Questo lavoro è stato sostenuto da un consiglio scientifico di ricerca scientifica del Canada (NSERC) Discovery Grant # 40352, Campus Alberta per l&#39;Innovation Program Chair, Alberta Alzheimer Research Program a MHM e NSERC CREATE in borsa di dottorato BIF e borsa di studio post-laurea AIHS a MK. Ringraziamo Pu Min Wang per lo sviluppo di questo protocollo e per la formazione chirurgica, e Behroo Mirza Agha e Di Shao per la carriera.

<html> Il seguente protocollo segue l&#39;Università del Comitato Animal Care Lethbridge (ACC) le linee guida, ed è condotta in conformità con gli standard del Consiglio canadese Animal Care (CCAC). 1. Preparazione <ol><li> Per periodi di tempo prolungati, autoclave tutte le forniture chirurgiche aperte e garantire che la sterilità viene mantenuta per tutta la chirurgia. Se sono necessari più interventi chirurgici, autoclave tra interventi chirurgici. </li><li> Assicurarsi che ci sia un sacco di tampone cervello a portata di mano (almeno 50 mL). La soluzione è composta da 134 mM cloruro di sodio, 5,4 mM di potassio, 1 mM di cloruro di magnesio esaidrato, 1,8 mM di cloruro di calcio diidrato, e 5 mM HEPES sodio, pH bilanciato a 7,4 con acido 5 M di idrogeno. </li><li> Posizionare il mouse in una camera di induzione e anestetizzare con 3 - 4% isoflurano. Seguire con 1,0-2,0% isoflurano per la manutenzione durante l&#39;intervento chirurgico. Ridurre ulteriormente a partire allo 0,4 - 0,8% durante l&#39;imagingS = &quot;xref&quot;&gt; 5 , 13 , 14 , 15 , a condizione che venga mantenuta un&#39;anestesia adeguata. Questi bassi livelli di anestesia necessitano di monitoraggio vigile e frequente del mouse (circa ogni 5 min) per assicurarsi che rimangano muscolosi agli stimoli dolorosi. NOTA: La disidratazione può diventare problematica a causa dell&#39;elevato rapporto tra superficie e volume del topo ed esacerbato dall&#39;uso prolungato di isoflurano. <ol><li> Utilizzare iniezioni sottocutanee di soluzione salina, 0,1 ml per 10 g di peso corporeo, ogni 1 - 2 h. Quando opportunamente idratato, il mouse urinerà una volta ogni 1 - 2 h. </li></ol></li><li> Monitorare attentamente il mouse per garantire un&#39;anestesia coerente durante l&#39;intervento chirurgico e l&#39;imaging. Non lasciare il mouse incustodito e prendersi cura di non riprendere mai la coscienza. </li><li> Trasferire il mouse anestetizzato sul set di testa e posizionarlo su un pannello di riscaldamento termoregolatore impostato a 37 ° C. Fissare il tetto superioreh in un supporto denti. </li><li> Ruotare la testa del mouse verso sinistra di circa 30 ° per esporre la parte laterale destra della testa e fissare la testa del topo con l&#39;estremità smussata di barre orecchio (Figura 1A). </li><li> Applicare una pomata oftalmica per evitare l&#39;essiccazione della cornea. </li><li> Per ridurre l&#39;edema cerebrale, iniettare desametasone (4 mg / kg) per via intramuscolare. </li><li> Pulire la pelle sopra l&#39;area chirurgica con tamponi di cotone imbevuto 4% clorexidina (3 volte) e 70% di etanolo (3 volte). Utilizzare ogni tampone di cotone solo una volta. </li><li> Munirsi di guanti chirurgici e coprire l&#39;animale con la pellicola adesiva. Fornire anestetico locale iniettando di lidocaina (8 - 10 mg / kg; 2% epinefrina) per via sottocutanea sul sito craniotomia. Attendere 3-5 minuti per il farmaco di essere assorbito nel tessuto. </li></ol> 2. Rimozione della pelle e retrazione del muscolo dal cranio <ol><li> Eseguire quasi tutte queste procedure durante la visualizzazione del cranio, sotto undissezione microscopio (ad esempio, 0,7 - 4,5 x alimentazione, a seconda della situazione). </li><li> Sollevare la pelle 1 mm a sinistra della linea mediana (appena dietro l&#39;orecchio) con una pinza e fare una piccola incisione orizzontale con le forbici chirurgiche. </li><li> Fare un 5 - taglio laterale 6 mm verso l&#39;orecchio destro, e poi tagliare verso la fine rostrale della testa. </li><li> Al punto di incisione iniziale, inserire le forbici e tagliare 10 mm rostralmente. </li><li> Tagliare la pelle intorno l&#39;orecchio destro, vicino l&#39;occhio destro per esporre il lato destro del cranio e muscolo temporale. Assicurarsi che la parte più larga della zona esposta è di almeno 7 mm. Tagliare la pelle ulteriormente se l&#39;area chirurgica deve essere estesa. </li><li> Fissare la pelle intorno l&#39;incisione mettendo alcune gocce di cianoacrilato colla butilica tra il cranio e la pelle. Garantire che il tessuto è stato preventivamente essiccato con applicatori di cotone punta o tessuti laminati per aumentare l&#39;efficacia dell&#39;adesivo. </li><li> Usando un tampone di cotone, strofinare la superficiedel cranio in un movimento circolare per rimuovere il periostio dal cranio. Assicurarsi che nessuno rimanga asciugando completamente il cranio. </li><li> Utilizzando forbici e pinze a molla, separare il muscolo temporale dal cranio; tagliare e ritrarre il muscolo lateralmente fino all&#39;osso squammoso (Figura 1C). Prestare la massima attenzione a non danneggiare la vena temporale superficiale che costeggia il livello dell&#39;osso squamosal vicino all&#39;occhio, in caso contrario potrebbero verificarsi emorragia. </li><li> Controllo emorragia con schiuma gel pre-impregnato in tampone cervello. Per grave emorragia utilizzare un cauterizer di calore. Goccia cianoacrilato colla butilica sui siti di sanguinamento