我々は行動アッセイの最適化の支援のためにショーンPelkowskiに感謝します。この作品は、母子保健と人間開発研究所、R01 HD060647と国立環境健康科学研究所、F32 ES021342とR03 ES017755によってサポートされていました。

1。ゼブラフィッシュ胚の収集と幼虫を育てる<ol><li> &quot;偽の&quot;草（緑糸から作られた）（ 図1）を有するガラスパイレックス皿を夜明けにタンク内に挿入され、ゼブラフィッシュ胚を収集するために、2時間にしておく必要があります。胚を含むガラス皿は、ハンドヘルドストレーナ上に注ぎ、脱イオン水で洗浄されるべきである。胚はその後、卵の水で栽培されるべきである。卵水は脱イオン水やカビ防止剤として使用されているメチレンブルー、0.25 mg / Lででインスタントオーシャンの60 mg / Lで含まれています。 </li><li>個々の実験の仮説に応じて、胚を直ちに又は毒物または医薬品を使用して、開発の特定の段階で処理することができる。毒物および医薬品は、通常、DMSOに溶解させた（1,000 Xの濃度で）、さらに、卵、水媒体中で直接希釈されるべきである。 </li><li>医薬品や毒物による胚および幼虫の治療中行動解析7におけるDPF（卵水溶液が真菌/細菌の増殖を回避するために、一日おきに、少なくとも変更する必要があるまで、sが、幼虫及び胚を50 1ml当たり約50〜60幼虫の密度で深いペトリ皿内に収容することができる死者胚から）。 </li></ol> 2。行動分析のための金型を準備する<ol><li>特にX 7.6センチメートル×5㎜社内でカスタム構築された11.7センチメートルを測定プラスチック金型を開発しました。金型はサーモサイエンティフィックから単一のウェルプラスチックプレートに注ぎ、アガロースを用いて車線を作成するために必要とされる。シングルウェルプレート対策12.4センチメートルX 8.1センチメートル×1.2センチメートル。 </li><li>金型の側面を60°の角度を付けている5つのレーンが含まれています。金型内のレーンは底幅が14ミリメートルであるのに対し、最も広い上部に18ミリメートルのベースの高3.5ミリメートルです。金型内のレーン（ 図2）の間に4ミリメートルのギャップがあります。 </li><li>レーンを準備するには脱イオン内の溶融アガロース（0.8％アガロースを50mlを注ぐシングルウェルプレートに60 mg / Lでインスタントオーシャン）とDの水。金型は、任意の気泡形成を排除する液体アガロースの上に非常にゆっくり配置し、アガロース（約45分かかります）まで冷却したときに除去することができる。 </li><li>行動実験が実行される前に、アガロースレーンは1日よりも以前に行われてはならない（アガロースが出て乾燥を避けるため）レーンは、最大およそ36時間のために料理に蓋室温で保存することができます。アガロースレーンは、1つの実験のために使用されるべきであり、その後廃棄されるべきである。 </li></ol> 3。画像キャプチャ<ol><li>最大20幼虫には、プレートの各レーンに配置することができます。典型的には、レーンごとに5幼虫を泳ぐ速度の最も正確な追跡を容易にするために、実験ごとに必要とされる幼虫の数を減らすために使用される。レーンは卵水でや実験に応じて、医薬品や毒物なしで充填することができる。しかし、レーンはFであってはならない彼らはイメージングキャビネット内に配置されるまで、すべての方法をilled、これはオーバーフローを防ぐことができます。