The authors would like to thank Dr. Hannah Baker for her extensive work in optimizing this procedure.

Tutti gli animali sono stati trattati con umanità e tutti i protocolli sono stati approvati dalla University of Virginia IACUC. 1. Preparazione dell&#39;apparecchiatura <ol><li> Assicurarsi che tutte le macchine siano collegate correttamente. </li><li> Accendere il computer, seguita dalla elevata potenza bifase stimolatore e levismo dual-mode. </li><li> A questo punto, posizionare l&#39;animale nella camera di anestesia fornito con 2% isoflurano, e accendere l&#39;elemento riscaldante in modo che la piattaforma viene riscaldata a 37 ° C. </li><li> Posizionare gli elettrodi in etanolo al 70% in modo che il politetrafluoroetilene (PTFE) rivestito punte sono sommersi e saranno disinfettati durante la configurazione del dispositivo e software. </li><li> Individuare e aprire il software di controllo del sistema a leva sul desktop. NOTA: Questo sarà il software necessario per eseguire il test funzionale. </li></ol> Setup 2. Software <ol><li> Una volta che il programma viene aperto (figura 1A), modificare il parametros per Instant Stim nel menu di configurazione ai valori desiderati. NOTA: In questo protocollo, tutti i parametri rimangono a livelli preimpostati con l&#39;eccezione di &quot;Run Time (s)&quot;, che è cambiato in 180 sec (Figura 1B). </li><li> Creare una cartella Autosave nel menu di configurazione. </li><li> Individuare una finestra di tipo-grado con l&#39;etichetta &quot;salvataggio automatico Base&quot;. Inserire il nome del campione, ad esempio &quot;Rat1-date-timepoint&quot;. Direttamente a sinistra della finestra di tipo-grado &quot;salvataggio automatico Base&quot;, fare clic sulla casella &quot;Attiva salvataggio automatico.&quot; </li><li> Nella parte superiore della schermata di controllo, selezionare &quot;Sequencer&quot;. Una nuova finestra si aprirà. Sul fondo della nuova finestra, selezionare &quot;Apri Sequence&quot;. Una nuova finestra si aprirà. Selezionare la sequenza premade e fare clic su OK. Un elenco protocollo con i parametri di sequenza, comprese la frequenza, la durata di stimoli, e tempo di riposo si svilupperà nella finestra denominata: Sequence Editor (Figura 1C). Fai clic su &quot;Carica Sequence&quot; -&gt; &amp; #34; Chiudi finestra &quot;. </li><li> Per vedere corrente e la stimolazione in tempo reale, selezionare &quot;File&quot; -&gt; &quot;Live Data Monitor&quot;. Una nuova finestra si aprirà. </li><li> Nella nuova finestra Live Data, schermo formato per il test utilizzando la funzione autoscale, o inserire manualmente il massimo e valori y minimi visualizzato sullo schermo. </li></ol> 3. Animal Set-up NOTA: Tutte le misure di forza sono quelli di un bambino di 11 settimane di età ratto Lewis. Esiste una correlazione lineare tra la massa muscolare e la produzione di forza (in Newton). Pertanto, come l&#39;età degli aumenti di ratto, i valori di forza prodotta dalla gamba dovrebbero aumentare pure. <ol><li> Assicurarsi che l&#39;animale è nel corretto piano di anestesia prima di rimuoverlo dalla camera di anestesia. Rimuovere completamente tutti i capelli sul lato laterale tra la caviglia e del bacino di gamba sperimentale utilizzando un tagliacapelli elettrico. NOTA: Il corretto piano di anestesia si ottiene quando l&#39;i animales non risponde ad un pizzico dito del piede. E &#39;necessario seguire le linee guida messe avanti dal Comitato cura degli animali e Usa di ciascuna istituzione. </li><li> Posto l&#39;animale in posizione supina, garantendo il naso dell&#39;animale è saldamente nel cono anestesia naso così rimane alla profondità sufficiente di anestesia. </li><li> Regolare la posizione dell&#39;apparecchio pedale da tre manopole indipendenti (Figura 2). Usando le manopole (A e B) per regolare il pedale, posizionare l&#39;apparecchio pedale nella sua posizione più a sinistra e più bassa, rispettivamente. Ciò consentirà il corretto posizionamento del piede dell&#39;animale lasciando spazio per le manipolazioni successive. In questa posizione, utilizzare la manopola a sinistra della pista per spostare l&#39;apparecchio sia verso o lontano dalla sperimentatore in modo che la gamba animale giace in un piano rettilineo. </li><li> Pulire la gamba con tre cambi di iodio e di alcol. Lo iodio deve rimanere sulla gamba per 30 sec. </li><li> Regolare l&#39;animale o piattaforma(Figura 2A, D) in modo che la gamba estesa assicura il completo contatto tra la pianta del piede e il pedale. </li><li> Utilizzando nastro medico, fissare il piede dell&#39;animale contro la piastra del piede (Figura 2D). È fondamentale che il tallone sia a filo con la parte inferiore del pedale e l&#39;intero piede è piatto e non rimuovere dalla piastra durante il test. </li><li> Individuare il meccanismo di bloccaggio per stabilizzare la gamba. Premere il perno di stabilizzazione quanto basta per ridurre il movimento della gamba e bloccarlo ruotando la chiave a brugola. </li><li> In questa posizione, utilizzare la manopola C per spostare l&#39;apparecchio sia verso o lontano dal sperimentatore in modo che la caviglia, tibia, femore e giacciono in linea retta (Figura 2C). Assicurarsi che la gamba è parallela con il pedale. Effettuare regolazioni sul corso e manopole sottili rilevate sul retro dell&#39;apparecchio, a muoversi lentamente caviglia in modo che il piede e della tibia sono in una posizione a 90 °. </li><li> continue per spostare la gamba in modo femore e tibia sono ad un angolo di 90 gradi perpendicolare (Figura 2B). A questo punto, l&#39;animale è pronto per gli elettrodi. </li></ol> 4. posizionamento degli elettrodi <ol><li> Attivare &quot;istante Stim&quot; cliccando sul pulsante arancione con l&#39;etichetta &quot;istante Stim&quot;. </li><li> Posizionare entrambi gli elettrodi superficialmente sull&#39;estremità prossimale del tibiale anteriore e spostare le punte degli elettrodi intorno fino picchi sono visti sul monitor vivo. Idealmente, le punte dovrebbero essere di circa 0,4 N. NOTA: Gli elettrodi devono essere posizionati adiacenti e ortogonale al piano del nervo peroneo, che a sua volta, corre lateralmente dal ginocchio e perpendicolare alla tibia. </li><li> Inserire un ago abbastanza lontano per derma perforare, e appena nello strato muscolare. Spostare l&#39;altro elettrodo intorno fino a picchi sono visti sul monitor in diretta in tutto 0,6 aghi N. Inserire e bloccare in posizione con un morsetto hobby o cerotto. </li><li> UNEGOLARE regolazioni grossolane e fini per trovare l&#39;uscita forza massima. </li><li> Sulla bifase stimolatore ad alta potenza, vi saranno due manopole al centro. Uno è etichettato &quot;RANGE&quot; e l&#39;altro &quot;Regolazione&quot;. Ruotare la manopola &quot;RANGE&quot; per amperaggio massimo desiderato. NOTA: I picchi lentamente aumentare di grandezza, e l&#39;amperaggio massimo è determinato come il livello al quale tre stimolazioni consecutive si traducono in risposte contrattili identici. Resistere girando l&#39;amperaggio più elevato del necessario; l&#39;amperaggio massimo stimolerà l&#39;intero muscolo a contrarsi, ma nessuna corrente più elevata comporterà il reclutamento dei muscoli vicini e potenzialmente antagonisti pure. </li><li> Ruotare la manopola &quot;Adjust&quot; per impostare la percentuale di &quot;RANGE&quot; che verrà utilizzato per stimolare il muscolo. A questo punto, la forza dovrebbe leggere circa 1,0 N. Ciò potrebbe richiedere un aumento o una diminuzione della corrente. </li><li> Controllare nuovamente gli elettrodi per assicurarsi che essi siano sicuri. StopStim istante. </li><li> Nella finestra &quot;Live Data&quot;, cliccare su &quot;Start Sequence&quot;. </li><li> Continuare a monitorare le curve tornando alla schermata di controllo e facendo clic sul pulsante &quot;Analisi&quot; che si trova sopra il pulsante arancione &quot;istante Stim&quot;. La curva tetanica dovrebbe cominciare a prendere forma intorno alla stimolazione 60 Hz. </li></ol> 5. Finitura stimolazione e Clean Up <ol><li> Dopo la sequenza, rimuovere gli elettrodi e pulire con il 70% di alcol. Posizionare gli elettrodi nelle coperture. </li><li> Allentare il morsetto ginocchio e spegnere l&#39;anestesia. Rimuovere l&#39;animale dal gas anestesia e posizionare l&#39;animale in posizione prona, ancora sulla piastra elettrica. Mantenere il ratto su O 2 al 100% per alcuni minuti dopo che il gas isoflurano è stato spento per mantenere il ratto ossigenato. L&#39;animale può muoversi inizialmente, ma non rispedire l&#39;animale torna alla gabbia fino a quando l&#39;animale riprenda coscienza. Se il dolore muscolare è notatosu di recupero, una dose di FANS deve essere somministrata come specificato dal vostro comitato cura degli animali. </li><li> Spegnere tutte le attrezzature di cui al punto 1.2, chiudere il software, e continuano ad analisi dei dati. </li><li> Pulire il pedale della piattaforma e del piede. </li></ol> Analisi 6. Dati NOTA: L&#39;analisi dei dati viene effettuata per adattarsi una sequenza progettata da questo laboratorio e secondo protocolli di laboratorio. valori di analisi, punti di dati di importanza, e di altri aspetti della procedura cambia a seconda l&#39;intenzione dell&#39;utente. <ol><li> Aprire il software di analisi dei dati. </li><li> Fare clic sul menu High Throughput per consentire l&#39;analisi di più file di dati (campioni) alla volta. Selezionare &quot;Forza Frequenza&quot; Analisi. </li><li> Fare clic sul pulsante &quot;Scegli file&quot; e aprire tutti i file di dati salvati, se lo desideri. </li><li> Selezionare &quot;Manuale&quot; nella casella di cursore Placement metodo. NOTA: Questo permetterà all&#39;utente di analizzare tutti i datun entro un timestamp desiderata, in contrasto con il programma seleziona automaticamente la posizione di analisi. </li><li> Modificare il valore timestamp finale del cursore per 2. Fare clic sul pulsante &quot;Analizza&quot; (Figura 1D). </li><li> Per salvare la tabella e analizzare i dati utilizzando un foglio di calcolo, fare clic sul &quot;Salva tabella tasto per ASCII. Ciò salverà il file, e può essere aperto con un foglio di calcolo in un secondo momento. </li><li> Aprire il file di dati salvati in foglio di calcolo. </li><li> Creare una colonna aggiuntiva denominata &quot;massima assoluta&quot;, e determinare la differenza tra la linea di base ei valori massimi per ciascun campione. Ciò fornirà la forza massima totale prodotto ad ogni frequenza. </li><li> Per determinare la coppia, moltiplicare ogni valore di forza per la lunghezza del braccio di leva. NOTA: In questo caso, che sarebbe rappresentato dalla lunghezza del piede dell&#39;animale. Questo protocollo utilizza il valore medio determinato sperimentalmente di 30 mm. L&#39;utente ha ora determinato i valori per la macoppia ximum prodotta ad ogni frequenza. </li><li> Graph questi valori come una curva di frequenza di coppia, o la coppia massima prodotta dall&#39;animale su tutte le frequenze di stimolazione. NOTA: Questo può essere identificato e utilizzato come unico punto di confronto tra i campioni. