The authors would like to acknowledge the support of NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), the Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703), and the Clinical and Translation Science Collaborative of Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

כל המחקרים בבעלי חיים בוצעו על פי פרוטוקולים מאושרים לטיפול בבעלי חיים מוסדיים ושימוש ועדת (IACUC) באוניברסיטת קייס ווסטרן ריזרב. משך הליך כירורגי המתואר להלן הוא כ 45-60 דקות. הליך MRI עצמו הוא כ 15 דקות עבור כל נקודת זמן. 1. הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדים עכברוש בחדר isoflurane להגדיר ב 2% isoflurane מעורבב עם חמצן כדי להקל על טיפול בבעלי חיים וריסון לפני מתן הרדמה הזרקת תוך - peritoneally. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 3-5 דקות של חשיפה isoflurane, לבדוק כי החיה הוא הרדים ולא מציג שום תגובה על קמצוץ הבוהן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוד חולדה מסודר עם זריקה תוך-צפית של תערובת של xylazine ו ketamine: 75 מ&quot;ג / ק&quot;ג קטמין / 10 מ&quot;ג / ק&quot;ג xylazine. בעת ביצוע זריקות intra-פריטונאלי, למשוך בחזרה את המחט כדי להבטיח חלקים של המעי או איברים חיוניים אחרים לא נקברו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אנידלקת 2 מ&quot;ג / ק&quot;ג של bupivacaine תת עורית באתר החתך לספק הקלה על כאב מקומי. </li></ol> 2. הכנת אזור כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מכשירים כירורגי ואספקה ​​לפני שהם משמשים לניתוח לפרוס על כרית כירורגי סטריליות. רוב המכשירים והאספקה ​​יכול להיות autoclaved ושימוש חוזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש כפפות סטריליות עבור כל הליכים כירורגיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש תער חשמלי לגלח את הפרווה מן הצד הימני של החיה. לגלח את החיה מהחלק התחתון של הצלעות כלוב לחלק העליון של הרגל האחורית מתן אזור גדול ללא שיער עבור החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה על כרית כירורגי סטרילי לבודד את האזור מחטא מן האזורים הסמוכים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשפשף את העור עם חיטוי כגון povidone יוד או betadine. התחל את קרצוף במרכז האתר כירורגית ולעבור החוצה באופן מעגלי. חזור לפחות שלוש פעמים עם מחיקת חדש של יוד פובידון או betadine. </Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשפשף את האתר כירורגי עם 70% אלכוהול ספוגי עד העור הוא ברור, כמו יוד עשוי להיות רעיל אם נספג. </li></ol> 3. הליך כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור על הליך זה בתנאים aseptic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למקם את החיה הרדים על המיטה חימום חם בעמדה decubitus שמאל לרוחב עם האגף הימני פונה כלפי מעלה. הערה: יש להקפיד לשמור על טמפרטורת הגוף הליבה של החולה ב 35-37 מעלות צלזיוס כדי למנוע היפותרמיה. מיטה זו התחממות צריך גם להיות מעוקרים לפי הצורך כדי לשמור על תנאים aseptic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרגיש על כלוב צלעות, ולעשות חתך קטן 2-3 ס&quot;מ ימין retroperitoneal הגב באמצעות גודל סטרילי 10 להב סכין מנתח החל בחלק התחתון של הצלעות כלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום גזה סטרילית longitudinally לאורך כל צד של החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח משם את הרקמה התת עורית, שומן, ואת השרירים על מנת לדמיין ולגשת חלל הבטן. השתמש מספריים Mayo מעוקל להב לאפשר חדירה עמוקה יותרRation לתוך הפצע ו לחתוך רקמות עבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הכבד הוא גלוי בבירור ונגיש, להשתמש מלקחיים קהה כדי לסגת את הכבד כלפי מעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות זוג אחר של מלקחיים קהה ביד השנייה, לחשוף את הכליות הנכונה כך שהוא יושב ממש מחוץ חלל הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באצבע המצביע ובאגודל היד השמאלית כדי להחזיק את הכליה במצב. עם היד הימנית, לאט לאט בהזרקה 0.1 מ&quot;ל UTI89 E. coli פתרון (ריכוז בין 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) מזרק סטרילי לתוך האגן הכליות (המופיע כמו בועה לבנה) 15 . הערה: הכן את titer בקטריאלי כמתואר בסעיף 15 . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים רצועת המוסטאט absorbable מעל המחט כדי למנוע יצוא של inoculum לתוך הצפק. לאט לאט למשוך את המחט מתוך האגן הכליות. הערה: יש להקפיד לא לחדור או להדביק הרקמות הסובבות וכתוצאה מכך infecti היעדו / או סיבוכים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מזרק גדול לשטוף היטב את הכליה עם מלוחים רגילים לפני הצבת אותו בחזרה חלל הבטן. </li></ol> 4. התפרים הערה: תפר כי יהיה קבור ברקמות צריך להיות 4-0 לא absorbable קלוע sutures. ניתן להשתמש בחומרי תפירה נספגים או מונופילמנטיים למשטחי גוף. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התפרים באופן שווה, קרוב ככל האפשר לקצה רקמות כדי למנוע חסימה של זרימת הדם; בדרך כלל לא יותר מ 0.3 ס&quot;מ מן הקצה יש צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפוס את העור להסיט אותו מעט באמצעות זוג מלקחיים שיניים בסדר, לסובב את המחט בעל למצב pronated לקראת פירסינג העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כונן את המחט דרך עובי מלא של העור על ידי supinating את פרק כף היד כדי לסובב את המחט ולהעביר אותו דרך העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על תהליך זה על קצה העור הקרוב ביותר לאדם המבצע את ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לְהַדֵקהתפרים מספיק כדי להתנגד קצוות רקמות. כל לחץ חזק יותר יפריע לאספקת הדם, ריפוי פצעים איטי ויכול לגרום להרס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור את תפר באמצעות קשרים מרובעים, כאילו זה היה תפר קטוע פשוט, אלא רק את גדיל קצר הוא חתך, משאיר על זנב 3-4 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר תפר הראשון כבר כבוי, להכין למקום תפר השני על 3 מ&quot;מ מן הראשון, ולהמשיך את תפר פועל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר סיום החתך הוא הגיע, לא למשוך את תפר האחרון לחלוטין דרך. במקום זאת, להשתמש בלולאה אשר מוחזק עם מחזיק מחט כאן כמו גדיל קצר על מנת לקשור את קצה דיסטלי של תפר הסגירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קשרים המכשיר, לקשור את תפר באמצעות קשרים מרובעים. התוצאה היא 3 גדילי דבק מן הקשר הושלמה בקצה הדיסטלי. </li></ol> 5. התאוששות בעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק 2.1 מ&quot;ג / ק&quot;ג Yohimbine intra-peritoneally לאחר הניתוח כדי להפוך את ההרדמה. אNimals צפויים להתאושש לחלוטין מהליך כירורגי לאחר 3-5 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את החיה על כרית חימום (כדי למנוע היפותרמיה) ו מצעים רכים סופג לאחר הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק rehydration עם נוזלים אוראליים או פרקטראליים עד שהוא יכול לחזור להאכלה רגילה (בתוך 24 שעות). להזריק כ 0.6 מ&quot;ל של תמיסת מלח תמיסת peritoneally מיד לאחר הניתוח להגביל את ההשפעות התייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספק כאבים כפי שתואר IACUC אישרה טיפול בבעלי חיים פרוטוקול שימוש. להזריק 5 מ&quot;ג / ק&quot;ג carprofen תת עורית לניהול כאב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעקב אחר חתכים באופן קבוע עבור נפיחות, exudate, כאב, או dehiscence. </li></ol> 6. אימות באמצעות הדמיה תהודה מגנטית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התנהגות i vivo MRI ניסויים על שדה גבוה בעלי חיים קטנים MRI סורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשרות הרדמה עם isoflurane 3% חמצן ומיקום החיה עם הכליה הנכונה ב isocenter בסורק ה- MRI ו מתאיםאכלו רדיו. לספק לבעלי חיים 1-2% הרדמה isoflurane ברציפות לאורך כל הליך הדמיה באמצעות nosecone. הערה: בתמונות MRI של vivo שמוצג באיור 1 , נעשה שימוש בגליל נפח של חולדה (בקוטר פנימי = 72 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש ניטור בבעלי חיים מערכת בקרה כדי לשמור על קצב הנשימה של כל חיה (40-60 נשימות / דקות) ואת טמפרטורת הגוף הליבה (35 ± 1 ° C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש רב פרוסה, הד הד ספין MRI הרכישה כדי להשיג ברזולוציה גבוהה, T2 משוקלל תמונות משוקלל של כליות נגוע והבקרה. פרמטרים אופייניים לרכישת MRI הם זמן חזרה = 5,000 msec, זמן הד = 40 msec, עובי פרוסה = 2.0 מ&quot;מ, רזולוציה מרחבית במטוס = 200 מיקרומטר, 3 ממוצעי אותות וזמן רכישה של 8 דקות. </li></ol>

