This work was supported by a National Heart, Lung, and Blood Institute grant 1RO1-HL-105296-01 (to D.E. Berkowitz) and an Australian Research Council Grant DP110101134 (to A. Avolio).

Dieses Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee an der Johns Hopkins Universität zugelassen. 1. Herstellung von Lösungen, Materialien und Tier <ol><li> Vorbereiten einer 300 ug / ml Lösung von Phenylephrin (PE) und 300 ug / ml Lösung von Natriumnitroprussid (SNP) in 0,9% Kochsalzlösung. Vorbereiten eines separaten Heparinsalzlösung durch Vermischen von 1 ml von 1.000 U / ml Heparin in 10 ml 0,9% Kochsalzlösung. HINWEIS: Medikamente bei der Raumtemperatur vor der Verwendung vorliegen. </li><li> Machen Sie den Katheter zur intravenösen Medikamenteninfusion von zwei 30 G x ½ &quot;Injektionsnadeln und PE 10 Polyethylenschlauch. Um den Katheter zu machen, legen Sie eine Nadel in ein Ende des Schlauchs. Entfernen Sie die Nadel Abschnitt der anderen Injektionsnadel und setzen Sie das stumpfe Ende in das andere Ende des Schlauchs. Befestigen Sie den Katheter an eine 1 ml-Spritze und füllen Sie den Katheter mit dem Heparin-Kochsalzlösung. </li><li> Bewegen Sie die Maus in der Narkose Kammer containing 2-2,5% Isofluran in 100% Sauerstoff. Verlassen Sie die Maus in die Induktionskammer, bis er nicht mehr reagiert auf äußere Reize ist. </li><li> Entfernen Sie die Maus vom Induktionskammer und auf der beheizten Elektrokardiogramm (EKG) Pad. Halten Sie das Tier mit 2% Isofluran. </li><li> Anwenden vet Salbe oder Kochsalzlösung zu den Augen des Tieres zur Trockenheit während des Verfahrens zu verhindern. </li></ol> 2. Einführung des Katheters in die Schwanzvene <ol><li> Da die Schwanzvenen sind seitlich auf beiden Seiten des Schwanzes befindet, legen Sie das Tier auf die Seite für einen besseren Zugang. Sichern Sie die Maus auf den EKG-Pad mit Klebeband. Stellen Sie sicher, das Tier warm gehalten, um Vasodilatation der Schwanzvenen zu fördern. </li><li> Mit einem Stück Silasticschlauch als Tourniquet, binden den Stauschlauch an der Basis des Schwanzes. Binden Sie die Aderpresse fest genug, um die Venen zusammenbrechen, aber nicht genug zum Abschalten der arteriellen Durchblutung. Nach 2-3 min sollte die Vene wölben und sichtbarer werden. </li><li> Ziehen Sie den Schwanz straff. Biegen Sie den Schwanz in einem Winkel mit einer Hand und halten Sie die Nadel parallel zum Schwanz mit der anderen. Pierce die Nadel, wo der Schwanz durch die Haut in die Vene gebogen. Blut wird in den Katheter zurückzudrücken, wenn die Nadel in die Vene eingeführt. </li><li> Einen Tropfen Gewebekleber in dem die Nadel eingeführt wird, um den Katheter zu befestigen. Entfernen Sie die Aderpresse und bestätigen die Durchgängigkeit durch die Injektion von Kochsalzlösung mit wenig Widerstand. </li></ol> 3. Einfügen von Blutdruck-Katheter durch Femoralarterie <ol><li> Legen Sie die Druckkatheter in einen 30-ml-Spritze mit destilliertem Wasser gefüllt und eine Verbindung des Katheters an die Drucksteuereinheit. Weichen Sie den Katheter in Wasser, eingesteckt ist, für 30 bis 45 min in den Aufbau und die Chirurgie. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage und kleben Sie die Pfoten auf die EKG-Pad. Anwenden Enthaarungscreme auf der Brust und Fläche, über die Oberschenkelarterie. <ol><li> Warten Sie 3-5 Minuten und entfernen Creme und Haare. ThHaar oroughly entfernen aus der Brust zu Artefakten bei der Ultraschall zu verhindern. Wischen Sie sowohl die Brust und Hinterbein Regionen mit einem befeuchteten Block, um überschüssige Enthaarungscreme entfernen. </li></ol></li><li> Mit einer feinen Schere, einen Einschnitt in der Haut über dem Ort der Oberschenkelarterie. Präparieren Sie durch die Unterhautfettgewebe, die Oberschenkelarterie zu offenbaren. Die Oberschenkelarterie wird teilweise durch den Unterleib bedeckt. Verwenden Hämostatika, um den Bauch weg. Halten Sie das Gewebe feucht durch Abdecken mit feuchten Gaze oder alternativ tropft Kochsalzlösung über sie in regelmäßigen Abständen, um Gewebe vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Mit einer feinen Pinzette, trennen Sie die Nerven weg von der Arterie Venen Bündel. Vorsichtig durch die Hülle um die Arterie-Vene Bündel durchbohren, um die Arterie aus der Vene zu trennen. Übergeben eines Fadens um die Arterie an dem proximalen Ende und legen zwei Nähten an dem distalen Ende. </li><li> Sicher Knoten am meisten distalen Naht an distalen Blutfluss zu stoppen. Verwenden Hämostatika, die p ziehenroximal Naht zeitweilig den Blutfluss in die Oberschenkelarterie zu stoppen. Verwenden Mikroschere einen kleinen Einschnitt in die Femoralarterie zu machen. Machen Sie den Schnitt in der Nähe des distalen Knoten. </li><li> Kalibrieren der Software zur Datenerfassung, um den Katheter mit Hilfe der Kalibrierungseinstellungen auf die Drucksteuereinheit. Schalten Sie die Druckregeleinheit wieder in das Lesen der Wandler und das Gleichgewicht der Druckkatheter so dass die Katheterausgänge 0 mm Hg in der Wasserspritze. </li><li> Stecken Sie den Katheter in die Oberschenkelarterie. Öffnen Sie den Schnitt mit feinen Pinzette mit einer Hand und setzen Sie den Katheterkopf