著者は、このプロジェクトの初期段階での技術支援のため専門家畜産と博士マルコA. Passini用ジョンマーストンに感謝します。この作品は、CLLの国立衛生研究所（; R01HD054413 R01NS41584）からの助成金によって賄われていた。

1。脳室内注入<ol><li>最初のステップは、注入ストック溶液の調製であり、これらのソリューションは、ウイルスベクター、プラスミドDNA、薬物、そして無菌条件下で注入されるべきです。 </li><li>注射部位の可視化のためにPBSでw / vのトリパンブルー0.05％ウイルスベクター（5-7μL合計）の所望の力価を混ぜる。 </li><li>プラスミドDNA溶液（5リットルμL合計）は、D -（+） - グルコース20％（w / v）の（1μL）、トリパンブルー（0.05％）PBS（1μL）、プラスミドを（〜5〜G /〜Lが含まれています）（2〜L）、および2.5 kDaの線形PEIホモポリマー（150 mM）の（1〜L）。 </li><li> 1〜2分のための低温麻酔を介してPND 2新生児を固定化する。 </li><li>この注射用針は、長い管を通って3ミリリットル3mLのハミルトンシリンジに接続されているマイクロリットルのキャリブレーション滅菌ガラスのマイクロピペットです。 </li><li>頭蓋骨に2mmの浸透のために調整するために針の先端を（スパチュラ付）ブレイク。注入溶液の入ったマイクロ遠心チューブに斜めに針を置きます。慎重に注射器のプランジャーを引いて、針に注射のソリューションを読み込みます。 </li><li>ソリューションの取り込み後に、チューブからシリンジを切り離し、さらにプランジャーを引き上げてから、再度針を取り付けます。 </li><li>親指と人​​差し指の間に右手の針を持ち、右手の手のひらに触れるプランジャーと中指、薬指の間に注射器を置きます。 </li><li>ガイドとして使用することができる、関連する解剖学的構造を照らすために光ファイバの光で左手と場所を使って頭の後ろの皮膚がしっかりと固定されたマウスをつかみます。 </li><li>場所矢状縫合の外側約0.25 mmおよび新生児の冠状縫合（ 図1A）の吻側0.50〜0.75ミリメートルで、頭蓋骨の表面に垂直に、深く針2mmの挿入し、の手のひらを使用してプランジャーを押し右手非常にゆっくりと慎重に。破裂血管や顔の腫れのために監視する。 </li><li>逆流を防ぐために、プランジャーの動きの中止後に針15秒を削除します。 </li><li>運動と一般的な応答性が復元されるまで回復するには、温めておいた容器に5〜10分間マウスを保つ。 </li></ol> 2。時間/顔面静脈を経由して静脈注射<ol><li>注入される溶液を調製し、濾過緑色食品色素で補足1:100希釈で、無菌条件下で注入する必要があります。 </li><li> 100μLガラスハミルトンシリンジの最後にルアー小さなプラスチックを取り付けます。ルアーに、33ゲージ0.25インチ皮下注射針を取り付けます。すべての部品がしっかりと接続されていることを保証する。 </li><li>容器への空気の注入は致命的であるようにシリンジ内に空気がないことを確認し、注入する量で注射器をロードする。それは多くの場合、ピペットパラフィルムの一部わたし注入されるボリュームに便利です。これにより、シリンジへの液の取り込みを明確に可視化することができます。 </li><li>ウィー視力のトランスは、簡単に新生児における浅側頭静脈、または顔面静脈、（図2A）を可視化するために使用されます。注射の前に、サージカルテープを使用してトランスに新生児を確保する。ガーゼは、動物の皮膚を損傷からテープを防ぐために、新生児とテープの間に配置する必要があります。テープは、呼吸を妨げないようにすること、その側のトランスに動物を固定します。新生児の首をやさしく顔面静脈が簡単に表示されるようにする必要があり、鼻は頭部を安定させるためにテープで固定してください。 </li><li>簡単に可視化を可能にするために2.25Xヘッドバンドの拡大鏡を使用して、徐々に静脈に針を挿入する。針が皮膚の下に表示したままにするので、静脈は非常に表面的です。 </li><li>ゆっくり静脈内に溶液の体積を吹き込む。緑色の染料は、注入の容易な視覚化することができます。 </li><li>完全にシリンジと極めて狭い針の穴のために残りの溶液の追放のプランジャーを押す間にタイムラグがあるので針を外す前に15秒を待ちます。 </li><li>針を除去した後、出血が停止するまで注射部位に圧力を適用するためにガーゼを使用してください。 </li><li>苦痛の徴候のための新生児を監視します。適切な注入後は、明白な苦痛は認めてはならない。新生児は、それがケージに戻される前に回復するために約5分間を与えられるべきである。 </li><li>針で血液がすぐに小口径のためにそれを目詰まりするので注射の間にPBSで針/注射器ユニットをフラッシュします。 </li></ol> 3。代表的な結果： ICV注入：脳は様々な時点注射後に収穫し、成功した注入技術を実証するために視覚化することができます。染料を注射液に添加されていない場合、それはでの精度をチェックすることは困難ですjection。心室のいずれかの適切な注入は、脳の注入側にトリパンブルーの配布が可能になります約10-15分のポスト噴射（ 図1B）。右と左大脳半球および嗅球の両方でトリパンブルーの均一な分布は、約60分の注射後（ 図1C）表示されます。これは、隣接する心室に青色色素の普及を許可する脳室の接続によるものです。正確な注射はまた、約12時間注入後（ 図1D）内の吻側、中央脊柱管に青い色素の分散可視化することができる。不正確な注射は、大脳半球の青色の欠如によって区別す​​ることができます。このケースでは、針の深さは十分ではなかったとされた注射液は、おそらく皮膚の下で配布されている。別の可能性は針、それによって心室と解決策が脳室の下に空に越えて渡して、脳にあまりにも深く浸透していることです。 IV注入：正確で効率的な時間的/顔面静脈注射は、注射の直後に視覚化することができます。解決策が注入されるように、緑色の色素が入ると顔面静脈（ 図2A）を流れる液の可視化が可能になります。さらに、マウスの改変された肌の色は、注射後に観察されます。新生児の正常なピンクの色は、注射液（ 図2B）における緑色食品色素の存在のために緑、に変換されます。新生児において観察された緑色の色の変化の程度は、使用する色素の濃度に依存している。注射のと練習期間中の単純な可視化のため、50倍希釈を推奨します。しかし、劇的に変化した肌のトーンは多くの場合、母親によって拒否される、したがって、染料または大幅に減少濃度の除去は、実験手順中に考慮すべき子犬をもたらす。不正確な注射は、注射の部位の皮膚の下に緑色の色素の蓄積になります。針の開口部が完全に静脈内に挿入されていない場合に発生する不完全な注射は、、いくつかのソリューションは、静脈を流れるときに見られると、一部は皮膚の下に蓄積されています。これが認められる場合は、針が血管にさらに挿入される必要があります。 <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="図1"/> 図 PDN2マウスで成功したICV注射1。デモンストレーション。）心室にICV注射で利用される注射部位の模式図。ICVからの脳が左心室にPBSでトリパンブルーの仔注入B）、写真は15分にポスト噴射を撮影。C ICVから）脳は、左心室にPBSでトリパンブルーで子犬を注入、撮影した写真は、60分の注射後。D）吻側、中央脊柱管がICVに示されているが、左心室にPBSでトリパンブルーで子犬を注入、12時間注入後に撮影した写真。 <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="図2"/> 子犬が非注入同腹と比較してPBSで緑の色素でIVを注入図 IV注射のために利用さ顔面静脈の2。PDN2マウスで成功したIV注射のデモンストレーション。）回路図は。B）、写真はすぐにポスト噴射を取ら。