<ol>
	<li>Saliba, W., Barnett-Griness, O., Rennert, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+association+between+obesity+and+urinary+tract+infection.">The association between obesity and urinary tract infection.</a> Eur J Intern Med. 24 (2), 27-31 (2012).</li><li>Semins, M., Shore, A., Makary, M., Weiner, J., Matlaga, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+obesity+on+urinary+tract+infection+risk.">The impact of obesity on urinary tract infection risk.</a> Urology. 79 (2), 266-269 (2011).</li><li>Zilberberg, M., Shorr, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secular+trends+in+gram-negative+resistance+among+urinary+tract+infection+hospitalizations+in+the+United+States,+2000-2009.">Secular trends in gram-negative resistance among urinary tract infection hospitalizations in the United States, 2000-2009.</a> Infect Control Hosp Epidemiol. 34 (9), 940-946 (2013).</li><li>Whiting, D., Guariguata, L., Weil, C., Shaw, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IDF+diabetes+atlas:+global+estimates+of+the+prevalence+of+diabetes+for+2011+and+2030.">IDF diabetes atlas: global estimates of the prevalence of diabetes for 2011 and 2030.</a> Diabetes Res Clin Pract. 94 (3), 311-321 (2011).</li><li>Wild, S., Roglic, G., Green, A., Sicree, R., King, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+prevalence+of+diabetes:+estimates+for+the+year+2000+and+projections+for+2030.">Global prevalence of diabetes: estimates for the year 2000 and projections for 2030.</a> Diabetes Care. 27 (5), 1047-1053 (2004).</li><li>Ma, D., Gulani, V., Seiberlich, N., Liu, K., Sunshine, J., Duerk, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+resonance+fingerprinting.">Magnetic resonance fingerprinting.</a> Nature. 495 (7440), 187-192 (2013).</li><li>Lu, L., Sedor, J., Gulani, V., Schelling, J., O'Brien, A., Flask, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+diffusion+tensor+MRI+to+identify+early+changes+in+diabetic+nephropathy.">Use of diffusion tensor MRI to identify early changes in diabetic nephropathy.</a> Am J Nephrol. 34 (5), 476-482 (2011).</li><li>Rosen, D., Hooton, T., Stamm, W., Humphrey, P., Hultgren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+intracellular+bacterial+communities+in+human+urinary+tract+infection.">Detection of intracellular bacterial communities in human urinary tract infection.</a> PLoS Med. 4 (12), e329 (2007).</li><li>Torine, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Urinary+tract+infection:+diabetic+women's+strategies+for+prevention.">Urinary tract infection: diabetic women's strategies for prevention.</a> Br J Nurs. 20 (13), 791-792 (2011).</li><li>Rosen, D., Hung, C., Kline, K., Hultgren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streptozocin-induced+diabetic+mouse+model+of+urinary+tract+infection.">Streptozocin-induced diabetic mouse model of urinary tract infection.</a> Infect Immun. 76 (9), 4290-4298 (2008).</li><li>Larsson, P., Kaijser, B., Mattsby-Baltzer, I., Olling, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+for+ascending+acute+pyelonephritis+caused+by+Escherichia+coli+or+proteus+in+rats.">An experimental model for ascending acute pyelonephritis caused by Escherichia coli or proteus in rats.</a> J Clin Pathol. 33 (4), 408-412 (1980).</li><li>Gupta, R., Ganguly, N., Ahuja, V., Joshi, K., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ascending+non-obstructive+model+for+chronic+pyelonephritis+in+BALB/c+mice.">An ascending non-obstructive model for chronic pyelonephritis in BALB/c mice.</a> J. Med. Microbiol. 43 (1), 33-36 (1995).</li><li>Fernandes, P., Shipkowitz, N., Bower, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+models+for+studying+the+pathogenesis+and+treatment+of+pyelonephritis.">Murine models for studying the pathogenesis and treatment of pyelonephritis.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 224, 35-51 (1987).</li><li>Kaye, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+water+diuresis+on+spread+of+bacteria+through+the+urinary+tract.">The effect of water diuresis on spread of bacteria through the urinary tract.</a> J. Infect. Dis. 124 (3), 297-305 (1971).</li><li>Fierer, J., Tainer, L., Braude, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacteremia+in+the+pathogenesis+of+retrograde+E.+coli+pyelonephritis+in+the+rat.">Bacteremia in the pathogenesis of retrograde E. coli pyelonephritis in the rat.</a> Am. J. Pathol. 64 (2), 443-456 (1971).</li><li>Nickel, J., Olson, M., Costerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+experimental+bacterial+prostatitis.">Rat model of experimental bacterial prostatitis.</a> Infection. 19 (3), S126-S130 (1991).</li><li>Hagberg, L., Engberg, I., Freter, R., Olling, S., Eden, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ascending,+unobstructed+urinary+tract+infection+in+mice+caused+by+pyelonephritogenic+Escherichia+coli+of+human+origin.">Ascending, unobstructed urinary tract infection in mice caused by pyelonephritogenic Escherichia coli of human origin.</a> Am Soc Microbiol. 40 (1), 273-283 (1983).</li><li>Kurosaka, Y., Ishida, Y., Yamamura, E., Takase, H., Otani, T., Kumon, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+non-surgical+rat+model+of+foreign+body-associated+urinary+tract+infection+with+Pseudomonas+aeruginosa.">A non-surgical rat model of foreign body-associated urinary tract infection with Pseudomonas aeruginosa.</a> Microbiol. Immunol. 45 (1), 9-15 (2001).</li><li>Anderson, B., Jackson, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pyelitis,+an+important+factor+in+the+pathogenesis+of+retrograde+pyelonephritis.">Pyelitis, an important factor in the pathogenesis of retrograde pyelonephritis.</a> J Exp Med. 114 (3), 375-384 (1961).</li><li>Anderson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vesico-ureteric+reflux.">Vesico-ureteric reflux.</a> J R Soc Med. 55 (6), 419-426 (1962).</li></ol>

