The authors would like to acknowledge the support of NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), the Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703), and the Clinical and Translation Science Collaborative of Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

Tutti gli studi sugli animali sono stati eseguiti secondo protocolli approvati istituzionali per la cura e l&#39;uso degli animali (IACUC) presso la Case Western Reserve University. La durata della procedura chirurgica descritta di seguito è di circa 45-60 min. La procedura MRI stessa è di circa 15 minuti per ogni punto temporale. 1. Anestesia <ol><li> Anestetizzare il ratto nella camera isoflurana impostata al 2% di isoflurano mescolata all&#39;ossigeno per facilitare la manipolazione e la ritenzione degli animali prima di somministrare anestesia iniettabile intraperitoneale. </li><li> Dopo 3-5 minuti di esposizione all&#39;isoflurano, verificare che l&#39;animale sia anestetizzato e non presenta alcuna risposta al pizzico del piede. </li><li> Ulteriore ratto sedativo con iniezione intraperitoneale di miscela di xilazina e ketamina: 75 mg / kg di ketamina / 10 mg / kg di xilazina. Durante l&#39;esecuzione di iniezioni intraperitoneali, tirare indietro l&#39;ago per assicurare che parti dell&#39;intestino o altri organi vitali non siano stati forati. </li><li> ioSomministrare 2 mg / kg di bupivacaina sottocutanea al sito di incisione per fornire sollievo al dolore topico. </li></ol> 2. Preparazione dell&#39;area chirurgica <ol><li> Sterilizzare gli strumenti chirurgici e le forniture prima di essere utilizzati per l&#39;intervento chirurgico e posare sul panno chirurgico per la sterilità. La maggior parte degli strumenti e delle forniture possono essere autoclavate e riutilizzate. </li><li> Utilizzare guanti sterili per tutte le procedure chirurgiche. </li><li> Utilizzare un rasoio elettrico per rasare la pelliccia dal lato destro dell&#39;animale. Rasare l&#39;animale dalla parte inferiore della gabbia alla cima della gamba posteriore fornendo una grande zona senza capelli per l&#39;incisione. </li><li> Posizionare l&#39;animale su un rilievo chirurgico sterile per isolare l&#39;area disinfettata dalle aree circostanti. </li><li> Scrub la pelle con un disinfettante come povidone iodio o betadina. Avviare lo scrubbaggio al centro del sito chirurgico e spostarsi all&#39;esterno in modo circolare. Ripetere almeno tre volte con una nuova strofinata di povidone iodio o betadina. </li&gt; <li> Scrub il sito chirurgico con tamponi alcolici al 70% fino a quando la pelle non è chiara, in quanto iodio può essere tossico se assorbito. </li></ol> 3. Procedura chirurgica <ol><li> Mantenere questa procedura in condizioni asettiche. </li><li> Posizionare l&#39;animale anestetizzato su un letto caldo riscaldante in posizione di decubito laterale sinistra con il lato destro rivolto verso l&#39;alto. NOTA: Si deve prestare attenzione a mantenere la temperatura corporea del corpo animale a 35-37 ° C per prevenire l&#39;ipotermia. Questo letto di riscaldamento deve anche essere sterilizzato come necessario per mantenere le condizioni asettiche. </li><li> Sentitevi per la gabbia toracica e fate una piccola incisione retroperitoneale dorsale di 2-3 cm, usando una lama sterile di 10 scalpelli che inizia dalla parte inferiore della gabbia. </li><li> Mettere la garza sterile longitudinalmente lungo entrambi i lati dell&#39;incisione. </li><li> Eliminare il tessuto sottocutaneo, il grasso e i muscoli per visualizzare e accedere alla cavità addominale. Utilizzare le forbici Mayo a lame curve per consentire una penetrazione più profondaRazione in ferita e tagliare i tessuti spessi. </li><li> Una volta che il fegato è chiaramente visibile e accessibile, utilizzare pinze sbilanciate per ritirare il fegato verso l&#39;alto. </li><li> Utilizzando un&#39;altra coppia di pinze sbarrate dall&#39;altra mano, esporre il rene destro in modo che si trovi appena fuori dalla cavità addominale. </li><li> Usa il dito del puntatore e il pollice della mano sinistra per tenere il rene in posizione. Con la mano destra, lentamente e in modo costante iniettare 0,1 ml di soluzione Uci89 E. coli (concentrazione tra 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) da una siringa sterile nel bacino renale (che appare come una bolla bianca) 15 . NOTA: Preparare il titolo batterico come descritto nel riferimento 15 . </li><li> Mettere una striscia di hemostat