dopo il trattamento con il calore cauterizer. Assicurarsi che l&#39;area viene essiccato preventivamente mediante applicatori punta di cotone o tessuti laminati per aumentare l&#39;efficacia dell&#39;adesivo. </li></ol> 3. Craniotomia NOTA: Il chirurgo deve rimanere diligente durante la rimozione del cranio eDura per evitare complicazioni inutili. Le procedure di risoluzione dei problemi sono incluse in caso di complicazioni. <ol><li> Segnare la posizione del bregma con un indicatore fine o tagliare un nastro piccolo pezzo triangolare e puntare un angolo a bregma ( Figura 2A ) per orientare le regioni del cervello sottostanti. </li><li> Prima di apporre la testa, assicurarsi che il cranio sia completamente asciutto. Il cranio si asciuga rapidamente dopo l&#39;applicazione della schiuma gel immersa nel tampone del cervello, se è necessario un maggiore essiccamento, utilizzare tamponi di punta di cotone. Questo passaggio è fondamentale per la fissazione della lastra di testa ( figura 1B ). NOTA: Se sul teschio rimane del periosteo o se il cranio non è asciutto prima di incollare sulla piastra di testa, probabilmente si stacca. Se ciò accade, rimuovere delicatamente la piastra di testa e ricominciare. Durante questo processo si può verificare il sanguinamento; Lasciare qualche minuto per coagulare e quindi togliere delicatamente. Questo processo non è raccomandato per essere ripetuto più di due volte. </li> &lt;li&gt; Applicare la colla etilcianoacrilato attorno al bordo inferiore della piastra di testa 16, ed incollare la piastra di testa sopra la zona craniotomia (Figura 1D e Figura 2A). </li><li> Riempire lo spazio tra la piastra di apertura cranio e la testa con cemento dentale lasciando solo la zona craniotomia esposta. Attendere per il cemento dentale per asciugare e indurire, tipicamente 5 - 10 min (Figura 2B). <ol><li> Una volta che il cemento è impostato, brevemente riempire il pozzetto con tampone cervello e lasciare agire da 3 - 5 min. Utilizzare un tessuto laminato per rimuovere il tampone cervello prima perforazione (Figura 2C). </li></ol></li><li> Delineare l&#39;area chirurgica con una leggera segnando la superficie del cranio con un trapano dentistico. Utilizzare un martello pneumatico (impostato al massimo di 20 PSI), con un FG ¼ bava, e controllato con un pedale velocità variabile. </li><li> Delicatamente tracciare il trapano lungo il punteggio originale per approfondirla, eARANTIRE il trapano non penetra attraverso il cranio nel cervello (Figura 2D). A turno ogni pochi minuti tra foratura e tamponando la superficie del cranio con i tessuti laminati inumidite. Questo ridurrà il riscaldamento ed essiccamento del cranio da attrito meccanico ed esposizione prolungata. NOTA: Il cranio andrà in onda rapidamente asciutta dopo l&#39;applicazione della schiuma gel bagnato. Se è necessario più di essiccazione, utilizzare tamponi di cotone punta. Attenzione: Il cranio è uniforme di spessore. Ad esempio, la cresta parietale-temporale è la zona più spessa, mentre le regioni cranio vicino alla linea mediana e monumenti squammoso sono relativamente sottili. </li><li> Durante la perforazione, controllare periodicamente per deformazione del cranio premendo delicatamente su di esso con una pinza o la punta del trapano non in movimento. Quando l&#39;osso inizia a fibbia, smettere di foratura e immergere l&#39;intera finestra in un tampone cervello. NOTA: Se il sangue si precipita fuori di una zona, si può suggerire che la dura madre è stata danneggiata. Se questo è il caso, inserire un semi-bagnato schiuma gel sull&#39;area e cercare di assorbire il sangue mentre delicatamente applicando pressione alla schiuma gel con un tampone di punta di cotone. </li><li> Attendere almeno 5 minuti prima della rimozione del cranio per ammorbidire l&#39;osso e per ridurre la possibilità di attaccare la dura fino all&#39;osso, rendendo il processo di rimozione del cranio più facile. </li><li> Eseguire il processo di rimozione del cranio, mentre il cranio è immerso in un tampone cervello. NOTA: Se una parte del cranio rimane ostinatamente attaccato, una lama di bisturi # 11 può essere utilizzato per segnare delicatamente il cranio. Prestare la massima attenzione a non forare la lama attraverso il cranio e nel cervello. </li><li> A partire dal bordo anteriore, sollevare delicatamente il cranio allentato dalla dura madre con pinze. NOTA: se una piccola quantità di sanguinamento si verifica durante il processo di rimozione del cranio, rimuovere il buffer con una pipetta di trasferimento o una siringa, e poi sostituirlo con nuovo buffer. </li><li> Una volta che l&#39;osso è allentata e &quot;galleggiare&quot; sulla dura, afferrare saldamente l&#39;osso con una pinza e sollevare l&#39;osso dallala dura madre. Assicurarsi che l&#39;osso non penetra nel cervello. </li><li> Per controllare il sanguinamento, rotolare l&#39;angolo di un tessuto in un punto e rimuovere la maggior parte del buffer dal pozzo cranica. applicare rapidamente schiuma gel, pre-impregnato in un tampone, per la zona sanguinante aggiungendo pressione molto leggera con un tampone di punta di cotone. NOTA: Il sanguinamento di solito proviene da bordo del osso o la superficie della dura; entrambi i casi sono normali e sanguinamento si fermeranno rapidamente se senza grandi vasi sanguigni sono danneggiati. Se l&#39;emorragia continua, il sangue può riempire l&#39;intera