Name: balloon-based injury to induce myointimal hyperplasia in the mouse abdominal aorta
Uploaded: 2018-02-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta at JoVE.com

המחברים מודים כריסטיאן Pahrmann על סיוע טכני שלה.
D.W. נתמכה על ידי קרן kade ב Max. סמטת קיבלו מענקים מן Fondation Kröner אחר (2012_EKES.04) פתוח (DE2133/2-1_. ס ס קיבל מענקי מחקר פתוח (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

בעלי חיים קיבל טיפול אנושי בדרישות המדריך העקרונות של חיות מעבדה, שהוכנו על ידי המכון של מעבדה חיה המשאבים, שפורסם על ידי מכוני הבריאות הלאומיים. כל הפרוטוקולים בעלי חיים אושרו על ידי הרשות המקומית אחראית (' Amt לדנציג Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (משרד הבריאות, הגנת הצרכן) המבורג ').
1. קטטר הכנה
הערה: עיין טבלה של חומרי מידע לגבי הצנתר.
<ol><li>סעו צנתר בעל צנתר.</li>
	<li>משוך את guidewire של לומן דרך היציאה דיסטלי החוצה.</li>
	<li>לשים טיפה של דבק מגע דבק בקצה הדיסטלי של קטטר. התראה: ללבוש לטקס או nitrile כפפות.</li>
	<li>מניחים את guidewire בנמל RX של הקטטר, לקדם את זה דרך לומן לנמל דיסטלי. לאחר מכן, תחזיר את guidewire מעט להשאיר רווח של ~ 5 מ מ עד הסוף</li>
	<li>המתן 5 דקות כדי לאפשר את דבק יבש.</li>
	<li>להעביר את guidewire, זה יתוקן. אם זה עדיין ניידים, חזור על השלבים 1.3-1.6.</li>
	<li>ממלאים מזרק 3-mL עם סליין 0.9% 1.5 מ ל וחבר אותו ליציאת האינפלציה בלון.</li>
	<li>לחצו הבוכנה מזרק כדי לבדוק את הבלון האינפלציה. השאר 0.6 מ"ל מלוחים במזרק.</li>
</ol>2. העכבר הכנה
<ol><li>להשיג עכברים זכרים בגיל 14 שבועות במשקל של 30 גרם. הערה: השתמשנו חיות מתקבל מן המכון של חיות מעבדה. השתמשנו C57BL/6J כאן.</li>
	<li>השתמש תא אינדוקציה כדי להרדים את העכבר עם 2.0-2.5% isofurane (קצב הזרימה חמצן 500 mL/min).</li>
	<li>הנח את העכבר על גבו על כרית החימום ולתחזק הרדמה עם facemask לכסות את הפה והאף של העכבר. בדוק עומק מספיק של הרדמה על ידי צובט את הרגליים האחוריות וזנב כדי לוודא העדר רפלקסים.</li>
	<li>להסיר את השיער בבטן באמצעות מכונת תספורת לשיער.</li>
	<li>אפשק את הרגליים האחוריות ולתקן את עמדתם באמצעות הקלטת.</li>
	<li>לחטא את אזור הבטן באמצעות povidone-יוד, ואחריו 80% אתנול. חזור על שלב זה פעמיים נוספות.</li>
	<li>השתמש תלוי כירורגית כדי להבטיח באתר כירורגית לא ללקות. פתח את שכבות העור והשריר לאורך לינאה אלבה עם מספריים (או סכין) לחשוף את אברי הבטן.</li>
	<li>נעוץ המעיים כפפה saline 0.9% לחות, לעטוף כדי לשמור על לחות.</li>
	<li>להשתמש מלקחיים בסדר שני כדי להסיר את רקמת שומן מעל העורק הראשי.</li>
	<li>באמצעות על מזרק אינסולין (30 גרם), להזריק µL 250 של הפארין פתרון (50 U/mL) לתוך נחות הנבוב (IVC) ולא לחכות 3 דקות על תפוצתו מערכתית. הפארין לדכא את hemostasis ומניעת קרישת רצויה במהלך הניתוח.</li>
	<li>בעזרת מלקחיים שני, לנתח העורקים מתחת לכליות לרדת שלו נגע הסתעפות ואת הקערות ענף היוצא.</li>
	<li>מאתרים ומפסיקים את כלי הדם צד, אשר צפויים להיות ממוקם באזור בחוזקה, עם cauterizer טמפרטורה גבוהה.</li>
	<li>לעצור את זרימת הדם על ידי מחבר חובק למעקה העורקים מתחת לכליות ישירות מתחת העורקים כליות.</li>
	<li>המקום השני מלחציים במיקום דיסטלי מעל ההסתעפות של אבי העורקים.</li>
	<li>לבצע חתך אופקי קטן באמצעות מספריים אל נקודת האמצע בין התפסים לאורך הספינה. הערה: גודל החתך צריך להיות שקול ל- 1/3 של ההיקף של כלי השיט.</li>
	<li>הכנס מזרק עם מחט (30 גרם) לתוך החתך ותורידי את העורקים עם µL 250 הפארין פתרון (50 U/mL).</li>
	<li>בעזרת תפרים 10-0, מקם קשר יחיד אחד בכל צד של החתך.</li>
	<li>מתרחבים העורקים על-ידי הוספת מרחיב את כלי החיתוך ולהפיץ את הכלי מעט. חזור על התרחבות פי 2 עד פי 3.</li>
	<li>לחות הבלון-הקטטר עם סליין 0.9%.</li>
	<li>להכניס הבלון-הצנתר שעברו שיטוח העורקים ולקדם אותו לעבר המלחציים proximal על העורקים.</li>
	<li>כשמגיעים את המלחציים צינתור, בזהירות פתח את המלחציים צינתור, לנפח את הבלון כדי למנוע דליפת דם, על ידי הזרקת ~0.6 מ"ל של תמיסת מלח. הערה: היחס של הבלון המנופח לכלי הוא 1.5:1.</li>
	<li>לקדם הקטטר רטרוגרדית עבור 2 ס מ.</li>
	<li>למשוך את הצנתר מורחבת, תוך מרוקן את הבלון במעט על ידי שחרור את המזרק.</li>
	<li>לחבר מחדש את המלחציים proximal כאשר הקטטר מגיע החתך של אבי העורקים. השטחת קצה הבלון לחלוטין ולהסיר אותו.</li>
	<li>לשטוף את העורקים עם µL 250 הפארין פתרון (50 U/mL) בעזרת מזרק 30 גרם.</li>
	<li>סגירת החתך אבי העורקים בעזרת תפרים 10-0. המקום התפרץ תפרים בכל צד לרוחב, ואחריו תפרים אחד או שניים על הצד הבטני.</li>
	<li>פתח את המלחציים דיסטלי. במקרה של דימום, לסגור את המלחציים שוב ולמקם על תפרים נוספים.</li>