それらはアガロース金型に入れ、ノートパソコンの画面の上部に配置された後の一貫性を保つために、幼虫は、10分の馴化期間を有するべきである。効率的にペトリ皿からアガロースレーンに幼虫を移動すると、幼虫のストレスを軽減するのに役立ちます。幼虫が浅いタンクやペトリ皿に収納されているとき、これは最も簡単です。 </li><li>イメージングキャビネットは、時間経過の写真撮影やノートパソコンに使わキヤノン製デジタルカメラが含まれています。カメラは、キャビネットの上部に配置され、15.6インチスクリーンのラップトップは、画面（ 図3）上に向けて配置する必要がありますキャビネットの下部に向かって目的とすべきである。 4枚のプレートを直接ノートパソコンの画面の上部に手で位置決めされるべきである。それが（Lの縁に影を排除するためにレーンの上部とレベルであるように、この時点でレーンは卵の水や化学処理をオフに突破することができます画像でanes）。 </li><li> PowerPointプレゼンテーションは、幼虫のために嫌悪刺激として使用されます。過去動く赤のボールで6または12マルチウェルプレート15,17,18で幼虫ゼブラフィッシュが示された。現在PowerPointはプレートの上半分（ 図4）に移動する赤いバーの15分続いて15分間のために空白の背景から始まります。過熱幼虫を排除するためには、28の上方行かない画面温度がノートパソコンを購入するために最善℃ですアガロースレーン内の液体の蒸発を避けるために、最大の撮像時間を1時間未満に保たれるべきである。 </li><li>デジタルカメラは、実験ごとに300枚の合計ごとに6秒撮影、タイムラプス撮影にプログラムする必要があります。しかし、周波数および長さは、実験および行動の定量化に応じて調整することができる。過去の拡張イメージングの時代に各画像間の長い間隔を使用して使用した。カマー動画速度（毎秒30フレーム）で画像化のためのより低い解像度に設定することができる。低い解像度では、単一のマルチウェルプレートに録音を制限している間、ビデオ録画は、イメージング急速な水泳イベント15に適しています。 </li></ol> 4。画像解析<ol><li>画像はImageJので開くと特に社内で書かれたマクロで使用されるべきである。マクロが自動的に赤い色を除去することができるカラーチャンネルを分割し、バックグラウンドを減算し、しきい値を適用し、粒子分析により幼虫を識別する。 5レーン幼虫分析の最新マクロはZebrafish_macro25kです。画像の数、減算する色、イメージのしきい値などを設定するために、マクロのプロンプトを使用し</li><li>すべての画像は、ImageJのマクロを介して実行された後に、結果ファイルが表示され、Xが含まれ、yは画像番号とレーン番号と一緒に画像ごとに個別の幼虫の座標。 </李&gt; <li>結果ファイルは、Excel形式で保存した後、空白の背景対移動バーの背景とよく数に基づいてソートされるべきである。 Excelテンプレートが自動的にウェルに幼虫の配置を決定する方程式に組み込まれ、幼虫の間の距離、移動速度、および残りの量を有する使用されるべきである。最新のExcelテンプレートは、リクエストに応じて入手可能ですCretonラボで作成25ibです。さまざまな治療群を示すグラフは、治療群とコントロールとの比較のためにt検定と一緒にExcelシートに組み込まれなければならない。さらなる統計的分析はSPSSを用いて行うことができる。 </li></ol>