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Questo protocollo illustra un metodo relativamente semplice per eseguire test in funzione muscolare vivo sul vano crurale anteriore del hindlimb ratto. Altre forme di test di funzionalità muscolare, tra cui ex vivo e nei protocolli in situ, può anche fornire informazioni importanti sulla fisiologia muscolare. Tuttavia, il significato di test in vivo funzione risiede nella sua natura non invasiva, e il fatto che ricapitola più esattamente meccanismi endogeni di stimolazione muscolare. Per entrambi ex vivo e prove in situ, il tendine e / o muscolari sono esposti, e, quindi, deve essere tenuto umido o sommerse 41,42. Sperimentazione in vivo rimuove variabili confondenti di traumi e l&#39;infiammazione che possono essere causati dalle procedure chirurgiche necessarie per le prove in situ funzione muscolare; questo è particolarmente importante se l&#39;obiettivo dell&#39;esperimento è quello di indagare i processi infiammatori e cellulari <sup&gt; 43. Inoltre, la sperimentazione in vivo richiede poca abilità chirurgica come il muscolo non è isolata dal suo ambiente e non richiede nodi precise per ridurre il muscolo / tendine slittamento (come è il caso per in situ o ex vivo) 41. Inoltre, con la pratica sufficiente, la velocità di posizionamento degli elettrodi corretta e la possibilità di effettuare rapidamente le regolazioni per ottenere una produzione forza massima del muscolo farà in modo che il completamento protocollo è rapido e reproducible- sia all&#39;interno animali e tra diversi utenti della stessa apparecchiatura 39 . E &#39;utile per cominciare con una valutazione di tutta la componente crurale anteriore come illustrato, prima di escissione dei muscoli sinergici meno accessibili (EDL e HL) per ulteriori indagini dirette del muscolo TA. Usando questo approccio, si può ottenere piuttosto rapidamente padronanza della tecnica. Mentre la procedura descritta dimostra ed evidenzia l&#39;utilità di un fr forzaprotocollo equency per indurre il tetano e determinare la forza massima prodotta da un muscolo, gli utenti dovrebbero determinare il tipo (s) di test funzionali che sarebbe meglio informare i loro esperimento specifico (s) e obiettivi di ricerca. Ci sono diversi passaggi critici che devono essere attentamente eseguite per garantire risultati sperimentali ottimali e riproducibili, cioè, la produzione massima forza costante dal muscolo ad una varietà di parametri di stimolazione. Alcune delle caratteristiche chiave sono descritte nella Figura 2. Tuttavia, il corretto posizionamento e la stabilità dell&#39;elettrodo stimolante è un prerequisito assoluto per riproducibili stimolazione massima del nervo peroneale. A questo proposito, gli elettrodi devono essere posizionati superficialmente. Cioè, se il posizionamento dell&#39;elettrodo è troppo profonda, si rischia di stimolazione elettrica diretta dei muscoli antagonisti, diminuendo così l&#39;ampiezza della risposta contrattile osservato del vano crural anteriore. Inoltre, ladue elettrodi devono essere posizionati come in prossimità l&#39;uno all&#39;altro come possibile ridurre la resistenza elettrica della pelle e del tessuto connettivo circostante. In generale, il posizionamento degli elettrodi vicino al ginocchio e mediale alla gamba tracciare direttamente il bordo del tibiale anteriore, fino ad incontrare il gastrocnemio spesso produce produzione di forza adeguata. Questo assicura anche che gli elettrodi sono posti adiacenti e ortogonale al piano del nervo peroneo, che a sua volta, è perpendicolare alla tibia e lateralmente lungo la gamba dal ginocchio. Tuttavia, la variabilità naturale in anatomia tra gli animali richiede una costante vigilanza per assicurare che il posizionamento degli elettrodi è ottimizzato in caso per caso. Come tale, c&#39;è un certo livello di prova ed errore associato al posizionamento degli elettrodi che è significativamente ridotta dalla esperienza dell&#39;utente. Il numero di volte che gli elettrodi perforare la pelle deve essere ridotto al minimo per ridurre il gonfiore e l&#39;infiammazione, che mi diminuisceproduzione di forza asured. Questo dipende in cui gli aghi sono inizialmente posizionati, ma si raccomanda di spostare gli aghi due volte o meno in particolare nella zona intorno alla rotula. Infine, una volta che gli elettrodi sono posizionati nella gamba dell&#39;animale, piccole regolazioni possono essere apportate al posizionamento della gamba e la corrente erogata attraverso gli elettrodi. Questo dovrebbe essere fatto contemporaneamente il monitoraggio della forza prodotta da una singola contrazione. Oltre al posizionamento degli elettrodi, le regolazioni possono essere effettuate anche alla tensione erogata attraverso gli elettrodi. Tuttavia, nella configurazione descritta qui, è importante prestare attenzione quando si aumenta la tensione, come un modo per aumentare la produzione forza, perché l&#39;aumento della tensione sarà stimolare i nervi che innervano muscoli antagonisti. Ci sono tre problemi tecnici chiave che devono essere monitorati per assicurare che il posizionamento degli elettrodi rimanga ottimale. Innanzitutto, il piede dell&#39;animale anestetizzato deve essere saldamenteancorato all&#39;apparecchio pedale, che misura la produzione della forza muscolare (Figura 2). Se il piede non è ancorata, la vera forza prodotta dal muscolo può essere incompleto tradotto al trasduttore di forza. Fissaggio piede instabile introduce anche il rischio di perdere il posizionamento ottimale degli elettrodi come movimento oltre la normale contrazione muscolare (cioè il piede allontanandosi dalla pedana) può causare lo spostamento degli elettrodi dalla loro posizione superficiale o rimuovere completamente. Entrambi i casi si riduce la forza misurata. In secondo luogo, il corpo dell&#39;animale dovrebbe essere completamente supina e allineate in un piano rettilineo (Figura 2). Il corretto posizionamento del corpo animali impedisce leggeri movimenti della gamba dovuto alla respirazione, e minimizza anche torsione della gamba e del bacino, consentendo un migliore posizionamento e continuo contatto degli elettrodi stimolanti. Terzo, il corretto posizionamento e l&#39;ancoraggio del ginocchio è critical per garantire che la gamba rimane costante, e pertanto, aiuta a stabilizzare il posizionamento ottimale degli elettrodi stimolanti per consentire l&#39;attivazione coerente del nervo peroneale. Ci sono alcuni punti aggiuntivi che deve essere valorizzato. Innanzitutto, il sistema di leve muscolare commerciale è progettato per eseguire test sulla gamba sinistra, ma la configurazione può essere modificato per eseguire test sulla gamba destra pure. In secondo luogo, leverismi muscolari possono essere scelti in base alle dimensioni dell&#39;animale, così gli utenti devono garantire che la piattaforma utilizzata è adeguata per misurare e sostenere la forza prodotta dal modello animale di scelta. muscoli verificabili per la piattaforma siano limitate a quelli che inducono estensione plantare o dorsiflessione del piede. In terzo luogo, va ancora una volta sottolineato che il posizionamento degli elettrodi può essere difficile e richiede pazienza e pratica per apprendere la tecnica. Elettrodi anche diventare noioso rapidamente con l&#39;uso regolare, quindi è utile avere diverse s pezziETS per una volta diventa difficile per pungere la pelle superficialmente. In terzo luogo, il protocollo descritto in questo report utilizza sequenze di stimolazione specifici e le procedure di analisi dei dati. La leva di muscolo software di controllo del sistema e dei dati software di analisi e dei dati che fornisce può rispondere a molte altre domande sperimentali e di conseguenza, la sua utilità si estende oltre ciò che viene descritto nel presente documento. Come tale, gli utenti sono incoraggiati a esplorare oltre i limiti del protocollo software (s) presentato in questo documento. Nonostante queste limitazioni minori, test in vivo funzione muscolare è un approccio efficace per determinare la capacità di salute e contrattile del muscolo scheletrico perché è minimamente invasiva e può essere effettuata in diverse occasioni, su un periodo di tempo prolungato, sullo stesso animale. In breve, questo tipo di utility utile rende il sistema particolarmente abile a testare gli effetti di nuove terapie per le lesioni muscolo scheletrico o malattia nel topo arti posteriori.

