Questi studi sono stati supportati da sovvenzioni dal National Institutes of Health, Istituto Nazionale per l&#39;alcolismo e abuso di alcool: R01AA016837 (JCB) e P20AA017828 (AGD e JCB).

1. procedura per eseguire il giorno prima del test <ol><li> Scegli L4 vermi stadio a fresco mezzo di crescita nematode (NGM) piastre seminate con un prato di OP50 E. coli, e la cultura a 20 CO / N. Ogni condizione test richiede 10 vermi; scegliere un eccesso di vermi per consentire O / N perdita di vermi. <ol><li> Animali solo test che sono gli adulti del primo giorno; molti mutanti crescono a una velocità più lenta di tipo selvaggio. Regolare i tempi di raccolta per i ceppi che hanno ritardi di sviluppo in modo che tutti gli animali testati sono adulti primo giorno. </li></ol></li></ol> 2. procedura per eseguire il Giorno del saggio <ol><li> Preparazione per il saggio: <ol><li> Effettuare test su 60 x 15 millimetri piastre non teste di serie standard di NGM. Asciugare tutti piatti da utilizzare a 37 ° C per 2 ore, con coperchio off. Per ogni prova sperimentale, utilizzare quattro piastre NGM secchi; questi saranno gli 0 e 400 mm piastre test etanolo e i loro piatti di acclimatazione di accompagnamento. NOTE:L&#39;uso di piastre NGM è importante; differenze nella composizione delle piastre, in particolare la loro osmolarità, possono influenzare fortemente la risposta dose di etanolo sul comportamento, ciò è dovuto, almeno in parte, ai cambiamenti nella quantità di etanolo accumulata dagli animali 20. NGM agar è di 160 mOsm. </li><li> Dopo l&#39;essiccazione, pesano ciascuna delle piastre NGM non teste di serie da utilizzare nel dosaggio e nota il peso. Determinare il volume del supporto nelle piastre base al peso di un piatto vuoto. Per approssimare la conversione del peso del agar a volume, si supponga che il supporto pesa la stessa di un uguale volume di acqua. NOTA: I nostri risultati più consistenti sono stati trovati con i media NGM che ha disidratati sufficientemente che un volume originale 10 ml ha un volume di post-essiccazione tra 8,3-8,9 ml. Un&#39;alternativa al tempo secco 2 hr è asciugare le piastre fino a raggiungere questa gamma volume per tenere conto delle differenze in incubatrici. </li><li> Sciogliere 4 anelli di rame (diametro interno di 1.6 cm) nella superficie di ciascuna delle piastre di agire come recinti per i diversi genotipi o gruppi di trattamento di worms.Grasp ogni anello con una pinza, e calore in una fiamma (forte fiamma di un becco Bunsen funziona bene) per circa 3 sec. Porre immediatamente l&#39;anello su un piatto, mentre ancora in mano l&#39;anello con le pinze per evitare che &#39;saltare&#39;. <ol><li> Assicurarsi che l&#39;anello poggia piatta contro la superficie del agar premendo leggermente con la pinza in diversi punti sull&#39;anello. Quando si posiziona l&#39;anello, attenzione a lasciare spazio per altri tre anelli. </li><li> Sciogliere i tre anelli di rame aggiuntivi nella superficie della piastra, avendo cura di posizionare il più vicino possibile tra loro in modo che tutti e quattro sarà nel campo visivo della telecamera. NOTA: Fare una buona tenuta con l&#39;agar è essenziale per mantenere i vermi negli anelli durante il dosaggio. Anelli che saltano intorno sul piatto è improbabile che rendere la tenuta corretta con l&#39;agar epuò cicatrice l&#39;agar, che permette vermi scavano e interferisce con la visualizzazione dei vermi. </li><li> Per ogni piatto saggio preparare un piatto di accompagnamento &quot;acclimatazione&quot;, che dovrebbe essere essiccata e testa di serie e riceverà nessun etanolo. Mettere quattro anelli di rame su queste tavole. </li></ol></li><li> Etichettare il fondo delle piastre adiacenti anello con il ceppo vite senza fine per essere utilizzato nell&#39;anello, avendo cura di non scrivere nel campo visivo dell&#39;anello stesso. Far corrispondere le etichette sulla piastra test con la piastra di acclimatazione di accompagnamento. </li><li> Calcolare la quantità di etanolo al 100% da aggiungere a ciascuna piastra di test in modo che la concentrazione finale è 0 mM o etanolo mM 400 (peso a volume). Per ogni esperimento (n = 1), ci sarà un 0 mM ed una piastra 400 mM etanolo; piastre acclimatazione non ricevono etanolo. Aggiungere l&#39;etanolo, pipettando intorno alla superficie della piastra. Utilizzare pellicola di laboratorio per sigillare la piastra e lasciarlo equilibrare sul banco per 2 ore. </li><li> Trascorso 1,5 ore, iniziare la fase di acclimatazione del dosaggio, passo 2.2. </li></ol></li><li> Eseguire test locomozione: lastre Assay <ol><li> Trasferire accuratamente 10 vermi di ogni gruppo sperimentale al centro di un anello di rame sulla piastra acclimatazione. Rimuovere qualsiasi alimento che è visibile sull&#39;agar a questo punto raschiando delicatamente con il pick verme. Variare l&#39;ordine in cui i gruppi sperimentali sono messi sulle piastre attraverso prove sperimentali in modo che gli stessi ceppi non vengono messi