゲの運動の速度と方向の視覚感度のテスト

光強度の変化にゼブラフィッシュの応答性を測定する行動アッセイ

VisioTracker、眼球運動解析への革新的な自動化されたアプローチ

ゼブラフィッシュにおける視力の定量的尺度としての視運動性応答

糖尿病ラットにおけるY-迷路を介した視運動応答と認知機能の行動評価

キセノプス・レービス胚における眼芽へのDNAのマイクロインジェクションとGFPのイメージングは、無傷で光学軸軸樹園を発現し、生きているキセノプス・タマジャクシ

でアニマルキャップの移植（ACT）アッセイを用いて組織の決定アフリカツメガエル

ゼブラフィッシュ幼虫における視覚反応の電位図解析

生きているアフリカツメガエルのオタマジャクシ嗅覚経路の機能評価

ゼブラフィッシュの回避とチグモタキシスアッセイ:嫌悪的な視覚刺激に応答した幼虫の行動を調べるためのハイスループット法

テスト視機能のための簡単​​な行動アッセイ

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トカゲの運動の速度と方向の視覚感度のテスト

光強度の変化にゼブラフィッシュの応答性を測定する行動アッセイ

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キセノプス・レービス胚における眼芽へのDNAのマイクロインジェクションとGFPのイメージングは、無傷で光学軸軸樹園を発現し、生きているキセノプス・タマジャクシ

でアニマルキャップの移植（ACT）アッセイを用いて組織の決定アフリカツメガエル

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ゼブラフィッシュの回避とチグモタキシスアッセイ:嫌悪的な視覚刺激に応答した幼虫の行動を調べるためのハイスループット法

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