in die Arterie mit der anderen Hand. <ol><li> Knoten der mittleren Naht um den Katheterdraht, um den Katheter in die Arterie zu befestigen. Entspannen Sie sich das proximale Naht und rückt den Katheter vorwärts in die Bauchaorta. Verknoten Sie die proximale Naht an weiteren Sicherung des Katheters und um Blutungen zu verhindern. </li></ol></li><li> Das EKG-Pad vorsichtig mit der Maus, Druckkatheter und Kochsalzlösung s bewegenyringe dem Ultraschallabbildungsstufe. Schließen Sie den Blutdruck Katheters an die Drucksteuereinheit. Legen Sie die Kochsalzlösungsspritze in der Spritzenpumpe. Damit das Tier, und der Katheter für 20 min äquilibrieren. </li></ol> 4. Messung der Aorta Durchmesser über einen Bereich von Blutdruck <ol><li> Reduzieren Isofluran bis 1,5%. Visualisieren Sie die aufsteigenden Aorta in Längsrichtung auf B-Mode mit einer langen Achse. Montieren des Wandlers auf dem Schienensystem, so dass die gleiche Ansicht wird für die Dauer des Experiments gehalten. </li><li> Auf dem Ultraschall-Mainframe, legen Sie die M-Mode-Cursor über den Abschnitt der Aorta zu verfolgen. Verfolgen Sie die Änderung Aortendurchmesser über den Herzzyklus mit M-Mode. </li><li> Ändern Sie die Kochsalzlösung in die Spritze auf den PE-Lösung und legen Sie die Spritze in die Spritzenpumpe. <ol><li> Nehmen Sie M-Mode zu Beginn der Studie Aortendruck. Beginnen Infusion bei 360 ug / kg / min und Infusion für 1 min für Aortendruck ein Plateau zu erreichen. Für eine 25 g Maus, dies zu tunse entspricht 30 &amp; mgr; l / min. </li><li> Notieren Sie sich die M-Mode, dann stoppen Sie die Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li></ol></li><li> Niederinfusionsrate bis 240 g / kg / min. Für eine 25 g Maus entspricht dies Dosis auf 20 ml / min. Starten Infusion, Infusion für 1 Minute für den Blutdruck zu Plateau und Rekord M-Mode. Stoppen Sie die Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4.4 für 120 ug / kg / min PE (10 &amp; mgr; l / min für eine 25 g Maus). </li><li> PE Ersetzen mit Kochsalzlösung und durchdringen die Kochsalzlösung in dem Kurs, der 360 &amp; mgr; g / kg / min Infusion (30 ml / min für eine 25 g Maus). Infuse 2-3 Minuten, bis auf weiteres Infusions nicht eine Erhöhung der Aorten-Druck und Druck wird auf die Grundlinie zurückkehrt zu produzieren. Warten Sie 5 Minuten für den Blutdruck bei Studienbeginn zu stabilisieren. </li><li> Salz Ersetzen SNP. <ol><li> Nehmen Sie M-Mode zu Beginn der Studie Aortendruck. Beginnen Infusion bei 240 ug / kg / min (20 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus)und Infusion für 1 min. Wenn Aortendruck ein Plateau erreicht, notieren Sie die M-Mode. Stoppen Sie die Infusion und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li></ol></li><li> Niederinfusionsgeschwindigkeit auf 120 ug / kg / min (10 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus). Starten Infusion, Infusion für 1 Minute für den Blutdruck zu Plateau und Rekord M-Mode. Stopp der Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4.8 für 60 &amp; mgr; g / kg / min SNP (5 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus). </li></ol> 5. Beenden der Experiment <ol><li> Um das Tier einschläfern, erhöhen Isofluran auf 4%. Wenn die Atmung verlangsamt hat, in der Regel in 1-2 Minuten, schneiden durch das Brustbein mit einer Schere, um die Brusthöhle zu öffnen, und setzen die Herzen. </li><li> Fassen Sie das Herz mit mittel Pinzette und Verbrauchsteuern aus dem Körper durch Schneiden an der aufsteigenden Aorta mit einer Schere. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Unter Durchmessermessungen an mehreren Druckschritten über einen weiten Bereich von Druckwerten ist für eine genaue Charakterisierung des Druck-Durchmesser-Verhältnis notwendig. Die oberen und unteren Druckgrenzen, die pharmakologisch induziert werden können, können durch die Versuchsgruppe variieren, aber das Ideal ist etwa 25 mm Hg bis 125 mm Hg diastolisch und 50 mm Hg bis 200 mm Hg systolisch. Dosen von 360 &amp; mgr; g / kg / min PE und 240 g / kg / min SNP allgemein entlocken die Grenzen der Druckbereich. Jedoch können Dosen von PE bis 480 ug / kg / min und SNP auf 360 ug / kg / min, um zu überprüfen, dass die Grenzen erreicht sind erhöht. Arbeitskonzentrationen von PE und SNP kann verringert werden, um eine feinere Druckschritten erzielen. Der Durchmesser wird mit Aortendruck ändern, induzieren die gleichen Druckwerte zwischen Tieren und Versuchsgruppen ist nicht wichtig. Venösen und arteriellen Kanülierung an anderen Stellen mit der gleichen ou durchgeführt werdentcomes. Schwanzvene Kanülierung können aufgrund der geringen Größe der Schwanzvene schwierig sein. Darüber hinaus ist die Schwanzvene nicht dunkel gefärbten Mäusen leicht sichtbar. Die Oberschenkelvene kann alternativ kanüliert werden. Diese Route kann einfacher sein, da der Oberschenkelvene leichter zugänglich. Für Druck Kathetereinführröhre neben der Femoralarterie, kann der Katheter durch die Halsschlagader eingeführt werden. Die femorale Arterie über die Arteria carotis jedoch bevorzugt, weil der Brustbereich intakt für die Ultraschall-Bildgebung bleibt. Femoralarterie Kanülen kann schwieriger, weil die