assorbibile sopra l&#39;ago per impedire l&#39;uscita di inoculo nel peritoneo. Tirare lentamente l&#39;ago dalla vaschetta renale. NOTA: Si dovrebbe prestare attenzione a non perforare o infettare i tessuti circostanti causando infezioni fuori bersaglioOns e / o complicazioni. </li><li> Usare una siringa più grande per risciacquare accuratamente il rene con una normale soluzione salina prima di riportarla nella cavità addominale. </li></ol> 4. Suture Nota: La sutura che sarà sepolta nei tessuti deve essere 4-0 non sagomatura intrecciata assorbibile. Possono essere utilizzate delle suture assorbibili o di monofilamento per le superfici del corpo. <ol><li> Posizionare le suture in modo uniforme e più vicino al bordo del tessuto possibile per prevenire l&#39;ostruzione del flusso sanguigno; In genere non è più di 0,3 cm dal bordo è necessario. </li><li> Afferrare la pelle e aggiungerla leggermente usando una coppia di pinze a dentatura fine e ruotare il portautensile in una posizione pronata in preparazione per il piercing della pelle. </li><li> Guidare l&#39;ago attraverso lo spessore completo della pelle, sovrastando il polso per ruotare l&#39;ago e passarlo attraverso la pelle. </li><li> Ripetere questo processo per il bordo della pelle più vicino all&#39;operatore che esegue la procedura. </li><li> serrareLe suture abbastanza per opporsi ai bordi del tessuto. Qualsiasi più stretta ostacola l&#39;approvvigionamento di sangue, la lenta guarigione delle ferite e può provocare la dehiscenza. </li><li> Togliere la sutura usando nodi quadrati, come se fosse un semplice punto interrotto, tranne che solo il filo corto è tagliato, lasciando circa una coda di 3-4 mm. </li><li> Dopo che il primo punto è stato legato, preparatevi a posizionare un secondo punto di circa 3 mm dalla prima e continuare la sutura in esecuzione. </li><li> Una volta raggiunta la fine dell&#39;incisione, non tirare completamente l&#39;ultimo punto. Invece, utilizzare il loop che viene tenuto con il porta-ago come filo corto per tirare l&#39;estremità distale della chiusura a sutura. </li><li> Usando i legami dello strumento, legare la sutura usando i nodi quadrati. Ciò provoca 3 fili che si adattano dal nodo finale all&#39;estremità distale. </li></ol> 5. Recupero degli animali <ol><li> Iniettare 2,1 mg / kg di Yohimbine intra-peritoneale dopo l&#39;intervento chirurgico per invertire l&#39;anestesia. UNSi prevede che i nomi si riprenderanno completamente dalla procedura chirurgica dopo 3-5 ore. </li><li> Mantenere l&#39;animale su un tappetino di riscaldamento (per evitare l&#39;ipotermia) e biancheria morbida assorbente dopo l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Fornire la reidratazione con i fluidi orali o parenterali finché non può tornare alla normale alimentazione (entro 24 ore). Iniettare circa 0,6 ml di soluzione salina normale peritonealmente immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico per limitare gli effetti di disidratazione. </li><li> Fornire analgesia come descritto nel protocollo Animal Care and Use, approvato dalla IACUC. Iniettare 5 mg / kg di carprofen sottocutanea per la gestione del dolore. </li><li> Monitor incisioni regolarmente per gonfiore, esudazione, dolore o dehiscenza. </li></ol> 6. Convalida tramite la risonanza magnetica <ol><li> Eseguire esperimenti MRI in vivo su scanner MRI di piccole dimensioni in campo. </li><li> Indurre l&#39;anestesia con il 3% di isoflurano nell&#39;ossigeno e posizionare l&#39;animale con il rene destro nell&#39;isocentro nello scanner MRI e appropriatoBere una radiofrequenza. Fornire animali con un&#39;anestesia isoflurana 1-2% in modo continuo per tutta la procedura di imaging tramite un nosecone. NOTA: Per le immagini MRI in vivo mostrate in Figura 1 è stata utilizzata una bobina di volume di dimensioni corporee (diametro interno = 72 mm). </li><li> Utilizzare un sistema di controllo e controllo degli animali per mantenere il tasso di respirazione di ciascun animale (40-60 respiri / min) e la temperatura corporea (35 ± 1 ° C). </li><li> Utilizzare un&#39;acquisizione MRI multi-fice multi-echo spin echo per ottenere immagini ad alta risoluzione, T2, ponderate assiali sia dei reni infetti che del controllo. I parametri di acquisizione MRI tipici sono il tempo di ripetizione = 5.000 msec, echo time = 40 msec, spessore della fetta = 2.0 mm, risoluzione spaziale in piano = 200 μm, 3 media di segnale e un tempo di acquisizione di 8 min. </li></ol>