finestra, formare un foglio coagulo sopra l&#39;area di esposizione. <ol><li> Per rimuovere il foglio di coagulo, accuratamente raccogliere pezzi di sangue coagulato dalla area di esposizione, lasciando intatto il coagulo di sangue attorno alla fonte del vaso sanguigno rottura. Fare attenzione a non rimuovere il coagulo di sangue dalla sorgente di spurgo in quanto ciò potrebbe causare ancora più perdita di sangue. Irrigare la superficie del cervello con tampone cervello per lavare via il sangue. </li><li> Fare attenzione a non toccare iltessuto cerebrale delicato o aggiungere materiale estraneo al cervello; ripetere fino emorragia si è fermata, per circa 2 - 5 minuti (figura 2E). NOTA: A questo punto, la craniotomia è pronto per la preparazione della finestra del cranio (vedi punto 5). Se necessario, rimuovere la dura prima di impiantare la finestra del cranio (vedi punto 4). </li></ol></li></ol> 4. Rimozione Dura NOTA: la rimozione Dura richiede estrema attenzione e può richiedere oltre 15 min. <ol><li> Disegnare via il tampone in eccesso dalla craniotomia. Pur mantenendo una superficie umida, afferrare un piccolo pezzo di dura con una pinza e strappare delicatamente la dura. </li><li> Utilizzare pinze e forbici molla strappare delicatamente e tagliare via la dura. </li><li> Goccia più tampone cervello sulla superficie del cervello galleggiare la dura e aiutare separato dal cervello. Continuare fino a quando tutto dura viene rimosso dal sito finestra del cranio. Quando eseguito correttamente apparirà il cervello a essere molto pulito con bl distintanavi OOD e senza macchie (confrontare figura 2E con 2F). Attenzione: Alcune aree della dura madre sono attaccati alle piccole arteriole sulla superficie del cervello (per esempio, vicino alla linea mediana prossimale alla zona associazione parietale), e la rimozione di tale possono rompersi arteriole. In questi casi, può essere meglio lasciare un piccolo pezzo di dura intatta sopra la parte superiore della arteriole. Il VSD non può penetrare quella piccola zona, ma questo è preferito avere sanguinamento maggiore. </li><li> Fissare la superficie del cervello in agarosio appena possibile per ridurre al minimo il movimento da pulsazione e prevenire ulteriore rigonfiamento (vedere la fase 5). </li></ol> 5. Preparazione cranica finestra <ol><li> Spruzzare il vetro di copertura con il 70% di etanolo e utilizzare una bombola d&#39;aria per asciugare delicatamente. Assicurarsi che il vetro sia completamente pulita senza macchie o polvere presente. </li><li> Preparare 1,3% agarosio mediante riscaldamento a 200 mg di polvere di agarosio disciolti in 15 mL di tampone cervello. Impostare il forno a micrave ad alta e calore per 10 - 15 s per volta, mescolando delicatamente in mezzo, fino a quando tutti agar è disciolto. Nota: Assicurare bolle o particelle sono presenti in quanto potrebbero interferire con l&#39;imaging. </li><li> Posizionare un termometro nel agarosio caldo e raffreddare l&#39;agarosio fino a poco sopra solidificazione di temperatura (~ 40 ° C). NOTA: Acqua corrente fredda sopra la parte esterna del contenitore agarosio può accelerare il processo di raffreddamento. Delicatamente mescolare continuamente per garantire l&#39;assenza di bolle o in presenza di particolato. </li><li> Immediatamente prima di applicare l&#39;agar, rimuovere il buffer cervello dal pozzo cranica. Redigere l&#39;agarosio con una pipetta di trasferimento e rilasciare l&#39;agarosio direttamente sul cervello. posizionare rapidamente il vetrino sulla superficie e fissare il vetrino con agarosio gocce sugli angoli. </li></ol> 6. eutanasia NOTA: i chirurghi Nella nostra esperienza, questa procedura richiede sperimentato almeno 3 - 4 ambulatori di pratica per raggiungere più del 90%tasso di successo. Meno chirurghi esperti potrebbero richiedere ancora più pratica. Durante la craniotomia o durotomia, il cervello può subire danni, come ad esempio se i punzoni di perforazione attraverso l&#39;osso nel cervello. Certo danno minore al bordo della craniotomia può essere consentita. Tuttavia, se il cervello non ha un aspetto &quot;pulito&quot; con brillanti vasi sanguigni intatti rossi e la corteccia bianca, l&#39;esperimento può avere bisogno di essere terminato. Esempi di preparazioni povere includono quelli con i vasi sanguigni morti, o quando la corteccia è contrassegnata con vasi sanguigni strappati o danneggiati. Se uno qualsiasi di questi segni sono presenti, l&#39;esperimento sarà improbabile produrre dati di alta qualità. Se l&#39;intervento chirurgico / esperimento ha avuto successo o meno, umanamente eutanasia il mouse al termine dell&#39;esperimento. <ol><li> Profondamente anestetizzare con almeno il 3,5% isoflurano. Quindi, dare un&#39;iniezione intraperitoneale di pentobarbital sodico a 300 mg / kg. Idealmente, se l&#39;ago viene inserito nel fegato, morte sarà molto rapida (&lt;1 min). </li><li> Se è richiesta la perfusione, verificare che l&#39;animale è anestetizzato profondamente prima di procedere (vedi passo 1.3). </li><li> In alternativa, se la perfusione non è richiesto, attendere un minimo di 5 min e quindi verificare che il mouse è morto. Confermare l&#39;assenza di respirazione, battito cardiaco, così come la mancanza di recesso dolore e riflessi corneali. Inoltre, per osservare azzurro / colorazione bianco di estremità e oscuramento dei vasi sanguigni sulla corteccia. </li></ol>