<ol>
	<li>Gerlai, R., Lahav, M., Guo, S., Rosenthal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drinks+like+a+fish:+zebra+fish+(Danio+rerio)+as+a+behavior+genetic+model+to+study+alcohol+effects.">Drinks like a fish: zebra fish (Danio rerio) as a behavior genetic model to study alcohol effects.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 67, 773-782 (2000).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Hooyberghs, J., De Coen, W., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+in+zebrafish+embryos:+A+new+method+to+assess+developmental+neurotoxicity.">Locomotor activity in zebrafish embryos: A new method to assess developmental neurotoxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 460-471 (2010).</li><li>Norton, W., Bally-Cuif, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+zebrafish+as+a+model+organism+for+behavioural+genetics.">Adult zebrafish as a model organism for behavioural genetics.</a> BMC Neuroscience. 11, 90 (2010).</li><li>Levin, E. D., Cerutti, D., Buccafusco, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+15.">Ch. 15.</a> Methods of behavioral analysis in neuroscience. , (2009).</li><li>Kimmel, C., Ballard, W., Kimmel, S., Ullmann, B., Schilling, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. , 203-253 (1995).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2007).</li><li>Kokel, D., Bryan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+behavior-based+identification+of+neuroactive+small+molecules+in+the+zebrafish.">Rapid behavior-based identification of neuroactive small molecules in the zebrafish.</a> Nat. Chem. Biol. 6, 231-237 (2010).</li><li>Rihel, J., Prober, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+Behavioral+Profiling+Links+Drugs+to+Biological+Targets+and+Rest/Wake+Regulation.">Zebrafish Behavioral Profiling Links Drugs to Biological Targets and Rest/Wake Regulation.</a> Science. 327, 348-351 (2010).</li><li>Cachat, J., Stewart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+behavioral+and+endocrine+responses+to+novelty+stress+in+adult+zebrafish.">Measuring behavioral and endocrine responses to novelty stress in adult zebrafish.</a> Nat. Protoc. 5, 1786-1799 (2010).</li><li>Cachat, J., Stewart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Neurophenotyping+of+Adult+Zebrafish+Behavior.">Three-Dimensional Neurophenotyping of Adult Zebrafish Behavior.</a> PLoS ONE. 6, e17597 (2011).</li><li>Sledge, D., Yen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Critical+duration+of+exposure+for+developmental+chlorpyrifos-induced+neurobehavioral+toxicity.">Critical duration of exposure for developmental chlorpyrifos-induced neurobehavioral toxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 33, 742-751 (2011).</li><li>Stewart, A., Wu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+modulation+of+anxiety-like+phenotypes+in+adult+zebrafish+behavioral+models.">Pharmacological modulation of anxiety-like phenotypes in adult zebrafish behavioral models.</a> Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 35, 1421-1431 (2011).</li><li>Eddins, D., Cerutti, D., Williams, P., Linney, E., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+provide+a+sensitive+model+of+persisting+neurobehavioral+effects+of+developmental+chlorpyrifos+exposure:+comparison+with+nicotine+and+pilocarpine+effects+and+relationship+to+dopamine+deficits.">Zebrafish provide a sensitive model of persisting neurobehavioral effects of developmental chlorpyrifos exposure: comparison with nicotine and pilocarpine effects and relationship to dopamine deficits.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 99-108 (2010).</li><li>Emran, F., Rihel, J., Dowling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+assay+to+measure+responsiveness+of+zebrafish+to+changes+in+light+intensities.">A behavioral assay to measure responsiveness of zebrafish to changes in light intensities.</a> J. Vis. Exp. (20), e923 (2008).</li><li>Pelkowski, S., Kapoor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+high-throughput+imaging+system+for+automated+analyses+of+avoidance+behavior+in+zebrafish+larvae.">A novel high-throughput imaging system for automated analyses of avoidance behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 223, 135-144 (2011).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+developmental+toxicity+by+automated+analyses+of+behavior+in+zebrafish+larvae.">Assessment of developmental toxicity by automated analyses of behavior in zebrafish larvae.</a> Unpublished observations. , (2012).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., Colwill, R. M., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+edge:+pharmacological+evidence+for+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">On the edge: pharmacological evidence for anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 228, 99-106 (2012).</li><li>Richendrfer, H. A., Pelkowski, S., Colwill, R., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+sub-chronic+exposure+to+chlorpyrifos+reduces+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">Developmental sub-chronic exposure to chlorpyrifos reduces anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Neurotoxicol. Teratol. , (2012).</li><li>Egan, R. J., Bergner, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+behavioral+and+physiological+phenotypes+of+stress+and+anxiety+in+zebrafish.">Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish.</a> Behav. Brain Res. 205, 38-44 (2009).</li><li>Colwill, R., Creton, R., Kalluef, A., Stewart, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish protocols for neurobehavioral research. 66, (2012).</li></ol>