sulle piastre nello stesso ordine in tutti gli studi. NOTA: L&#39;obiettivo è quello di trasferire gli animali alla piastra con quantità minime di cibo, perché se cibo sul piatto acclimatazione viene trasferito alla piastra di dosaggio i vermi aggregare attorno al cibo e l&#39;effetto del farmaco sulla locomozione sarà oscurata. </li><li> Fare attenzione a non rompere la superficie del agar con il plettro, in quanto questo permetterà ai vermi di tana e interromperà il dosaggio. Incubare i vermi a temperatura ambiente per 30 min. </li><li> Assicurarsi che vi sia un intervallo adeguato tra le iniziazioni di ogni piatto. Uno sperimentatore esperto può muovere 40 animali, 10 / anello per 4 anelli in &lt;1,5 min, ma qualunque intervallo fino a 2 minuti è accettabile. Il test standard è la registrazione di filmati a 10-12 min e 30-32 minuti di esposizione sia per 0 mm e 400 mm di etanolo. </li><li> Avviare la piastra acclimatazione per l&#39;esposizione 0 mm e la piastra di acclimatazione per l&#39;esposizione 400 mm circa 2 min e 30 sec a parte per consentire il risparmio del primo filmato prima del secondo filmato deve iniziare. </li><li> Dopo il periodo di acclimatazione di 30 min, trasferire i vermi dalle piastre acclimatazione alle piastre di saggio. Trasferire i vermi alle piastre di saggio (0 mM o etanolo 400 mM) nello stesso ordine in cui sono stati aggiunti alla piastra acclimatazione, tenere traccia del tempo tra i completamenti di ogni piastra. Sigillare la piastra con la pellicola di laboratorio per minimizzare la perdita di etanolo per evaporazione. </li><li> USE un movimento scavare con un pick verme sottile taglio appiattito per raccogliere i vermi in cima alla scelta appiattito. Eseguire il trasferimento di vermi dalla piastra acclimatazione unseeded alla piastra dosaggio senza l&#39;uso di batteri, che è comunemente usato nel trasferimento vermi quanto contribuisce a incollare il verme al ritiro. NOTA: La velocità alla quale gli animali vengono trasferiti in questo passaggio è molto importante perché le prime vermi sulla piastra saranno esposti ad etanolo più lungo degli ultimi vermi aggiunti alla piastra, e precedenti punti di tempo può mostrare alcuni effetti dipendenti dal tempo. Questa è la ragione principale per la quale i ceppi rotazione sono posti su una piastra prima attraverso repliche sperimentali. </li></ol></li><li> Eseguire Locomotion Assay: riprese <ol><li> Utilizzare una combinazione microscopio / macchina che permette l&#39;imaging simultaneo di tutti i quattro anelli nel campo visivo (42x42 mm 2 circa quadrata), ad esempio un obiettivo microscopio 0.5x, 0.8x ingrandimento e una fotocamera con 2048x2048 7.481; m CCD pixel. </li><li> Utilizzare illuminazione uniforme in tutto il campo di vista, che aiuta a riconoscimento di oggetti nella fase soglia di intensità (vedi sotto). A 3 &quot;x3&quot; retroilluminazione funziona bene. </li><li> Immagine i vermi su una piastra di supporto posizionata rivolta verso l&#39;alto (coperchio verso il basso), che genera contrasto che si perde quando si usa la retroilluminazione rispetto ad un microscopio tradizionale trasmessa sorgente luminosa. </li><li> Preparare il software di analisi di immagine per catturare filmati time-lapse dei vermi in movimento. Impostare il software per catturare le immagini in scala di grigi a 12 bit ogni 1 sec, come 2-min (120 frame) del filmato. Per ridurre la dimensione del file di output, pur mantenendo la risoluzione dell&#39;immagine sufficiente, utilizzare una modalità binning 2x2 per catturare immagini 1024x1024 pixel. </li><li> Registrare i film. Iniziare la registrazione di un filmato 120-frame della prima piastra (0 etanolo mM) 10 min dopo gli ultimi vermi sono stati posti su quel piatto. Salvare il file del filmato. </li><li> Registrare il secondo piatto (etanolo 400 mm). Ripetere questo processo perentrambi i piatti iniziano 30 minuti dopo le ultime vermi sono stati collocati sul primo piatto (0 etanolo mm) per catturare i 30-32 punti min di tempo per ogni esposizione. NOTA: Lasciare il tempo sufficiente per salvare i file di immagine dopo ogni sessione di acquisizione prima di iniziare la registrazione della targa accanto da analizzare. </li><li> Per il futuro-proofing di film archiviati e permettere questi film di essere aperti e analizzati da altri programmi software di imaging open source di dominio pubblico, come ImageJ 28, convertire una copia di ogni film a 8-bit 256 file TIFF in scala di grigi. NOTA: Il software di analisi delle immagini qui descritto utilizza un formato di file proprietario. </li></ol></li><li> Analisi di filmati utilizzando software ImagePro. <ol><li> Una volta catturato, analizzare i filmati utilizzando Immagine-Pro Plus software o il suo equivalente. NOTA: Una varietà di altri software di monitoraggio oggetto è disponibile che è stato utilizzato per monitorare con successo molteplici C. elegans contemporaneamente 29 e talesoftware potrebbe ragionevolmente sostituire