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The authors have no other disclosures.

La pielonefrite acuta ascendente nei roditori (ad es. Topi e ratti) può essere prodotta mediante cateterizzazione transuretrale. 16 , 17 , 18 Questo metodo di infezione transuretrale è vantaggioso in quanto non invasivo e imita la fisiopatologia umana dell&#39;infezione ascendente. 17 , 18 , 19 , <sup class="xref"...

I modelli di roditori sono stati usati per studiare numerose manifestazioni di malattia umana, tra cui le pielonefriti e le infezioni delle vie urinarie (UTI). Le UTI sono un problema di salute globale e possono influenzare i bambini, gli uomini e le donne di tutte le età. 1 , 2 , 3 La manifestazione iniziale di UTI comprende la cistite, e se l&#39;infezione sale lungo l&#39;uretere, può verificarsi un&#39;infezione renale (pyelonephritis). Allo stesso tempo, la prevalenza del diabete sta avvicinando 400 milioni di persone in tutto il mondo. 4 , 5 È importante notare che l&#39;incidenza di UTI può essere fino a 4 volte superiore nei pazienti obesi o in diabete mellito di tipo 2, con conseguente aumento del rischio di infezione urinaria ricorrente (rUTI), sepsi, fibrosi renale da pielonefritica e disfunzione della vescica. 6 , 7 , 8 RoditoreI modelli sono importanti nello studio degli UTI, in quanto le terapie antibiotiche attuali producono una risposta preventiva e sostenibile solo in un sottoinsieme di pazienti UTI. Per migliorare la cura clinica dell&#39;UTI, i passaggi chiave sono quello di comprendere il meccanismo del rUTI e dei suoi processi patofisiologici da infezioni acute all&#39;infiammazione alla fibrosi, così come l&#39;impatto del diabete mellito di tipo 2. L&#39;obiettivo di migliorare i modelli animali è quello di sviluppare tecniche che consentano una valutazione più accurata della progressione della malattia e degli interventi terapeutici. Sono stati impiegati diversi approcci diversi per indurre la pielonefrite nei ratti e / o nei topi per studiare la fisiopatologia dei danni renali, l&#39;effetto del trattamento antibiotico e altri aspetti del corso naturale delle UTI. Un approccio comune per stabilire l&#39;UTI retrogrado è la cateterizzazione transuretrale. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; Questo metodo introduce batteri attraverso l&#39;uretra nella vescica urinaria degli animali anestetizzati. Mentre questa tecnica simula attentamente la pielonefrite umana, l&#39;incidenza effettiva e la grandezza dell&#39;infezione da pielonefrite possono essere molto variabili a causa di più fattori, tra cui una mancanza di reflusso uretrico spontaneo o di annullamento urinario durante o subito dopo inoculazione. 11 Di conseguenza, la variabilità sperimentale nell&#39;indurre un&#39;infezione pielonefrite ascendente può limitare l&#39;utilità di questo modello per studiare le infezioni renali, nonché le strategie terapeutiche. Questo rapporto descrive un modello di ratto chirurgico pielonefrite in cui E. coli viene iniettato direttamente nel rene del ratto. Nonostante questo modello di ratto sia invasivo, la quantità di E. coli consegnata al rene può essere efficacemente controllata che consente una forte infezione renale e infiammazione. 14 In questa procedura descriviamo ancheCome queste infezioni renali indotte possono essere monitorate in modo longitudinale con la risonanza magnetica in vivo (MRI).