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	<li>Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+rapid+redistribution+of+sensory-evoked+depolarization+through+existing+cortical+pathways+after+targeted+stroke+in+mice.">Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).</li><li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain.">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li><li>Grinvald, A., Hildesheim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VSDI:+a+new+era+in+functional+imaging+of+cortical+dynamics.">VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics.</a> Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).</li><li>Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topological+basis+for+the+robust+distribution+of+blood+to+rodent+neocortex.">Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).</li><li>Mohajerani, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+cortical+activity+alternates+between+motifs+defined+by+regional+axonal+projections.">Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections.</a> Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).</li><li>Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mirrored+bilateral+slow-wave+cortical+activity+within+local+circuits+revealed+by+fast+bihemispheric+voltage-sensitive+dye+imaging+in+anesthetized+and+awake+mice.">Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice.</a> J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).</li><li>Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+voltage-sensitive+dye+imaging+of+rat+cortical+activity+with+high+signal-to-noise+ratio.">Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio.</a> J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Kerr, J. N., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Aronoff, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-range+connectivity+of+mouse+primary+somatosensory+barrel+cortex.">Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).</li><li>McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-sensitive+dye+imaging+reveals+dynamic+spatiotemporal+properties+of+cortical+activity+after+spontaneous+muscle+twitches+in+the+newborn+rat.">Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat.</a> J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).</li><li>Sweetnam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetes+impairs+cortical+plasticity+and+functional+recovery+following+ischemic+stroke.">Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke.</a> J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).</li><li>Yin, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+field+recordings+effectively+monitor+the+mouse+cortex+and+hippocampus+under+isoflurane+anesthesia.">In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia.</a> Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).</li><li>Sharp, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+stimulus-evoked+cerebral+hemodynamics+in+the+awake+mouse+and+under+a+novel+anesthetic+regime.">Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime.</a> Scientific Reports. 5, 12621 (2015).</li><li>Kyweriga, M., Mohajerani, M. H., Kianianmomeni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics:+Methods+and+Protocols.">Optogenetics: Methods and Protocols.</a> Methods in Molecular Biology. 1408, 251-265 (2016).</li><li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , (2005).</li><li>Vanni, M. P., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+transcranial+spontaneous+activity+mapping+in+GCaMP3+transgenic+mice+reveals+extensive+reciprocal+connections+between+areas+of+somatomotor+cortex.">Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex.</a> J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).</li><li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+of+High-Frequency+Mesoscale+Intracortical+Maps+Using+the+Genetically+Encoded+Glutamate+Sensor+iGluSnFR.">Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR.</a> J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).</li><li>Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+infraslow+spontaneous+membrane+potential+fluctuations+recapitulate+high-frequency+activity+cortical+motifs.">Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs.</a> Nat Commun. 6, 7738 (2015).</li><li>Lim, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Large-Scale+Cortical+Mapping+Using+Channelrhodopsin-2+Stimulation+in+Transgenic+Mice+Reveals+Asymmetric+and+Reciprocal+Relationships+between+Cortical+Areas.">In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas.</a> Front Neural Circuits. 6, (2012).</li><li>Ferezou, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+cortical+sensorimotor+integration+in+behaving+mice.">Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice.</a> Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).</li><li>Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes.">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo innovativo per una grande finestra cranica permette l&#39;imaging simultaneo sulle zone temporali e parietali della corteccia cerebrale. Combinato con imaging ottico, può aiutare a rivelare dinamiche neurali all&#39;interno di aree corticali durante l&#39;attività spontanea e stimolo-indotta. Questo craniotomia espansiva espone anche una grande estensione della rete vascolare corticale, tra cui l&#39;estremità prossimale dell&#39;arteria cerebrale media (MCA), consentendo imaging in vivo de...

