Yazarlar, bu projenin erken aşamalarında teknik yardım için uzman hayvancılık ve Dr. Marco A. Passini John Marston teşekkür etmek istiyorum. Bu çalışma, KLL için Ulusal Sağlık Enstitüleri (R01HD054413 R01NS41584) hibesi ile finanse edildi.

1. Intraserebroventriküler enjeksiyon <ol><li> İlk adım enjeksiyon stok çözümler hazırlanması; bu çözümler viral vektör, plazmid DNA, uyuşturucu ve steril koşullar altında enjekte edilmelidir. </li><li> Istenen bir viral vektör (5-7 mcL toplam) titresi 0.05% w / v tripan mavi enjeksiyon görünüm için PBS ile karıştırın. </li><li> Plazmid DNA solüsyonu (5 l mcL toplam) D-(+)-glikoz oranı% 20 (w / v) (1 mcL), tripan mavisi (% 0.05), PBS (1 mcL), plazmid (~ 5 ~ g / ~ L içerir. ) (2 ~ L) ve 2.5 kDa doğrusal PEI homopolimer (150 mM) (1 ~ L). </li><li> PND 2 yenidoğanlarda cryo anestezi ile 1-2 dakika boyunca hareketsiz. </li><li> Bu enjeksiyon için kullanılan iğne, uzun bir tüp aracılığıyla 3ml 3 mL Hamilton şırınga takılı bir mikro-litre kalibre steril cam mikropipet. </li><li> Kafatasının içine 2 mm penetrasyon için ayarlamak için (spatula ile) iğne ucu kırın. Enjeksiyon çözeltisi içeren mikrosantrifüj tüp çapraz iğne yerleştirin. Şırınganın pistonu dikkatlice çekerek iğne içine enjeksiyon çözüm yükleyin. </li><li> Çözüm alındıktan sonra, tüpten şırınga ilişkisini; piston daha yukarı çekin ve sonra tekrar iğne eklemek. </li><li> Sağ el başparmak ve işaret parmakları arasında Hold iğne ve şırınga pistonu dokunmadan sağ elin avuç içi ile orta ve yüzük parmakları arasında yerleştirin. </li><li> Immobilize fare ilgili anatomik yapıların bir kılavuz olarak kullanılabilir aydınlatmak için sol eliyle yer ve bir fiber-optik ışık kullanarak deri başın arkasında sıkıca kavrayın. </li><li> Bir konuma yaklaşık 0,25 mm lateral sagital sütür ve yenidoğan koroner dikiş (Şekil 1A) 0,50-0,75 mm rostral, kafatası yüzeye dik, derin iğne 2 mm yerleştirin. Sonra avuç kullanarak piston itme sağ eli çok yavaş ve dikkatli bir şekilde. Rüptüre damarlar ya da yüzde şişme izleyin. </li><li> Geri akışı önlemek için piston hareketi kesildikten sonra iğne 15 saniye kaldırın. </li><li> Kurtarma hareketi ve genel tepki restore kadar ısıtılmış bir kapta 5-10 dakika süreyle fareler tutmak için. </li></ol> 2. Intravenöz enjeksiyon yoluyla temporal / facialis&#39;ten <ol><li> Enjekte edilebilir bir çözüm hazırlanmış ve süzülmüş yeşil gıda boyası ile desteklenmiş 1:100 dilüsyon ve steril koşullar altında enjekte edilmelidir. </li><li> 100 mcL cam Hamilton şırınga sonuna kadar döner küçük bir plastik takın. Döner, 33 gauge 0,25 inç derialtı iğne takın. Bütün parçaları sıkıca bağlı olduğundan emin sigortalayın. </li><li> Sağlanması, hava, damar içine hava enjeksiyon şeklinde şırınga olduğunu şırınga enjekte edilecek hacim yükleyin ölümcül. Genellikle pipetlemeyin parafilm bir parça şöyle enjekte edilecek hacim yardımcı olur. Bu açık bir görünüm için şırıngaya çözüm alımını sağlar. </li><li> Wee Sight transilluminator&#39;de kolayca yenidoğanda temporal ven veya yüz damar, (Şekil 2A) görselleştirmek için kullanılır. Enjeksiyondan önce, cerrahi bant kullanarak transilluminator&#39;de yenidoğan güvenli. Tül hayvan derisine zarar bandı önlemek için yenidoğan ve teyp arasında yer almalıdır. Bant solunum engellemez sağlanması, hayvan yan transilluminator&#39;de sabitleyin. Yenidoğan boyun hafifçe facialis&#39;ten kolayca görünür olduğunu açık olmalı ve burun baş stabilize etmek için bantlanmış olmalıdır. </li><li> Kolay görünüm için izin 2.25X bir kafa bandı büyüteç kullanarak, yavaş yavaş damar içine iğne takın. Iğne deri altında görünür kalmalıdır, böylece damar çok yüzeysel. </li><li> Çözelti hacmi, damar içine yavaşça demleyiniz. Yeşil boya enjeksiyon kolay görüntülenmesini