This work was supported by a National Heart, Lung, and Blood Institute grant 1RO1-HL-105296-01 (to D.E. Berkowitz) and an Australian Research Council Grant DP110101134 (to A. Avolio).

Questo protocollo è stato approvato dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale presso la Johns Hopkins University. 1. preparazione di soluzioni, materiali, e animali <ol><li> Preparare una soluzione di 300 mg / ml di fenilefrina (PE) e 300 mg / ml soluzione di nitroprussiato di sodio (SNP) in 0,9% soluzione salina. Preparare una soluzione di eparina-salina separata mescolando 1 ml di 1000 U / ml di eparina in 10 ml di soluzione salina allo 0,9%. NOTA: I farmaci devono essere a temperatura ambiente prima dell&#39;uso. </li><li> Fai il catetere per infusione endovenosa di droga da due 30 G x ½ &quot;aghi ipodermici e PE 10 tubi in polietilene. Per rendere il catetere, inserire un ago in una estremità del tubo. Rimuovere la parte dell&#39;ago dell&#39;altro ago ipodermico e inserire l&#39;estremità smussata nell&#39;altra estremità del tubo. Fissare il catetere ad una siringa da 1 ml e riempire il catetere con la soluzione salina eparina. </li><li> Posizionare mouse nella camera di induzione di anestesia containing 2-2,5% isoflurano in ossigeno al 100%. Lasciare il mouse nella camera di induzione finché non risponde agli stimoli esterni. </li><li> Rimuovere il mouse dalla camera di induzione e posizionarlo sul tappetino riscaldato elettrocardiogramma (ECG). Mantenere l&#39;animale al 2% isoflurano. </li><li> Applicare una pomata veterinario o soluzione salina per gli occhi dell&#39;animale per prevenire la secchezza durante la procedura. </li></ol> 2. Inserimento del catetere nella vena della coda <ol><li> Poiché le vene coda sono situati lateralmente su entrambi i lati della coda, posizionare l&#39;animale su un lato per un migliore accesso. Fissare il mouse sul tappetino ECG con nastro adesivo. Assicurarsi che l&#39;animale è tenuto in caldo per promuovere la vasodilatazione delle vene coda. </li><li> Utilizzando un pezzo di tubo silastic come un laccio emostatico, legare il laccio emostatico intorno alla base della coda. Legare il laccio emostatico abbastanza stretto per comprimere le vene, ma non abbastanza per tagliare la circolazione arteriosa. Dopo 2-3 minuti, la vena dovrebbe gonfiarsi e diventare più visibile. </li><li> Tirare delicatamente la coda tesa. Piegate la coda in un angolo con una mano e tenere l&#39;ago parallelo alla coda con l&#39;altra. Pierce l&#39;ago quando la coda è piegato attraverso la pelle nella vena. Sangue sarà spinto verso il catetere se l&#39;ago è inserito nella vena. </li><li> Mettere una goccia di colla tessuto in cui è inserito l&#39;ago per fissare il catetere. Rimuovere il laccio emostatico e confermare la pervietà iniettando soluzione fisiologica con poca resistenza. </li></ol> 3. Inserimento di catetere di pressione sanguigna attraverso femorale Arteria <ol><li> Posizionare il catetere di pressione in una siringa da 30 ml riempita con acqua distillata e collegare il catetere alla centralina pressione. Immergere il catetere in acqua, collegato, per 30-45 minuti durante le procedure di set-up e di chirurgia. </li><li> Posizionare la supina animale e nastro le zampe sul pad ECG. Applicare la crema depilatoria sul petto e la zona sopra l&#39;arteria femorale. <ol><li> Attendere 3-5 minuti e rimuovere la crema e capelli. Thoroughly eliminare i peli dal petto per evitare artefatti durante l&#39;ecografia. Pulire sia il torace e le regioni degli arti posteriori con un batuffolo imbevuto di rimuovere crema depilatoria eccesso. </li></ol></li><li> Usando forbici sottili, fare un&#39;incisione nella pelle sopra la posizione dell&#39;arteria femorale. Sezionare attraverso il tessuto grasso sottocutaneo a rivelare l&#39;arteria femorale. L&#39;arteria femorale è parzialmente coperta da dell&#39;addome. Utilizzare hemostats per spostare l&#39;addome di distanza. Mantenere i tessuti umida coprendo con una garza umida o in alternativa grondante salina sopra periodicamente per evitare che i tessuti si secchi. </li><li> Utilizzando una pinza sottile, separare il nervo dal fascio-arteria vena. Perforare delicatamente attraverso la guaina intorno al fascio dell&#39;arteria venosa per separare l&#39;arteria dalla vena. Passare una sutura intorno all&#39;arteria all&#39;estremità prossimale e posizionare due suture all&#39;estremità distale. </li><li> Saldamente annodare la sutura più distale di fermare il flusso di sangue distale. Utilizzare hemostats per tirare la psutura roximal per interrompere temporaneamente il flusso di sangue nell&#39;arteria femorale. Utilizzare microscissors di fare una piccola incisione nell&#39;arteria femorale. Rendere l&#39;incisione in prossimità del nodo distale. </li><li> Calibrare il software di acquisizione dei dati per il catetere utilizzando le impostazioni di calibrazione della centralina pressione. Il commutatore contropressione alla lettura del trasduttore e bilanciare il catetere pressione in modo che le uscite catetere 0 mm Hg nella siringa riempita di acqua. </li><li> Inserire il catetere nell&#39;arteria femorale. Aprire l&#39;incisione con pinza sottile con una mano e inserire la testa del catetere nell&#39;arteria con l&#39;altra mano. <ol><li> Nodo sutura centrale attorno al filo del catetere per fissare il catetere nell&#39;arteria. Rilassatevi