The authors have no other disclosures.

עולה pyelonephritis חריפה מכרסמים (כלומר עכברים וחולדות) יכול להיות מיוצר על ידי צנתור transurethral. 16 , 17 , 18 שיטה זו זיהום transurethral הוא יתרון בכך שהוא לא פולשני ומחקה את הפתופיזיולוגיה האנושית של זיהום עולה. 17 ...

מודלים מכרסמים שימשו כדי לחקור תופעות רבות של המחלה האנושית, כולל pyelonephritis וזיהומים בדרכי השתן (UTI). UTI הם בעיה בריאותית גלובלית, והוא יכול להשפיע על ילדים, גברים ונשים בכל הגילאים. 1 , 2 , 3 הביטוי הראשוני של UTI כולל דלקת שלפוחית ​​השתן, ואם הזיהום עולה לאורך השופכן, זיהום כליות (pyelonephritis) עשוי לעקוב. במקביל, שכיחות הסוכרת מתקרבת ל -400 מיליון איש ברחבי העולם. 4 , 5 חשוב לציין כי שכיחות UTI עשויה להיות גבוהה פי 4 בחולים הסובלים מהשמנת יתר או סוכרת מסוג 2, מה שמוביל לסיכון מוגבר לדלקת UTI חוזרת (rUTI), אלח דם, פיברוזיס כליות מדלקת פילונפריטיס, וחוסר תפקוד של שלפוחית ​​השתן. 6 , 7 , 8 מכרסמיםמודלים חשובים לחקר UTI, משום שטיפולים אנטיביוטיים עכשוויים מייצרים תגובה מתמשכת ומניעה רק בקבוצת משנה של חולי UTI. כדי לשפר את הטיפול UTI הקליני, הצעדים העיקריים הם להבין את המנגנון של RUTI ואת התהליכים הפתופיזיולוגיים שלה מפני דלקת חריפה לדלקת פיברוזיס, כמו גם את ההשפעה של סוכרת מסוג 2. המטרה של שיפור מודלים של בעלי חיים היא לפתח טכניקות המאפשרות הערכה מדויקת יותר של התקדמות המחלה והתערבויות טיפוליות. כמה גישות שונות שימשו כדי לגרום pyelonephritis חולדות ו / או עכברים ללמוד את הפתופיזיולוגיה של נזק לכליות, את ההשפעה של טיפול אנטיביוטי, וכן היבטים אחרים של הקורס הטבעי של UTIs. גישה נפוצה להקים UTI מדרדר הוא צנתור transurethral. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; שיטה זו מציגה חיידקים דרך השופכה לתוך שלפוחית ​​השתן של בעלי חיים הרדים. בעוד טכניקה זו מקרוב מדמה pyelonephritis האדם, ההיארעות בפועל ואת גודל של זיהום pyelonephritis יכול להיות משתנה מאוד בגלל מספר גורמים, כולל חוסר ריפלוקס אוורטרי ספונטנית או הימנעות השתן במהלך או מיד לאחר חיסון. 11 כתוצאה מכך, השתנות הניסוי בגידול זיהום pyelonephritis עולה יכול להגביל את התועלת של מודל זה כדי לחקור זיהומים כליות, כמו גם אסטרטגיות טיפוליות. דוח זה מתאר מודל כירורגי pyelonephritis חולדה שבו E. coli מוזרק ישירות לתוך הכליה חולדה. למרות מודל חולדה זה פולשני, כמות E. coli נמסר כליה ניתן לשלוט באופן יעיל המאפשר דלקת כליות חזקה דלקת. 14 במסגרת הליך זה, אנו מתארים גםאיך אלה המושרה זיהומים כליות ניתן לפקח longitudinally עם in vivo מגנטית תהודה הדמיה (MRI).