	<li>פתח את המלחציים proximal בקפידה.</li>
	<li>במקום שתי דגימות על התפר לתמוך בה ולעצור את מדממת.</li>
	<li>במקום ועוצרי דימום שנספג על התפר כדי לקיים אותו. הערה: את הדופק של אבי העורקים צריך להיות גלוי רחוק מן החתך.</li>
	<li>מקם את המעיים בחזרה לתוך הבטן.</li>
	<li>יש לשטוף את חלל הבטן עם סליין 0.9% סטרילי, אשר כבר מראש ומחוממת ל- 37 מעלות צלזיוס.</li>
	<li>סגור את השכבה שריר הבטן בעזרת תפרים פועל 6-0.</li>
	<li>סגור את העור עם התפרים פועל 5-0.</li>
	<li>להזריק 4-5 מ"ג/ק"ג Carprofen subcutaneously מתנים את העכבר כדי להתעורר. לנטר את החיה עד זכה להכרה, לשמור על recumbency בחזה ובצלעות. לשמור את החיה לבד בכלוב עד החלמה מלאה.</li>
	<li>הוסף דיפירון למים (50 מ"ג/100 מ"ל) משכחי כאבים במשך 3 ימים ולעקוב אחר בעל החיים מדי יום. בדרך כלל עכברים כמו סוויט הטעם של דיפירון, להתחיל לשתות מיד אחרי הניתוח. אם מועדף, סוכנים להזרקה שחרור-מתמשכת יכול לשמש במקום דיפירון. הערה: תקופת התצפית של מודל זה הוא 28 יום.</li>
</ol>3. histopathology
<ol><li>הקציר העורקים נפגע בלון לאחר 28 יום על-ידי הכנת העכברים כמתואר בצעדים 2.2 ל 2.9.</li>
	<li>להשתמש במספריים כדי להסיר את העורקים נפגע בלון (בין נגע הסתעפות 0.3 מ מ מעל כלי כליות), המתת חסד העכבר על ידי גזירה החוצה את הלב שלה.</li>
	<li>ריקון לומן של כלי השיט עם 0.9% NaCl.</li>
	<li>את הספינה שנקטפו ב 4% paraformaldehyde (PFA) בן לילה, מייבשים אותו להגדיל את ריכוזי אתנול, החל אתנול 70% עבור 2 שעות, 80% אתנול למשך שעה, אתנול 95% עבור שעתיים, אתנול 100% עבור 5 שעות. לאחר מכן, דגירה הדגימות של קסילן 2 שעות 3 פעמים, לפני שחדר הדגימות עם פרפין. הערה: במקום שטיפה הספינה שנקטפו עם 0.9% NaCl, ניתן לרוקן את זה עם 4% מחברים. התראה: PFA קסילן רעילים, צריך להיות מטופל עם טיפול מיוחד.</li>
	<li>להטביע את הדגימה פרפין וחותכים לפרוסות של עובי 5 מיקרומטר, שימוש של מיקרוטום.</li>
	<li>Deparaffinize השקופיות עם קסילן 3 פעמים במשך 5 דקות.</li>
	<li>נוזלים ברקמות שקופיות באמצעות סדרה יורדת של אתנול. להתחיל עם 100% אתנול 2 פעמים במשך 5 דקות, ואחריו 3 דקות של אתנול 95%, 80% ו- 70%.</li>
	<li>כתם על השקופיות עם צביעת trichrome מאסון, כפי שמתואר18.</li>
	<li>מייבשים שקופיות מוכתם אתנול 100% 2 פעמים למשך 10 דקות לכל. נקה עם קסילן 2 פעמים למשך 10 דקות כל והר במדיום הרכבה.</li>
	<li>הצגת השקופיות עם מיקרוסקופ שדה בהיר. להשתמש עדשה עם 5 x הגדלה של מספרי הצמצם של 0.12 תמונה סקירה או עדשה עם 20 x הגדלה עם צוהר המספרי של 0.35 להשגחה מפורט.</li>
</ol>4. immunofluorescence מיקרוסקופ
<ol><li>נוזלים ברקמות שקופיות באמצעות סדרה יורדת של אתנול. להתחיל עם 100% אתנול 2 פעמים במשך 5 דקות, ואחריו 3 דקות של אתנול 95%, 80% ו- 70%.</li>
	<li>לבצע אחזור אנטיגן על ידי חימום השקופיות בפתרון אנטיגן-אחזור בבאניה כעשרים דקות.</li>
	<li>ומצננים את השקופיות עד לטמפרטורת החדר.</li>
	<li>לאחר כביסה השקופיות עבור שלוש פעמים בתמיסת פוספט buffered (PBS), להחיל פתרון חסימה אנטיגן על חלקים למשך 30 דקות.</li>
	<li>רחץ שקופיות שלוש פעמים במשך חמש דקות עם PBS.</li>
	<li>דגירה מקטעים עם נוגדן ראשוני מעורבבת עם diluent הראשית נוגדן. הערה: ריכוז, דגירה המתאים צריכה להיבחר בנפרד עבור כל נוגדן.</li>
	<li>רחץ שקופיות שלוש פעמים במשך חמש דקות עם PBS להסיר נוגדן לא מאוגד.</li>
	<li>דגירה מקטעים עם נוגדנים משניים מראש מצומדת מעורבבת עם diluent משני נוגדן. הערה: ריכוז, דגירה המתאים צריכה להיבחר בנפרד עבור כל נוגדן.</li>
	<li>הסר נוגדנים לא מאוגד ע י שטיפת השקופיות עבור 5 דקות שלוש פעמים.</li>
	<li>Counterstain את גרעין התא באמצעות 4', 6-diamidino-2-phenylindole (דאפי) למשך 15 דקות; ריכוז דאפי הסופי צריך להיות 350 ננומטר.</li>
	<li>הר שקופיות ב immunofluorescence תואם הרכבה פתרון. הערה: באמצעות הפתרון הלא הרכבה מאפילה את האות זריחה.</li>
	<li>הצגת שקופיות עם מיקרוסקופ זריחה. השתמש עדשת הגדלה 40 x עם הפתח המספרי של 1.3.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+final+data+for+2009.">Deaths: final data for 2009.</a> Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-116 (2011).</li><li>Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+proliferation+of+smooth+muscle+cells+as+an+explanation+for+recurrent+coronary+artery+stenosis+after+percutaneous+transluminal+coronary+angioplasty.">Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty.</a> J Am Coll Cardiol. 6 (2), 369-375 (1985).</li><li>Greenwald, S. E., Berry, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+vascular+grafts:+the+importance+of+mechanical+and+haemodynamic+properties.">Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties.</a> J Pathol. 190 (3), 292-299 (2000).</li><li>Majesky, M. W., Schwartz, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smooth+muscle+diversity+in+arterial+wound+repair.">Smooth muscle diversity in arterial wound repair.</a> Toxicol Pathol. 18 (4 Pt 1), 554-559 (1990).</li><li>Owens, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+differentiation+of+vascular+smooth+muscle+cells.">Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells.</a> Physiol Rev. 75 (3), 487-517 (1995).</li><li>Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+regulation+of+vascular+smooth+muscle+cell+differentiation+in+development+and+disease.">Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease.</a> Physiol Rev. 84 (3), 767-801 (2004).</li><li>Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokines+and+atherosclerosis:+a+comprehensive+review+of+studies+in+mice.">Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice.</a> Cardiovasc Res. 79 (3), 360-376 (2008).</li><li>Karas, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+intimal+proliferation+after+balloon+injury+and+stenting+in+swine:+an+animal+model+of+restenosis.">Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis.</a> J Am Coll Cardiol. 20 (2), 467-474 (1992).</li><li>Ip, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+platelets,+thrombin+and+hyperplasia+in+restenosis+after+coronary+angioplasty.">The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty.</a> J Am Coll Cardiol. 17 (6 Suppl B), 77B-88B (1991).</li><li>Mason, R. G., Read, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+species+differences+in+fibrinolysis+and+blood+coagulation.">Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation.</a> J Biomed Mater Res. 5 (1), 121-128 (1971).</li><li>Lafont, A., Faxon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Why+do+animal+models+of+post-angioplasty+restenosis+sometimes+poorly+predict+the+outcome+of+clinical+trials?.">Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials?.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 50-59 (1998).</li><li>Matter, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+balloon-induced+inflammation,+proliferation,+and+neointima+formation+in+apolipoprotein+E+(ApoE)+knockout+mice.">Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice.</a> Stroke. 37 (10), 2625-2632 (2006).</li><li>Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+arterial+injury.">Mouse model of arterial injury.</a> Circ Res. 73 (5), 792-796 (1993).</li><li>Simon, D. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+neointimal+formation+in+Mac-1(-/-)+mice+reveals+a+role+for+inflammation+in+vascular+repair+after+angioplasty.">Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty.</a> J Clin Invest. 105 (3), 293-300 (2000).</li><li>Sata, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+vascular+injury+that+induces+rapid+onset+of+medial+cell+apoptosis+followed+by+reproducible+neointimal+hyperplasia.">A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia.</a> J Mol Cell Cardiol. 32 (11), 2097-2104 (2000).</li><li>Moroi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+genetic+deficiency+of+endothelial+nitric+oxide,+gender,+and+pregnancy+in+vascular+response+to+injury+in+mice.">Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice.</a> J Clin Invest. 101 (6), 1225-1232 (1998).</li><li>Painter, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myointimal+hyperplasia:+pathogenesis+and+implications.+2.+Animal+injury+models+and+mechanical+factors.">Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors.</a> Artif Organs. 15 (2), 103-118 (1991).</li><li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice:+an+introduction+of+two+valid+models.">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> J Vis Exp. (87), e51459 (2014).</li><li>Deuse, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dichloroacetate+prevents+restenosis+in+preclinical+animal+models+of+vessel+injury.">Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury.</a> Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