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

我々は継続的に我々の小説の行動アッセイを改善しているが、それは常にゼブラフィッシュ幼生15で回避と接触走性行動の検出に有用であった。多くの試験はそのような使用刺激の色として、アッセイの結果を最適化するために行われてきた、レーンあたりの幼虫、行動アッセイの長さの理想的な数。以前、我々は、マルチウェルプレート（6または12ウェルを有する）15,17,18を使用していました。しかし、最近我々は我々は、単一のアッセイ16（ 図5）における行動の措置の多くを収集できるようにする幼虫のための大きい水泳スペースを作成するための新しいレーン型を作成しました。その他の変更は、PowerPoint示す（アッセイの改変動きや長さ）と（我々はまた、より狭い車線のための金型を持っている）を使用レー​​ンの大きさのバリエーションが含まれています。 現在、このハイスループット自動化されたシステムは、zebrにおける行動の大規模な範囲を測定する独自の機能です。例えば、速度、回避、他の幼虫に近接し、マルチレーンプレート中の接触走性と同時にafish幼虫。結果を迅速に得ることができ、幼虫多数の撮影時に分析することができる。システムは、セットアップが構築する、安価で迅速かつ簡単なの両方です。このシステムの制約は、3次元運動がゼブラフィッシュ幼虫で評価することができないことである。大人のゼブラフィッシュを追跡する自動化システムは,3-D能力を有し、水柱10,19内で上下に移動などの動作の広い範囲を識別することができる。別の制限は、我々の撮像システムは、現在のビデオ速度でのハイスループット分析のために最適化されていないことである。低い解像度15にカメラを設定するときに、ビデオ速度撮像が可能であるが、これは単一のプレートに分析を制限する。 新しく作成された &quot;レーン&quot;メソッドを使用して、アッセイのいくつかの部分は、正確な方法で実行する必要があった。 Tにおける幼虫を配置するとき彼レーン、それはプレートがノートパソコンの画面の上に配置されるまで、液体のレベルが非常に浅いあることを確認することが重要です。レーンが液体のいっぱいである場合、幼虫は、プレートの外周にエスケープします。また、アガロースに金型を挿入する際に、注意が非常にゆっくりと金を下げるように注意する必要があります。金型が早すぎる挿入されている場合、気泡がアガロース中に形成され、追加の幼虫のようにイメージJマクロによって識別される。これは、アガロースレーンも少ない泡を持っている場合、それは新しいものを作るのがベストであることをお勧めします。 今後は、このようなゼブラフィッシュ幼生での学習など、他の複雑な挙動を分析し、学習を早期開発における毒性物質や医薬品への曝露によって影響を受ける可能性がある方法を調べるために私たちの行動のアッセイを最適化したいと思います。我々は現在の行動の結果は脳領域であるかを決定する容易のできる学習行動を分析するのに有用であり得るアッセイに取り組んでいます開発中に特定毒物または医薬品の影響を受ける。自動化されたアッセイは、ゼブラフィッシュの幼虫20と、これらのアッセイでの学習挙動を測定するために開発されているマルチレーンプレートで堅牢な回避反応を用いてハイスループットスクリーニングのために修正可能であってもよい。 我々は、この行動アッセイは、医薬品や毒物が多数発生への影響を試験するための今後の研究に用いることができることを提案する。このような研究は、特定のリスク要因に豊富な情報を提供し、妊娠中の女性と子供のためのよりよい健康と安全のガイドラインを設定に寄与する。

ゼブラフィッシュは、遺伝、発達や行動科学1-4のための普及したモデルになってきています。彼らは、2〜3日後に受精（DPF）で彼らのchorionsから孵化4-5 DPFで完全に機能する臓器を開発し、7 DPF 5,6によって行動を多数展示。ゼブラフィッシュの幼虫は、理想的にはサイズが小さいため7,8のハイスループット解析に適しています。ソフトウェアは、幼虫と成虫ゼブラフィッシュ9-14における行動の自動分析のために市販されている。しかしながら、このソフトウェアは高価であり、マルチウェルプレート中のゼブラフィッシュの幼虫の複雑な挙動を測定するための限られた選択肢を有することができる。 我々はセットアップが安価であり、7 DPFのゼブラフィッシュの幼虫15,16で異なる行動の数を定量化できる新規なハイスループットイメージングシステムを作成しました。システムは、数に胚の暴露後、私たちは迅速かつ効率的に微妙な行動異常をテストすることができます医薬品や環境毒物16-18。 システムは、キャビネットの上部にある家は、デジタルカメラの木製キャビネットを使用して構築されました。カメラは、ラップトップは15を上向きに画面が置かれるキャビネットの下部に下向き。タイムラプス撮影が車線内の幼虫の配置をキャプチャするために使用される。幼虫はノートパソコンの画面の上部に配置された4つのマルチウェルまたはマルチレーンプレートに中に収容することができる。私たちは、幼虫が遠ざかって（回避）とエッジ（接触走性）15,17に向かって泳いで応答するに嫌悪刺激としてPowerPointプレゼンテーションを使用しています。画像は、自動化されたマクロは、カラーチャンネルを分割バックグラウンドを引き算し、個々の幼虫を識別するためのしきい値を適用するために使用されるImageJのにインポートされる。座標は、各画像の各幼虫のために記載されています、我々は回避とthigmotaを定量化するために使用してExcelファイルに挿入することができます軸ロボットP行動、魚の距離に魚、泳ぐ速度、残り16の量。