Il muscolo scheletrico ha una notevole capacità intrinseca per la riparazione in risposta a infortunio o malattia 1,2. Sperimentalmente, la robustezza di questa risposta rigenerativa è stata ben documentata in modelli animali studiando, ad esempio, la durata del danno muscolare scheletrico, riparazione e rigenerazione dopo l&#39;applicazione di myotoxins (ad esempio, cardiotossina) 3-7. In particolare, a seguito di ingenti danni muscolari cardiotossina-indotta (38-67% delle fibre muscolari 8), la rigenerazione è mediata da cellule satelliti, le cellule staminali residenti che maturare per diventare in ultima analisi, le fibre muscolari funzionali 4,9-13. Il risultato finale è aumentata dopo il danno la rigenerazione funzionale di salute, forza produttrici di tessuto muscolare 14-16. Anche se i dettagli sono ben oltre la portata di questo rapporto, la base meccanicistica per la rigenerazione muscolare riflette gli eventi attentamente orchestrata di numerosi tipi di cellule provenienti da più linee utilizzando canonical vie di segnalazione critica sia per lo sviluppo del tessuto e la morfogenesi 5,17-21. È importante sottolineare che la rigenerazione myotoxin-indotta è abilitato dal fatto che la matrice extracellulare, innervazione neuronale e la perfusione del vaso sanguigno rimangono strutturalmente intatti seguente cardiotossina indotta danno muscolare 3,8,22. In netto contrasto, queste strutture tissutali chiave e componenti sono, per definizione, tutto assente nel contesto di lesioni VML; dove la perdita di tessuto franca, a causa di una varietà di cause, si traduce in deficit funzionali ed estetici permanenti 23-25. Indipendentemente dalle sfide aggiuntive associate alla riparazione del muscolo e la rigenerazione dopo un trauma VML rispetto al danno muscolare myotoxin-indotta, una migliore comprensione della base meccanicistica per la rigenerazione del muscolo scheletrico e la riparazione, in una varietà di contesti, sarebbe ben servito da utilizzo di biologicamente modelli animali in combinazione con un longitudinalessessments di misure funzionali pertinenti. Come discusso qui, gli studi di arti posteriori del ratto forniscono un sistema modello eccellente per questo scopo. Più in particolare, i muscoli del compartimento crurale anteriore (tibiale anteriore, estensore lungo delle dita (EDL) e hallicus longus (HL)), che sono responsabili per la flessione dorsale del piede, sono facilmente identificabili e manipolati. Inoltre, essi sono serviti da grandi vasi sanguigni (iliaci e rami), e sono innervati dai nervi (sciatico e rami, compreso peroneo) che corre lungo della gamba 26-28. In quanto tale, si può usare il modello di ratto arti posteriori per valutare direttamente il muscolo scheletrico funzione / patologia in vivo, o per valutare l&#39;impatto più indiretto di alterazioni patologia correlata nei vasi sanguigni o nervi sulla corrispondente funzione del muscolo scheletrico. In entrambi i casi, la gravità della malattia, e l&#39;efficacia del trattamento può essere determinato in funzione della produzione di forza muscolare (coppia) e corrispondente piedino movement 29-34. Idealmente, misure di forza sono accompagnati da studi istologici e l&#39;espressione genica analisi per valutare in modo più rigoroso lo stato strutturale e molecolare del muscolo scheletrico. istologia base e immunoistochimica, per esempio, sono in grado di rispondere a domande relative alla dimensione del muscolo, l&#39;allineamento delle fibre muscolari, la composizione della matrice extracellulare, la posizione dei nuclei, numero di cellulare, e la localizzazione della proteina. Analisi dell&#39;espressione genica, a sua volta, è necessaria per identificare i meccanismi molecolari che possono influenzare / modulare la maturità delle fibre muscolari, stati di malattia, e l&#39;attività metabolica. Mentre questi metodi forniscono informazioni cruciali, in genere rappresentano gli endpoint terminali, e, soprattutto, non riescono ad affrontare direttamente la capacità funzionale del muscolo scheletrico, e, quindi, sono correlativi piuttosto che causale. Tuttavia, quando gli studi istologici e le analisi di espressione genica sono valutati in collaborazione con measur funzionalees, quindi, meccanismi di produzione di forza e la rigenerazione funzionale possono essere identificate più accuratamente. A questo proposito, la forza producendo capacità di un muscolo può essere misurata in vitro, in situ o in vivo. Tutti e tre gli approcci hanno entrambe vantaggi e limiti. In un esperimento in vitro, per esempio, il muscolo è completamente isolato e rimosso dal corpo dell&#39;animale. Rimuovendo le influenze dei vasi sanguigni e nervi che forniscono il muscolo, la capacità contrattile del tessuto può essere determinata in un ambiente esterno strettamente controllato 35. Nel test muscolare in situ permette al muscolo di essere isolato, come con le preparazioni in vitro, tuttavia , l&#39;innervazione e afflusso di sangue rimangono intatti. Il vantaggio del modello sperimentale in situ è che permette un singolo muscolo da esaminare mentre l&#39;innervazione e apporto di sangue è minimamente perturbato 36. In entrambein vitro ed in situ, trattamenti farmacologici possono essere applicate più direttamente senza dover tener conto degli effetti di eventuali tessuti circostanti o l&#39;impatto del sistema circolatorio sulle risposte contrattili misurati 37. Tuttavia, nei test funzione vivo, come qui descritto, è la tecnica meno invasiva per valutare la funzione muscolare nel suo ambiente nativo 38, e può essere eseguita ripetutamente nel tempo (cioè, longitudinalmente). Come tale, esso sarà il punto focale della discussione seguente. A questo proposito, elettrodi percutanei inseriti nei pressi del muscolo di interesse, o il nervo motore che serve, forniscono un segnale elettrico al muscolo. Un trasduttore misura quindi la lunghezza o la forza risultante cambiamenti nel muscolo attivato come indicato da un predeterminato, protocollo di software personalizzato. Da questi dati, le proprietà fisiche del muscolo può essere determinato. Questi includono perce-frequenza, il tetano massimale, forza-velocità, la rigidità, la tensione di lunghezza, e la fatica. lunghezza del muscolo o la forza possono essere tenute anche costante in modo che il muscolo si contrae isometrico o isotonicamente. È importante sottolineare che questi protocolli sperimentali possono essere rapidamente eseguite, facilmente ripetuto, e customized- tutto mentre l&#39;animale è anestetizzati e con un periodo di recupero di ore o giorni. Un singolo animale può subire in vigore vivo test più volte, consentendo in tal modo studi longitudinali di modelli di malattia o di valutazione delle piattaforme terapeutici / tecnologie. Come qui descritto, un sistema di leve muscolare commerciale in congiunzione con una potenza elevata, bifase stimolatore viene utilizzato per eseguire test in vivo funzione muscolare per valutare il contributo del muscolo tibiale anteriore della hindlimb ratto dorsiflessione del piede tramite stimolazione il nervo peroneale. Abbiamo sviluppato un protocollo che è specificamente progettato per valutare la medicina rigenerativa / TItecnologie di ingegneria SSUE per la riparazione del muscolo seguenti ferita traumatica VML del ratto TA muscolare. Dovrebbe essere notato; la EDL e HL devono essere sezionato dal vano crural anterior per valutare specificamente muscolo TA (che rappresentano circa il 15-20% della coppia totale tibiale anteriore misurata dopo stimolazione del nervo peroneale (Corona et al., 2013) ). Perché questo approccio fornisce un&#39;analisi longitudinale completa del muscolo fisiologia / funzione, può gettare importante intuizione meccanicistica su numerosi altri tipi di indagini fisiologiche, nonché una varietà di malattie o di aree terapeutiche 39. Ad esempio, in vivo test di funzionalità muscolare è applicabile a studi di fisiologia dell&#39;esercizio, ischemia / riperfusione ricerca, miopatia, danni ai nervi / neuropatia e vasculopatia, sarcopenia, e distrofie muscolari 40.