מאמר זה מדגים מודל מאתר ללמוד על התפתחות היפרפלזיה myointimal ומאפשרת חקר התהליכים הפתולוגיים כבסיס ובדיקות של תרופות חדשות או אפשרויות טיפוליות.
השלב הקריטי ביותר ב פרוטוקול זה הוא חסיפה של אבי העורקים. טיפול מיוחד צריך להיות משולם במהלך שלב זה, כפי חסיפה מופרז יוביל היווצרות ?...

היצרות עורקים בתוך העורקים הכליליים והיקפי יש השפעה גדולה על התחלואה ואת התמותה של חולים1. אחד כבסיס מנגנון פתולוגי הוא myointima היפרפלזיה (MH), אשר מאופיין על ידי התפשטות מוגברת, הגירה, סינתזה של חלבונים מטריצה חוץ-תאית השריר החלק בכלי הדם תאים (SMC)2. התקן SMC ממוקמים בשכבת המדיה של כלי השיט ולהעביר על גירוי על פני השטח של לומן. אותות מופחתים כוללים גורמי גדילה, ציטוקינים, תא-תא מגע, ליפידים, מטריצה חוץ-תאית רכיבים ו הטיה מכני ולמתוח כוחות3,4,5,6. פציעות של הקיר כלי, פתולוגי או iatrogenic, תאי אנדותל לגרום נזק תאי שריר חלק, לעורר תגובות דלקתיות, ובכך להוביל MH7.
מודלים בבעלי חיים שונים זמינים כעת ללמוד פגיעה עורקית ו היפרפלזיה myointima. חיות גדולות כמו חזירים או כלבים יש את היתרון של שיתוף, עורק דומה ו אנטומיה כלילית עם בני אדם, מתאימות במיוחד עבור מחקרים חוקרת אנגיופלסטיה טכניקות, הליך והתקני8. עם זאת, חזיר הדגמים יש החיסרון של9,גבוהה יותר thrombogenicity10, בעוד כלבים יש רק בתגובה כלי פציעה11מתון. בנוסף, כל הדגמים בעלי חיים גדולים דורשים דיור מיוחדים, ציוד ו צוות, אשר מחוברים עם עלויות גבוהות, אינם זמינים ב מוסד. הדגמים בעלי חיים קטנים כוללים חולדות ועכברים. בהשוואה לחולדות, עכברים יש את היתרונות של עלות נמוכה יותר את קיומו של מגוון רחב של דגמים מדהימה. המודל המתואר בסרטון הזה יכול להיות משולב עם ספקיות-/-עכברים שקיבלו עם דיאטה מערבית לחקות מקרוב את ההגדרה הקלינית של אנגיופלסטיה כלי טרשת עורקים12. דגמים קודמים המושרה פגיעה בכלי הדם דרך תיל פציעה13, לייבוש הנוזלים14, האביב15או פציעה השרוול16. מאז מהות הפגיעה ישפיע במידה רבה את הפיתוח ואת חוקת MH, באמצעות צנתר בלון כדי לגרום לפציעה כלי היא הדרך הטובה ביותר כדי לחקות את ההגדרה הקלינית.
במאמר זה אנו מתארים שיטה לזירוז MH עם קטטר בלון בעכברים. השימוש של קטטר בלון (1.2 מ"מ x 6 מ"מ) עם יציאת RX (איור 1 א') מאפשר גירוד השכבה intimal, במקביל, תנאי הגיוס של overdistension של כלי השיט. שני הגורמים הללו הם גורמים חשובים עבור התפתחות MH. הזמן תצפית עבור דגם זה הוא 28 יום17.