la sutura prossimale e far avanzare il catetere in avanti in aorta addominale. Nodo della sutura prossimale per fissare ulteriormente il catetere e per prevenire le emorragie. </li></ol></li><li> Muoversi con cautela il pad ECG con il mouse, il catetere pressione e soluzione salina syringe alla fase ecografica. Collegare il catetere pressione sanguigna alla centralina pressione. Posizionare la siringa salina nella pompa a siringa. Lasciare l&#39;animale e il catetere per equilibrare per 20 minuti. </li></ol> 4. Misura diametro dell&#39;aorta in un range di pressione sanguigna <ol><li> Ridurre isoflurano al 1,5%. Visualizza l&#39;aorta ascendente longitudinalmente sul B-mode con una vista lungo l&#39;asse. Montare il trasduttore sul sistema ferroviario in modo che la stessa vista viene mantenuta per tutta la durata dell&#39;esperimento. </li><li> Sul mainframe ultrasuoni, posizionare il cursore M-mode sul tratto di aorta di essere rintracciato. Traccia la variazione aortica diametro su tutto il ciclo cardiaco utilizzando M-mode. </li><li> Modificare la soluzione salina nella siringa alla soluzione PE e mettere la siringa nella pompa a siringa. <ol><li> Record M-mode al basale pressione aortica. Iniziare infusione a 360 mcg / kg / min e infusione per 1 min per pressione aortica per raggiungere un plateau. Per un 25 g del mouse, questo dose equivale a 30 microlitri / min. </li><li> Registrare la M-mode, quindi interrompere l&#39;infusione, e attendere 2 minuti per la pressione del sangue per tornare alla linea di base. </li></ol></li><li> Velocità di infusione inferiore a 240 mg / kg / min. Per un 25 g del mouse, questa dose equivale a 20 microlitri / min. Avviare l&#39;infusione, infusione per 1 min per la pressione sanguigna a plateau, e registrare M-mode. Interrompere l&#39;infusione, e attendere 2 minuti per la pressione del sangue per tornare alla linea di base. </li><li> Ripetere il punto 4.4 per 120 mg / kg / min PE (10 microlitri / min per un 25 g mouse). </li><li> Sostituire PE con soluzione salina e infondere la soluzione salina al tasso usato per la 360 mg / kg / min (30 microlitri / min per 25 g mouse). Lasciare in infusione per 2-3 minuti, fino a nuova infusione non produce un aumento della pressione aortica e la pressione sta tornando alla linea di base. Attendere 5 min per la pressione del sangue si stabilizzi al basale. </li><li> Sostituire salina con SNP. <ol><li> Record M-mode al basale pressione aortica. Iniziare infusione a 240 mcg / kg / min (20 microlitri / min per 25 g mouse)e infusione per 1 min. Quando la pressione aortica raggiunge un plateau, registrare l&#39;M-mode. Interrompere l&#39;infusione e attendere 2 minuti per la pressione del sangue per tornare alla linea di base. </li></ol></li><li> Velocità di infusione inferiore a 120 mg / kg / min (10 microlitri / min per 25 g mouse). Avviare l&#39;infusione, infusione per 1 min per la pressione sanguigna a plateau, e registrare M-mode. Smettere di infusione e attendere 2 minuti per la pressione del sangue per tornare alla linea di base. </li><li> Ripetere il punto 4.8 per 60 mg / kg / min SNP (5 ml / min per 25 g mouse). </li></ol> 5. Terminare l&#39;esperimento <ol><li> Per eutanasia dell&#39;animale, aumentare isoflurano al 4%. Quando la respirazione ha rallentato, di solito in 1-2 minuti, tagliare lo sterno con le forbici per aprire la cavità toracica e esporre il cuore. </li><li> Afferrare il cuore con una pinza a medio e asportare dal corpo tagliando presso l&#39;aorta ascendente con le forbici. </li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Le misurazioni del diametro in diversi incrementi di pressione in un ampio intervallo di valori di pressione è necessaria per la caratterizzazione accurata della relazione pressione-diametro. I limiti di pressione superiore e inferiore che può essere indotta farmacologicamente possono variare dal gruppo sperimentale ma la gamma ideale è circa 25 mm Hg a 125 mm Hg diastolica e 50 mm Hg a 200 mm Hg sistolica. Dosi di 360 mg / kg / min PE e 240 mg / kg / min SNP generalmente suscitare i limiti del campo di pressione. Tuttavia, dosi di PE può essere aumentata a 480 mg / kg / min e SNP a 360 mcg / kg / min per verificare che sono stati raggiunti i limiti. Le concentrazioni di lavoro del PE e SNP possono essere ridotti per ottenere incrementi di pressione più fini. Poiché il diametro cambia con la pressione aortica, inducendo gli stessi valori di pressione tra animali e gruppi sperimentali non è importante. Venoso e incannulamento arteriosa possono essere eseguite in altri luoghi con la stessa UOtcomes. Cannulazione vena della coda può essere difficile a causa delle piccole dimensioni della vena della coda. Inoltre, la vena della coda non è facilmente visibile nei topi di colore scuro. La vena femorale può essere incannulata come alternativa. Questo percorso può essere più facile dal momento che la vena femorale è più accessibile. Per l&#39;inserimento del catetere di pressione, oltre l&#39;arteria femorale, il catetere può essere inserito attraverso la carotide. L&#39;arteria femorale è preferibile sopra l&#39;arteria carotide, tuttavia, poiché la regione toracica rimane intatto per il rilevamento di immagini ecografiche. Femorale incannulamento può essere più difficile perché l&#39;arteria femorale è più piccolo. Utilizzando un catetere F 1.2 e introducendo il catetere nell&#39;arteria