<table><tbody><tr><td>Absorbing Pad</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Cotton Gauze Pad</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Latex Surgical Gloves</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Curved Mayo Scissors</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Straight Blunt Foreceps</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Scalpel Blades</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Luer-Lok Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>For bacterial injections</td></tr><tr><td>20 ml Luer-Lok Syringe&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>For saline wash</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin Syringe</td><td>Exel International&amp;nbsp;</td><td>25846</td><td>For medication injections</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>33197</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Yohimbine (Atipamezole)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Inject IP after surgery</td></tr><tr><td>Bupivacaine (Marcaine)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>Inject SQ at site of incision&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Chromic Gut Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Braided Vicryl Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml SubQ Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;&amp;nbsp; UTI89 or CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel Absorbable Hemostat</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRI&amp;nbsp;</td><td>Bruker&amp;nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

intrarenal injection of escherichia coli in a rat model of pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal inflammation and fibrosis ultimately resulting in declining kidney function. Before improved clinical management and prevention of pyelonephritis can be instituted, a reliable animal model must be established in order to study the mechanisms of progression, recurrence, and therapeutic efficacy. The transurethral infection model closely mimics human pyelonephritis but exhibits considerable variation due to its reliance on urethral reflux to transport the bacteria to the kidney. Herein, a detailed surgical protocol for performing bacterial injections into the rat renal pelvis is provided and confirmed by non-invasive Magnetic Resonance Imaging (MRI). Using this protocol, animals receive direct exposure to a desired concentration of E. coli bacteria and can fully recover from the surgical procedure with adequate post-operative care. This facilitates subsequent longitudinal MRI assessments of the experimental animal models for comparison with saline (sham) controls. Using this direct delivery approach, the severity of infection is controllable and applicable for mechanistic studies of progression as well as development of novel treatment strategies.

טכניקות ההדמיה הרפואית מציעות את האפשרות להעריך באופן לא פולשני את היעילות של UTI ואת היעילות הטיפולית. לכן, MRI נוצל כדי לאמת אינדוקציה של זיהום חריף לאחר הזרקה של 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli , וכן לדמיין את השינויים בכליה לפני ואחרי הניתוח. איור 1a-b</st...

Watch this Scientific Journal Video about Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis at JoVE.com

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

הזרקת Intranenal של<em&gt; Escherichia coli</em&gt; במודל עכברוש של Pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

intrarenal-injection-escherichia-coli-rat-model

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

7.9K Views.  Case Western Reserve University. This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Video: Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

אינדוקציה Transurethral של דלקת בדרכי השתן עכבר

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Immunology and Infection

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal features of the natural infection. This protocol describes procedures for the establishment and evaluation of systemic infection due to neuropathogenic Escherichia coli K1 in the neonatal rat. Colonization of the gastrointestinal tract leads to dissemination of the pathogen along the gut-lymph-blood-brain course of infection and the model displays strong age dependency. A strain of E. coli O18:K1 with enhanced virulence for the neonatal rat produces exceptionally high rates of colonization, translocation to the blood compartment and invasion of the meninges following transit through the choroid plexus. As in the human host, penetration of the central nervous system is accompanied by local inflammation and an invariably lethal outcome. The model is of proven utility for studies of the mechanism of pathogenesis, for evaluation of therapeutic interventions and for assessment of bacterial virulence.

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Here, a procedure is described for the establishment of systemic infection in the neonatal rat with cultures of Escherichia coli K1. This non-invasive procedure permits colonization of the gastrointestinal tract, translocation of the pathogen to the systemic circulation, and invasion of the central nervous system at the choroid plexus.