<table><tbody><tr><td>10-0 Ethilon suture</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>3 mL Syringe</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>5-0 prolene suture</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene suture</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Antigen retrieval solution</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Bepanthen Eye and Nose ointment</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Eye ointment</td></tr><tr><td>Betadine Solution</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Charles River</td><td>Stock number 000664</td><td></td></tr><tr><td>Clamp applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>JAW DIMS: 4 x 0.75 mm
LENGTH: 13 mm</td></tr><tr><td>Collagen 3</td><td>abcam</td><td>ab7778</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Donkey anti-Goat IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Secondary antibody</td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>Forceps fine</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Forceps standard</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 I.E./mL</td></tr><tr><td>High temperature cautery kit</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Blocking solution</td></tr><tr><td>Light Green SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Microsurgical clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4mm</td></tr><tr><td>MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Molybdatophosphoric acid hydrate</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Ponceau S solution</td><td>Serva Electrophoresis</td><td>33427</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Primary antibody diluent</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Mounting solution</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Mounting solution for immunofluorescence stained slides</td></tr><tr><td>Replaceable Fine Tip</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Scissors Vannas-style</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Secondary antibody diluent</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Fast acting Adhesive MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td><td>Cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td>Antibody</td></tr><tr><td>Staining dish</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Surgical microscope</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrillar</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Absorbable hemostat</td></tr><tr><td>Transpore Surgical Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin syringe</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Vessel Dilator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Weigerts iron hematoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrome staining</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

balloon-based injury to induce myointimal hyperplasia in the mouse abdominal aorta