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Instant Ocean</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>198262</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1356-100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Methylene Blue</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>214325</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>One well plates</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-565-493</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digital camera</td>
			<td>Canon </td>
			<td>EOS Rebel T1i</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Imaging Cabinets</td>
			<td>WoodCraft Towers</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Laptops</td>
			<td>Acer Aspire</td>
			<td>Any is good as long as it has a 15.6 in. LCD screen with 1366 x 768 pixel resolution and a brightness of 220 cd/m2.</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Camera Lens</td>
			<td>Canon</td>
			<td>EF-S 55 - 250 mm f/4.0 - 5.6 IS zoom lens</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Plastic diffuser</td>
			<td>Pendaflex </td>
			<td>52345</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>PowerPoint 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Excel 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Statistical software</td>
			<td>SPSS 20</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

automated high-throughput behavioral analyses in zebrafish larvae

私たちは、マルチレーンプレートに7日齢ゼブラフィッシュの幼虫の行動を分析するための新規ハイスループットイメージングシステムを作成しました。このシステムは、PowerPointプレゼンテーションを経由して幼虫に表示される自発的な行動や嫌悪刺激に対する応答を測定します。記録された画像を自動的にカラーチャンネルを分割ImageJのマクロで分析され、バックグラウンドを減算し、車線内の個々の幼虫の配置を特定するためにしきい値を適用する。我々はその後、泳ぐ速度、車線の端または側面のための好み、休息行動、接触走性、幼虫の間の距離、および回避行動を定量化するためのExcelシートに座標をインポートすることができます。行動の微妙な変化を簡単に環境毒物や医薬品への曝露後の行動分析のための、それが有用なもの、我々のシステムを使用して検出される。

我々の以前のアッセイにおいて、野生型の幼虫はよく（回避行動）でダウンして泳いで、よく（接触走性行動）15の端に向かって移動するボールに対応する、跳ねるボール嫌悪刺激を未処理のされている使用して。後ほど、このアッセイにおいて接触走性行動がゼブラフィッシュ幼生17で不安関連行動の尺度であることを確認した。空白の背景と比較した場合、幼虫の動きに大きな違いは、ボールとエッジのための好みからありました。これらの動作は、また移動赤いバーを使用して、私たちの新しいアッセイで確認され、さらに堅牢な16アールた。さらに、我々は今、泳ぐ速度、残り、井戸の終わりまたは側面を優先し、魚との距離（ 図5）を含む、単一のアッセイにおいて、行動の多くを試すことができます。卵の水で育った制御の幼虫が増加好みが皿に、レーンの端にダウンして見せる上げ装置は、それらが嫌悪刺激（赤いバーを移動）が掲載されています。幼虫1μgの/ mlのDMSO、一般に1,000 Xのストック溶液として種々の医薬品および毒性物質を溶解するために使用される溶媒を含む卵の水に成長させる場合にも同様の結果が得られる。 代表的な結果は、卵、水とDMSO（コントロールなど）と、一般的に非有機食品で見つかった有機リン系殺虫剤の様々な濃度で処理した幼虫で、図5に示されている。示された結果は一つの実験からのサンプリングです。しかし、繰り返されるとき、結果は泳ぐ速度と接触走性行動は、人間の食糧消費18のレベルを模倣する有機リン系殺虫剤の低濃度、によって変更されることを示している。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig1.jpg" /> 図1。コレクショントレイ。ガラスパイレックス皿は、電子を収集するために使用されている成魚の水槽からmbryos。パイレックス皿から蓋を切断し、プラスチックグリッドと緑の糸がプラスチックでグリッド上に縫い付けていたと挿入した。これは、自然環境を模倣で大人ゼブラフィッシュの繁殖雰囲気を演出しています。 <img alt="図2" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig2highres.jpg" fo:width="6in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig2.jpg" /> 図2。プラスチック金型とアガロースレーン。 A）金型は、左に表示されています。 0.8％アガロースを1ウェルプレートに注ぎ、金型はゆっくり挿入し、アガロースが冷却されたときに削除されますB）右側のプレートは、プラスチック成形によりアガロースで作成されたレーンを示しています。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig3.jpg" /> 図3。イメージングキャビネット。イメージングキャビネットのspeciallあったyは我々の研究室で構築し、高スループットの行動分析に使用。 15メガピクセルデジタルカメラ、ノートパソコンの画面上に配置マルチ·プレートで幼虫のタイムラプス画像を収集するために下向きにキャビネットの頂部に取り付けた。プレートとスクリーンとの間に収集された画像におけるモアレを防止するために使用されるプラスチック製のディフューザがある。 <img alt="図4" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig4highres.jpg" fo:width="4.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig4.jpg" /> 図4。空白の背景およびPowerPoint嫌悪刺激。これはゼブラフィッシュ幼生における行動の変化を喚起するために使用され、現在のパワーポイントです。それは）空白の背景およびB）移動赤いバーの間に堅牢な動作の違いを提供しています。 <img alt="図5" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig5highres.jpg" fo:width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig5.jpg" /> 図5。ハイスループットアッセイで定量行動。我々はX、幼虫のy座標に使用するExcelシート内の私達の行動のアッセイから定量化される行動の例。白いバーは空白の背景にさらされると赤のバーはPowerPointで赤移動バーにさらさ幼虫からのデータを表示幼虫からのデータを表示。グラフは）B、レーンの端にある幼虫の割合、C）レーンの端に幼虫の割合、D）との間に距離を車線内に幼虫の）パーセンテージダウン行動の分析から得られる測定値を示す魚（mm）の、E）は、幼虫の幼虫の速度（mm /分）、F）パーセンテージ残りを泳ぐ。図示のグラフでは、データはtreatmであるDMSOコントロールおよび0.001〜0.1μM（一般的に人間の食事で見つかったレベル）に至るまで、いくつかの農薬濃度の幼虫のENTは<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/50622/50622fig5large.jpg" target="_blank">大きい数字を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。