sağlar. </li><li> Iğne, şırınga ve son derece dar bir iğne deliği nedeniyle kalan çözüm sürülmesi tamamen Medyumu arasında bir gecikme var gibi çıkarmadan önce 15 saniye bekleyin. </li><li> Iğneyi çıkardıktan sonra, enjeksiyon yerinde kanama geçene kadar baskı uygulamak için gazlı bez kullanın. </li><li> Sıkıntı belirtileri yenidoğan izleyin. Uygun bir enjeksiyondan sonra, hiçbir belirgin sıkıntı dikkat edilmelidir. Yenidoğan kafesine döndü önce kurtarmak için yaklaşık 5 dakika verilmelidir. </li><li> Iğne kan hızlı bir şekilde küçük bir delik nedeniyle bu yapışmasına neden olarak, PBS ile enjeksiyonlar arasında iğne / şırınga birimi yıkayın. </li></ol> 3. Temsilcisi sonuçları: ICV enjeksiyon: beynin farklı zaman noktalarında enjeksiyon sonrası hasat edilen ve başarılı bir enjeksiyon tekniği göstermek için görüntülenebilmekte. Boya enjeksiyon çözüm değilse, o, doğruluğunu kontrol etmek için zor olacakEnjeksiyon. Ventriküller biri doğru enjeksiyon beyin enjekte edilen tarafta tripan mavi dağılımını sağlayacaktır yaklaşık 10-15 dakika sonrası enjeksiyon (Şekil 1B). Sağ ve sol serebral hemisferlerin ve koku ampuller tripan mavi tekdüze dağılım yaklaşık 60 dakika enjeksiyon (Şekil 1C) görülebilir. Bu mavi boya komşu ventrikül yayılmasına izin verecek serebral ventriküllerin bağlantısı nedeniyle. Doğru enjeksiyonları da yaklaşık 12 saat sonrası enjeksiyon (Şekil 1D) içinde rostral santral spinal kanal mavi boya dağılma tarafından görüntülenmiştir olabilir. Yanlış enjeksiyonları hemisferlerin eksikliği mavi renk ile ayırt edilebilir. Bu durumda, iğne derinliği yeterli değildi ve enjeksiyon çözüm muhtemelen deri altında dağıttı. Alternatif bir olasılık iğne böylece ventrikül ve çözüm serebral ventriküllerin altında boşaltılır ötesine geçen, beynin çok derin nüfuz ettiğini. IV enjeksiyon: Doğru ve verimli temporal / facialis&#39;ten enjeksiyon enjeksiyonu takiben hemen görüntülendi olabilir. Çözüm enjekte edilir, yeşil boya görselleştirme giren ve yüz ven (Şekil 2A) akan bir çözüm sağlar. Ayrıca, fare değişmiş ten rengi aşağıdaki enjeksiyon görülecektir. Yenidoğan normal pembe renk enjeksiyon çözüm yeşil gıda boyası (Şekil 2B) varlığı nedeniyle, yeşil dönüştürülür. Yenidoğan döneminde gözlenen yeşil renk değişimi ölçüde kullanılan boya konsantrasyonu bağlıdır. Enjeksiyon ve basit bir uygulama döneminde görselleştirme, 1:50 seyreltme tavsiye edilir. Bununla birlikte, dramatik bir şekilde değişmiş cilt tonu genellikle yavru annesi tarafından reddedilen ve bu nedenle deneysel işlemleri sırasında, boya veya önemli ölçüde azaltılmış bir konsantrasyon kaldırılması düşünülmelidir. Bir yanlış enjeksiyon, enjeksiyon yerinde deri altında yeşil boya birikimine neden olur. Iğne açılış tam damar içinde takılı değilken oluşur Eksik enjeksiyon, bazı çözüm damar akar ve bazı cilt altında birikir. Bu görülürse damar içine iğne daha takılı olmalıdır. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Şekil 1"/> Şekil 1 PDN2 farelerde başarılı ICV enjeksiyonları gösterilmesi A) ventriküller içine ICV enjeksiyonları kullanılan enjeksiyon siteleri şematik B) PBS tripan mavisi ile sol ventrikül Pup enjekte ICV Beyin, fotoğraf 15 dakika enjeksiyon alınan C ICV gelen) Beyin PBS içinde tripan mavisi ile sol ventrikül Pup enjekte, alınan fotoğraf 60 dakika enjeksiyon. D) Rostral merkezi spinal kanal ICV gösterilir sol ventrikül PBS tripan mavisi ile yavru enjekte, 12 saat sonrası enjeksiyon alınan fotoğraf. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Şekil 2"/> Şekil 2 PDN2 farelerde başarılı IV enjeksiyonlar gösterilmesi A) IV enjeksiyon için kullanılan facialis&#39;ten şematik B) PBS içinde yeşil boya ile Pup enjekte IV un enjekte littermate göre, Foto hemen sonrası enjeksiyon alınır.