דגם לא פולשנית של Neuropathogenic<em&gt; Coli Escherichia</em&gt; זיהום בעכברוש הילודים

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

זיהום בדרכי השתן במודל בעלי חיים קטנים: צנתור-Transurethral של זכר ונקבה עכברים

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Standardized Colon Ascendens Stent Peritonitis in Rats - a Simple, Feasible Animal Model to Induce Septic Acute Kidney Injury

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. Here, an in vivo model is presented that combines a standardized septic focus to induce AKI and an intensive care (ICU) setup to provide an advanced hemodynamic monitoring and therapy comparable in human sepsis. Sepsis is induced by standardized colon ascendens stent peritonitis (sCASP). AKI is investigated functionally by measurement of blood and urine samples as well as histologically by evaluation of histopathological scores. Furthermore, the advanced hemodynamic monitoring and the possibility of repetitive blood gas sampling enable a differentiated analysis of severity of induced sepsis.
The sCASP method is a standardized, reliable and reproducible method to induce septic AKI. The intensive care setup, continuous hemodynamic and gas exchange monitoring, low mortality rate as well as the opportunity of detailed analyses of kidney function and impairments are advantages of this setup. Therefore, the described method may serve as a new standard for experimental investigations of septic AKI.

Acute kidney injury (AKI) is a severe complication in critically ill patients and is related with an increased mortality. Here, we present a reliable and reproducible in vivo model to mimic AKI under inflammatory conditions that might contribute towards understanding the pathogenesis of septic AKI.

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

זיהום חוזר בדרכי השתן של Escherichia coli שנגרם על ידי גרדנרלה וגינליס חשיפה לשלפוחית השתן בעכברים

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most common cause of AKI. To mimic this clinical scenario, this study presents a highly reproducible large animal model of renal IRI in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries. The renal arteries are occluded for 60 min by introducing the balloon-catheters through the femoral and carotid artery and advancing them into the proximal portion of the arteries. Iodinated contrast is injected in the aorta to assess any opacification of the kidney vessels and confirm the success of the artery occlusion. This is furtherly confirmed by the flattening of the pulse waveform at the tip of the balloon catheters. The balloons are deflated and removed after 60 min of bilateral renal artery occlusion, and the animals are allowed to recover for 24 h. At the end of the study, plasma creatinine and blood urea nitrogen significantly increase, while eGFR and urine output significantly decrease. The need for iodinated contrast is minimal and does not affect renal function. Bilateral renal artery occlusion better mimics the clinical scenario of perioperative renal hypoperfusion, and the percutaneous approach minimizes the impact of the inflammatory response and the risk of infection seen with an open approach, such as a laparotomy. The ability to create and reproduce this clinically relevant swine model eases the clinical translation to humans.

This study presents a highly reproducible large animal model of renal ischemia-reperfusion injury in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries for 60 min and reperfusion for 24 h.

מודל בעלי חיים גדול לפגיעה חריפה בכליות על ידי אומת עורק כליות דו-צדדית זמנית

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

Hydrodynamic Renal Pelvis Injection: A Technique to Directly Deliver DNA into Kidney Cells of Murine Model

Source: Woodard, L. E. et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/56324" target="_blank">Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we present the protocol for hydrodynamic injection of plasmids into the renal pelvis of the mouse kidney for nucleic acid transfection. This technique allows organ-specific delivery of plasmids by utilizing the principle of high hydrostatic pressure, which forcefully drives the plasmids into the specific site without causing tissue injury.

הזרקת אגן כליות הידרודינמית: טכניקה להעברת DNA ישירות לתאי כליות של מודל מורין

Source: Woodard, L. E. et al. Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Cancer Research

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

צנתור דרך השופכה וחיסון חיידקי ליצירת מודל דלקת בדרכי השתן בעכברים זכרים

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

הקמת מודל של דלקת בדרכי השתן בעכברות

Generating Urinary Tract Infection Model: A Technique to Administer Uropathogenic Bacteria in Mouse to Develop Urinary Tract Infection Model

Source: Luyts, N. et al., <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/62614">Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe the technique for the intravesical administration of uropathogenic bacteria to generate a urinary tract infection model in mice. This model can be used to understand the spread of uropathogenic bacterial infection within the urinary system and the mechanisms that determine UTI susceptibility.

מודל יצירת דלקת בדרכי השתן: טכניקה למתן חיידקים אורופתוגניים בעכבר לפיתוח מודל דלקת בדרכי השתן

Source: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. ...

הזרקת Intranenal של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video