femorale prossimale sotto la cavità addominale faciliterà il processo cannulazione. Posizionamento poche gocce di un agente vasodilatatore come lidocaina sulla arteria femorale o usando un catetere introduttore può anche aiutare a ingrandire il vaso per facilitare l&#39;inserimento del catetere. Il catetere pressione deve essere maneggiato e usatosecondo le istruzioni del produttore. Posizione del catetere all&#39;interno dell&#39;aorta non deve essere coerente tra animali come la caduta di pressione all&#39;interno della aorta è insignificante. Tuttavia, posizionando il catetere in aorta addominale può essere meglio per minimizzare l&#39;interferenza con la ecografica dell&#39;aorta toracica. Alcuni mainframe ultrasuoni possono registrare pressione in tempo reale con la traccia M-mode, dando così una misurazione della pressione per ogni diametro misurato sulla M-mode. Sfortunatamente, poiché la posizione in cui viene misurato il diametro non è la stessa posizione in cui viene registrata la pressione, esiste un ritardo tra la pressione registrata al catetere e la pressione effettiva in aorta ascendente. Di conseguenza, le misurazioni diametro minimo solo massimo e possono essere utilizzate per l&#39;analisi dei dati. Il limite principale di questo metodo è l&#39;incertezza nella misurazione introdotto dal dell&#39;aorta spostamento in e fuori of piano ultrasuoni durante il ciclo cardiaco. Errore di movimento-introdotto è comune a tutti gli studi di imaging basato, tra cui la risonanza magnetica e TAC. Strategie di compensazione includono l&#39;utilizzo di caratteristiche anatomiche di spostare il quadro di riferimento con il movimento 18 e sono attuate durante l&#39;elaborazione dei dati. Come software compensazione del movimento non è prontamente disponibile, il ricercatore deve vigilare sulla regolazione della posizione della sonda per monitorare lo spostamento in posizione dell&#39;aorta come l&#39;aumento della pressione e diminuisce. Diametro misurazioni dovrebbero essere prese attraverso il centro dell&#39;aorta. Tuttavia, determinare se la posizione di registrazione M-mode passa attraverso il centro può essere difficile giudicare l&#39;immagine ad ultrasuoni su, soprattutto con le posizioni aorta spostamento. L&#39;incertezza introdotti dalle suddette limitazioni manifestano nel grado di dispersione nei dati, come evidente nella figura 6. Ottenere un&#39;immagine della sezione trasversale anziché all&#39;asse longitudinale del ascending dell&#39;aorta potrebbe essere una soluzione. Tuttavia, ottenere questo punto di vista può essere a volte più impegnativo e il conseguente traccia M-mode può essere meno chiaro. La circonferenza della sezione trasversale della immagine B-mode potrebbe essere misurata invece del diametro della immagine M-mode. Tuttavia, determinare quando circonferenza massima e minima è stata raggiunta sarà limitato dal frame rate B-mode e può essere più difficile giudicare che sulla M-mode. Rendere più misurazioni della trama pressione diametro e aumentando la dimensione sperimentale del gruppo può migliorare l&#39;accuratezza dei dati. I dati della pressione di diametro possono essere raccolti da diverse località lungo il torace. Questo protocollo dovrebbe prima essere eseguita con la sonda posta su una posizione sul petto. L&#39;aorta dovrebbe quindi essere visualizzato con la sonda posta su un&#39;altra posizione e il protocollo ripetuto. Agenti vasoattivi utilizzati per modulare la pressione arteriosa potrebbero potenzialmente influenzare aortica musc lisciole tonalità, che a sua volta influenzare la rigidità. Tuttavia, la manipolazione di pressione aortica da ritorno venoso ha dimostrato di produrre cambiamenti simili a PWV invasivo misurata come manipolazione farmacologica nei ratti. Questi risultati dimostrano che l&#39;infusione di farmaci vasoattivi agiscono principalmente sulle arterie di resistenza periferiche e non influenzano in modo significativo aortica tono della muscolatura liscia 19. Questo protocollo può essere eseguita in ratti con alcune piccole modifiche. Il torace è rasato prima di applicare la crema depilatoria. A 27 G x ½ &quot;catetere disponibile in commercio viene utilizzato per infusione di farmaci. Le dosi di farmaco utilizzato per modulare la pressione aortica sono 40, 80, e 120 mg / kg / min di PE e 40, 80, e 120 mg / kg / min di SNP. Oltre l&#39;aorta ascendente, le differenze regionali in rigidità aortica può essere determinato con questo protocollo. Rigidità regionale misurata da questo approccio sarebbe più preciso rispetto da PWV come misurazioni are preso da una posizione di opporsi a due posizioni per PWV. Tuttavia, regioni lungo l&#39;aorta che possono essere misurati con questa tecnica sono limitati a quelli che possono essere visualizzati da ultrasuoni. Modulo elastico può anche essere calcolata dai dati raccolti da questo metodo se una misurazione dello spessore della parete può essere ottenuta. Accurata nella misurazione vivo dell&#39;aorta topo è limitato dai limiti di risoluzione della tecnologia ultrasuoni corrente. Miglioramento futuro della tecnologia ad ultrasuoni potrebbe fare in vivo misurazione dello spessore della parete più fattibile. In alternativa, le misure di spessore possono essere eseguite ex vivo. Myography pressione fornirebbe le misurazioni più accurate, perché lo spessore può essere misurata ad ogni incremento di pressione.