Femoralarterie kleiner sein. Verwendung eines 1,2 F Katheter und die Einführung des Katheters in die proximale femorale Arterie unter der Bauchhöhle wird die Kanülierung erleichtern. Setzen von einigen Tropfen einer Vasodilatator wie Lidocain auf die Oberschenkelarterie oder die Verwendung eines Katheter-Einführungs kann auch helfen vergrössern Gefäß Kathetereinführung zu erleichtern. Der Druck Katheter sollten so behandelt werdengemß den Anweisungen des Herstellers. Lage des Katheters innerhalb der Aorta muss nicht konsistent zwischen Tieren zu sein, wie der Druckabfall innerhalb der Aorta ist unbedeutend. Eine Anordnung des Katheters in der Aorta abdominalis kann besser sein, um Interferenzen mit der Ultraschall-Bildgebung der thorakalen Aorta zu minimieren. Einige Ultraschallgroßrechnern kann der Druck in Echtzeit mit dem M-Modus-Spur aufzuzeichnen, wodurch eine Druckmessung für jeden Durchmesser gemessen auf der M-Modus. Unglücklicherweise, da der Ort, an dem der Durchmesser gemessen wird, nicht die gleiche Stelle wie dem der Druck aufgenommen wird, besteht eine Verzögerung zwischen dem Druck an dem Katheter aufgezeichneten und dem tatsächlichen Druck in der aufsteigenden Aorta. Als Ergebnis kann nur maximale und minimale Durchmessermessungen für die Datenanalyse verwendet werden. Die primäre Beschränkung dieses Verfahrens ist die Unsicherheit bei der Messung durch die Aorta Verschieben in und aus o eingeführtf der Ultraschallebene während des Herzzyklus. Bewegungs eingeführte Fehler ist für alle bildgebenden basierte Studien, einschließlich MRT und CT. Kompensationsstrategien umfassen die Verwendung von anatomischen Merkmalen zu den Referenzrahmen mit der Bewegung 18 verschoben und werden während der Datenverarbeitung implementiert. Als Bewegungskompensationssoftware nicht leicht verfügbar ist, hat der Prüfer wachsam Einstellen der Position der Sonde, um die Verschiebung der Position der Aorta der Blutdruckanstieg zu verfolgen, und verringert werden. Messungen des Durchmessers sollten auch durch den Mittelpunkt der Aorta entnommen werden. Die Festlegung, ob der M-Modus-Aufzeichnungs-Position ist durch die Mitte hindurch kann schwierig sein, auf dem Ultraschallbild zu beurteilen, vor allem mit der Aorta Schaltpositionen. Die Unsicherheit durch diese Einschränkungen manifest in dem Grad der Streuung der Daten in Figur 6 eingebracht, wie deutlich. Statt, um ein Bild des Querschnitts der Längsachse des ascending Aorta könnte eine Lösung sein. Allerdings erhalten diese Ansicht kann manchmal schwieriger und die daraus resultierende M-Mode-Trace kann weniger klar sein. Der Querschnittsumfang von B-Modus-Bild könnte statt des Durchmessers von M-Modus-Bild gemessen werden. Die Festlegung, wenn die maximale und minimale Umfang erreicht wird durch die B-Modus-Bildrate begrenzt werden und können schwieriger zu beurteilen, als auf der M-Modus. Sie mehrere Messungen der Druckmesser Grundstück und zunehmender Versuchsgruppe Größe Richtigkeit der Daten zu verbessern. Die Druck-Durchmesser-Daten können von verschiedenen Stellen entlang der Brust erfasst. Dieses Protokoll würde zunächst mit der Sonde an einer Stelle auf der Brust platziert erfolgen. Die Aorta wird dann mit der Sonde an einem anderen Ort und das Protokoll wiederholt angeordnet visualisiert werden. Verwendet werden, um den Blutdruck zu modulieren vasoaktive Mittel könnte eine potenzielle Gefährdung Aorta-Glatt muscle Ton, was wiederum die Steifigkeit beeinflussen. Jedoch Manipulation Aortendruck von venösen Rück wurde gezeigt, dass ähnliche Veränderungen in invasiv gemessenen PWV als pharmakologische Manipulation in Ratten zu erzeugen. Diese Ergebnisse zeigen, daß die Infusion vasoaktiver Medikamente wirken in erster Linie auf den peripheren Widerstand Arterien und nicht wesentlich beeinflussen aortischen glatten Muskulatur 19. Dieses Protokoll kann bei Ratten mit ein paar kleinen Änderungen durchgeführt werden. Die Brust wird vor der Anwendung Enthaarungscreme rasiert. Ein handelsübliches 27 G x ½ &quot;Katheter für Arzneimittelinfusion verwendet. Die Arzneimitteldosen verwendet Aortendruck modulieren 40, 80 und 120 ug / kg / min von PE und 40, 80 und 120 ug / kg / min SNP. Neben der aufsteigenden Aorta, können regionale Unterschiede in der Aorten-Steifigkeit mit diesem Protokoll festgelegt werden. Regional Steifigkeit durch diesen Ansatz gemessen wäre von PWV präziser als wie Messungen are von einem Ablageort wie gegen die zwei Standorte für PWV. Jedoch sind Bereiche entlang der Aorta, die mit dieser Technik gemessen werden kann, um diejenigen, die durch Ultraschall sichtbar gemacht werden können, begrenzt. Der Elastizitätsmodul kann auch aus den so gewonnen, wenn eine Wanddickenmessung erhalten werden Daten berechnet werden. Präzise in vivo Messung der Mausaorta wird durch die Auflösungsgrenzen der aktuellen Ultraschalltechnologie begrenzt. Zukünftige Verbesserung der Ultraschalltechnologie konnte in vivo Wanddickenmessung mehr möglich zu machen. Alternativ können Dickenmessungen durchgeführt werden, ex vivo. Druck Myographie würde die genauesten Messungen liefern, weil Dicke kann bei jedem Druckschritt gemessen werden.