<table><tbody><tr><td>Isothesia</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>05260-04-04</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer-Funnel Fill</td><td>Vet Equip</td><td>911103</td><td></td></tr><tr><td>Inlet Adaptor for Vaporizer</td><td>Vet Equip</td><td>911124</td><td></td></tr><tr><td>Outlet Adaptor for Vaporizer</td><td>Vet Equip</td><td>911125</td><td></td></tr><tr><td>Tabletop Anaesthesia Machine</td><td>Vet Equip</td><td>901801</td><td></td></tr><tr><td>Compressed oxygen gas</td><td>Praxair</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>VaporGuard Activated Charcoal Filter</td><td>Vet Equip</td><td>931401</td><td></td></tr><tr><td>T/Pump Professional water heater</td><td>Stryker</td><td>N/A</td><td>set on Continuous Therapy Time at 38/100 for temperature</td></tr><tr><td>Transpore Surgical Tape</td><td>3M</td><td>1527S-1</td><td>rip in half to make thinner strips</td></tr><tr><td>A5 Golden animal clippers</td><td>Oster</td><td>078005-050-002</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine Solution</td><td>Aplicare</td><td>82-227K</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Swabs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 proof Ethanol</td><td>Decon labs</td><td></td><td>diluted to 70% with deionized water</td></tr><tr><td>cotton tipped applicators</td><td>Puritan</td><td>836-WC</td><td></td></tr><tr><td>Teflon coated electrodes-Monopolar needle electrode</td><td>Chalgren Enterprises</td><td>111-725-24TP</td><td></td></tr><tr><td>servomotor</td><td>Cambridge Technology</td><td>Model 6650LR</td><td></td></tr><tr><td>Dual Mode Lever System</td><td>Aurora Scientific Inc</td><td>Model 305C-LR-FP</td><td>contact manufacturer to order</td></tr><tr><td>Signal Interface</td><td>Aurora Scientific Inc</td><td>Model 604A</td><td></td></tr><tr><td>High-Power, Bi-Phase Stimulator</td><td>Aurora Scientific Inc</td><td>Model 701C</td><td></td></tr><tr><td>Data analysis software</td><td>Aurora Scientific Inc</td><td>DMAv5.110 software</td><td></td></tr><tr><td>Muscle lever system control software</td><td>Aurora Scientific Inc</td><td>DMCv5.400 software</td><td></td></tr></tbody></table>

applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair

Nonostante la capacità di rigenerazione del muscolo scheletrico, deficit funzionali e / o estetici permanenti (ad esempio, la perdita muscolare volumetrico (VML) derivanti da lesioni traumatiche, le malattie e le varie condizioni congenite, genetiche e acquisite sono abbastanza comuni. L&#39;ingegneria dei tessuti e delle tecnologie di medicina rigenerativa hanno un enorme possibilità di fornire una soluzione terapeutica. Tuttavia, l&#39;utilizzo di modelli animali biologicamente rilevanti in combinazione con valutazioni longitudinali di misure funzionali pertinenti sono fondamentali per lo sviluppo di migliori terapie rigenerative per il trattamento di lesioni VML-simili. a questo proposito, un leverismo muscolare commerciale può essere utilizzato per misurare la lunghezza, tensione, forza e parametri di velocità nei muscoli scheletrici. Abbiamo usato questo sistema, in combinazione con una potenza elevata, stimolatore bi-fase, per misurare in vivo produzione della forza in risposta all&#39;attivazione del compartimento crural anteriore il arti posteriori del ratto. Abbiamo previusato neamente questa apparecchiatura per valutare l&#39;impatto funzionale di lesioni VML sul muscolo tibiale anteriore (TA), nonché l&#39;entità del recupero funzionale dopo il trattamento del muscolo TA ferita con la tecnologia dell&#39;ingegneria tessutale riparazione muscolare (TEMR). Per questi studi, il piede sinistro di un ratto anestetizzato è ancorata saldamente ad una pedana collegata ad un servomotore, e il nervo peroneo comune è stimolata da due elettrodi ad ago percutanee per suscitare la contrazione muscolare e dorsiflessione del piede. Il nervo peroneo stimolazione indotta contrazione muscolare è misurato su una gamma di frequenze di stimolazione (1-200 Hz), per garantire un eventuale plateau in produzione della forza che consente una determinazione accurata del picco forza tetanica. Oltre alla valutazione dell&#39;entità del pregiudizio VML nonché il grado di recupero funzionale dopo il trattamento, questa metodologia può essere facilmente applicato per studiare diversi aspetti della fisiologia muscolare e fisiopatologia. Un tale approccio shoULD assistere con lo sviluppo più razionale delle terapie migliorati per la riparazione del muscolo e la rigenerazione.