Craniotomia è una procedura standard utilizzato da neuroscienziati per rivelare una porzione del cervello. Sin dagli albori della elettrofisiologia, la craniotomia ha consentito innovazioni senza precedenti nel campo delle neuroscienze. mappatura densa della corteccia cerebrale con elettrodi ha portato ad ipotesi esperimenti di prova e teorie basate su queste mappe. Abbiamo recentemente entrati in una nuova era in cui la craniotomia è utilizzata per l&#39;imaging in vivo del flusso sanguigno corticale 1, 2, 3 e architettura neurovascolari 4, permettendo la visualizzazione in tempo reale dell&#39;attività corticale nelle aree esposte 5, 6, 7. Sebbene molti studi utilizzano craniotomie combinate con tecniche di imaging ottico in vivo per studiare la struttura e la funzione dei neuroni corticali, glia e corvascolarizzazione tici 8, 9, ulteriori indagini sono limitate da piccole aree della corteccia esposta (ma vedi 10). Lo scopo di questo protocollo è quello di fornire un metodo per creare una grande craniotomia laterali, esponendo la corteccia cerebrale dalla linea mediana all&#39;osso squammoso, e si estende oltre bregma e lambda. Questa grande craniotomia consente la visualizzazione simultanea delle cortecce di associazione (retrosplenial, cingolo, e parietale), motoria primaria e secondaria, somatosensoriale, visivo, e la corteccia uditiva. Questo metodo è stato precedentemente accoppiato con immagini a colori sensibile tensione (VSDI) per indagare come più aree corticali interagiscono tra loro durante l&#39;attività spontanea e stimolo indotto corticale 5, 11, 12. Gli aspetti più difficili di questa procedura include il posizionamento della testadell&#39;animale, che fissa la piastra di testa, ed evitando emorragia mentre separa il muscolo temporale dall&#39;osso parietale. Si deve inoltre tener conto durante i processi di foratura e di rimozione del cranio come le curve cranio ad un angolo obliquo.