Erhöhte Steifigkeit der Aorta ist ein Markenzeichen von Herzkreislauferkrankungen. Aging 1, Raucher 2, 3 Diabetes, Hyperlipidämie 4, und andere Risikofaktoren für kardiovaskuläre Erkrankungen haben gezeigt, dass der Aorta Steifigkeit zu erhöhen. Epidemiologische Studien haben weiter gezeigt, Aorten-Steifigkeit als ein leistungsfähiges unabhängiger Prädiktor für die Entstehung der koronaren Herzkrankheit und Schlaganfall, sowie das Auftreten von kardiovaskulären Ereignissen und Mortalität 5-8. Aufgrund der klinischen und der öffentlichen Gesundheit Bedeutung der erhöhten Steifigkeit der Aorta wird aktuelle Forschung auf das Verständnis der Mechanismen, die der Entstehung und Progression von Gefäßsteifigkeit zugrunde gerichtet. Großes Interesse besteht deshalb darin, eine genaue Maßnahmen von Gefäßsteifigkeit in experimentellen Modellen von Herzkreislauferkrankungen. Eines Materials Steifigkeit kann durch seine Spannungs-Dehnungs-Beziehung gekennzeichnet und als elastische mod quantifiziert werdenUlus. Eine lineare elastische Material verformt sich reversibel und ihre Stress erhöht proportional zur Belastung. Die Aorta und die großen Arterien linearen elastischen Körper: wenn sie gedehnt, wird die Steifigkeit der Arterie nicht konstant bleibt, sondern mit dem Grad der Dehnung zunimmt. Diese Nichtlinearität in den mechanischen Eigenschaften der großen Arterien ist aufgrund der unterschiedlichen Steifigkeitseigenschaften der Lastlagerelemente, nämlich von Elastin und Kollagen, die die Gefäßwand bilden. Elastin ist sehr dehnbar mit einem Elastizitätsmodul von 0,6 MPa. Im Vergleich dazu ist Kollagen sehr steif mit einem Elastizitätsmodul von 1 GPa 9. Die Anfangssteifigkeit von der Aorta zu niedrigeren Dehnungswerte zeigten an Elastin zurückzuführen, während die hohe Steifigkeit bei hohen Dehnungswerten ausgestellt durch Kollagen ist. Last von Elastin, Kollagen übertragen, wie der Behälter ausdehnt und diese Region der Last übertragen wird, wo das Gefäßsystem arbeitet. Daher bei physiologischem Druck, arterielle Steifheitrichtet sich nach dem Beitrag der beiden Elastin und Kollagen 10. Die Verteilung und Orientierung von Elastin und Kollagen sind je nach Lage innerhalb der Arterienwand. In den Medien sind die Elastin, Kollagen und glatten Muskelzellen in engen Spiralen konzentrisch geschichtet sind gebündelt. Diese Anordnung erlaubt die Arterie zu hohen Lasten in der Umfangsrichtung widerstehen. Die Adventitia ist überwiegend Kollagen mit wenig Elastin und die Kollagenfasern in einer netzartigen Weise organisiert. Diese Kollagenfasern sind wellenförmig in einem unbelasteten Zustand und begradigen als Belastung steigt. Steifigkeit zunimmt, wenn die Kollagenfasern begradigen, wodurch die Arterie von Überdehnung und Brechen zu verhindern. Wegen der strukturellen Organisation und variierende Ausrichtung der Kollagenfasern sind Arterien anisotropen: die Steifigkeit zeigte hängt, wenn das Schiff in Längsrichtung oder in Umfangsrichtung 11 gestreckt In vivo Steifigkeits.s ist daher ein Verbundwerkstoff aus Längs- und Umfangssteifigkeit der Aorta. Arterielle Steifigkeit wird in der Regel in vivo die Einhaltung oder Pulswellengeschwindigkeit (PWV) quantifiziert. Arterielle Compliance als C = &amp; Delta; D / &amp; Delta; P definiert, wobei &amp; Delta; D Messeränderung und &amp; Delta; P ist die entsprechende Druckänderung. Niedrigere Werte der Übereinstimmung zeigen steiferen Gefäßen. Die Einhaltung wird von der druck Dimension Beziehung der Arterie berechnet und ist somit ein direktes Maß für die Steifigkeit. Wie Steifigkeit nicht gleichmäßig in den Gefäßen 12 verbreitet werden, sollten die Einhaltung der in der gleichen / ähnlichen Lage in den einzelnen Fächern gemessen werden, um aussagekräftige Vergleiche zwischen experimentellen Gruppen zu machen. Der Unterschied zwischen Compliance und E-Modul ist, dass der Elastizitätsmodul ist normiert auf die Materialabmessungen. Compliance spiegelt daher Struktursteifigkeit, während der Elastizitätsmodul reflässigt Materialsteifigkeit. Mit zunehmendem Alter arteriellen Wandstärke erhöht und Elastin / Kollagen-Verhältnis abnimmt, so dass sowohl strukturelle Steifigkeit und Materialsteifigkeit größer. Im Vergleich zu Compliance, ist PWV ein indirektes Maß für Gefäßsteifigkeit. PWV ist die Geschwindigkeit, mit der ein Druckimpuls entlang einer Länge der Arterie und durch die Eigenschaften der Gefäßwand beeinflußt. Die Moens-Korteweg Gleichung wird verwendet, um die Beziehung zwischen PWV und des Elastizitätsmoduls zu modellieren: PWV 2 = E h / (2 ρ r), wobei E inkrementellen Elastizitätsmodul, h Wanddicke, ρ die Blutviskosität und r Behälterradius . Ein höherer Wert PWV schlägt daher eine steifere Schiff. Compliance und E-Modul kann experimentell ex vivo auf einem ausgeschnittenen Segment des Gefäßes gemessen werden. Um die Einhaltung wird das Gefäßsegment auf einen Druck Myographions 13,14 montiert. Der Druck innerhalb des Behälters wird schrittweise erhöht und the resultierenden Änderung des Durchmessers wird mittels Videomikroskopie verfolgt. Die Einhaltung wird von den Druck-Durchmesser-Daten bestimmt. Inkrementelle Elastizitätsmodul im Zugversuch gemessen werden. In diesen Versuchen wird der Behälter auseinander gezogen schrittweise und Kraft-Weg-Daten, bis die Gefäßring Brüche gesammelt. Spannungs- und Dehnungswerte berechnet und aufgetragen, um inkrementelle Elastizitätsmodul bestimmen. Diese Ex-vivo-Ansätze können verwendet werden, um Veränderungen der passiven Eigenschaften, die Steifigkeit beeinflussen zu bewerten. In vivo, zusätzlich zu Gehalt Wand, ist Gefäßsteifigkeit dynamisch von glatten Muskulatur und Blutdruck 13,15,16 beeinflusst. PWV ist die am weitesten verbreitete Methode zur Messung in vivo Aorta Steifigkeit in experimentellen Modellen. PWV kann nicht-invasiv mittels Doppler-Ultraschall oder Applanationstonometrie 17 bestimmt werden. Druckimpuls an zwei getrennten Stellen gemessen und die dafür erforderliche Zeitder Impuls, um den Abstand zu queren, die Pulswellengeschwindigkeit. Weil PWV wird über eine Länge von Aorta gemessen wird, ist es ein gemittelter Wert der Steifigkeit. Große Arterien sind nicht linear elastisch, so Steifigkeit und damit PWV mit arteriellen Druck variieren. Ein höherer Wert PWV könnte daher von erhöhter Steifigkeit oder Überdruck entstehen. PWV Werte müssen daher den Blutdruck normalisiert werden, um Rückschlüsse auf die Steifigkeit des Schiffes abzuleiten. Messmethoden, die den Einfluss der Blutdruck mit den passiven Eigenschaften der Gefäßwand und die Auswirkungen von vasoaktiven Mediatoren, die ändern Ton würde einen physiologisch relevanten Index der arteriellen Steifigkeit ergeben integrieren. Dieser Ansatz wird durch die Messung PWV invasiv unter Verwendung eines Katheters mit zwei Drucksensoren in einem festen Abstand 13 getrennt umgesetzt. Dieses Zweidruckkatheter in der Aorta und vasoaktive Medikamente wie Phenylephrin oder Natriumnitroprussid eingesetzt werden intravenös durch Infusioneinen Katheter zum Heben und Senken arteriellen Druck. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Aorta Steifigkeit in vivo aus seiner druck Dimension Verhältnis in einem Maus-Modell zu bestimmen. Dieser Ansatz bietet mehrere Vorteile gegenüber dem PWV invasive Messung. Steifigkeit Indizes wie Compliance, können aus den druckAbmessungsDaten von dieser Prozedur gesammelt wurden, berechnet werden. Darüber hinaus ermöglicht diese Technik für die Messung der lokalen Aorten-Steifigkeit, weil Steifigkeit von einem einzigen Ort gemessen. Dieser Ansatz ist besonders nützlich bei der Messung der Aorta ascendens Steifigkeit als die kurze Länge dieser Region ein PWV Messung schwierig zu erhalten. Forschungsinteresse besteht insbesondere in der aufsteigenden Aorta, da die mechanischen Eigenschaften beeinflussen die Durchblutung des Herzkreislauf und die Herz Reaktion auf vaskuläre Dysfunktion. Um das Druck-Durchmesser-Verhältnis der Aorta in vivo zu messen </em&gt; wird die aufsteigende Aorta sichtbar und ihr Durchmesser wird durch Ultraschall-Bildgebung gemessen. Aorten-Blutdruck invasiv mit einem Druckkatheter gemessen. Der Blutdruck wird stufenweise durch intravenöse Infusion vasoaktiver Medikamente verändert. Phenylephrin verengt die Blutgefäße und wird verwendet, um Aortendruck zu erhöhen. Natriumnitroprussid Blutgefässe und wird zur Aortadruck zu senken. Der systolische und diastolische Aorten-Durchmessern und entsprechenden Aorta Drücke für jeden Druckschritt gemessen. Compliance können aus den Druck-Durchmesser-Daten gesammelt wurden, berechnet werden.