<table><tbody><tr><td>Absorbing Pad</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Cotton Gauze Pad</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Latex Surgical Gloves</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Curved Mayo Scissors</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Straight Blunt Foreceps</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Scalpel Blades</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Luer-Lok Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>For bacterial injections</td></tr><tr><td>20 ml Luer-Lok Syringe&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>For saline wash</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin Syringe</td><td>Exel International&amp;nbsp;</td><td>25846</td><td>For medication injections</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>33197</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Yohimbine (Atipamezole)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Inject IP after surgery</td></tr><tr><td>Bupivacaine (Marcaine)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>Inject SQ at site of incision&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Chromic Gut Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Braided Vicryl Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml SubQ Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;&amp;nbsp; UTI89 or CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel Absorbable Hemostat</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRI&amp;nbsp;</td><td>Bruker&amp;nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

intrarenal injection of escherichia coli in a rat model of pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal inflammation and fibrosis ultimately resulting in declining kidney function. Before improved clinical management and prevention of pyelonephritis can be instituted, a reliable animal model must be established in order to study the mechanisms of progression, recurrence, and therapeutic efficacy. The transurethral infection model closely mimics human pyelonephritis but exhibits considerable variation due to its reliance on urethral reflux to transport the bacteria to the kidney. Herein, a detailed surgical protocol for performing bacterial injections into the rat renal pelvis is provided and confirmed by non-invasive Magnetic Resonance Imaging (MRI). Using this protocol, animals receive direct exposure to a desired concentration of E. coli bacteria and can fully recover from the surgical procedure with adequate post-operative care. This facilitates subsequent longitudinal MRI assessments of the experimental animal models for comparison with saline (sham) controls. Using this direct delivery approach, the severity of infection is controllable and applicable for mechanistic studies of progression as well as development of novel treatment strategies.

Le tecniche di imaging medico offrono l&#39;opportunità di valutare non invasivamente l&#39;UTI e l&#39;efficacia terapeutica. Pertanto, la RM è stata utilizzata per convalidare l&#39;induzione di infezione acuta dopo l&#39;iniezione di 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli e per visualizzare le alterazioni del rene prima e dopo l&#39;intervento chirurgico. La figura 1a-b mostra una regione progressiva di infezione renale (frecce gialle). Le immagini MRI ottenut...

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Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Iniezione intrarenale di<emEscherichia coli</em&gt; In un modello di ratto di pielonefriti

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

intrarenal-injection-escherichia-coli-rat-model

Universidad de Cartagena UDEC

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Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

7.9K Views.  Case Western Reserve University. This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

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Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Induzione transuretrale di infezioni del tratto urinario mouse

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

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Immunologia e infezioni

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal features of the natural infection. This protocol describes procedures for the establishment and evaluation of systemic infection due to neuropathogenic Escherichia coli K1 in the neonatal rat. Colonization of the gastrointestinal tract leads to dissemination of the pathogen along the gut-lymph-blood-brain course of infection and the model displays strong age dependency. A strain of E. coli O18:K1 with enhanced virulence for the neonatal rat produces exceptionally high rates of colonization, translocation to the blood compartment and invasion of the meninges following transit through the choroid plexus. As in the human host, penetration of the central nervous system is accompanied by local inflammation and an invariably lethal outcome. The model is of proven utility for studies of the mechanism of pathogenesis, for evaluation of therapeutic interventions and for assessment of bacterial virulence.

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Here, a procedure is described for the establishment of systemic infection in the neonatal rat with cultures of Escherichia coli K1. This non-invasive procedure permits colonization of the gastrointestinal tract, translocation of the pathogen to the systemic circulation, and invasion of the central nervous system at the choroid plexus.