La curva tetanica può essere utilizzata per distinguere risultati ottimali da risultati non ottimali. Questa curva di solito inizia a formare ad una frequenza di 60 Hz. Il fattore chiave per ottenere buoni risultati è la capacità di stimolare il muscolo in modo che esso produce la sua forza massima e sostiene che la forza durante il tetano. La curva ideale dovrebbe avere una ripresa ininterrotta, tagliente, verticale al momento della stimolazione, seguita da una fase di plateau piatto con oscillazioni minime, ed una, affilato periodo di diminuzione verticale ininterrotto cessazione della stimolazione (Figura 4). Deviazioni dalla curva ideale sono indicazioni che il muscolo è affaticato (Figura 5D) o che il muscolo non viene adeguatamente stimolato a produrre forza massima (Figura 5B - C). Quest&#39;ultimo generalmente il risultato di posizionamento degli elettrodi non corretta che porta al fallimento del reclutamento massimo delle fibre muscolari durante stimolizione. Una caratteristica distintiva che permette al ricercatore di determinare se una curva non ideale è il risultato del posizionamento degli elettrodi non corretta o patologiche al muscolo è se la curva tetanica è completa (fusa) o incompleto (non condensato). An, incomplete curva tetanica unfused indica che gli elettrodi sono fuori luogo, causando il muscolo non sperimentando una contrazione massima. Un esempio di un cambiamento patologico nel muscolo può osservare come è diminuito contrazione massima rispetto al controllo, o una risposta contrattile che affatica più rapidamente. I tre diversi tipi di picchi ottenuti nel corso di questa procedura rappresentano differenti posizioni degli elettrodi e delle gambe e può essere visto in Figura 3. I primi picchi sono intorno 0.4N e si verificano quando il posizionamento dell&#39;elettrodo corretta è determinata superficialmente sulla pelle (Figura 3A). La seconda serie di picchi ha hampiezza igher, di solito intorno 0.5-0.6N (Figura 3B) e si verificano quando gli elettrodi perforare attraverso il derma. Dopo questi vengono ottenuti, la gamba e piede sono adeguati per massimizzare la produzione di forza, che si ottiene quando il picco di ampiezza aumenta a circa 1N o superiore (Figura 3C). A questo punto, istantaneo Stim può essere spento e la sequenza può iniziare. Queste linee guida garantiscono risultati accurati e riproducibili e sono posti di blocco chiave in tutto il protocollo. I risultati finali possono essere rappresentati in modi diversi a seconda delle informazioni che l&#39;utente estrae dal test forza e il disegno sperimentale. In questo protocollo, la forza massima viene misurata su tutte le frequenze di stimolazione, ma altri punti di dati può essere importante per una particolare ricercatore o applicazione. Un esempio è la frequenza di stimolazione in cui la curva tetanica comincia a prendere forma. Tegli dati possono essere confrontati con altri risultati ottenuti da un esperimento precedente o successiva sullo stesso animale, o per confronto tra i diversi gruppi di trattamento. produzione di forza può essere normalizzato dalla massa corporea per calcolare la forza isometrica e fornire una valutazione più imparziale della impatto dell&#39;età sulla contrazione massima osservata. Anche se gli animali di diversa peso corporeo e dell&#39;età produrranno varie forze massime, la forma della curva tetanica deve essere coerente tra tutti i gruppi quando la procedura viene eseguita correttamente. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54487/54487fig1.jpg" /> Figura 1: Panoramica del Sistema di controllo Leva e software per l&#39;analisi dei dati per l&#39;analisi (A) Panoramica del software di controllo quando si apre il programma.. (B) i parametri per &quot;istante Stim.&quot; (C) Sequenza Esempio per la stimolazione forza-frequenza. (D </strong&gt;) i dati rappresentativi da un elevato throughput analisi in frequenza forza nel software di analisi. Va notato che la procedura di analisi esempio di sequenza e dei dati è specifico per questo protocollo e non rappresenta l&#39;intera gamma di sequenze e delle uscite che vengono forniti da questo software. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54487/54487fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54487/54487fig2.jpg" /> Figura 2: Aspetti critici per il posizionamento del ratto e posizionamento del piede nella Apparatus (A) Il ratto è in posizione supina con il piede sinistro saldamente fissato alla pedana.. Gli angoli retti effettuate dal piede, gamba e coscia sono cerchiati. (B) L&#39;angolo retto creato dalla caviglia è evidenziata. (C) La gamba deve<html> essere allineati in un piano direttamente dal piede al corpo. (D) Il posizionamento degli elettrodi è parallela e ortogonale al piano del nervo peroneale. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54487/54487fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54487/54487fig3.jpg" /> Figura 3: Picchi rappresentativi dimostrando l&#39;importanza di una corretta Posizionamento degli elettrodi di massima produzione di forza (A) basali di punta risposte tetaniche osservate con elettrodi posti troppo superficialmente.. (B) i picchi più grandi con elettrodi inseriti nel posto giusto. (C) Transizione da picchi più grandi segnalazione posizionamento degli elettrodi corretto ottimale pre-sequenza di ampiezza di picco come le posizioni delle gambe e dei piedi vengono regolati in modo ottimale./ftp_upload/54487/54487fig3large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54487/54487fig4.jpg" /> Figura 4:. Ottimale Curve Tetanic a 100 Hz Questa curva aumenta e diminuisce bruscamente e ha una fase di plateau piatta. Questo esempio indica il posizionamento degli elettrodi corretta e la stimolazione forza massima. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54487/54487fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54487/54487fig5.jpg" /> Figura 5:. Esempi rappresentativi di curve tetaniche sub-ottimali ottenuti a 100 Hz (A) A seguito di relax, questa curva scende al di sotto della linea di base. Questo è indicativo di stimolazionedi antagonisti. (B - D) Questi grafici sono il risultato di posizionamento degli elettrodi improprio e diseguale reclutamento delle fibre muscolari. Le fasi plateau dimostrano grandi oscillazioni (B), una pendenza verso l&#39;alto (C), o una pendenza verso il basso (D). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54487/54487fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

applicazioni di<em&gt; In Vivo</em&gt; Test funzionale del Topo tibiale anteriore per la valutazione di ingegneria tessutale muscolo scheletrico di riparazione

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

applications-vivo-functional-testing-rat-tibialis-anterior-for

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

13.7K Views.  University of Virginia. We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration. 