<table><tbody><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High-resolution ultrasound machine</td><td>Visual Sonics</td><td>Vevo2100</td><td></td></tr><tr><td>13-24 MHz transducer</td><td>Visual Sonics</td><td>MS250</td><td>Used for imaging rats</td></tr><tr><td>22-55 MHz transducer</td><td>Visual Sonics</td><td>MS550D</td><td>Used for imaging mice</td></tr><tr><td>Imaging Station</td><td>Visual Sonics</td><td>Imagine Station 1</td><td></td></tr><tr><td>1.2F Pressure catheter</td><td>Transonic</td><td>FTH-1211B-0018</td><td></td></tr><tr><td>SP200 pressure control unit</td><td>Transonic</td><td>FFS-095-DP01</td><td></td></tr><tr><td>Standard Infusion Only Harvard Pump 11 Plus syringe pump</td><td>Harvard Apparatus</td><td>702208</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer</td><td>VetEquip</td><td>911103</td><td></td></tr><tr><td>Induction chamber</td><td>VetEquip</td><td>941443</td><td></td></tr><tr><td>100% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Airgas</td><td>OX USP200</td><td></td></tr><tr><td>Single Stage Brass 0-50 psi General Purpose Cylinder Regulator CGA540</td><td>Airgas</td><td>Y11215B540</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Boom Stand Microscope</td><td>National Optical</td><td>420-BMSQ</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic illuminator &amp;amp; light pipe</td><td>Cole Palmer</td><td>EW-41500-50</td><td></td></tr><tr><td>Supplies</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>30G x 1/2&quot; BD PrecisionGlide Needle</td><td>BD</td><td>305106</td><td>For tail vein cannulation in mice</td></tr><tr><td>Polyethylene Tubing PE10</td><td>Becton Dickinson</td><td>427401</td><td>For tail vein cannulation in mice</td></tr><tr><td>27G x 1/2&quot; Surfloe winged infusion set</td><td>Terumo</td><td>SV*27EL</td><td>For tail vein cannulation in rats</td></tr><tr><td>Signa Gel Electrode Gel</td><td>Parker</td><td>15-25</td><td>Use for ECG recording</td></tr><tr><td>Aquasonic Clear Ultrasound Gel</td><td>Parker</td><td>03-08</td><td>Use for ultrasound</td></tr><tr><td>1ml Sub-Q Syringes, 26G x 5/8&quot;</td><td>BD</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Nair</td><td></td><td>Depilatory cream</td></tr><tr><td>Histoacryl</td><td>TissueSeal</td><td>TS1050071FP</td><td>Tissue glue</td></tr><tr><td>Braided Silk Suture 6-0</td><td>Teleflex</td><td>104-S</td><td></td></tr><tr><td>Dumostar P55 fine forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-4984</td><td></td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>WPI</td><td>501839</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>FST</td><td>14060-11</td><td></td></tr><tr><td>Medium forceps</td><td>Ted Pella</td><td>5665</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-7131</td><td></td></tr><tr><td>Non-sterile cotton gauze sponge</td><td>Fisherbrand</td><td>22-362-178</td><td></td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Oritan</td><td>803-WC</td><td></td></tr><tr><td>Label tape</td><td>Fisherbrand</td><td>15-901-20</td><td></td></tr><tr><td>Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>R-Phenylephrine hydrochloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6126</td><td></td></tr><tr><td>Sodium nitroprusside dihydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71778</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prism</td><td>GraphPad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