<table><tbody><tr><td>Heating Pad</td><td>FHC</td><td>40-90-2</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>2 or more pairs are recommended</td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00, 15000-10</td><td>1 pair should be designated for dura removal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Jet tooth shade powder</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Powder</td><td>to be mixed with the Jet Liquid</td></tr><tr><td>Jet tooth shade liquid</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Liquid</td><td>to be mixed wihth the Jet Powder&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Drill Heads - Carbide Burs FG 1/4 389</td><td>Midwest Dental</td><td>385201</td><td></td></tr><tr><td>Agarose Powder</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9793</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Sinclair Dental Canada</td><td>Pfizer Gelfoam</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>124125</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine 2% Epinephrine</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125299</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethazone 5&amp;nbsp;mg/mL</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125231</td><td></td></tr><tr><td>Butyl cyanoacrylate glue (VetBond)</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>12612</td><td></td></tr></tbody></table>

a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity

La craniotomia è una procedura comunemente eseguita per esporre il cervello per gli esperimenti in vivo. Nella ricerca del mouse, la maggior parte dei laboratori utilizzano una piccola craniotomia, in genere da 3 mm x 3 mm. Questo protocollo introduce un metodo per creare una finestra del cranio sostanzialmente quella da 7 x 6 mm esponendo più di un emisfero cerebrale sopra il mouse corteccia temporale e parietale (ad esempio, bregma di 2,5 - 4,5 mm laterale sul 0 - 6 mm). Per eseguire questo intervento, la testa deve essere inclinata di circa 30 ° e gran parte del muscolo temporale deve essere ritirato. A causa della grande quantità di rimozione ossea, questa procedura è previsto solo per gli esperimenti acuti con l&#39;animale anestetizzato durante l&#39;intervento chirurgico e sperimentare. Il vantaggio principale di questo innovativo grande finestra cranica laterale è di fornire accesso simultaneo a entrambe le zone mediale e laterale della corteccia. Questo grande finestra del cranio unilaterale può essere utilizzato per studiare le dinamiche neurali tra le cellule,nonché tra le diverse aree corticali combinando multi-elettrodo registrazioni elettrofisiologiche, imaging dell&#39;attività neuronale (ad esempio, l&#39;imaging intrinseca o estrinseca), e la stimolazione optogenetic. Inoltre, questa grande craniotomia espone anche una grande area di vasi sanguigni corticali, consentendo la manipolazione diretta della vascolarizzazione corticale laterale.

<html> Per studiare le interazioni tra le aree corticali all&#39;interno di un singolo emisfero, abbiamo usato un ampio craniotomia estende attraverso il seno sagittale e 5 - 6 mm lateralmente. Questa finestra cranica inclusa primaria (motore, somatosensoriale, visivo, uditivo), secondari (motore, visivo), e di associazione (retrosplenial, cingolo, parietale associazione) cortecce di emisferi destro (Figura 3A). Per questo lavoro abbiamo utilizzato l&#39;imag...

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A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Questo protocollo presenta un metodo per creare una grande craniotomia unilaterale sulle regioni temporali e parietali della corteccia cerebrale del mouse. Ciò è particolarmente utile per l&#39;imaging in tempo reale su un&#39;area espansiva di un emisfero corticale.

Una procedura Grande laterale Craniotomia per Mesoscale Wide-field Optical Imaging di Brain Activity

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

a-large-lateral-craniotomy-procedure-for-mesoscale-wide-field-optical

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K Views.  University of Lethbridge.  Questo protocollo presenta un metodo per creare una grande craniotomia unilaterale sulle regioni temporali e parietali della corteccia cerebrale del mouse. Ciò è particolarmente utile per l'imaging in tempo reale su un'area espansiva di un emisfero corticale. 