<ol>
	<li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors.">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li><li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over+the+barrier+and+through+the+blood:+to+CNS+delivery+we+go.">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li><li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+progenitor+cell+engraftment+corrects+lysosomal+storage+throughout+the+MPS+VII+mouse+brain.">Neural progenitor cell engraftment corrects lysosomal storage throughout the MPS VII mouse brain.</a> Nature. 374, 367-370 (1995).</li><li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector.">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J. Virol. 24, 12382-12392 (2001).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 46, 50-54 (2007).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Lab. Anim. Sci. 49, 328-330 (1999).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat. Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nat. Biotechnol. 27, 59-65 (2009).</li><li>Passini, M. A., Watson, D. J., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+mouse+brain+with+adeno-associated+virus.">Gene delivery to the mouse brain with adeno-associated virus.</a> Methods Mol. Biol. 246, 225-236 (2004).</li><li>Coady, T. H., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trans-splicing-mediated+improvement+in+a+severe+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Trans-splicing-mediated improvement in a severe mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 30, 126-130 (2010).</li><li>Baughan, T. D., Dickson, A., Osman, E. Y., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Araştırma hastalık fare modelleri kullanarak sık sık yenidoğanlarda ilaçlar ya da diğer maddelerin uygulanmasını gerektirir. Bu video gösteren adım adım MSS hedef için kullanılabilir iki tür enjeksiyon stratejileri içeren prosedürler: direkt enjeksiyon, intraserebroventriküler (ICV) enjeksiyonu kullanan MSS 1) veya temporal / hedef 2) IV enjeksiyon facialis&#39;ten. Bu enjeksiyonların zamanlaması büyük önem taşıyor. ICV enjeksiyonları freehand olduğundan, kafatası nispeten uysal olmalıdır....

<table border="1"><tbody><tr><th> Reaktifin Adı </th><th> Şirket </th><th> Katalog numarası </th><th> Yorumlar (isteğe bağlı) </th></tr><tr><td> Yeşil Gıda Boyası </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Filtre edilmesi gerekir </td></tr><tr><td> Hamilton Cam Şırınga (100 mcL) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> LuerMxF Konu Stil Beyaz Naylon </td><td> Küçük Parçalar, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Güzel göstergesi Hipodermik İğneler </td><td> Çıtçıt </td><td> 7111 </td><td> Boyut: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 MM) </td></tr><tr><td> Wee Sight transilluminator&#39;de </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X Headband Büyütücü </td><td> MagEyes </td><td> Model No: 5 </td><td> Bireysel tercihlerinize uygun büyütme </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

Kan-beyin bariyeri beyni koruyucu oynadığı koruyucu bir role rağmen, santral sinir sistemi (MSS) erişimi sınırlar, nörodejeneratif hastalıklar için tasarlanmış 1,2 potansiyel terapötikler çoğu kez sonuç başarısızlık . Spinal Müsküler Atrofi (SMA) gibi nörodejeneratif hastalıklar, alt motor nöronlar etkilendiği, merkezi sinir sistemi içine terapötik ajanlar tanıtan büyük fayda edebilir. Bu videonun amacı, yenidoğan farelerin doğumdan kısa süre sonra tedavi malzemeleri teslim etmek için iki farklı enjeksiyon paradigmalar göstermektir. Bu yöntemlerden biri, beyin omurilik sıvısı 3,4 yoluyla CNS içine malzeme teslim sonuçlar serebral lateral ventriküller (intraserebroventriküler) içine doğrudan enjekte İkinci yöntem, merkezi sinir sistemi de dahil olmak üzere 5 sistemik teslim giden, dolaşım sistemi içine farklı terapötikler tanıtmak temporal ven enjeksiyonu (intravenöz) . Uygun bir viral vektör ve viral serotip kullanılmaktadır MSS yaygın transdüksiyon ulaşılabilir. Görselleştirme ve enjeksiyon için temporal ven kullanımı, doğum sonrası gün 6 uygulanabilir. Ancak, teslim edilen malzeme, MSS ulaşmak için amaçlanan ise kan-beyin bariyeri nedeniyle olgunlaşmamış durumu daha geçirgen ise, bu enjeksiyonları, tercihen önce doğum sonrası gün 2 yer almalıdır. Tam gelişmiş kan-beyin bariyeri intravenöz teslim etkinliğini büyük ölçüde sınırlar. Her iki dağıtım sistemleri, cerrahi yetenek sağlandıktan sonra, basit ve etkili. Herhangi bir geniş cerrahi cihazlar gerek yoktur ve tek bir kişi tarafından yapılabilir. Ancak, bu teknikler zorlukları olmadan değildir. Postnatal 2. günde yavrular ve küçük bir sonraki hedef alanları küçük boyutlu enjeksiyonları gerçekleştirmek için çoğaltmak için başlangıçta zor ve zorlu yapabilirsiniz.