measuring ascending aortic stiffness in vivo in mice using ultrasound

Wir präsentieren ein Verfahren zur Messung der in-vivo-Aorten-Steifigkeit bei Mäusen mit hochauflösenden Ultraschall-Bildgebung. Aortendurchmesser durch Ultraschall gemessen und Aorta Blutdruck invasiv mit einem Festkörper-Druckkatheter gemessen. Der Blutdruck wird angehoben dann schrittweise durch intravenöse Infusion vasoaktiver Arzneimittel Phenylephrin und Natriumnitroprussid gesenkt. Aortadurchmesser wird für jede Druckstufe, um die Druck-Durchmesser-Verhältnis der Aorta ascendens charakterisieren gemessen. Steifigkeit Indizes aus dem Druck-Durchmesser-Verhältnis abgeleitet werden kann aus den gesammelten Daten ermittelt werden. Berechnung der arteriellen Nachgiebigkeit in diesem Protokoll beschrieben. Diese Technik kann verwendet werden, um Mechanismen erhöht Aorten-Steifigkeit mit Herzkreislauferkrankungen und Alterung zugrunde zu untersuchen. Die Technik erzeugt eine physiologisch relevante Maß für die Steifigkeit im Vergleich zu Ex-vivo-Ansätze, weil physiological Einflüsse auf die Aorten-Steifigkeit in die Messung einbezogen. Die Hauptbeschränkung dieses Verfahrens ist der Messfehler durch die Bewegung der Aorta während des Herzzyklus eingeleitet. Diese Bewegung kann durch Einstellen der Position der Sonde mit der Aorta Bewegung sowie Herstellung mehrerer Messungen der Aortendruck Durchmesser-Beziehung und die Erweiterung der Versuchsgruppengröße kompensiert werden.

Eine Längsbild der linken Herzkammer und Aorta ascendens auf B-Modus während des Herz erfasst, wie in Figur 1 gezeigt ist. Alternativ kann ein Längs Bild nur der Aorta erhalten werden, wie in Fig. 2 die Bewegung der Aortenwand Zyklus erscheint als zwei weißen Linien auf dem M-Modus, wie in Abbildung 3 dargestellt. Die Aortenlumen ist der Bereich zwischen den Linien. Aortendruck wird durch Infusion vasoaktiver Medikamente moduliert. PE erhöht den aortalen Druck, wie in 4A gezeigt ist, und SNP senkt Druck, wie in 4B gezeigt. M-Modus aufgezeichnet wird, wenn der Blutdruckplateaus, 1 min nach dem Beginn der Infusion. Aortendruck wird inkrementell durch Ändern der Dosis des Medikaments verabreicht wird geändert, wie in Figur 5 gezeigt. Dosierung des Arzneimittels über der Infusionsgeschwindigkeit gesteuert. Alle Arzneimitteldosen sind in g / kg / min. Maximalen und minimalen Durchmesser von t gemessener M-Modus, der in 3 gezeigt ist. Diese Durchmesser entspricht dem systolischen und diastolischen Aorten von den Druck Katheter aufgezeichnet. Der systolische und diastolische Durchmesser und Druckwerte von drei Herzzyklen werden an der Grundlinie und für jede PE und SNP Dosis gemessen. Die Standardabweichung von drei Messungen des Durchmessers an einer Wirkstoffdosis im Bereich von 0,01 mm bis 0,04 mm. Aortendurchmesser gegen seine entsprechende Aortendruck die Druck-Durchmesser-Verhältnis veranschau aufgetragen werden, wie in 6A gezeigt. Diese Druck-Durchmesser-Werte werden verwendet, um Aorta Einhaltung zu berechnen. Arterielle Compliance wird berechnet durch C = (D sys - D dia) / (P sys - P dia) (1) wobei D und D sys dia sind systolischen und diastolischen Messern und P sys und P diasind systolischen und diastolischen Druck. Compliance und bedeuten Aortendruck (MAP) sind an der Grundlinie und für jede PE und SNP Dosis berechnet. Die Einhaltung wird gegen MAP aufgetragen, um die Druckabhängigkeit der Steifigkeit zu demonstrieren. Wegen des nicht-linearen elastischen Verhaltens der Aorta ab der wachsende MAP, wie in 6B zu sehen. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig1highres.jpg" /> Abb. 1: Längsschnitt durch aufsteigenden Aorta im B-Messung des Durchmessers von einem Längs Bild der Aorta ascendens Verlassen der linken Ventrikel entnommen. LV: linke Herzkammer; PA: Lungenarterie; AA aufsteigend Aorta. Darstellung der Lungenarterie, hängt von der Sondenplatzierung. Aortendurchmesser distal zu der Aortenklappe gemessen. Frequenz der Sonde verwendet, um dieses Bild zu erfassen ist 40 MHz. Fig. 2: Alternative Ansicht von aufsteigenden Aorta am B-Modus der aufsteigenden Aorta wird mehr prominent und die linke Herzkammer und Herzwände sind weniger ausgeprägt. AA aufsteigend Aorta; LV: linke Herzkammer. Häufigkeit der Sonde verwendet, um dieses Bild aufzuzeichnen ist 40 MHz. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig3highres.jpg" /> Fig. 3: Aorta auf M-Modus sichtbar Aortendurchmesser von M-Modus-Bild gemessen wird. Die Bewegung der Aortenwand wird als zwei Wellenlinien. Der Raum zwischen den beiden Linien ist die Aortenlumen. Systolischer und diastolischer Aortadurchmesser von drei Herzzyklen werden von dem M-Modus gemessen. In diesem Bild sind Aortendruck durch die Druckkatheter, ECG-Signal und Atmungszyklus erfasst, in Rot, Grün und Gelb auf dem M-Modus angezeigt. Probe frequency zur Aufzeichnung dieses Bild ist 40 MHz und der Erwerb Laufgeschwindigkeit ist 1200 Hz. <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig4highres.jpg" /> Fig. 4: Ändern Aortendruck inkrementell Aortendruck wird inkrementell durch die Arzneimitteldosis infundiert verändert. Medikamentendosis wird durch die Infusionsrate moduliert. Alle Dosen sind in &amp; mgr; g / kg / min. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig5highres.jpg" /> Abb. 5: Die Modulation Aortendruck mit vasoaktive Medikamente Aortic Druck wird mit der Infusion von Vasokonstriktor Phenylephrin (PE) erhöht und verringert mit der Infusion von Vasodilatator Nitroprussidnatrium (SNP). Aortendruck Plateaus 1 min nach dem Beginn der Arzneimittelinfusion. M-Modus der Aortadurchmesser ist an dem Plateau aufgezeichnet. (A) zeigt den Anstieg Aortendruckmit 360 ug / kg / min PE-Infusion. (B) zeigt die Abnahme Aortendruck mit 240 ug / kg / min SNP-Infusion. Die Zeit der Infusion begonnen und die Zeit, die M-Modus aufgezeichnet wurden, auf den Spuren bezeichnet. &#160; Aortendruck wird inkrementell durch die Arzneimitteldosis infundiert verändert. Medikamentendosis wird durch die Infusionsrate moduliert. Alle Dosen sind in &amp; mgr; g / kg / min. <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig6highres.jpg" /> Abbildung 6: Durchmesser gegen Druck und Compliance vs. bedeuten Aortendruck Parzellen Aortendurchmesser gegen seine entsprechende Aortendruck, um den Druck-Durchmesser Verhältnis (A) zeigen, dargestellt werden.. Compliance kann für jeden Druckschritt berechnet werden und gegen die mittleren Aortendruck (MAP), um die Druckabhängigkeit der Aorten-Steifigkeit (B) zeigen.