quello descritto qui come le misure di identificazione degli oggetti si basano su principi simili. Il metodo descritto si riferisce alle versioni Immagine-Pro Plus software 6,0-6,3 e 7.0, le versioni più recenti di Immagine-Pro Plus software può avere piccole differenze. </li><li> Analizzare i film in 2-min (120 frame) segmenti. Innanzitutto, applicare un filtro alle immagini per appiattire lo sfondo e migliorare il contrasto degli oggetti vermi. Selezionare il filtro come segue: Menu&gt; Processo&gt; Filtri&gt; Miglioramento&gt; appiattire: Parametri: background = scuro; Caratteristica Width = 20 Pix. </li><li> Re-salvare i filmati dopo la fase di filtraggio, ma mantenere sempre il film originale nella sua forma non filtrato. <ol><li> Analizzare la locomozione di animali in ciascun anello separatamente con una regione circolare di interesse (ROI) che è posto e dimensionata per sovrapporsi con l&#39;anello di rame. Identificare e seguire i vermi con il Menu&gt; Misura&gt; Traccia oggetti ... di comando; questo porta il monitoraggio Dfinestra Tabella ata. Il pulsante Opzioni di monitoraggio permette brani specifici da escludere e per limitare eventuali artefatti sperimentali. </li></ol></li><li> Nella scheda Auto Tracking, utilizzare i seguenti parametri: parametri di traccia: il limite di velocità (il raggio di ricerca) = 400 micron / telaio, limite di accelerazione = Auto, Lunghezza minima traccia totale = 400 micron, predominante tipo di movimento = caotico; Oggetti in parametri tracce: Lasciare tracce parziali = yes, lunghezza minima = 21 fotogrammi, Carrellata profondità previsione = 1 fotogramma. </li><li> Per avviare il processo di monitoraggio, fare clic sul Trova tutte le canzoni automaticamente tasto di funzione per aprire la finestra di dialogo Count / opzioni di formato e la finestra di dialogo di monitoraggio. Selezionare l&#39;opzione manuale per la Selezione campo di intensità nella finestra di dialogo Conte / dimensione, che fornisce l&#39;importante passo soglia che utilizza l&#39;intensità in scala di grigi del worm pixel per evidenziare un oggetto verme di analisi e di ignorare i precedenti più leggeri pixel. <ol><li> Regolare la sli soglia intensitàders (uno per impostare il limite superiore, uno per impostare il limite inferiore) per creare un intervallo compreso che mette in evidenza tutti gli oggetti scuri. Una gamma di 0-1,500 su una scala da 0-4,095 è un buon punto di partenza per la sintonizzazione fine. </li><li> Applicare un filtro per escludere dimensioni oggetti che sono più grandi e più piccolo di un singolo oggetto senza fine, come l&#39;anello di rame e detriti sulle piastre. Impostare due parametri di dimensione per fare questo che riguardano le dimensioni dei singoli vermi in una varietà di posizioni con la misura&gt; Select Misure voce di menu nella finestra di dialogo Opzioni Count / Taglia. (Range Area: 28,000-120,000 micron 2 e Fascia perimetrale: 600-2,500 micron). </li><li> Se un ceppo mutante è significativamente più piccolo o più grande di altri animali sulla piastra da analizzare, ampliare la gamma delle impostazioni di filtro per il riconoscimento di oggetti per accogliere le diverse dimensioni dei ceppi prima di inseguimento animali così che le impostazioni non devono essere modificate mid-analisi. </li></ol> &lt;/ Li&gt; <li> Completare il processo di monitoraggio facendo clic su Continua nella finestra di dialogo di monitoraggio. Confrontare visivamente le piste di uscita con il progresso di ogni verme nel film per assicurare che ogni worm è rappresentato meno che ci sia un motivo valido per escludere che in base alle impostazioni del filtro automatico. Eliminare manualmente brani che sono stati prodotti dalla presenza di oggetti confermati non vermi che hanno soddisfatto i criteri di filtro dimensioni. </li><li> Utilizzare il software per calcolare la velocità di ogni verme tra ogni fotogramma (distanza percorsa per il baricentro di un oggetto per 1 sec tra i fotogrammi) e visualizza la velocità media per ogni traccia e la velocità media di tutte le tracce per la popolazione di vermi in anello di rame. Considerate questo media finale sia n = 1 in termini di prove sperimentali. Esportare i dati in un foglio di calcolo per analisi statistiche e l&#39;archiviazione dei dati. </li><li> Una volta che i dati sono stati registrati per il primo anello sulla piastra, spostare la ROI all&#39;anello successivo eripetere il processo di monitoraggio, senza modificare alcun parametro. </li><li> Calcola la velocità relativa di locomozione attraverso: </li><li> Velocità relativa (%) = trattati (400 mm) Velocità / grezzo (0 mm) Velocità x 100. NOTA: diverse manipolazioni genetiche spesso alterano il tasso di locomozione basale di animali. Al fine di determinare l&#39;effetto di etanolo sulla velocità locomozione degli animali e per poter confrontare questi effetti attraverso diversi genotipi o condizioni, calcolare una velocità relativa. </li></ol></li></ol>