השימוש במודלים חיוני לצורך הבנה טובה יותר של MH, אחד הגורמים העיקריים עבור היצרות העורקים. במאמר זה נדגים מודל חסיפה מאתר בלון, אשר ניתן להשוות עם כלי ויצר מודלים פגיעה בבעלי חיים גדולים. דגם חסיפה העורקים עם אחרים-קטטרים מחקה את ההגדרה הקלינית ומוביל שינויים דומים pathobiological, פיזיולוגיים. בקצרה, לאחר ביצוע חתך אופקי ב אבי העורקים abdominalis, קטטר בלון להיות מוכנס לתוך הכלי, מנופח, הציג retrogradely. האינפלציה של הבלון יוביל אינטימה פציעה, overdistension של כלי השיט. לאחר הסרת הקטטר, החתך אבי העורקים תהיה סגורה עם אוקיי יחיד. המודל המוצג במאמר זה הוא לשחזור, קל לביצוע, ולא ניתן להקים במהירות ובאמינות. הוא מתאים במיוחד להערכת יקר סוכני טיפולית ניסיוני, אשר יכול להיות מיושם באופן חסכוני. באמצעות זנים נוקאאוט-עכבר, וצריך להעריך את ההשפעה של גנים שונים על פיתוח MH.

חסיפה בלון הוא מודל מתאים ללמוד את התפתחות MH בעכברים. חיות להתאושש טוב הניתוח והצג פוסט-פעולה מצב גופני מעולה. הקמנו מודל זה בעכברים 50 עם פחות משיעור המוות 3% עקב הליך כירורגי. דמויות 1B -C הצג את השלבים החשובים כירורגי. לאחר חתך בעור לאורך לינאה אל...

Watch this Scientific Journal Video about Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta at JoVE.com

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

מאמר זה מדגים מודל מאתר ללמוד על התפתחות היפרפלזיה myointimal (MH) לאחר פציעה בלון אבי העורקים.

מבוסס על בלון פציעה לזירוז היפרפלזיה Myointimal באבי העורקים בטן העכבר

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

balloon-based-injury-to-induce-myointimal-hyperplasia-mouse-abdominal

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

9.5K Views.  University Heart Center. מאמר זה מדגים מודל מאתר ללמוד על התפתחות היפרפלזיה myointimal (MH) לאחר פציעה בלון אבי העורקים.

Video: Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

Inducing Myointimal Hyperplasia Versus Atherosclerosis in Mice: An Introduction of Two Valid Models

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque formation and stenosis, as observed for example in ischemic heart disease. Two highly reproducible mouse models&#160;&#8211;&#160;both resulting in artery stenosis but each underlying a different pathway of development&#160;&#8211; are introduced here. The models represent the two most common causes of artery stenosis; namely one mouse model for each myointimal hyperplasia, and atherosclerosis are shown. To induce myointimal hyperplasia, a balloon catheter injury of the abdominal aorta is performed. For the development of atherosclerotic plaque, the ApoE -/- mouse model in combination with western fatty diet is used. Different model-adapted options for the measurement and evaluation of the results are named and described in this manuscript. The introduction and comparison of these two models provides information for scientists to choose the appropriate artery stenosis model in accordance to the scientific question asked.

This video shows two models of intimal plaque development in murine arteries and emphasizes the differences in myointimal hyperplasia and atherosclerosis.