Aumento della rigidità aortica è una caratteristica della malattia cardiovascolare. Aging 1, fumare 2, diabete 3, iperlipidemia 4, e altri fattori di rischio di malattie cardiovascolari hanno dimostrato di aumentare la rigidità aortica. Studi epidemiologici hanno dimostrato ulteriore rigidità aortica come un potente predittore indipendente l&#39;insorgenza della malattia coronarica e ictus, così come il verificarsi di eventi cardiovascolari e la mortalità 5-8. A causa del significato clinico e di salute pubblica di un aumento della rigidità aortica, la ricerca attuale è focalizzata sulla comprensione dei meccanismi alla base dello sviluppo e la progressione della rigidità vascolare. Grande interesse esiste pertanto a sviluppare misure accurate di rigidità vascolare in modelli sperimentali di malattie cardiovascolari. Rigidità di un materiale può essere caratterizzato da un rapporto sforzo-deformazione e quantificato come mod elasticaUlus. Un materiale elastico lineare deforma in modo reversibile e il suo lo stress aumenta proporzionalmente alla tensione. L&#39;aorta e le grandi arterie sono corpi elastici non lineari: quando allungato, la rigidità dell&#39;arteria non rimane costante ma aumenta con il grado di distensione. Questa non linearità nelle proprietà meccaniche delle grandi arterie è dovuta alle diverse caratteristiche di rigidità degli elementi portanti, ossia elastina e collagene, che costituiscono la parete del serbatoio. Elastina è altamente estensibile con un modulo elastico di 0,6 MPa. In confronto, il collagene è molto rigido con un modulo elastico di 1 GPa 9. La rigidezza iniziale esibita dal dell&#39;aorta a bassi valori di deformazione è attribuita alla elastina mentre l&#39;alta rigidità esposto a valori elevati di deformazione è dovuta al collagene. Il carico è trasferito da elastina al collagene vaso distende e questa regione del carico trasferimento è dove il sistema vascolare opera. Pertanto, a pressioni fisiologiche, rigidità arteriosadipende dal contributo di entrambi elastina e collagene 10. La distribuzione e l&#39;orientamento di elastina e collagene variano dallo strato all&#39;interno della parete arteriosa. In media, l&#39;elastina, collagene, e le cellule muscolari lisce sono raggruppati in eliche strette che sono a strati concentrici. Questa disposizione consente l&#39;arteria per resistere a carichi elevati in direzione circonferenziale. L&#39;avventizia è prevalentemente collagene con poca elastina e le fibre di collagene sono organizzati in maniera reticolare. Queste fibre di collagene sono mossi in uno stato non sollecitata e stendere con l&#39;aumento del carico. Aumenta la rigidità come le fibre di collagene si raddrizzano, impedendo così l&#39;arteria da pressioni eccessive e rottura. A causa della organizzazione strutturale e variando l&#39;orientamento delle fibre di collagene, le arterie sono anisotropico: la rigidezza esposto dipende se la nave è allungato longitudinalmente o circonferenziale 11 in vivo della durezza.s è quindi un composto di rigidità longitudinale e circonferenziale della aorta. La rigidità arteriosa è generalmente quantificato in vivo come la velocità di conformità o di impulsi d&#39;onda (PWV). Compliance arteriosa è definito come C = ΔD / Ap dove ΔD è il cambiamento di diametro e Dp è la corrispondente variazione di pressione. I valori più bassi di conformità indicano navi più rigide. Compliance viene calcolato dal rapporto pressione dimensione dell&#39;arteria ed è quindi una misura diretta della rigidità. Come rigidità è diffusa non uniforme nel sistema vascolare 12, il rispetto deve essere misurato nella stessa posizione / simile in ogni materia per fare confronti significativi tra i gruppi sperimentali. La differenza tra la conformità e modulo elastico è che modulo elastico è normalizzato alle dimensioni del materiale. Compliance riflette quindi la rigidità strutturale, considerando modulo elastico reflects rigidità del materiale. Con l&#39;invecchiamento, lo spessore della parete arteriosa aumenta e elastina / rapporto collageno diminuisce, così sia la rigidità strutturale e la rigidità del materiale sono maggiori. Rispetto al rispetto, PWV è una misura indiretta della rigidità arteriosa. PWV è la velocità con cui un impulso di pressione viaggia lungo una lunghezza dell&#39;arteria ed è influenzato dalle proprietà della parete vasale. L&#39;equazione Moens-Korteweg viene utilizzato per modellare il rapporto tra PWV e modulo elastico: PWV 2 = E h / (2 ρ r) dove E è incrementale modulo elastico, h è lo spessore della parete, ρ è la viscosità del sangue, e la r è il raggio nave . Un valore più elevato PWV suggerisce pertanto una nave più rigido. Compliance e modulo elastico può essere misurata sperimentalmente ex vivo su un segmento asportato della nave. Per determinare la conformità, il segmento vaso è montato su un miografo pressione 13,14. Pressione all&#39;interno della nave è aumentato graduale e THe conseguente modifica del diametro viene tracciato usando la microscopia video. Compliance è determinata dai dati di pressione diametro. Incrementale modulo elastico può essere misurata mediante prove di trazione. In questi esperimenti, la nave è smembrato dati graduale e forza-spostamento viene raccolto fino alla rottura dell&#39;anello nave. Valori di stress e deformazione possono essere calcolati e tracciati per determinare incrementale modulo elastico. Questi approcci ex vivo possono essere utilizzate per valutare le variazioni nelle proprietà passive che influenzano rigidità. In vivo, oltre alla parete contenuti, rigidità vascolare è influenzato dinamicamente dal tono della muscolatura liscia e 13,15,16 pressione sanguigna. PWV è il metodo più usato per misurare in vivo rigidità aortica in modelli sperimentali. PWV può essere determinato in modo non invasivo con ultrasuoni Doppler o tonometria ad applanazione 17. Impulso di pressione viene misurata a due posizioni separate e il tempo richiesto perl&#39;impulso di attraversare la distanza è la velocità dell&#39;onda di polso. Poiché PWV è misurata su una lunghezza dell&#39;aorta, è un valore medio di rigidità. Grandi arterie sono elastiche non lineari, così rigidità e quindi PWV varierà con la pressione arteriosa. Un valore più elevato PWV potrebbe quindi derivare da una maggiore rigidità o elevata pressione. I valori PWV quindi devono essere normalizzate a pressione sanguigna di trarre conclusioni sulla rigidità della nave. Metodi di misurazione che incorporano l&#39;influenza della pressione sanguigna con le proprietà passivi della parete vascolare e gli effetti di mediatori vasoattivi che alterano tono produrrebbe un indice fisiologicamente rilevanti di rigidità arteriosa. Questo approccio è implementata misurando PWV invasivo utilizzando un catetere con due sensori di pressione separati ad una distanza fissa 13. Questo catetere doppia pressione viene inserito in aorta e vasoattive farmaci, come fenilefrina o nitroprussiato di sodio, sono infuse per via endovenosa attraversoun catetere venoso per sollevare e la pressione arteriosa inferiore. Questo protocollo descrive un metodo per determinare la rigidità