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Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

我々の研究室では、7日齢のゼブラフィッシュの幼虫で、いくつかの異なる挙動の検出に有用な新規なハイスループット自動化されたイメージングシステムを開発しました。幼虫は、環境毒素又は薬剤に曝露された後にシステムが動作の微妙な変化を検出するために用いることができる。

ゼブラフィッシュ幼生における自動化ハイスループット行動分析

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

automated-high-throughput-behavioral-analyses-in-zebrafish-larvae

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.2K ビュー.  Brown University. 我々の研究室では、7日齢のゼブラフィッシュの幼虫で、いくつかの異なる挙動の検出に有用な新規なハイスループット自動化されたイメージングシステムを開発しました。幼虫は、環境毒素又は薬剤に曝露された後にシステムが動作の微妙な変化を検出するために用いることができる。

ビデオ: Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

開発マウス網膜の in vivoエレクトロポレーションで

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

神経科学

A General Method for Evaluating Incubation of Sucrose Craving in Rats

For someone on a food-restricted diet, food craving in response to food-paired cues may serve as a key behavioral transition point between abstinence and relapse to food taking 1. Food craving conceptualized in this way is akin to drug craving in response to drug-paired cues. A rich literature has been developed around understanding the behavioral and neurobiological determinants of drug craving; we and others have been focusing recently on translating techniques from basic addiction research to better understand addiction-like behaviors related to food 2-4.
As done in previous studies of drug craving, we examine sucrose craving behavior by utilizing a rat model of relapse. In this model, rats self-administer either drug or food in sessions over several days. In a session, lever responding delivers the reward along with a tone+light stimulus. Craving behavior is then operationally defined as responding in a subsequent session where the reward is not available. Rats will reliably respond for the tone+light stimulus, likely due to its acquired conditioned reinforcing properties 5. This behavior is sometimes referred to as sucrose seeking or cue reactivity. In the present discussion we will use the term "sucrose craving" to subsume both of these constructs.
In the past decade, we have focused on how the length of time following reward self-administration influences reward craving. Interestingly, rats increase responding for the reward-paired cue over the course of several weeks of a period of forced-abstinence. This "incubation of craving" is observed in rats that have self-administered either food or drugs of abuse 4,6. This time-dependent increase in craving we have identified in the animal model may have great potential relevance to human drug and food addiction behaviors.
Here we present a protocol for assessing incubation of sucrose craving in rats. Variants of the procedure will be indicated where craving is assessed as responding for a discrete sucrose-paired cue following extinction of lever pressing within the sucrose self-administration context (Extinction without cues) or as responding for sucrose-paired cues in a general extinction context (Extinction with cues).

Responding for food or drug-paired cues increases over the course of a period of abstinence and this may relate to an increased susceptibility to relapse behaviors. Here we detail a procedure for evaluating this "incubation of craving" in rats that have self-administered sucrose.

ラットのショ糖の渇望のインキュベーションを評価するための一般的な方法

For someone on a food-restricted diet, food craving in response to food-paired cues may serve as a key behavioral transition point between abstinence and ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

FIM Imaging and FIMtrack: Two New Tools Allowing High-throughput and Cost Effective Locomotion Analysis

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to a certain degree, many animals have to be analyzed, to obtain statistically significant data. This in turn requires a computer assisted automated quantification of locomotion patterns. To obtain high contrast images of almost translucent and small moving objects, a novel imaging technique based on frustrated total internal reflection called FIM was developed. In this setup, animals are only illuminated with infrared light at the very specific position of contact with the underlying crawling surface. This methodology results in very high contrast images. Subsequently, these high contrast images are processed using established contour tracking algorithms. Based on this, we developed the FIMTrack software, which serves to extract a number of features needed to quantitatively describe a large variety of locomotion characteristics. During the development of this software package, we focused our efforts on an open source architecture allowing the easy addition of further modules. The program operates platform independent and is accompanied by an intuitive GUI guiding the user through data analysis. All locomotion parameter values are given in form of csv files allowing further data analyses. In addition, a Results Viewer integrated into the tracking software provides the opportunity to interactively review and adjust the output, as might be needed during stimulus integration. The power of FIM and FIMTrack is demonstrated by studying the locomotion of Drosophila larvae.