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	<li>Prescott, C. A., Kendler, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+environmental+contributions+to+alcohol+abuse+and+dependence+in+a+population-based+sample+of+male+twins.">Genetic and environmental contributions to alcohol abuse and dependence in a population-based sample of male twins.</a> Am. J. Psychiatry. 156, 34-40 (1999).</li><li>Schuckit, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+the+risk+for+alcoholism.">Genetics of the risk for alcoholism.</a> Am. J. Addict. Article Review. 9, 103-112 (2000).</li><li>Heath, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+differences+in+alcohol+sensitivity+and+the+inheritance+of+alcoholism+risk.">Genetic differences in alcohol sensitivity and the inheritance of alcoholism risk.</a> Psychol. Med. 29, 1069-1081 (1999).</li><li>Rodriguez, L. A., Wilson, J. R., Nagoshi, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+psychomotor+sensitivity+to+alcohol+predict+subsequent+alcohol+use.">Does psychomotor sensitivity to alcohol predict subsequent alcohol use.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 17, 155-161 (1993).</li><li>Schuckit, M. A., Smith, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+8-year+follow-up+of+450+sons+of+alcoholic+and+control+subjects.">An 8-year follow-up of 450 sons of alcoholic and control subjects.</a> Arch. Gen. Psychiatry. 53, 202-210 (1996).</li><li>Kalu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heritability+of+level+of+response+and+association+with+recent+drinking+history+in+nonalcohol-dependent+drinkers.">Heritability of level of response and association with recent drinking history in nonalcohol-dependent drinkers.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 36, 522-529 (2012).</li><li>Davis, S. J., Scott, L. L., Hu, K., Pierce-Shimomura, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+single+residue+in+the+BK+potassium+channel+required+for+activation+by+alcohol+and+intoxication+in.">Conserved single residue in the BK potassium channel required for activation by alcohol and intoxication in.</a> C. elegans. J. Neurosci. 34, 9562-9573 (2014).</li><li>Raabe, R. C., Mathies, L. D., Davies, A. G., Bettinger, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Omega-3+Fatty+Acid+Eicosapentaenoic+Acid+Is+Required+for+Normal+Alcohol+Response+Behaviors+in+C.+elegans.">The Omega-3 Fatty Acid Eicosapentaenoic Acid Is Required for Normal Alcohol Response Behaviors in C. elegans.</a> PLoS ONE. 9, e105999 (2014).</li><li>Topper, S. M., Aguilar, S. C., Topper, V. Y., Elbel, E., Pierce-Shimomura, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alcohol+disinhibition+of+behaviors+in+C.+elegans.">Alcohol disinhibition of behaviors in C. elegans.</a> PLoS ONE. 9, e92965 (2014).</li><li>Bhandari, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chloride+intracellular+channels+modulate+acute+ethanol+behaviors+Drosophila,Caenorhabditis+elegans+and+mice.">Chloride intracellular channels modulate acute ethanol behaviors Drosophila,Caenorhabditis elegans and mice.</a> Genes Brain Behav. 11, 387-397 (2012).</li><li>Davies, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+central+role+of+the+BK+potassium+channel+in+behavioral+responses+to+ethanol+in+C.+elegans.">A central role of the BK potassium channel in behavioral responses to ethanol in C. elegans.</a> Cell. 115, 655-666 (2003).</li><li>Davies, A. G., Bettinger, J. C., Thiele, T. R., Judy, M. E., McIntire, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+variation+in+the+npr-1+gene+modifies+ethanol+responses+of+wild+strains+of+C.+elegans.">Natural variation in the npr-1 gene modifies ethanol responses of wild strains of C. elegans.</a> Neuron. 42, 731-743 (2004).</li><li>Kapfhamer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+RAB-3/A+in+Caenorhabditis+elegans+and+the+mouse+affects+behavioral+response+to+ethanol.">Loss of RAB-3/A in Caenorhabditis elegans and the mouse affects behavioral response to ethanol.</a> Genes Brain Behav. 7, 669-676 (2008).</li><li>Speca, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+role+of+unc-79+in+ethanol+responses+in+lightweight+mutant+mice.">Conserved role of unc-79 in ethanol responses in lightweight mutant mice.</a> PLoS Genet. 6, e1001057 (2010).</li><li>Thiele, T. E., Badia-Elder, N. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+neuropeptide+Y+in+alcohol+intake+control:+evidence+from+human+and+animal+research.">A role for neuropeptide Y in alcohol intake control: evidence from human and animal research.</a> Physiol. Behav. 79, 95-101 (2003).</li><li>Treistman, S. N., Martin, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BK+Channels:+mediators+and+models+for+alcohol+tolerance.">BK Channels: mediators and models for alcohol tolerance.</a> Trends Neurosci. 32, 629-637 (2009).</li><li>Han, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+GWASs+and+human+protein+interaction+networks+identifies+a+gene+subnetwork+underlying+alcohol+dependence.">Integrating GWASs and human protein interaction networks identifies a gene subnetwork underlying alcohol dependence.</a> Am. J. Hum. Genet. 93, 1027-1034 (2013).</li><li>Kendler, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomewide+association+analysis+of+symptoms+of+alcohol+dependence+in+the+molecular+genetics+of+schizophrenia+(MGS2)+control+sample.">Genomewide association analysis of symptoms of alcohol dependence in the molecular genetics of schizophrenia (MGS2) control sample.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 35, 963-975 (2011).</li><li>Schuckit, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autosomal+linkage+analysis+for+the+level+of+response+to+alcohol.">Autosomal linkage analysis for the level of response to alcohol.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 29, 1976-1982 (2005).</li><li>Alaimo, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+metabolism+and+osmolarity+modify+behavioral+responses+to+ethanol+in+C.+elegans.">Ethanol metabolism and osmolarity modify behavioral responses to ethanol in C. elegans.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 36, 1840-1850 (2012).</li><li>Morgan, P. G., Sedensky, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+affecting+sensitivity+to+ethanol+in+the+nematode,+Caenorhabditis+elegans.">Mutations affecting sensitivity to ethanol in the nematode, Caenorhabditis elegans.</a> Alcohol. Clin. Exp. Res. 19, 1423-1429 (1995).</li><li>Mitchell, P. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+concentration-dependent+effects+of+ethanol+on+Caenorhabditis+elegans+behaviour.">The concentration-dependent effects of ethanol on Caenorhabditis elegans behaviour.</a> Pharmacogenomics J. 7, 411-417 (2007).</li><li>Vidal-Gadea, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+selects+distinct+crawling+and+swimming+gaits+via+dopamine+and+serotonin.">Caenorhabditis elegans selects distinct crawling and swimming gaits via dopamine and serotonin.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 108, 17504-17509 (2011).</li><li>Bettinger, J. C., Leung, K., Bolling, M. H., Goldsmith, A. D., Davies, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+environment+modulates+the+development+of+acute+tolerance+to+ethanol+in+Caenorhabditis+elegans.">Lipid environment modulates the development of acute tolerance to ethanol in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS ONE. 7, e35129 (2012).</li><li>Davies, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+genes+influence+toluene-+and+ethanol-induced+locomotor+impairment+in+C.+elegans.">Different genes influence toluene- and ethanol-induced locomotor impairment in C. elegans.</a> Drug Alcohol Depend. 122, 47-54 (2012).</li><li>Newlin, D., Thomson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alcohol+challenge+with+sons+of+alcoholics:+a+critical+review+and+analysis.">Alcohol challenge with sons of alcoholics: a critical review and analysis.</a> Psychol. Bull. 108, 383-402 (1990).</li><li>Ponomarev, I., Crabbe, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+to+assess+initial+sensitivity+and+acute+functional+tolerance+to+hypnotic+effects+of+ethanol.">A novel method to assess initial sensitivity and acute functional tolerance to hypnotic effects of ethanol.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 302, 257-263 (2002).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9, 671-675 (2012).</li><li>Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+track+of+worm+trackers.">Keeping track of worm trackers.</a> WormBook. , (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