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	<li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors.">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li><li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over+the+barrier+and+through+the+blood:+to+CNS+delivery+we+go.">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li><li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

病気のマウスモデルを用いた研究は多くの場合、新生児に薬物または他の物質の投与を必要とします。このビデオでは、我々はステップバイCNSを標的とするために使用できる注射戦略の2つのタイプに関連するステップの手順を示す：脳室内（ICV）注射を利用したCNSに）直接注入を1;時間/をターゲット）、または2のIV注入顔面静脈。これらの注射のタイミングは非常に重要です。 ICV注射はフ?...

<table border="1"><tbody><tr><th>試薬の名前</th><th>会社</th><th>カタログ番号</th><th>コメント（省略可能） </th></tr><tr><td>緑の食用色素</td><td>マコーミック</td><td> N / A </td><td>フィルタ処理する必要があります</td></tr><tr><td>ハミルトンガラスシリンジ（100μL） </td><td>シグマAldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> LuerMxFスレッドスタイルホワイトナイロン</td><td>小さなパーツ、（株） </td><td> VPLF - LC78 - 1 - 25 </td><td></td></tr><tr><td>ファインゲージの注射針</td><td>ポッパー</td><td> 7111 </td><td>サイズ：33（SWG）× ¼&quot;（6.35 MM） </td></tr><tr><td>ウィー視力のトランス</td><td>レスピロニクス</td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25Xヘッドバンド拡大鏡</td><td> MagEyes </td><td>モデル第5号</td><td>個々の好みに合わせて倍率を選択します。 </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