FIM is a novel, cost effective imaging system designed to track small moving objects such as C. elegans, planaria or Drosophila larvae. The accompanying FIMTrack program is designed to deliver fast and efficient data analysis. Together, these tools allow high-throughput analysis of behavioral traits.

FIMイメージングとFIMtrack：高スループットとコスト効果的な歩行分析を可能に二つの新しいツール

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to ...

Electroretinogram Analysis of the Visual Response in Zebrafish Larvae

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the surface of the cornea, electrical activity generated in response to light can be measured and used to assess the activity of retinal cells in vivo. This manuscript describes the use of the ERG to measure visual function in zebrafish. Zebrafish have long been utilized as a model for vertebrate development due to the ease of gene suppression by morpholino oligonucleotides and pharmacological manipulation. At 5-10 dpf, only cones are functional in the larval retina. Therefore, the zebrafish, unlike other animals, is a powerful model system for the study of cone visual function in vivo. This protocol uses standard anesthesia, micromanipulation and stereomicroscopy protocols that are common in laboratories that perform zebrafish research. The outlined methods make use of standard electrophysiology equipment and a low light camera to guide the placement of the recording microelectrode onto the larval cornea. Finally, we demonstrate how a commercially available ERG stimulator/recorder originally designed for use with mice can easily be adapted for use with zebrafish. ERG of larval zebrafish provides an excellent method of assaying cone visual function in animals that have been modified by morpholino oligonucleotide injection as well as newer genome engineering techniques such as Zinc Finger Nucleases (ZFNs), Transcription Activator-Like Effector Nucleases (TALENs), and Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9, all of which have greatly increased the efficiency and efficacy of gene targeting in zebrafish. In addition, we take advantage of the ability of pharmacological agents to penetrate zebrafish larvae to evaluate the molecular components that contribute to the photoresponse. This protocol outlines a setup that can be modified and used by researchers with various experimental goals.

We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.

ゼブラフィッシュ幼虫における視覚反応の電位図解析

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

検出技術その場で革新的な RNA 側坐齧歯動物の核内ドーパミン D1-アルファ受容体の同定

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Ablation of a Neuronal Population Using a Two-photon Laser and Its Assessment Using Calcium Imaging and Behavioral Recording in Zebrafish Larvae

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ablation of neurons is an effective method for this purpose when neurons are selectively labeled with fluorescent probes. In the present study, protocols for laser ablating a subpopulation of neurons using a two-photon microscope and testing of its functional and behavioral consequences are described. In this study, prey capture behavior in zebrafish larvae is used as a study model. The pretecto-hypothalamic circuit is known to underlie this visually-driven prey catching behavior. Zebrafish pretectum were laser-ablated, and neuronal activity in the inferior lobe of the hypothalamus (ILH; the target of the pretectal projection) was examined. Prey capture behavior after pretectal ablation was also tested.

Here, we present a protocol to ablate a genetically labeled subpopulation of neurons by a two-photon laser from Zebrafish larvae.

二光子励起レーザーとゼブラフィッシュ幼虫におけるカルシウム イメージング法と行動記録を用いた評価を用いたニューロン集団のアブレーション

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ...

The Power of Interstimulus Interval for the Assessment of Temporal Processing in Rodents

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in neurocognitive disorders. Despite the popularization of prepulse inhibition (PPI) in recent years, many current protocols promote using a percent of control measure, thereby precluding the assessment of temporal processing. The present study used cross-modal PPI and gap prepulse inhibition (gap-PPI) to demonstrate the benefits of employing a range of interstimulus intervals (ISIs) to delineate effects of sensory modality, psychostimulant exposure, and age. Assessment of sensory modality, psychostimulant exposure, and age reveals the utility of an approach varying the interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function, including increases (sharper curve inflections) or decreases (flattening of the response amplitude curve) in startle amplitude. Additionally, shifts in peak response inhibition, suggestive of a differential sensitivity to the manipulation of ISI, are often revealed. Thus, the systematic manipulation of ISI affords a critical opportunity to evaluate temporal processing, which may reveal the underlying neural mechanisms involved in neurocognitive disorders.