aortica in vivo dalla sua relazione pressione-dimensione in un modello di topo. Questo approccio offre numerosi vantaggi rispetto alla misura PWV invasiva. Indici di rigidità, come la compliance, possono essere calcolati in base ai dati di pressione-dimensionali raccolti da tale procedura. Inoltre, questa tecnica consente di misurare la rigidità aortica locale perché la rigidità viene misurata da una singola postazione. Questo approccio è particolarmente utile in misura crescente rigidità aortica come lunghezza corta di questa regione effettua una misurazione PWV difficile da ottenere. Interesse Research esiste specificamente in aorta ascendente per le sue proprietà meccaniche influenzano la perfusione della circolazione coronarica e la risposta cardiaca alla disfunzione vascolare. Per misurare il rapporto di pressione diametro dell&#39;aorta in vivo </em&gt;, l&#39;aorta ascendente è visualizzato e il suo diametro è misurato dal ecografica. Aortica pressione sanguigna è misurata invasivamente con un catetere pressione. La pressione sanguigna è cambiato in modo incrementale per infusione endovenosa di farmaci vasoattivi. Fenilefrina restringe i vasi sanguigni e viene usato per aumentare la pressione aortica. Nitroprussiato di sodio dilata i vasi sanguigni e viene usato per abbassare la pressione aortica. Diametri dell&#39;aorta sistolica e diastolica e le corrispondenti pressioni aortici sono misurati per ogni incremento di pressione. La conformità può essere calcolato in base ai dati di pressione-diametro raccolti.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="878">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:197px;">Company</td>
			<td style="width:141px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Equipment</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">High-resolution ultrasound machine</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Vevo2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">13-24 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS250</td>
			<td>Used for imaging rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">22-55 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS550D</td>
			<td>Used for imaging mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Imaging Station</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Imagine Station 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1.2F Pressure catheter</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FTH-1211B-0018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">SP200 pressure control unit</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FFS-095-DP01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:303px;">Standard Infusion Only Harvard Pump 11 Plus syringe pump</td>
			<td style="width:197px;">Harvard Apparatus</td>
			<td align="right" style="width:141px;">702208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Isoflurane vaporizer</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">911103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Induction chamber</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">941443</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">100% O2</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">OX USP200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:303px;">Single Stage Brass 0-50 psi General Purpose Cylinder Regulator CGA540</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">Y11215B540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Stereo Boom Stand Microscope</td>
			<td style="width:197px;">National Optical</td>
			<td style="width:141px;">420-BMSQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fiber optic illuminator &#38; light pipe</td>
			<td style="width:197px;">Cole Palmer</td>
			<td style="width:141px;">EW-41500-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Supplies</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">30G x 1/2&#34; BD PrecisionGlide Needle</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">305106</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Polyethylene Tubing PE10</td>
			<td style="width:197px;">Becton Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:141px;">427401</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">27Gx1/2&#34; Surfloe winged infusion set</td>
			<td style="width:197px;">Terumo</td>
			<td style="width:141px;">SV*27EL</td>
			<td>For tail vein cannulation in rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Signa Gel Electrode Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">15-25</td>
			<td>Use for ECG recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Aquasonic Clear Ultrasound Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">03-08</td>
			<td>Use for ultrasound</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1mL Sub-Q Syringes, 26G x 5/8&#34;</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Nair</td>
			<td style="width:197px;">Nair</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td>Depilatory cream</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Histoacryl</td>
			<td style="width:197px;">TissueSeal</td>
			<td style="width:141px;">TS1050071FP</td>
			<td>Tissue glue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Braided Silk Suture 6-0</td>
			<td style="width:197px;">Teleflex</td>
			<td style="width:141px;">104-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Dumostar P55 fine forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-4984</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Microscissors</td>
			<td style="width:197px;">WPI</td>
			<td style="width:141px;">501839</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:197px;">FST</td>
			<td style="width:141px;">14060-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Medium forceps</td>
			<td style="width:197px;">Ted Pella</td>
			<td align="right" style="width:141px;">5665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Hemostatic forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-7131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Non-sterile cotton gauze sponge</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">22-362-178</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:197px;">Oritan</td>
			<td style="width:141px;">803-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Label tape</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">15-901-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Drugs</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">R-Phenylephrine hydrochloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">P6126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium nitroprusside dihydrate</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:141px;">71778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Software</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Prism</td>
			<td style="width:197px;">GraphPad</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Excel</td>
			<td style="width:197px;">Microsoft</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring ascending aortic stiffness in vivo in mice using ultrasound