Video: A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Un Chirurgia Procedura Craniotomia per l&#39;imaging cerebrale cronica

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Ricerca

Biologia

Longitudinal Intravital Imaging of Brain Tumor Cell Behavior in Response to an Invasive Surgical Biopsy

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized treatment determination. However, perturbation of the tumor architecture by biopsy and other invasive procedures has been associated with undesired effects on tumor progression, which need to be studied in depth to further improve the clinical benefit of these procedures. Conventional static approaches, which only provide a snapshot of the tumor, are limited in their ability to reveal the impact of biopsy on tumor cell behavior such as migration, a process closely related to tumor malignancy. In particular, tumor cell migration is the key in highly aggressive brain tumors, where local tumor dissemination makes total tumor resection virtually impossible. The development of multiphoton imaging and chronic imaging windows allows scientists to study this dynamic process in living animals over time. Here, we describe a method for the high-resolution longitudinal imaging of brain tumor cells before and after a biopsy in the same living animal. This approach makes it possible to study the impact of this procedure on tumor cell behavior (migration, invasion, and proliferation). Furthermore, we discuss the advantages and limitations of this technique, as well as the ability of this methodology to study changes in the cancer cell behavior for other surgical interventions, including tumor resection or the implantation of chemotherapy wafers.

Here we describe a method for high-resolution time-lapse multiphoton imaging of brain tumor cells before and after invasive surgical intervention (e.g., biopsy) within the same living animal. This method allows studying the impact of these invasive surgical procedures on tumor cells&#39; migratory, invasive, and proliferative behavior at a single cell level.

Imaging intravitale longitudinale del comportamento delle cellule tumorali cerebrali in risposta a una biopsia chirurgica invasiva

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized ...

Ricerca sul cancro

Targeted Labeling of Neurons in a Specific Functional Micro-domain of the Neocortex by Combining Intrinsic Signal and Two-photon Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, direction5-7, ocular dominance8,9 and binocular disparity9. Orientation selectivity is the most widely studied feature and a continuous map with a quasi-periodic layout for preferred orientation is present across the entire primary visual cortex10,11. Integrating the synaptic, cellular and network contributions that lead to stimulus selective responses in these functional maps requires the hybridization of imaging techniques that span sub-micron to millimeter spatial scales. With conventional intrinsic signal optical imaging, the overall layout of functional maps across the entire surface of the visual cortex can be determined12. The development of in vivo two-photon microscopy using calcium sensitive dyes enables one to determine the synaptic input arriving at individual dendritic spines13 or record activity simultaneously from hundreds of individual neuronal cell bodies6,14. Consequently, combining intrinsic signal imaging with the sub-micron spatial resolution of two-photon microscopy offers the possibility of determining exactly which dendritic segments and cells contribute to the micro-domain of any functional map in the neocortex. Here we demonstrate a high-yield method for rapidly obtaining a cortical orientation map and targeting a specific micro-domain in this functional map for labeling neurons with fluorescent dyes in a non-rodent mammal. With the same microscope used for two-photon imaging, we first generate an orientation map using intrinsic signal optical imaging. Then we show how to target a micro-domain of interest using a micropipette loaded with dye to either label a population of neuronal cell bodies or label a single neuron such that dendrites, spines and axons are visible in vivo. Our refinements over previous methods facilitate an examination of neuronal structure-function relationships with sub-cellular resolution in the framework of neocortical functional architectures.

A method is described for labeling neurons with fluorescent dyes in predetermined functional micro-domains of the neocortex. First, intrinsic signal optical imaging is used to obtain a functional map. Then two-photon microscopy is used to label and image neurons within a micro-domain of the map.

Etichettatura mirata di neuroni in una specifica funzionale Micro-dominio della neocorteccia combinando segnale intrinseca e due fotoni Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, ...

Neuroscienze

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Un ortotopico Glioblastoma modello di mouse mantenimento di vincoli Cervello parenchimale fisiche e adatto per intravitale due fotoni Microscopia

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Medicina

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Laser nanochirurgia di cerebellari Assoni<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of motor and cognitive disabilities. Its high prevalence poses a serious health burden, as stroke is among the principal causes of long-term disability and death worldwide1. Recovery of neuronal function is, in most cases, only partial. So far, treatment options are very limited, in particular due to the narrow time window for thrombolysis2,3. Determining methods to accelerate recovery from stroke remains a prime medical goal; however, this has been hampered by insufficient mechanistic insights into the recovery process. Experimental stroke researchers frequently employ rodent models of focal cerebral ischemia. Beyond the acute phase, stroke research is increasingly focused on the sub-acute and chronic phase following cerebral ischemia. Most stroke researchers apply permanent or transient occlusion of the MCA in mice or rats. In patients, occlusions of the MCA are among the most frequent causes of ischemic stroke4. Besides proximal occlusion of the MCA using the filament model, surgical occlusion of the distal MCA is probably the most frequently used model in experimental stroke research5. Occlusion of a distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA branch typically spares the striatum and primarily affects the neocortex. Vessel occlusion can be permanent or transient. High reproducibility of lesion volume and very low mortality rates with respect to the long-term outcome are the main advantages of this model. Here, we demonstrate how to perform a chronic cranial window (CW) preparation lateral to the sagittal sinus, and afterwards how to surgically induce a distal stroke underneath the window using a craniotomy approach. This approach can be applied for sequential imaging of acute and chronic changes following ischemia via epi-illuminating, confocal laser scanning, and two-photon intravital microscopy.