La semplice neurobiologia e strumenti genetici disponibili in C. elegans rendere il worm un ottimo modello in cui studiare le basi molecolari degli effetti di etanolo sul comportamento. Qui, descriviamo un metodo che è stato utilizzato per individuare alcuni mediatori molecolari ed ambientali della risposta comportamentale acuta etanolo 8,10,20,24,25. Questo metodo consente la differenziazione e l&#39;esame simultaneo di due diversi fenotipi comportamento di risposta etanolo, sensibilità iniziale e...

Alcohol use disorders (AUD) are widespread and produce serious health, social, and economic problems. In humans, the susceptibility to developing an AUD is heavily influenced by both genetics and the environment1,2. A strong physiological predictor of abuse liability is the initial level of response (LR) to alcohol (ethanol) that is exhibited by na&#239;ve drinkers3-5. This LR phenotype is influenced by genetics and non-genetic components6. Determining the molecular mechanisms that influence the LR to ethanol is an important goal of the study of ethanol response behaviors.
The nematode, Caenorhabditis elegans, has been increasingly used as a model for studying the effects of ethanol on behavior7-9. There is strong molecular conservation in the machinery of nervous system function between worms and mammals, and several genes that have been shown to influence the LR to ethanol in worms have been shown to influence LR to ethanol in mammals10-16, and have been implicated in abuse liability in humans17-19. 
Ethanol intoxicates worms, which is reflected in a decrease in their locomotion speed. Several different laboratories have developed behavioral assays that differ in several ways, for example, the locomotion behavior that they study (crawling versus swimming11,12,14,20,21) or in the composition of the solutions in which the assays are performed (nematode growth medium versus Dent&#8217;s saline20,22). Interestingly, these diverse assays have yielded somewhat different dose response profiles for the effects of ethanol. These results have pointed to important differences in the underlying behaviors of crawling and swimming9,23, as well as a role for the environmental variable osmolarity in ethanol responses20, and have highlighted the importance of describing experimental detail of the various assays.
An assay to measure the acute effects of ethanol on crawling behavior is presented here. This assay has been used extensively to study the genetic and environmental influences on the LR to ethanol8,10,20,24,25. The mammalian LR phenotype is a composite of at least two components, initial sensitivity to ethanol and acute functional tolerance to ethanol26,27. In worms, the LR phenotype has been shown to be separable into these two components through the use of this behavioral assay. The influences of genetic and environmental manipulations on both phenotypes can be examined using this single assay. Importantly, these two phenotypes are genetically separable.