Vi presentiamo un protocollo per misurare in vivo rigidità aortica nei topi utilizzando ad alta risoluzione di immagini ecografiche. Diametro aortico viene misurato mediante ecografia e aortica pressione arteriosa viene misurata invasivamente con un catetere di pressione a stato solido. La pressione sanguigna si alza poi abbassato gradualmente per infusione endovenosa di farmaci vasoattivi fenilefrina e nitroprussiato di sodio. Diametro aortico viene misurato per ogni passo pressione per caratterizzare il rapporto di pressione diametro dell&#39;aorta ascendente. Indici Rigidità derivanti dal rapporto di pressione di diametro possono essere calcolate a partire dai dati raccolti. Calcolo della compliance arteriosa è descritto in questo protocollo. Questa tecnica può essere usato per studiare i meccanismi sottostanti maggiore rigidità aortica associata a malattie cardiovascolari e l&#39;invecchiamento. La tecnica produce una misura fisiologicamente rilevanti di rigidità rispetto alla ex vivo approcci perché phinfluenze ysiological sulla rigidità aortica sono incorporati nella misurazione. Il limite principale di questa tecnica è l&#39;errore di misura introdotto dal movimento dell&#39;aorta durante il ciclo cardiaco. Questo movimento può essere compensato regolando la posizione della sonda con il movimento aortica oltre a rendere più misurazioni del rapporto di pressione aortica diametro ed espandendo la dimensione gruppo sperimentale.

