אנו מודים קרי בלום (אוניברסיטת צפון קרוליינה), קיונג לי (NCI), סטיבן מרקוס (קולורדו סטייט), ואת אלמר Schiebel (Universität היידלברג) על שיתוף פלסמידים FP-TUB1 שונים. אנו מודים מליסה גרדנר (אוניברסיטת מינסוטה) להכשרת אותנו בשיטת הכנה קאמרית שקופיות. עבודה זו נתמכה על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) להעניק R01GM112893-01A1 (כדי JKM) ו T32GM008730 (כדי לספירה).

<ol>
	<li>Zanic, M., Widlund, P. O., Hyman, A. A., Howard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synergy+between+XMAP215+and+EB1+increases+microtubule+growth+rates+to+physiological+levels.">Synergy between XMAP215 and EB1 increases microtubule growth rates to physiological levels.</a> Nat Cell Biol. 15 (6), 688-693 (2013).</li><li>Mimori-Kiyosue, Y., Shiina, N., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+behavior+of+the+APC-binding+protein+EB1+on+the+distal+ends+of+microtubules.">The dynamic behavior of the APC-binding protein EB1 on the distal ends of microtubules.</a> Curr Biol. 10 (14), 865-868 (2000).</li><li>Byers, B., Goetsch, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior+of+spindles+and+spindle+plaques+in+the+cell+cycle+and+conjugation+of+Saccharomyces+cerevisiae.">Behavior of spindles and spindle plaques in the cell cycle and conjugation of Saccharomyces cerevisiae.</a> J Bacteriol. 124 (1), 511-523 (1975).</li><li>Marschall, L. G., Jeng, R. L., Mulholland, J., Stearns, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Tub4p,+a+yeast+gamma-tubulin-like+protein:+implications+for+microtubule-organizing+center+function.">Analysis of Tub4p, a yeast gamma-tubulin-like protein: implications for microtubule-organizing center function.</a> J Cell Biol. 134 (2), 443-454 (1996).</li><li>Spang, A., Geissler, S., Grein, K., Schiebel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=gamma-Tubulin-like+Tub4p+of+Saccharomyces+cerevisiae+is+associated+with+the+spindle+pole+body+substructures+that+organize+microtubules+and+is+required+for+mitotic+spindle+formation.">gamma-Tubulin-like Tub4p of Saccharomyces cerevisiae is associated with the spindle pole body substructures that organize microtubules and is required for mitotic spindle formation.</a> J Cell Biol. 134 (2), 429-441 (1996).</li><li>Winey, M., Bloom, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitotic+spindle+form+and+function.">Mitotic spindle form and function.</a> Genetics. 190 (4), 1197-1224 (2012).</li><li>Gupta, M. L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=beta-Tubulin+C354+mutations+that+severely+decrease+microtubule+dynamics+do+not+prevent+nuclear+migration+in+yeast.">beta-Tubulin C354 mutations that severely decrease microtubule dynamics do not prevent nuclear migration in yeast.</a> Mol Biol Cell. 13 (8), 2919-2932 (2002).</li><li>Moore, J. K., Cooper, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordinating+mitosis+with+cell+polarity:+Molecular+motors+at+the+cell+cortex.">Coordinating mitosis with cell polarity: Molecular motors at the cell cortex.</a> Semin Cell Dev Biol. 21 (3), 283-289 (2010).</li><li>Gartz Hanson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+alpha-tubulin+mutation+disrupts+neural+development+and+tubulin+proteostasis.">Novel alpha-tubulin mutation disrupts neural development and tubulin proteostasis.</a> Dev Biol. 409 (2), 406-419 (2016).</li><li>Fees, C. P., Aiken, J., O'Toole, E. T., Giddings, T. H. J., Moore, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+negatively+charged+carboxy-terminal+tail+of+beta-tubulin+promotes+proper+chromosome+segregation.">The negatively charged carboxy-terminal tail of beta-tubulin promotes proper chromosome segregation.</a> Mol Biol Cell. 27 (11), 1786-1796 (2016).</li><li>Song, S., Lee, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+function+of+Saccharomyces+cerevisiae+CDC5+in+cytokinesis.">A novel function of Saccharomyces cerevisiae CDC5 in cytokinesis.</a> J Cell Biol. 152 (3), 451-469 (2001).</li><li>Knop, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epitope+tagging+of+yeast+genes+using+a+PCR-based+strategy:+more+tags+and+improved+practical+routines.">Epitope tagging of yeast genes using a PCR-based strategy: more tags and improved practical routines.</a> Yeast. 15 (10B), 963-972 (1999).</li><li>Kosco, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+microtubule+dynamics+by+Stu2p+is+essential+for+spindle+orientation+and+metaphase+chromosome+alignment+in+yeast.">Control of microtubule dynamics by Stu2p is essential for spindle orientation and metaphase chromosome alignment in yeast.</a> Mol Biol Cell. 12 (9), 2870-2880 (2001).</li><li>Toso, R. J., Jordan, M. A., Farrell, K. W., Matsumoto, B., Wilson, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetic+stabilization+of+microtubule+dynamic+instability+in+vitro+by+vinblastine.">Kinetic stabilization of microtubule dynamic instability in vitro by vinblastine.</a> Biochemistry. 32 (5), 1285-1293 (1993).</li><li>Aiken, J., Sept, D., Costanzo, M., Boone, C., Cooper, J. A., Moore, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+analysis+reveals+novel+and+discrete+functions+for+tubulin+carboxy-terminal+tails.">Genome-wide analysis reveals novel and discrete functions for tubulin carboxy-terminal tails.</a> Curr Biol. 24 (12), 1295-1303 (2014).</li><li>Straight, A. F., Marshall, W. F., Sedat, J. W., Murray, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitosis+in+living+budding+yeast:+anaphase+A+but+no+metaphase+plate.">Mitosis in living budding yeast: anaphase A but no metaphase plate.</a> Science. 277 (5325), 574-578 (1997).</li><li>Khmelinskii, A., Lawrence, C., Roostalu, J., Schiebel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cdc14-regulated+midzone+assembly+controls+anaphase+B.">Cdc14-regulated midzone assembly controls anaphase B.</a> J Cell Biol. 177 (6), 981-993 (2007).</li><li>Markus, S. M., Omer, S., Baranowski, K., Lee, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+Plasmids+for+Fluorescent+Protein+Tagging+of+Microtubules+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Improved Plasmids for Fluorescent Protein Tagging of Microtubules in Saccharomyces cerevisiae.</a> Traffic. 16 (7), 773-786 (2015).</li></ol>