גרימת Myointimal היפרפלזיה נגד טרשת עורקים בעכברים: מבוא של שני מודלים חוקיים

Various in vivo laboratory rodent models for the induction of artery stenosis have been established to mimic diseases that include arterial plaque ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

כלי דם בלון פגיעה וIntraluminal מנהל בעורקי תרדמת העכברוש

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Murine Model of Arterial Restenosis: Technical Aspects of Femoral Wire Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to atherosclerotic plaque development or the rupturing of established plaques, interrupts normal blood flow leading to various morbidities such as myocardial infarction and stroke. In the clinic endovascular procedures such as angioplasty are commonly performed to reopen the lumen. However, these treatments inevitably damage the vessel wall as well as the vascular endothelium, triggering an excessive healing response and the development of a neointimal plaque that extends into the lumen causing vessel restenosis (re-narrowing). Restenosis remains a major cause of failure of endovascular treatments for atherosclerosis. Thus, preclinical animal models of restenosis are vitally important for investigating the pathophysiological mechanisms as well as translational approaches to vascular interventions. Among several murine experimental models, femoral artery wire injury is widely accepted as the most suitable for studies of post-angioplasty restenosis because it closely resembles the angioplasty procedure that injures both endothelium and vessel wall. However, many researchers have difficulty utilizing this model due to its high degree of technical difficulty. This is primarily because a metal wire needs to be inserted into the femoral artery, which is approximately three times thinner than the wire, to generate sufficient injury to induce prominent neointima. Here, we describe the essential surgical details to effectively overcome the major technical difficulties of this model. By following the presented procedures, performing the mouse femoral artery wire injury becomes easier. Once familiarized, the whole procedure can be completed within 20 min.

The mouse femoral artery wire injury model of restenosis is technically challenging. In this protocol we show the key technical details essential for successfully performing wire injury to induce consistent&#160;neointima for studies of restenosis.

דגם Murine של עורקי היצרות: היבטים טכניים של עצם הירך חוט פגיעה

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

אינדוקציה של טרשת עורקים מואצת בעכברים: מודל "פגיעת חוט"

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

פגיעת denudation עורקים לשחזור על ידי infrarenal בטן אב העורקים Clamping במודל Murine

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the industrialized world. New Zealand White (NZW) rabbits are widely used as an animal model for the study of atherosclerosis. They develop spontaneous lesions when fed with atherogenic diet; however, this requires long time of 4 - 8 months. To further enhance and accelerate atherogenesis, a combination of atherogenic diet and mechanical endothelial injury is often employed. The presented procedure for inducing atherosclerotic plaques in rabbits uses a balloon catheter to disrupt the endothelium in the left iliac artery of NZW rabbits fed with atherogenic diet. Such mechanical damage caused by the balloon catheter induces a chain of inflammatory reactions initiating neointimal lipid accumulation in a time dependent fashion. Atherosclerotic plaque following balloon injury show neointimal thickening with extensive lipid infiltration, high smooth muscle cell content and presence of macrophage derived foam cells. This technique is simple, reproducible and produces plaque of controlled length within the iliac artery. The whole procedure is completed within 20 - 30 min. The procedure is safe with low mortality and also offers high success in obtaining substantial intimal lesions. The procedure of balloon catheter induced arterial injury results in atherosclerosis within two weeks. This model can be used for investigating the disease pathology, diagnostic imaging and to evaluate new therapeutic strategies.

Animal models of atherosclerosis are essential to understand the mechanism and to investigate newer approaches to prevent plaque development or rupture, a leading cause of death in the industrialized world. This protocol uses a combination of balloon injury and cholesterol rich diet to induce atherosclerotic plaques in rabbit iliac artery.

הדגם הארנב של טרשת עורקים מואצת: מבט מתודולוגי הפגיעה בעורק Iliac בלון

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

עכברוש עורק הראש מבוקר לחץ על פגיעה בבלון מגזרי עם יישום טיפולי Periadventitial

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell (VSMC) proliferation. Common murine models study small vessels such as the carotid and femoral arteries. Herein we describe an in vivo system in which both VSMC proliferation and endothelial barrier function can be simultaneously assessed in a large vessel. We studied the infrarenal aortic response to injury in C57BL/6 mice. The aorta was injured from the left renal vein to the aortic bifurcation by 30 transmural crushes of 5-seconds duration with a cotton-tipped applicator. Morphological changes were assessed with conventional histology. Aorta wall thickness was measured from the luminal surface to the adventitia. EdU integration and counter staining with DAPI and alpha-actin was used to demonstrate VSMC proliferation. Activation of ERK1/2, a known moderator of intimal hyperplasia formation, was determined by Western Blot analysis. The effect of inflammation was determined by immunohistochemistry for B-cells, T-cells, and macrophages. En face sections of endothelium were visualized with scanning electron microscopy (SEM). Endothelial barrier function was determined with Evans Blue staining. Transmural injury resulted in aortic wall thickening. This injury induced VSMC proliferation, most prominently at 3 days after injury, and early activation of ERK1/2 and decreased p27kip1 expression. Injury did not result in increased B-cells, T-cells, or macrophages infiltration in the vessel wall. Injury caused partial endothelial cell denudation and loss of cell-cell contact. Injury resulted in a significant loss of endothelial barrier function, which returned to baseline after seven days. The murine transmural blunt aortic injury model provides an efficient system to simultaneously study both VSMC proliferation and endothelial barrier function in a large vessel.