Un&#39;immagine longitudinale del ventricolo sinistro e dell&#39;aorta ascendente viene catturato sulla B-mode, come mostrato in Figura 1. In alternativa, un&#39;immagine longitudinale solo dell&#39;aorta può essere ottenuta, come in Figura 2. Il movimento della parete aortica durante l&#39;cardiaca ciclo appare come due linee bianche sul M-mode, come mostrato nella figura 3. Il lume aortico è l&#39;area tra le righe. Pressione aortica è modulata da infusione di farmaci vasoattivi. PE solleva la pressione aortica, come mostrato nella Figura 4A, e SNP abbassa la pressione, come mostrato nella Figura 4B. M-mode viene registrato quando plateau pressione sanguigna, 1 min dopo l&#39;inizio dell&#39;infusione. Pressione aortica viene modificato in modo incrementale attraverso cambiando la dose del farmaco somministrato, come mostrato in Figura 5. Dose di farmaco è controllata attraverso il tasso di infusione. Tutti dosi di farmaco sono in mcg / kg / min. Diametri massimi e minimi sono misurati da tegli M-mode, mostrato in Figura 3. Questi diametri corrispondono alla pressione sistolica e diastolica aortica registrati dal catetere pressione. Sistolica e diastolica e pressione diametro valori di tre cicli cardiaci sono misurate al basale e per ogni dose PE e SNP. La deviazione standard tra tre misure di diametro ad una dose di farmaco varia da 0,01 mm a 0,04 mm. Diametro aortico può essere tracciata contro la corrispondente pressione aortica per illustrare la relazione pressione-diametro, come mostrato nella Figura 6A. Questi valori di pressione diametro sono utilizzati per calcolare la conformità aortica. Compliance arteriosa è calcolato C = (D sys - D dia) / (P sys - P DIA) (1) dove sys D e D dia sono diametri sistolica e diastolica e P sys e P diasono pressione sistolica e diastolica. Compliance e media pressione aortica (MAP) sono calcolati al basale e per ogni dose PE e SNP. La conformità è tramato contro MAP per dimostrare la pressione dipendenza di rigidità. A causa del comportamento elastico lineare dell&#39;aorta, rispetto diminuisce all&#39;aumentare MAP, come mostrato nella Figura 6B. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig1highres.jpg" /> Figura 1:. Vista longitudinale dell&#39;aorta ascendente in B-mode diametro misurazioni sono prese da un&#39;immagine longitudinale dell&#39;aorta ascendente lasciando il ventricolo sinistro. LV: ventricolo sinistro; PA: arteria polmonare; AA: ascendente aorta. Visualizzazione dell&#39;arteria polmonare dipende dal posizionamento della sonda. Diametro aortico viene misurato distale alla valvola aortica. Frequenza della sonda utilizzata per catturare questa immagine è di 40 MHz. Figura 2:. Vista Alternate dell&#39;aorta ascendente in B-mode L&#39;aorta ascendente è descritto in maniera più evidente e il ventricolo sinistro del cuore e le pareti sono meno distinte. AA: ascendente aorta; LV: ventricolo sinistro. Frequenza di sonda utilizzata per registrare questa immagine è di 40 MHz. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig3highres.jpg" /> Figura 3:. Aorta visualizzata su M-mode diametro aortico viene misurato dall&#39;immagine M-mode. Il movimento della parete aortica appare come due linee ondulate. Lo spazio tra le due linee è il lume aortico. Diametri dell&#39;aorta sistolica e diastolica di tre cicli cardiaci sono misurati dalla M-mode. In questa immagine, la pressione aortica registrato dal catetere di pressione, segnale ECG, e ciclo respiratorio vengono visualizzati in rosso, verde e giallo sul M-mode. Probe frequency utilizzato per registrare questa immagine è di 40 MHz e la velocità di scansione di acquisizione è di 1.200 Hz. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig4highres.jpg" /> Figura 4:. La modifica della pressione aortica incrementale pressione aortica è cambiata gradualmente entro la dose del farmaco infuso. Dose Drug viene modulata dalla velocità di infusione. Tutti i dosaggi sono in mcg / kg / min. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig5highres.jpg" /> Figura 5:. Modulante pressione aortica con farmaci vasoattivi aortica pressione viene aumentata con infusione di vasocostrittore fenilefrina (PE) e si riduce con infusione di nitroprussiato sodico vasodilatatore (SNP). Plateau pressione aortica 1 min dopo l&#39;inizio dell&#39;infusione droga. M-mode del diametro aortico è registrato presso l&#39;altopiano. (A) mostra l&#39;aumento della pressione aorticacon 360 mg / kg / min PE infusione. (B) mostra la diminuzione della pressione aortica con 240 mg / kg / min SNP infusione. Il tempo di infusione è iniziata e il tempo la M-mode è registrato sono etichettati sulle tracce. &#160; Pressione aortica è cambiata gradualmente entro la dose del farmaco infuso. Dose Drug viene modulata dalla velocità di infusione. Tutti i dosaggi sono in mcg / kg / min. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig6highres.jpg" /> Figura 6: Diametro vs pressione e compliance vs. significano piazzole pressione aortica diametro aortico può essere tracciata contro la corrispondente pressione aortica per mostrare la relazione pressione-diametro (A).. La conformità può essere calcolato per ogni incremento di pressione e tramato contro la pressione aortica media (MAP) per mostrare la dipendenza pressione di rigidità aortica (B).