<table><tbody><tr><td>C. elegans strains</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri plates, triple vented</td><td>Greiner Bio-One</td><td>628161</td><td>Other plate brands will suffice.</td></tr><tr><td>NGM agar</td><td>Various</td><td></td><td>NaCl (3 g/L), agar (17 g/L), peptone (2.5 g/L), 1 ml cholesterol (5 mg/ml in ethanol), 1 ml (1 M) MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 1 ml (1 M) CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 25 ml (1 M) KPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, pH=6, 975 ml H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Various</td><td></td><td>&lt;I&gt;e.g.&lt;/I&gt;, Fisher Scientific #10300</td></tr><tr><td>37 &amp;deg;C Incubator</td><td>Various</td><td></td><td>For drying agar</td></tr><tr><td>Digital balance</td><td>Various</td><td></td><td>For determining plate weights and agar volume</td></tr><tr><td>Copper rings</td><td>Plumbmaster</td><td>STK#35583 (48 cap thread gasket)</td><td>1.6 cm inner diameter, 1.8 cm outer diameter copper rings</td></tr><tr><td>100% ethanol</td><td>Various</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Bemis</td><td>PM996</td><td></td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>QImaging</td><td>RET-4000R-F-M-12</td><td>This camera has a large field of view.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope with C-mount and 0.5X objective</td><td>Leica</td><td>MZ6</td><td>Discontinued model, M60 is current equivalent.</td></tr><tr><td>Light source</td><td>Schott</td><td>A08923</td><td>3&amp;rdquo;x3&amp;rdquo;&amp;nbsp; backlight for even illumination across the field of view</td></tr><tr><td>Imaging and tracking software</td><td>Media Cybernetics</td><td>ImagePro-Plus v6.0-6.3</td><td>Newer versions of the software have tracking functions.</td></tr></tbody></table>

an assay for measuring the effects of ethanol on the locomotion speed of caenorhabditis elegans

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the development of more effective treatments is the relative lack of understanding of the molecular underpinnings of the effects of ethanol on behavior. The nematode, Caenorhabditis elegans (C.&#160;elegans), provides a useful model in which to generate and test hypotheses about the molecular effects of ethanol. Here, we describe an assay that has been developed and used to examine the roles of particular genes and environmental factors in behavioral responses to ethanol, in which locomotion is the behavioral output. Ethanol dose-dependently causes an acute depression of crawling on an agar surface. The effects are dynamic; animals exposed to a high concentration demonstrate an initial strong depression of crawling, referred to here as initial sensitivity, and then partially recover locomotion speed despite the continued presence of the drug. This ethanol-induced behavioral plasticity is referred to here as the development of acute functional tolerance. This assay has been used to demonstrate that these two phenotypes are distinct and genetically separable. The straightforward locomotion assay described here is suitable for examining the effects of both genetic and environmental manipulations on these acute behavioral responses to ethanol in C.&#160;elegans.