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An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

Muscle strains are one of the most common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and physical exam alone, however the clinical presentation can vary greatly depending on the extent of injury, the patient's pain tolerance, etc. In patients with muscle injury or muscle disease, assessment of muscle damage is typically limited to clinical signs, such as tenderness, strength, range of motion, and more recently, imaging studies. Biological markers, such as serum creatine kinase levels, are typically elevated with muscle injury, but their levels do not always correlate with the loss of force production. This is even true of histological findings from animals, which provide a "direct measure" of damage, but do not account for all the loss of function. Some have argued that the most comprehensive measure of the overall health of the muscle in contractile force. Because muscle injury is a random event that occurs under a variety of biomechanical conditions, it is difficult to study. Here, we describe an in vivo animal model to measure torque and to produce a reliable muscle injury. We also describe our model for measurement of force from an isolated muscle in situ. Furthermore, we describe our small animal MRI procedure.

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

An in vivo animal model of injury is described. The method takes advantage of the subcutaneous position of the fibular nerve. Velocity, timing of muscle activation, and arc of motion are all pre-determined and synchronized using commercial software. Post injury changes are monitored in vivo using MR imaging/spectroscopy.

Un In vivo Modello di roditore della contrazione indotta Lesioni e monitoraggio non invasivo di recupero

Muscle strains are one of the most  common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and  physical ...

Ricerca

Medicina

Athymic Rat Model for Evaluation of Engineered Anterior Cruciate Ligament Grafts

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without intervention. Current treatment strategies include ligament reconstruction with either autograft or allograft, which each have their associated limitations. Thus, there is interest in designing a tissue-engineered graft for use in ACL reconstruction. We describe the fabrication of an electrospun polymer graft for use in ACL tissue engineering. This polycaprolactone graft is biocompatible, biodegradable, porous, and is comprised of aligned fibers. Because an animal model is necessary to evaluate such a graft, this paper describes an intra-articular athymic rat model of ACL reconstruction that can be used to evaluate engineered grafts, including those seeded with xenogeneic cells. Representative histology and biomechanical testing results at 16 weeks postoperatively are presented, with grafts tested immediately post-implantation and contralateral native ACLs serving as controls. The present study provides a reproducible animal model with which to evaluate tissue engineered ACL grafts, and demonstrates the potential of a regenerative medicine approach to treatment of ACL rupture.

Animal models are important tools for the evaluation of tissue-engineered grafts. This paper presents the protocol for preparing an electrospun biodegradable polymer graft for use in anterior cruciate ligament tissue engineering, as well as a surgical protocol for implantation in a rat model.

Atimico Rat modello per la valutazione di Engineered legamento crociato anteriore Innesti

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without ...

Bioingegneria

Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats

Regenerative medicine provides novel alternatives to conditions that challenge traditional treatments. The prevalence and morbidity of tendinopathy across species, combined with the limited healing properties of this tissue, have prompted the search for cellular therapies and propelled the development of experimental models to study their efficacy. Umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells (UCM-MSC) are appealing candidates because they are abundant, easy to collect, circumvent the ethical concerns and risk of teratoma formation, yet resemble primitive embryonic stem cells more closely than adult tissue-derived MSCs. Significant interest has focused on chitosan as a strategy to enhance the properties of MSCs through spheroid formation. This paper details techniques to isolate UCM-MSCs, prepare spheroids on chitosan film, and analyze the effect of spheroid formation on surface marker expression. Consequently, creation of a bilateral patellar tendon injury model in rats is described for in vivo implantation of UCM-MSC spheroids formed on chitosan film. No complication was observed in the study with respect to morbidity, stress rising effects, or tissue infection. The total functional score of the operated rats at 7 days was lower than that of normal rats, but returned to normal within 28 days after surgery. Histological scores of tissue-healing confirmed the presence of a clot in treated defects evaluated at 7 days, absence of foreign body reaction, and progressing healing at 28 days. This bilateral patella tendon defect model controls inter-individual variation via creation of an internal control in each rat, was associated with acceptable morbidity, and allowed detection of differences between untreated tendons and treatments.

This paper describes the preparation and evaluation of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells spheroids with a bilateral patellar tendon defect model in a rat. This model was associated with an acceptable morbidity and was found to detect differences between untreated and treated tendons, and between the two treatments tested.

Valutazione delle terapie con cellule staminali in un modello di lesione bilaterale del tendine Patellar in ratti

Regenerative medicine provides novel alternatives to conditions that challenge traditional treatments. The prevalence and morbidity of tendinopathy across ...

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Body movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are sheathed by intramuscular connective tissues. Each myofiber contains many myofibrils that run longitudinally along the length of the myofiber. Myofibrils are the contractile apparatus of muscle and they are composed of repeated contractile units known as sarcomeres. A sarcomere unit contains actin and myosin filaments that are spaced by the Z discs and titin protein. Mechanical function of skeletal muscle is defined by the contractile and passive properties of muscle. The contractile properties are used to characterize the amount of force generated during muscle contraction, time of force generation and time of muscle relaxation. Any factor that affects muscle contraction (such as interaction between actin and myosin filaments, homeostasis of calcium, ATP/ADP ratio, etc.) influences the contractile properties. The passive properties refer to the elastic and viscous properties (stiffness and viscosity) of the muscle in the absence of contraction. These properties are determined by the extracellular and the intracellular structural components (such as titin) and connective tissues (mainly collagen) 1-2. The contractile and passive properties are two inseparable aspects of muscle function. For example, elbow flexion is accomplished by contraction of muscles in the anterior compartment of the upper arm and passive stretch of muscles in the posterior compartment of the upper arm. To truly understand muscle function, both contractile and passive properties should be studied.
The contractile and/or passive mechanical properties of muscle are often compromised in muscle diseases. A good example is Duchenne muscular dystrophy (DMD), a severe muscle wasting disease caused by dystrophin deficiency 3. Dystrophin is a cytoskeletal protein that stabilizes the muscle cell membrane (sarcolemma) during muscle contraction 4. In the absence of dystrophin, the sarcolemma is damaged by the shearing force generated during force transmission. This membrane tearing initiates a chain reaction which leads to muscle cell death and loss of contractile machinery. As a consequence, muscle force is reduced and dead myofibers are replaced by fibrotic tissues 5. This later change increases muscle stiffness 6. Accurate measurement of these changes provides important guide to evaluate disease progression and to determine therapeutic efficacy of novel gene/cell/pharmacological interventions. Here, we present two methods to evaluate both contractile and passive mechanical properties of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and the contractile properties of the tibialis anterior (TA) muscle.