Non invasiva Modello di neuropatogeno<em&gt; Escherichia coli</em&gt; L&#39;infezione neonatale nel ratto

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Infezione di apparato urinario in un modello animale piccolo: cateterizzazione transuretrale di topi maschi e femmine

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Standardized Colon Ascendens Stent Peritonitis in Rats - a Simple, Feasible Animal Model to Induce Septic Acute Kidney Injury

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. Here, an in vivo model is presented that combines a standardized septic focus to induce AKI and an intensive care (ICU) setup to provide an advanced hemodynamic monitoring and therapy comparable in human sepsis. Sepsis is induced by standardized colon ascendens stent peritonitis (sCASP). AKI is investigated functionally by measurement of blood and urine samples as well as histologically by evaluation of histopathological scores. Furthermore, the advanced hemodynamic monitoring and the possibility of repetitive blood gas sampling enable a differentiated analysis of severity of induced sepsis.
The sCASP method is a standardized, reliable and reproducible method to induce septic AKI. The intensive care setup, continuous hemodynamic and gas exchange monitoring, low mortality rate as well as the opportunity of detailed analyses of kidney function and impairments are advantages of this setup. Therefore, the described method may serve as a new standard for experimental investigations of septic AKI.

Acute kidney injury (AKI) is a severe complication in critically ill patients and is related with an increased mortality. Here, we present a reliable and reproducible in vivo model to mimic AKI under inflammatory conditions that might contribute towards understanding the pathogenesis of septic AKI.

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Infezione ricorrente del tratto urinario da Escherichia coli innescata dall'esposizione alla vescica di Gardnerella vaginalis nei topi

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most common cause of AKI. To mimic this clinical scenario, this study presents a highly reproducible large animal model of renal IRI in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries. The renal arteries are occluded for 60 min by introducing the balloon-catheters through the femoral and carotid artery and advancing them into the proximal portion of the arteries. Iodinated contrast is injected in the aorta to assess any opacification of the kidney vessels and confirm the success of the artery occlusion. This is furtherly confirmed by the flattening of the pulse waveform at the tip of the balloon catheters. The balloons are deflated and removed after 60 min of bilateral renal artery occlusion, and the animals are allowed to recover for 24 h. At the end of the study, plasma creatinine and blood urea nitrogen significantly increase, while eGFR and urine output significantly decrease. The need for iodinated contrast is minimal and does not affect renal function. Bilateral renal artery occlusion better mimics the clinical scenario of perioperative renal hypoperfusion, and the percutaneous approach minimizes the impact of the inflammatory response and the risk of infection seen with an open approach, such as a laparotomy. The ability to create and reproduce this clinically relevant swine model eases the clinical translation to humans.

This study presents a highly reproducible large animal model of renal ischemia-reperfusion injury in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries for 60 min and reperfusion for 24 h.

Un modello animale di grandi dimensioni per lesioni renali acute da occlusione temporanea bilaterale dell'arteria renale

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

Medicina

Hydrodynamic Renal Pelvis Injection: A Technique to Directly Deliver DNA into Kidney Cells of Murine Model

Source: Woodard, L. E. et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/56324" target="_blank">Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we present the protocol for hydrodynamic injection of plasmids into the renal pelvis of the mouse kidney for nucleic acid transfection. This technique allows organ-specific delivery of plasmids by utilizing the principle of high hydrostatic pressure, which forcefully drives the plasmids into the specific site without causing tissue injury.

Iniezione idrodinamica della pelvi renale: una tecnica per fornire direttamente il DNA nelle cellule renali del modello murino

Source: Woodard, L. E. et al. Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Ricerca sul cancro

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Cateterismo transuretrale e inoculazione batterica per generare un modello di infezione del tratto urinario nei topi maschi

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Istituzione di un modello di infezione del tratto urinario nei topi femmina

Generating Urinary Tract Infection Model: A Technique to Administer Uropathogenic Bacteria in Mouse to Develop Urinary Tract Infection Model

Source: Luyts, N. et al., <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/62614">Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe the technique for the intravesical administration of uropathogenic bacteria to generate a urinary tract infection model in mice. This model can be used to understand the spread of uropathogenic bacterial infection within the urinary system and the mechanisms that determine UTI susceptibility.

Generazione di un modello di infezione del tratto urinario: una tecnica per somministrare batteri uropatogeni nel topo per sviluppare un modello di infezione del tratto urinario

Source: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. ...

Iniezione intrarenale di

Riepilogo

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