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Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Mess aufsteigende Aorta Steifigkeit<em&gt; In-vivo-</em&gt; In Mäuse Mit Ultraschall

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

measuring-ascending-aortic-stiffness-in-vivo-in-mice-using-ultrasound

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

15.9K Aufrufe.  Johns Hopkins University. We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Serie: Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

Murine Echocardiography and Ultrasound Imaging

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1 Echocardiography provides a powerful, non-invasive tool to serially assess cardiac morphometry and function in a living animal.2 However, using this technique on mice poses unique challenges owing to the small size and rapid heart rate of these animals.3 Until recently, few ultrasound systems were capable of performing quality echocardiography on mice, and those generally lacked the image resolution and frame rate necessary to obtain truly quantitative measurements. Newly released systems such as the VisualSonics Vevo2100 provide new tools for researchers to carefully and non-invasively investigate cardiac function in mice. This system generates high resolution images and provides analysis capabilities similar to those used with human patients. Although color Doppler has been available for over 30 years in humans, this valuable technology has only recently been possible in rodent ultrasound.4,5 Color Doppler has broad applications for echocardiography, including the ability to quickly assess flow directionality in vessels and through valves, and to rapidly identify valve regurgitation. Strain analysis is a critical advance that is utilized to quantitatively measure regional myocardial function.6 This technique has the potential to detect changes in pathology, or resolution of pathology, earlier than conventional techniques. Coupled with the addition of three-dimensional image reconstruction, volumetric assessment of whole-organs is possible, including visualization and assessment of cardiac and vascular structures. Murine-compatible contrast imaging can also allow for volumetric measurements and tissue perfusion assessment.

This video demonstrates use of a rail-mounted high-frequency ultrasound probe to perform echocardiography on an anesthetized mouse. The methods describe both conventional two-dimensional and M-mode measurements of cardiac function in addition to newer, more powerful tools such as color Doppler, strain analysis, as well as general and targeted contrast imaging.

Murine Echokardiographie und Ultraschall-Bildgebung

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1  ...

Forschung

Medizin

Ultrasound Based Assessment of Coronary Artery Flow and Coronary Flow Reserve Using the Pressure Overload Model in Mice

Transthoracic Doppler echocardiography (TTDE) is a clinically useful, noninvasive tool for studying coronary artery flow velocity and coronary flow reserve (CFR) in humans. Reduced CFR is accompanied by marked intramyocardial and pericoronary fibrosis and is used as an indication of the severity of dysfunction. This study explores, step-by-step, the real-time changes measured in the coronary flow velocity, CFR and systolic to diastolic peak velocity (S/D) ratio in the setting of an aortic banding model in mice. By using a Doppler transthoracic imaging technique that yields reproducible and reliable data, the method assesses changes in flow in the septal coronary artery (SCA), for a period of over two weeks in mice, that previously either underwent aortic banding or thoracotomy. 
During imaging, hyperemia in all mice was induced by isoflurane, an anesthetic that increased coronary flow velocity when compared with resting flow. All images were acquired by a single imager. Two ratios, (1) CFR, the ratio between hyperemic and baseline flow velocities, and (2) systolic (S) to diastolic (D) flow were determined, using a proprietary software and by two independent observers. Importantly, the observed changes in coronary flow preceded LV dysfunction as evidenced by normal LV mass and fractional shortening (FS). 
The method was benchmarked against the current gold standard of coronary assessment, histopathology. The latter technique showed clear pathologic changes in the coronary artery in the form of peri-coronary fibrosis that correlated to the flow changes as assessed by echocardiography. 
The study underscores the value of using a non-invasive technique to monitor coronary circulation in mouse hearts. The method minimizes redundant use of research animals and demonstrates that advanced ultrasound-based indices, such as CFR and S/D ratios, can serve as viable diagnostic tools in a variety of investigational protocols including drug studies and the study of genetically modified strains.

Coronary flow reserve (CFR) is useful for assessment of myocardial oxygen demand and evaluation of cardiovascular risk. This study establishes a step-by-step transthoracic Doppler echocardiographic (TTDE) method for longitudinal monitoring of the changes in CFR, as measured from coronary artery in mice, under the experimental pressure overload of aortic banding.

Ultraschall Basierend Beurteilung der koronaren Herzfluss und koronare Flussreserve Mit der Drucküberlastung Modell an der Maus

Transthoracic Doppler echocardiography (TTDE) is a clinically useful, noninvasive tool for studying coronary artery flow velocity and coronary flow ...

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

The goal of this protocol is to noninvasively assess cardiac structural and functional changes in a mouse model of heart disease created by transverse aortic constriction, using B- and M-mode echocardiography and color/pulse wave Doppler imaging.

Beurteilung der Herz Morphologische und funktionelle Veränderungen in Maus-Modell der Quer Aortakonstriktion durch Echokardiographie

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Echokardiographische Ansätze und Protokolle für die umfassende phänotypischen Charakterisierung von Herzklappenerkrankungen bei Mäusen

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This parameter is being increasingly investigated in small rodent models in which it is used for assessing alterations in vascular function related to particular genotypes/treatments or for characterizing cardiovascular disease progression. This protocol describes an image processing algorithm which leads to non-invasive arterial PWV measurement in mice using ultrasound (US) images only. The proposed technique has been used to assess abdominal aorta PWV in mice and evaluate its age-associated changes.
Abdominal aorta US scans are obtained from mice under gaseous anesthesia using a specific US device equipped with high-frequency US probes. B-mode and Pulse-Wave Doppler (PW-Doppler) images are analyzed in order to obtain diameter and mean velocity instantaneous values, respectively. For this purpose, edge detection and contour tracking techniques are employed. The single-beat mean diameter and velocity waveforms are time aligned and combined in order to achieve the diameter-velocity (lnD-V) loop. PWV values are obtained from the slope of the linear part of the loop, which corresponds to the early systolic phase.
With the present approach, anatomical and functional information about the mouse abdominal aorta can be non-invasively achieved. Requiring the processing of US images only, it may represent a useful tool for the non-invasive characterization of different arterial sites in the mouse in terms of elastic properties. The application of the present technique can be easily extended to other vascular districts, such as the carotid artery, thus providing the possibility to obtain a multi-site arterial stiffness assessment.