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Restenosis following cardiovascular procedures (bypass surgery, angioplasty, or stenting) is a significant problem reducing the durability of these procedures. An ideal therapy would inhibit smooth muscle cell (VSMC) proliferation while promoting regeneration of the endothelium. We describe a model for simultaneous assessment of VSMC proliferation and endothelial function in vivo.

Murine אבי העורקים למחוץ פגיעה: יעיל<em&gt; בויבו</em&gt; מודל של תאים שרירים חלקה תפוצת ו אנדותל פונקציה

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...

Biology

<meta charset="utf8"></head><body>חקירת המנגנונים המולקולריים העומדים בבסיס מפרצת אבי העורקים הבטני

A Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model by Periadventitial Calcium Chloride and Elastase Infiltration

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the abdominal aorta with at least a 50% increase in arterial diameter. Various animal models of AAA have been introduced to mimic the pathophysiological changes and study the underlying mechanisms of AAA. Among these models, the calcium chloride (CaCl2)- and elastase-induced AAA models are commonly used in mice. However, these methods have certain limitations. Traditional intraluminal porcine pancreatic elastase (PPE) perfusion is associated with high technical difficulty and a high rupture rate, while periadventitial administration of PPE yields inconsistent results. In addition, the CaCl2-induced AAA model lacks human AAA features, such as atherothrombosis and aneurysm rupture. Therefore, the combined application of CaCl2 and PPE has been proposed as an approach to enhance success rates and induce greater diameter increases in AAA animal models. This manuscript presents a comprehensive protocol for establishing a mouse AAA model through periaortic infiltration of PPE and CaCl2 in the infrarenal segment of the abdominal aorta. By following this protocol, we can achieve an AAA formation rate of approximately 90% with technical simplicity and reproducibility. Further ultrasound and histological experiments confirm that this model effectively replicates the morphological and pathological changes observed in human AAA.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: פיתוח ואפיון מודל עכברי למפרצת אבי העורקים הבטני

This manuscript presents a protocol for establishing a mouse abdominal aortic aneurysm model using calcium chloride and elastase, combining the advantages of previous modeling methods. This model can be utilized to investigate the pathophysiological mechanisms underlying abdominal aortic aneurysms.

מודל מפרצת אבי העורקים הבטני של עכבר על ידי Periadventitial סידן כלורי והסננת אלסטאז

Abdominal aortic aneurysm (AAA) is a life-threatening disease associated with high mortality rates. It is characterized by the permanent dilation of the ...

מבוסס על בלון פציעה לזירוז היפרפלזיה Myointimal באבי העורקים בטן העכבר

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

גרימת Myointimal היפרפלזיה נגד טרשת עורקים בעכברים: מבוא של שני מודלים חוקיים

כלי דם בלון פגיעה וIntraluminal מנהל בעורקי תרדמת העכברוש

דגם Murine של עורקי היצרות: היבטים טכניים של עצם הירך חוט פגיעה

אינדוקציה של טרשת עורקים מואצת בעכברים: מודל "פגיעת חוט"

פגיעת denudation עורקים לשחזור על ידי infrarenal בטן אב העורקים Clamping במודל Murine

הדגם הארנב של טרשת עורקים מואצת: מבט מתודולוגי הפגיעה בעורק Iliac בלון

עכברוש עורק הראש מבוקר לחץ על פגיעה בבלון מגזרי עם יישום טיפולי Periadventitial

Murine אבי העורקים למחוץ פגיעה: יעיל

מודל מפרצת אבי העורקים הבטני של עכבר על ידי Periadventitial סידן כלורי והסננת אלסטאז

מודל מפרצת אבי העורקים הבטני של עכבר על ידי Periadventitial סידן כלורי והסננת אלסטאז