血液脳関門は、脳をシールドで果たす保護的な役割にもかかわらず、それはどの神経変性疾患の1,2のために設計された潜在的な治療の失敗の最も頻繁にその結果中枢神経系（CNS）へのアクセスを制限します。このような脊髄性筋萎縮症（SMA）などの神経変性疾患は、下位運動ニューロンが影響される、CNSへの治療薬を導入するメリットは非常に大きくなります。このビデオの目的は、生後間もなく新生児マウスに治療材料を提供するために二つの異なる注入のパラダイムを示すことです。これらのいずれかの方法では、脳脊髄液3,4を介して中枢神経系への物質の配信で、その結果脳側脳室（脳室内）に直接注入される。第二の方法は、中枢神経系5を含む全身送達につながる、循環系にさまざまな治療法を導入することができる時間的な静脈注射（点滴）です。適切なウイルスベクターとウイルス血清型が利用される場合、CNSの広範な伝達が達成可能です。注射のための一時的な静脈の可視化と利用率は生後6日目まで可能です。納入材はCNSに到達することを意図されている場合、血液脳関門が原因で、その未熟な状況に、より透過性のある間しかし、これらの注射は、好ましくは、事前の生後2日目に、場所を取る必要があります。完全に開発された血液脳関門は、大幅に静脈内送達の有効性を制限する。手術の適性が達成されれば、両方の配信システムは、シンプルで効果的です。彼らはあらゆる広範な外科的装置を必要とせず、一人で行うことができます。しかし、これらの技術は課題がないわけではない。生後2日目子犬とそれに続く小さな対象地域の小さなサイズは、注射を行うことが困難と複製に最初に挑戦することができます。

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Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

新生児マウスの中枢神経系への治療薬を導入する脳（脳室）と（静脈内）2）全身に1）：この記事では、注入の2つの非常に異なる方法を示しています。

マウスの脳室内（ICV）と静脈（IV）注入による治療薬のデリバリー

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

delivery-therapeutic-agents-through-intracerebroventricular-icv

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

59.3K ビュー.  University of Missouri. 新生児マウスの中枢神経系への治療薬を導入する脳（脳室）と（静脈内）2）全身に1）：この記事では、注入の2つの非常に異なる方法を示しています。

ビデオ: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

アウェイクマウスに対する中枢神経系治療薬の経鼻投与

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

医学

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

神経科学

<meta charset="utf8"></head><body>マウスモデルでの注射後の総頸動脈修復

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト:腫瘍溶解性ウイルスとマイクロRNAの動脈内送達戦略による膠芽腫治療の進歩

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

新しい注射部位修復技術によるマウスモデルにおける反復頸動脈内注射の促進

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

がん研究

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

新生児の脳へのウイルス粒子と蛍光マイクロビーズの脳室内および血管内注入

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

CNSへの標的化物質送達のためのマウス顕微注入法<i&gt;経由で</i&gt;内頸動脈

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

新生児マウスにおける静脈注射

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

生物学

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous system (CNS) to ameliorate diseases or infections. Drugs are administered directly into the CNS in animals and humans to circumvent the BBB. The present protocol describes a unique way of treating brain infections through intraventricular delivery of antibiotics, i.e., polymyxins, the last-line antibiotics to treat multi-drug resistant Gram-negative bacteria. A straightforward stereotaxic surgery protocol was developed to implant a guide cannula reaching into the lateral ventricle in rats. After a recovery period of 24 h, rats can be injected consciously and repeatedly through a cannula that is fitted to the guide. Injections can be delivered manually as a bolus or infusion using a microinjection pump to obtain a slow and controlled flow rate. The intraventricular injection was successfully confirmed with Evans Blue dye. Cerebrospinal fluid (CSF) can be drained, and the brain and other organs can be collected. This approach is highly amenable for studies involving drug delivery to the CNS and subsequent assessment of pharmacokinetic and pharmacodynamic activity.

Delivery of therapeutics directly into the central nervous system is one way of circumventing the blood-brain barrier. The present protocol demonstrates intracerebroventricular injection for subsequent collection of cerebrospinal fluid and bodily organs. This facilitates the investigation of drug pharmacokinetics and pharmacodynamics in animal models for developing new treatments.

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous ...

フリーハンドアプローチを用いたマウスにおける脳室内注射の実施

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

著者スポットライト:生殖神経制御における洞察、イノベーション、および将来の道筋 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

マウスにおけるフリーハンド脳室内注射

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

マウスの脳室内（ICV）と静脈（IV）注入による治療薬のデリバリー

要約

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アウェイクマウスに対する中枢神経系治療薬の経鼻投与

齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

新しい注射部位修復技術によるマウスモデルにおける反復頸動脈内注射の促進

新しい注射部位修復技術によるマウスモデルにおける反復頸動脈内注射の促進

新しい注射部位修復技術によるマウスモデルにおける反復頸動脈内注射の促進

新生児の脳へのウイルス粒子と蛍光マイクロビーズの脳室内および血管内注入

CNSへの標的化物質送達のためのマウス顕微注入法

新生児マウスにおける静脈注射

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

マウスにおけるフリーハンド脳室内注射