Dati rappresentativi (Figura 1) da diversi genotipi differenti ed i loro controlli appaiati vengono presentati 8,24; i dati sono stati appositamente scelti che le differenze evidenziano negli animali testati. Il grado di effetto a 10 minuti di esposizione è considerata la sensibilità iniziale di un ceppo, che è visualizzata sullo assi sinistra in Figura 1B-G. Ceppi mutanti con una velocità relativa più grande del controllo a 10 min sono considerati resistenti (Fi...

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An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

C. elegans is a useful model for studying the effects of ethanol on behavior. We present a behavioral assay that quantifies the effects of ethanol on the locomotion speed of crawling worms; both initial sensitivity and the development of acute functional tolerance to ethanol can be measured with this assay.

Un test per misurare gli effetti di etanolo sulla velocità di Locomotion<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the ...

an-assay-for-measuring-effects-ethanol-on-locomotion-speed

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

8.6K Views.  Virginia Commonwealth University. C. elegans is a useful model for studying the effects of ethanol on behavior. We present a behavioral assay that quantifies the effects of ethanol on the locomotion speed of crawling worms; both initial sensitivity and the development of acute functional tolerance to ethanol can be measured with this assay. 

Video: An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain is correlated with that strain s ethanol preference, and therefore sedation is a highly relevant measure to study the genetics of alcohol responses and drinking. We demonstrate a simple way to expose flies to ethanol and measure its intoxicating effects. The assay we describe can determine acute sensitivity, as well as ethanol tolerance induced by repeat exposure. It does not require a technically involved setup, and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A simple assay to measure the sedating effects of ethanol on Drosophila flies, based on the loss of righting reflex, is described.

Un modo semplice per misurare sensibilità etanolo in Flies

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain ...

Ricerca

Neuroscienze

Measuring Caenorhabditis elegans Sensitivity to the Acetylcholine Receptor Agonist Levamisole

At the neuromuscular junction (NMJ), the binding of the excitatory neurotransmitter acetylcholine (ACh) to postsynaptic receptors leads to muscle contraction. As in vertebrate skeletal muscle, cholinergic signaling in the body wall muscles of the model organism Caenorhabditis elegans is required for locomotion. Exposure to levamisole, a pharmacological agonist of one class of ACh receptors on the body wall muscles, causes time-dependent paralysis of wild-type animals. Altered sensitivity to levamisole suggests defects in signaling at the NMJ or muscle function. Here, a protocol for a liquid levamisole assay performed on C. elegans grown in 24-well plates is presented. Vigorous swimming of the animals in liquid allows for the assessment and quantitation of levamisole-induced paralysis in hundreds of worms over a one-hour time period without requiring physical manipulation. This procedure can be used with both wild-type and mutants that have altered sensitivity to levamisole to demonstrate the functional consequences of altered signaling at the NMJ.

Measuring Caenorhabditis elegans Sensitivity to the Acetylcholine Receptor Agonist Levamisole

The present protocol describes an assay to determine response to levamisole, a pharmacological agonist of one class of Caenorhabditis elegans acetylcholine receptors. In this liquid levamisole swim assay, researchers visually observe and quantitate the time-dependent paralysis of animals cultivated in 24-well plates.

Misurazione della Caenorhabditis elegans Sensibilità al levamisolo agonista del recettore dell'acetilcolina

At the neuromuscular junction (NMJ), the binding of the excitatory neurotransmitter acetylcholine (ACh) to postsynaptic receptors leads to muscle ...

Genetica

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Metodi per studiare i meccanismi d&#39;azione di farmaci antipsicotici in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human populations, the Drosophila model allows strict control over genetic background, and virtually unlimited numbers of individuals of the same genotype can be reared rapidly under well-controlled environmental conditions without regulatory restrictions and at relatively low cost. Flies exposed to ethanol undergo physiological and behavioral changes that resemble human alcohol intoxication, including loss of postural control, sedation, and development of tolerance. Here, we describe a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The assay is based on video recording of single flies introduced without anesthesia in 24-well cell culture plates in a set-up that enables synchronous initiation of alcohol exposure. The system enables a single person to collect individual ethanol sedation data on as many as 2,000 flies within an 8 h work period. The assay can, in principle, be extended to assess the effects of exposure to any volatile substance and applied to measure effects of acute toxicity of volatiles on other insects, including other fly species.

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Current methods to measure alcohol sensitivity in Drosophila are designed to test groups of flies. We present a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The method does not require specialized tools and can be performed in any laboratory using common materials.

Metodo ad alta velocità effettiva per la misurazione del tempo di sedazione alcolica del melanogaster di Drosophila individuale

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human ...