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Changes in limb muscle contractile and passive mechanical properties are important biomarkers for muscle diseases. This manuscript describes physiological assays to measure these properties in the murine extensor digitorum longus and tibialis anterior muscles.

Valutazione della funzione muscolare del muscolo estensore lungo delle dita<em&gt; Ex vivo</em&gt; E Muscolo tibiale anteriore<em&gt; In situ</em&gt; In Mouse

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

Biologia

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

Valutazione non invasiva della funzione Dorsiflexor muscolare nei topi

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Carico meccanico ciclico per indurre tendinopatia nel tendine d'Achille di ratto

A Passive Ankle Dorsiflexion Testing System for an In Vivo Model of Overuse-induced Tendinopathy

Tendinopathy is a chronic tendon condition that results in pain and loss of function and is caused by repeated overload of the tendon and limited recovery time. This protocol describes a testing system that cyclically applies mechanical loads via passive dorsiflexion to the rat Achilles tendon. The custom-written code consists of pre- and post-cyclic loading measurements to assess the effects of the loading protocol along with the feedback control-based cyclic fatigue loading regimen. 
We used 25 Sprague-Dawley rats for this study, with 5 rats per group receiving either 500, 1,000, 2,000, 3,600, or 7,200 cycles of fatigue loads. The percentage differences between the pre- and post-cyclic loading measurements of the hysteresis, peak stress, and loading and unloading moduli were calculated. The results demonstrate that the system can induce varying degrees of damage to the Achilles tendon based on the number of loads applied. This system offers an innovative approach to apply quantified and physiological varying degrees of cyclic loads to the Achilles tendon for an in vivo model of fatigue-induced overuse tendon injury.

Autore in primo piano: Integrazione dell'analisi meccanica e biologica nella ricerca sulle tendinopatie 

This protocol presents a testing system used to induce quantifiable and controlled fatigue injuries in a rat Achilles tendon for an in-vivo model of overuse-induced tendinopathy. The procedure consists of securing the rat's ankle to a joint actuator that performs passive ankle dorsiflexion with a custom-written MATLAB script.

Un sistema di test di flessione dorsale passiva della caviglia per un modello in vivo di tendinopatia indotta da uso eccessivo

Tendinopathy is a chronic tendon condition that results in pain and loss of function and is caused by repeated overload of the tendon and limited recovery ...

Fabbricazione di assembloidi tendinei di topo per studiare le interazioni cellulari nella malattia

Engineering Tendon Assembloids to Probe Cellular Crosstalk in Disease and Repair

Tendons enable locomotion by transferring muscle forces to bones. They rely on a tough tendon core comprising collagen fibers and stromal cell populations. This load-bearing core is encompassed, nourished, and repaired by a synovial-like tissue layer comprising the extrinsic tendon compartment. Despite this sophisticated design, tendon injuries are common, and clinical treatment still relies on physiotherapy and surgery. The limitations of available experimental model systems have slowed the development of novel disease-modifying treatments and relapse-preventing clinical regimes. 
In vivo human studies are limited to comparing healthy tendons to end-stage diseased or ruptured tissues sampled during repair surgery and do not allow the longitudinal study of the underlying tendon disease. In vivo animal models also present important limits regarding opaque physiological complexity, the ethical burden on the animals, and large economic costs associated with their use. Further, in vivo animal models are poorly suited to systematic probing of drugs and multicellular, multi-tissue interaction pathways. Simpler in vitro model systems have also fallen short. One major reason is a failure to adequately replicate the three-dimensional mechanical loading necessary to meaningfully study tendon cells and their function. 
The new 3D model system presented here alleviates some of these issues by exploiting murine tail tendon core explants. Importantly, these explants are easily accessible in large numbers from a single mouse, retain 3D in situ loading patterns at the cellular level, and feature an in vivo-like extracellular matrix. In this protocol, step-by-step instructions are given on how to augment tendon core explants with collagen hydrogels laden with muscle-derived endothelial cells, tendon-derived fibroblasts, and bone marrow-derived macrophages to substitute disease- and injury-activated cell populations within the extrinsic tendon compartment. It is demonstrated how the resulting tendon assembloids can be challenged mechanically or through defined microenvironmental stimuli to investigate emerging multicellular crosstalk during disease and injury.

Autore in primo piano: Far progredire la ricerca sui tendini sviluppando assembloidi di topo per comprendere i meccanismi cellulari

Here, we present an assembloid model system to mimic tendon cellular crosstalk between the load-bearing tendon core tissue and an extrinsic compartment containing cell populations activated by disease and injury. As an important use case, we demonstrate how the system can be deployed to probe disease-relevant activation of extrinsic endothelial cells.

applicazioni di

Riepilogo

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Un In vivo Modello di roditore della contrazione indotta Lesioni e monitoraggio non invasivo di recupero

Atimico Rat modello per la valutazione di Engineered legamento crociato anteriore Innesti

Valutazione delle terapie con cellule staminali in un modello di lesione bilaterale del tendine Patellar in ratti

Valutazione della funzione muscolare del muscolo estensore lungo delle dita

Valutazione non invasiva della funzione Dorsiflexor muscolare nei topi

Un sistema di test di flessione dorsale passiva della caviglia per un modello in vivo di tendinopatia indotta da uso eccessivo

Un sistema di test di flessione dorsale passiva della caviglia per un modello in vivo di tendinopatia indotta da uso eccessivo

Un sistema di test di flessione dorsale passiva della caviglia per un modello in vivo di tendinopatia indotta da uso eccessivo

Ingegnerizzazione di assiemi tendinei per sondare la diafonia cellulare nella malattia e nella riparazione

Ingegnerizzazione di assiemi tendinei per sondare la diafonia cellulare nella malattia e nella riparazione