Temporal processing, a preattentive process, may underlie deficits in higher-level cognitive processes, including attention, commonly observed in neurocognitive disorders. Using prepulse inhibition as an exemplar paradigm, we present a protocol for manipulating interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function to provide an assessment of temporal processing.

刺激間隔の齧歯動物の一時的な処理の評価のための力

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in ...

Behavioral And Physiological Analysis In A Zebrafish Model Of Epilepsy

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research have uncovered a large spectrum of genes implicated in various forms of epilepsy, highlighting the heterogeneous nature of this disorder. Appropriate animal models are essential for investigating the pathological mechanisms triggered by genetic mutations implicated in epilepsy and for developing specialized, targeted therapies. In recent years, zebrafish has emerged as a valuable vertebrate organism for modeling epilepsies, with the use of both genetic manipulation and exposure to known epileptogenic drugs, such as pentylenetetrazole (PTZ), to identify novel anti-epileptic therapeutics. Deleterious mutations in the mTOR regulator DEPDC5 have been associated with various forms of focal epilepsies and knock-down of the zebrafish orthologue causes hyperactivity associated with spontaneous seizure-like episodes, as well as enhanced electrographic activity and characteristic turn wheel swimming. Here, we described the method involved in generating the DEPDC5 loss-of-function model and illustrate the protocol for assessing motor activity at 28 and 48 h post fertilization (hpf), as well as a method for recording field activity in the zebrafish optic tectum. An illustration of the effect of the epileptogenic drug PTZ on neuronal activity over time is also provided.

Here, we present a protocol for the development and the characterization of a zebrafish model of epilepsy resulting from the transient inhibition of the DEPDC5 gene.

てんかんのゼブラフィッシュモデルにおける行動と生理学的解析

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research ...

Ballistic Labeling of Pyramidal Neurons in Brain Slices and in Primary Cell Culture

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of pyramidal neurons and dendritic spines, a ballistic labeling technique can be utilized. In the present protocol, pyramidal neurons are labeled with DilC18(3) dye and analyzed using neuronal reconstruction software to assess neuronal morphology and dendritic spines. To investigate neuronal structure, dendritic branching analysis and Sholl analysis are performed, allowing researchers to draw inferences about dendritic branching complexity and neuronal arbor complexity, respectively. The evaluation of dendritic spines is conducted using an automatic assisted classification algorithm integral to the reconstruction software, which classifies spines into four categories (i.e., thin, mushroom, stubby, filopodia). Furthermore, an additional three parameters (i.e., length, head diameter, and volume) are also chosen to assess alterations in dendritic spine morphology. To validate the potential of wide application of the ballistic labeling technique, pyramidal neurons from in vitro cell culture were successfully labeled. Overall, the ballistic labeling method is unique and useful for visualizing neurons in different brain regions in rats, which in combination with sophisticated reconstruction software, allows researchers to elucidate the possible mechanisms underlying neurocognitive dysfunction.

We present a protocol to label and analyze pyramidal neurons, which is critical for evaluating potential morphological alterations in neurons and dendritic spines that may underlie neurochemical and behavioral abnormalities.

脳スライスと一次細胞培養における錐体ニューロンの弾道標識

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of ...

ゼブラフィッシュ幼生における自動化ハイスループット行動分析

要約

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開発マウス網膜の in vivoエレクトロポレーションで

ラットのショ糖の渇望のインキュベーションを評価するための一般的な方法

でProprioceptorsの可視化

FIMイメージングとFIMtrack：高スループットとコスト効果的な歩行分析を可能に二つの新しいツール

ゼブラフィッシュ幼虫における視覚反応の電位図解析

検出技術その場で革新的な RNA 側坐齧歯動物の核内ドーパミン D1-アルファ受容体の同定

二光子励起レーザーとゼブラフィッシュ幼虫におけるカルシウムイメージング法と行動記録を用いた評価を用いたニューロン集団のアブレーション

刺激間隔の齧歯動物の一時的な処理の評価のための力

てんかんのゼブラフィッシュモデルにおける行動と生理学的解析

脳スライスと一次細胞培養における錐体ニューロンの弾道標識

ゼブラフィッシュ幼生における自動化ハイスループット行動分析

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