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound at JoVE.com

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Misurare Crescente aortica Rigidità<em&gt; In Vivo</em&gt; In topi con ultrasuoni

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

measuring-ascending-aortic-stiffness-in-vivo-in-mice-using-ultrasound

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

15.9K Views.  Johns Hopkins University. We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Video: Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell proliferation in the bone marrow cavity as well as for interaction of tumor and bone cells resulting in local bone destruction. Our aim was to develop a model of experimental bone metastasis that allows in vivo assessment of angiogenesis in skeletal lesions using non-invasive imaging techniques.
For this purpose, we injected 105 MDA-MB-231 human breast cancer cells into the superficial epigastric artery, which precludes the growth of metastases in body areas other than the respective hind leg1. Following 25-30 days after tumor cell inoculation, site-specific bone metastases develop, restricted to the distal femur, proximal tibia and proximal fibula1. Morphological and functional aspects of angiogenesis can be investigated longitudinally in bone metastases using magnetic resonance imaging (MRI), volumetric computed tomography (VCT) and ultrasound (US).
MRI displays morphologic information on the soft tissue part of bone metastases that is initially confined to the bone marrow cavity and subsequently exceeds cortical bone while progressing. Using dynamic contrast-enhanced MRI (DCE-MRI) functional data including regional blood volume, perfusion and vessel permeability can be obtained and quantified2-4. Bone destruction is captured in high resolution using morphological VCT imaging. Complementary to MRI findings, osteolytic lesions can be located adjacent to sites of intramedullary tumor growth. After contrast agent application, VCT angiography reveals the macrovessel architecture in bone metastases in high resolution, and DCE-VCT enables insight in the microcirculation of these lesions5,6. US is applicable to assess morphological and functional features from skeletal lesions due to local osteolysis of cortical bone. Using B-mode and Doppler techniques, structure and perfusion of the soft tissue metastases can be evaluated, respectively. DCE-US allows for real-time imaging of vascularization in bone metastases after injection of microbubbles7.
In conclusion, in a model of site-specific breast cancer bone metastases multi-modal imaging techniques including MRI, VCT and US offer complementary information on morphology and functional parameters of angiogenesis in these skeletal lesions.

In the pathogenesis of bone metastasis, angiogenesis is a crucial process and therefore represents a target for imaging and therapy. Here, we present a rat model of site-specific breast cancer bone metastasis and describe strategies to non-invasively image angiogenesis in vivo using magnetic resonance imaging, volumetric computed tomography and ultrasound.

Multi-modal Imaging di angiogenesi in un modello di ratto Nudo di metastasi ossee cancro al seno utilizzando la risonanza magnetica, tomografia computerizzata volumetrica e Ultrasuoni

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell ...

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Aortica trapianto ortotopico in Mouse per lo studio della malattia vascolare

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

In vivo 19 F MRI per il tracciamento cellulare

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Crescente aortica Costrizione in ratti per la creazione di sovraccarico di pressione cardiaca Ipertrofia Modello

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Ultrasound-guided transtoracica intramiocardico iniezione nei topi

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

Validazione di Nanobody e anticorpi Based<em&gt; In Vivo</em&gt; Esperimenti tumore xenotrapianto NIRF imaging nei topi mediante<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Citometria di flusso e microscopia

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

L&#39;esaurimento delle cellule di topo da xenotrapianti tumorali umani migliora in modo significativo Analisi A valle delle cellule bersaglio

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This parameter is being increasingly investigated in small rodent models in which it is used for assessing alterations in vascular function related to particular genotypes/treatments or for characterizing cardiovascular disease progression. This protocol describes an image processing algorithm which leads to non-invasive arterial PWV measurement in mice using ultrasound (US) images only. The proposed technique has been used to assess abdominal aorta PWV in mice and evaluate its age-associated changes.
Abdominal aorta US scans are obtained from mice under gaseous anesthesia using a specific US device equipped with high-frequency US probes. B-mode and Pulse-Wave Doppler (PW-Doppler) images are analyzed in order to obtain diameter and mean velocity instantaneous values, respectively. For this purpose, edge detection and contour tracking techniques are employed. The single-beat mean diameter and velocity waveforms are time aligned and combined in order to achieve the diameter-velocity (lnD-V) loop. PWV values are obtained from the slope of the linear part of the loop, which corresponds to the early systolic phase.
With the present approach, anatomical and functional information about the mouse abdominal aorta can be non-invasively achieved. Requiring the processing of US images only, it may represent a useful tool for the non-invasive characterization of different arterial sites in the mouse in terms of elastic properties. The application of the present technique can be easily extended to other vascular districts, such as the carotid artery, thus providing the possibility to obtain a multi-site arterial stiffness assessment.

Arterial stiffness represents a key factor in cardiovascular disease and pulse wave velocity (PWV) can be considered as a surrogate index for arterial stiffness. This protocol describes an image processing algorithm for calculating PWV in mice based on ultrasound image processing that is applicable at different arterial sites.

Ultrasound-based velocità dell&#39;onda di polso di valutazione nei topi

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This ...

Misurare Crescente aortica Rigidità

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Multi-modal Imaging di angiogenesi in un modello di ratto Nudo di metastasi ossee cancro al seno utilizzando la risonanza magnetica, tomografia computerizzata volumetrica e Ultrasuoni

Aortica trapianto ortotopico in Mouse per lo studio della malattia vascolare

In vivo ¹⁹ F MRI per il tracciamento cellulare

Crescente aortica Costrizione in ratti per la creazione di sovraccarico di pressione cardiaca Ipertrofia Modello

Ultrasound-guided transtoracica intramiocardico iniezione nei topi

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

Validazione di Nanobody e anticorpi Based

Sottocutanea angiotensina II per infusione con osmotica pompe Induce aortica aneurismi nei topi

L'esaurimento delle cellule di topo da xenotrapianti tumorali umani migliora in modo significativo Analisi A valle delle cellule bersaglio

Ultrasound-based velocità dell'onda di polso di valutazione nei topi