Comportamento

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

Analisi comparativa di metodi sperimentali per quantificare l'attività animale in modelli di caenorhabditis elegans della malattia mitocondriale

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

An Inexpensive, Scalable Behavioral Assay for Measuring Ethanol Sedation Sensitivity and Rapid Tolerance in Drosophila

Alcohol use disorder (AUD) is a serious health challenge. Despite a large hereditary component to AUD, few genes have been unambiguously implicated in their etiology. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a powerful model for exploring molecular-genetic mechanisms underlying alcohol-related behaviors and therefore holds great promise for identifying and understanding the function of genes that influence AUD. The use of the Drosophila model for these types of studies depends on the availability of assays that reliably measure behavioral responses to ethanol. This report describes an assay suitable for assessing ethanol sensitivity and rapid tolerance in flies. Ethanol sensitivity measured in this assay is influenced by the volume and concentration of ethanol used, a variety of previously reported genetic manipulations, and also the length of time the flies are housed without food immediately prior to testing. In contrast, ethanol sensitivity measured in this assay is not affected by the vigor of fly handling, sex of the flies, and supplementation of growth medium with antibiotics or live yeast. Three different methods for quantitating ethanol sensitivity are described, all leading to essentially indistinguishable ethanol sensitivity results. The scalable nature of this assay, combined with its overall simplicity to set-up and relatively low expense, make it suitable for small and large scale genetic analysis of ethanol sensitivity and rapid tolerance in Drosophila.

An Inexpensive, Scalable Behavioral Assay for Measuring Ethanol Sedation Sensitivity and Rapid Tolerance in Drosophila

Straightforward assays for measuring ethanol sensitivity and rapid tolerance in Drosophila facilitate the use of this model organism for investigating these important ethanol-related behaviors. Here, a relatively simple, scalable assay for measuring ethanol sensitivity and rapid tolerance in flies is described.

Un poco costoso, test comportamentale scalabile per la misurazione etanolo sedazione sensibilità e tolleranza Rapid in<em&gt; Drosophila</em

Alcohol use disorder (AUD) is a serious health challenge. Despite a large hereditary component to AUD, few genes have been unambiguously implicated in ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

C. elegans Chemiotassi Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

Biologia

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

C. elegans egg-laying behavior is affected by environmental cues such as osmolarity1 and vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease egg-laying and retain fertilized eggs in their uterus3. However, the effect of different sources of food, especially pathogenic bacteria and particularly Enterococcus faecalis, on egg-laying
	behavior is not well characterized. The egg-in-worm (EIW) assay is a useful tool to quantify the effects of different types of bacteria, in this case E. faecalis, on egg- laying behavior.
	
	EIW assays involve counting the number of eggs retained in the uterus of C. elegans4. The EIW assay involves bleaching staged, gravid adult C. elegans to remove the cuticle and separate the retained eggs from the animal. Prior to bleaching, worms are exposed to bacteria (or any type of environmental cue) for a fixed period of time. After bleaching, one is very easily able to count the number of eggs retained inside the uterus of the worms. In this assay, a quantifiable increase in egg retention after E. faecalis exposure can be easily measured. The EIW assay is a behavioral assay that may be used to screen for potentially pathogenic bacteria or the presence of environmental toxins. In addition, the EIW assay may be a tool to screen for drugs that affect neurotransmitter signaling since egg-laying behavior is modulated by neurotransmitters such as serotonin and acetylcholine5-9.

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

An egg-in-worm (EIW) assay is a useful method to quantify egg-laying behavior. Alterations in egg laying can be a behavioral response of the model organism Caenorhabditis elegans to potentially harmful environmental substances such as those produced by pathogenic bacteria.

Misurare gli effetti dei batteri su<em&gt; C. Elegans</em&gt; Comportamento utilizzando un saggio di ritenzione dell&#39;uovo

C. elegans egg-laying behavior is  affected by environmental cues such as osmolarity1 and  vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease ...

Touch Habituation Assay: A Method to Study Non-Associative Learning in C. elegans

Source: Mersha, M. D., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/56771/long-term-behavioral-reproductive-consequences-embryonic-exposure-to">Long-term Behavioral and Reproductive Consequences of Embryonic Exposure to Low-dose Toxicants.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video introduces the touch habituation assay, a C. elegans behavioral method of assessing mechanosensation and quantifying time to habituation.

Saggio di assuefazione al tocco: un metodo per studiare l'apprendimento non associativo in C. elegans

Source: Mersha, M. D., et al. Long-term Behavioral and Reproductive Consequences of Embryonic Exposure to Low-dose Toxicants. J. Vis. Exp. (2018).
This ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Caenorhabditis elegans (worm)

Behavior

Electrotaxis Assay: A Method to Observe Locomotion in C. elegans

Source: Tong, J,&#160;et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/50226/microfluidic-based-electrotaxis-for-on-demand-quantitative-analysis">Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of&#160;Caenorhabditis elegans&#39; Locomotion.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2013).
Researchers can trigger on-demand movement in C. elegans by applying an electric field that worms sense and respond to.&#160; This video introduces electrotactic behavior and shows a sample protocol that is done in a microfluidic device.

Saggio di elettrotassi: un metodo per osservare la locomozione in C. elegans

Source: Tong, J,&#160;et al. Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of&#160;Caenorhabditis elegans&#39; Locomotion.&#160;J. ...

Un test per misurare gli effetti di etanolo sulla velocità di Locomotion

Riepilogo

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