Watch this Scientific Journal Video about Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice at JoVE.com

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Merkezi sinir sistemi içine yenidoğan farelerin beyin (intraserebroventriküler) ve (intravenöz) 2) sistemik tedavi ajanları tanıtmak içine 1): Bu makale, enjeksiyon iki çok farklı yöntemler göstermektedir.

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

delivery-therapeutic-agents-through-intracerebroventricular-icv

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

60.1K Görüntüleme.  University of Missouri. Merkezi sinir sistemi içine yenidoğan farelerin beyin (intraserebroventriküler) ve (intravenöz) 2) sistemik tedavi ajanları tanıtmak içine 1): Bu makale, enjeksiyon iki çok farklı yöntemler göstermektedir.

Video: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

Uyanık Fare CNS Therapeutics İntranazal İdaresi

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Tıp

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Kemirgen Merkezi Sinir Sistemi İlaçların doğrudan Intraventriküler teslim

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Nörobilim

<meta charset="utf8"></head><body>Bir fare modelinde enjeksiyon sonrası ortak karotis arter onarımı

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Onkolitik Virüsler ve MikroRNA'lar için İntraarteriyel Dağıtım Stratejileri Yoluyla Glioblastoma Tedavisini İlerletmek

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Kanser Araştırmaları

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

CNS içine Hedeflenen Madde Teslimat için Fare Mikrocerrahi İnfüzyon Tekniği<i&gt; yoluyla</i&gt; İç Karotis Arter

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Biyoloji

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous system (CNS) to ameliorate diseases or infections. Drugs are administered directly into the CNS in animals and humans to circumvent the BBB. The present protocol describes a unique way of treating brain infections through intraventricular delivery of antibiotics, i.e., polymyxins, the last-line antibiotics to treat multi-drug resistant Gram-negative bacteria. A straightforward stereotaxic surgery protocol was developed to implant a guide cannula reaching into the lateral ventricle in rats. After a recovery period of 24 h, rats can be injected consciously and repeatedly through a cannula that is fitted to the guide. Injections can be delivered manually as a bolus or infusion using a microinjection pump to obtain a slow and controlled flow rate. The intraventricular injection was successfully confirmed with Evans Blue dye. Cerebrospinal fluid (CSF) can be drained, and the brain and other organs can be collected. This approach is highly amenable for studies involving drug delivery to the CNS and subsequent assessment of pharmacokinetic and pharmacodynamic activity.

<meta charset="utf8"></head><body>Farmakokinetik ve Farmakodinamik Çalışması için İntraventriküler İlaç Salımı ve Numune Alımı

Delivery of therapeutics directly into the central nervous system is one way of circumventing the blood-brain barrier. The present protocol demonstrates intracerebroventricular injection for subsequent collection of cerebrospinal fluid and bodily organs. This facilitates the investigation of drug pharmacokinetics and pharmacodynamics in animal models for developing new treatments.

Farmakokinetik ve Farmakodinamik Çalışması için İntraventriküler İlaç Salımı ve Numune Alımı

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous ...

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Uyanık Fare CNS Therapeutics İntranazal İdaresi

Kemirgen Merkezi Sinir Sistemi İlaçların doğrudan Intraventriküler teslim

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

CNS içine Hedeflenen Madde Teslimat için Fare Mikrocerrahi İnfüzyon Tekniği

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Farmakokinetik ve Farmakodinamik Çalışması için İntraventriküler İlaç Salımı ve Numune Alımı

Farmakokinetik ve Farmakodinamik Çalışması için İntraventriküler İlaç Salımı ve Numune Alımı