Arterial stiffness represents a key factor in cardiovascular disease and pulse wave velocity (PWV) can be considered as a surrogate index for arterial stiffness. This protocol describes an image processing algorithm for calculating PWV in mice based on ultrasound image processing that is applicable at different arterial sites.

Ultraschall-basierte Pulswellengeschwindigkeit Auswertung bei Mäusen

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This ...

Ultrasound Assessment of Flow-Mediated Dilation of the Brachial and Superficial Femoral Arteries in Rats

Arterial vasodilation to increases in wall shear rate is indicative of vascular endothelial function. In humans, the non-invasive measurement of endothelial function can be achieved by employing the flow-mediated dilation technique, typically performed in the brachial or superficial femoral artery. Briefly, a blood pressure cuff placed distal to an ultrasound probe is inflated to a suprasystolic pressure, which results in limb ischemia. After 5 min of occlusion the cuff is deflated, resulting in reactive hyperemia and increases in wall shear rate that signal vasodilatory molecules to be released from the endothelium eliciting vasodilation. Despite the thousands of studies performing flow-mediated dilation in humans, surprisingly, no studies have performed this technique non-invasively in living rats. Considering the recent shift in focus to translational research, the establishment of guidelines for non-invasive measurement of flow-mediated dilation in rats and other rodents would be extremely valuable. In the following article, a protocol is presented for the non-invasive measurement of flow-mediated dilation in brachial and superficial femoral arteries of rats, as those sites are most commonly measured in humans.

Non-invasive assessment of endothelial function in humans can be determined by the flow-mediated dilation technique. Although thousands of studies have used this technique, no study has performed this technique non-invasively in rats. The following article describes non-invasive measurement of flow-mediated dilation in the brachial and superficial femoral arteries of rats.

Ultraschall Beurteilung der Fluss Mediated Dilation des Brachial und Oberflächliche Femoralarterie in Ratten

Arterial vasodilation to increases in wall shear rate is indicative of vascular endothelial function. In humans, the non-invasive measurement of ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimal Invasive Quer Aortakonstriktion bei Mäusen

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Measurement of Pulse Propagation Velocity, Distensibility and Strain in an Abdominal Aortic Aneurysm Mouse Model

An abdominal aortic aneurysm (AAA) is defined as a localized dilation of the abdominal aorta that exceeds the maximal intraluminal diameter (MILD) by 1.5 times of its original size. Clinical and experimental studies have shown that small aneurysms may rupture, while a subpopulation of large aneurysms may remain stable. Thus, in addition to the measurement of intraluminal diameter of the aorta, knowledge of structural traits of the vessel wall may provide important information to assess the stability of the AAA. Aortic stiffening has recently emerged as a reliable tool to determine early changes in the vascular wall. Pulse propagation velocity (PPV) along with the distensibility and radial strain are highly useful ultrasound-based methods relevant for assessing aortic stiffness. The primary purpose of this protocol is to provide a comprehensive technique for the use of ultrasound imaging system to acquire images and analyze the structural and functional properties of the aorta as determined by MILD, PPV, distensibility and radial strain.

This manuscript describes a detailed protocol for using high frequency ultrasound imaging to measure luminal diameter, pulse propagation velocity, distensibility and radial strain on a mouse model of abdominal aortic aneurysm.

Messung der Pulsausbreitungsgeschwindigkeit, Distensibilität und Dehnung in einem Abdominal Aortenaneurysm Mausmodell

An abdominal aortic aneurysm (AAA) is defined as a localized dilation of the abdominal aorta that exceeds the maximal intraluminal diameter (MILD) by 1.5 ...

Immunologie und Infektion

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been widely used to measure aortic dimensions in mouse models of aortic aneurysms. Aortic aneurysms are defined as permanent dilations of the aorta, which occur most frequently in the ascending and abdominal regions. Sequential measurements of aortic dimensions by ultrasound are the principal approach for assessing the development and progression of aortic aneurysms in vivo. Although many reported studies used ultrasound imaging to measure aortic diameters as a primary endpoint, there are confounding factors, such as probe position and cardiac cycle, that may impact the accuracy of data acquisition, analysis, and interpretation. The purpose of this protocol is to provide a practical guide on the use of ultrasound to measure the aortic diameter in a reliable and reproducible manner. This protocol introduces the preparation of mice and instruments, the acquisition of appropriate ultrasound images, and data analysis.

Ultrasound imaging has become a common modality to determine the luminal dimensions of thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. This protocol describes the procedure to acquire reliable and reproducible two-dimensional ultrasound images of the ascending and abdominal aorta in mice.

Ultraschall-Bildgebung der thorakalen und abdominalen Aorta bei Mäusen zu Aneurysma Abmessungen bestimmen

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a versatile analytical tool for characterizing viscoelastic mechanical properties for a variety of materials ranging from hard (plastic, glass, metal, etc.) surfaces to cells on any substrate. It has been widely used to measure the stiffness of cells, but less frequently used to measure the stiffness of aortas. In this paper, we will describe the procedures for using AFM in contact mode to measure the ex vivo elastic modulus of unloaded mouse arteries. We describe our procedure for isolation of mouse aortas, and then provide detailed information for the AFM analysis. This includes step-by-step instructions for alignment of the laser beam, calibration of the spring constant and deflection sensitivity of the AFM probe, and acquisition of force curves. We also provide a detailed protocol for data analysis of the force curves.

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

We present detailed protocols for isolation of aortas from mouse and measurement of their elastic modulus using atomic force microscopy.

Messung der Steifigkeit von<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Maus Aorten Mit Rasterkraftmikroskopie

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a ...

Mess aufsteigende Aorta Steifigkeit

Zusammenfassung

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