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Surgical occlusion of a distal middle cerebral artery branch (MCAo) is a frequently used model in experimental stroke research. This manuscript describes the basic technique of permanent MCAo, combined with the insertion of a lateral cranial window, which offers the opportunity for longitudinal intravital microscopy in mice.

Laterale cronica cranica finestra Preparazione Attiva<em&gt; In Vivo</em&gt; Condizioni seguito distale Medio occlusione dell&#39;arteria cerebrale nei topi

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging del Cerebrovasculature: Rilevanza per le malattie del sistema nervoso centrale

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Translational Brain Mapping at the University of Rochester Medical Center: Preserving the Mind Through Personalized Brain Mapping

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, neuroanesthesia, and neurosurgery. Patients who have tumors or epileptogenic tissue in eloquent brain areas are studied preoperatively with functional and structural MRI, and intraoperatively with direct electrical stimulation mapping. Post-operative neural and cognitive outcome measures fuel basic science studies about the factors that mediate good versus poor outcome after surgery, and how brain mapping can be further optimized to ensure the best outcome for future patients. In this article, we describe the interdisciplinary workflow that allows our team to meet the synergistic goals of optimizing patient outcome and advancing scientific understanding of the human brain.

This article provides an overview of a multi-modal brain mapping program designed to identify regions of the brain that support critical cognitive functions in individual neurosurgery patients.

Mappatura del cervello traslazionale presso il centro medico dell'Università di Rochester: Preservare la mente attraverso la mappatura del cervello personalizzata

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedura craniotomia per la visualizzazione delle attività neuronali nell'ippocampo dei topi che si comportano

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy (pCLE) of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application to elucidate capillary blood flow effects during seizures, driven by mural cells. In vitro and in vivo cortical imaging have shown that capillary constrictions driven by pericytes can result from functional local neural activity, as well as from drug application, in healthy animals. Here, a protocol is presented on how to use pCLE to determine the role of microvascular dynamics in neural degeneration in epilepsy, at any tissue depth (specifically in the hippocampus). We describe a head restraint technique that has been adapted to record pCLE in awake animals, to address potential side-effects of anesthetics on neural activity. Using these methods, electrophysiological and imaging recordings can be conducted over several hours in deep neural structures of the brain.

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy pCLE of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

Whereas multiphoton imaging is only effective at limited depths from the tissue&#8217;s surface, it is possible to achieve 3 &#181;m resolution imaging at any depth via pCLE. Here, we present a protocol to conduct pCLE imaging to measure microvascular dynamics in the hippocampus of ictal and wild-type mice.

Endomicroscopia confocale confocale a scansione laser accoppiata a fibre in vivo (pCLE) dei capillari dell'ippocampo in topi svegli

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application ...

Una procedura Grande laterale Craniotomia per Mesoscale Wide-field Optical Imaging di Brain Activity

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un Chirurgia Procedura Craniotomia per l'imaging cerebrale cronica

Imaging intravitale longitudinale del comportamento delle cellule tumorali cerebrali in risposta a una biopsia chirurgica invasiva

Etichettatura mirata di neuroni in una specifica funzionale Micro-dominio della neocorteccia combinando segnale intrinseca e due fotoni Imaging

Un ortotopico Glioblastoma modello di mouse mantenimento di vincoli Cervello parenchimale fisiche e adatto per intravitale due fotoni Microscopia

Laser nanochirurgia di cerebellari Assoni

Laterale cronica cranica finestra Preparazione Attiva

Longitudinale

Mappatura del cervello traslazionale presso il centro medico dell'Università di Rochester: Preservare la mente attraverso la mappatura del cervello personalizzata

Procedura craniotomia per la visualizzazione delle attività neuronali nell'ippocampo dei topi che si comportano

Endomicroscopia confocale confocale a scansione laser accoppiata a fibre in vivo (pCLE) dei capillari dell'ippocampo in topi svegli