החוקרים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

המודל שמרים הניצנים מציע יתרונות גדולים לאיסוף מדיד ברזולוציה גבוהה של דינמיקת microtubule בסביבת in vivo, כולל היכולת מיקרוטובולים יחיד תמונה לאורך זמן ואת היכולת לתפעל tubulins ורגולטורי microtubule באמצעות הכלים של גנטיקת שמרים. תאי-מצופ...

Microtubules הם פולימרי cytoskeletal עשויים יחידות משנת חלבון αβ טובולין ו משמש במגוון רחב של קשרים הסלולר, כולל הובלה תאית, חלוקת תא, morphogenesis, ואת תנועתיות. כדי לבנות רשתות microtubule לתפקידים מגוונים אלה, תאים חייבים להסדיר בזהירות היכן ומתי טופס מיקרוטובולים. תקנה זו מושגת על ידי שליטה על התגובות כי גם להרכיב יחידות משנה αβ טובולין לתוך פולימרים microtubule או מיקרוטובולים לפרק לתוך תת-יחידות חינם; זה נקרא דינמיקת microtubule. יעד מרכזי של שדה microtubule הוא להבהיר את המנגנונים המולקולריים מווסתים דינמיקת microtubule, כולל מחקרים של תת-יחידות-טובולין αβ ורגולטורים חיצוניים אשר נקלטים על ידי טובולין ו / או מיקרוטובולים. גישה ניסיונית ומבוססת היא לשקם מערכת זו במבחנה באמצעות חלבון αβ טובולין מטוהר, לעתים קרובות combination עם רגולטורים חיצוניים מטוהרים. למרות שמדובר בגישה שימושי, ברור כי הדינמיקה microtubule במערכות מחדש שונה מאוד מזו שנצפתה תאים חיים. לדוגמה, microtubules לגדול מהר יותר להתכווץ לאט in vivo מ במבחנה. הבדלים אלה ניתן לייחס את הזמינות של רגולטורים חיצוניים ידועים 1, כמו גם לגורמים-מוגדרים עדיין בתאים. לכן, חשוב לקבוע את פעילות רגולטורי microtubule מוטנטים משבשי דינמיקה בהקשר הסלולר ילידים. למרות מודלים מטזואניים שהוכחו המערכות מרוויחות על חקירת פונקצית microtubule וארגון מסדר גבוה, כמה חששות מעשיים קשות להגביל את השירות של מודלים אלה עבור המדידה המדויקת של דינמיקת microtubule. ראשית, המספר הגבוה של מיקרוטובולים, החל מעשרות אלפי לכל תא, מקשה בביטחוןלעקוב מיקרוטובולים בודדים לאורך זמן. מחקרים רבים בהתמודדות עם אתגר זה באמצעות הדמיה חלבונים כי למקם באופן סלקטיבי הקצוות microtubule, כגון חלבונים במשפחה מחייב-סוף (EB). עם זאת, חלבונים אלה ידועים למקם רק עד הקצה גוברת מיקרוטובולים ב metazoans 2. לכן, השירות של חלבונים אלה מוגבלים מדידה ישירות שיעורי צמיחה, תוך עקיפה בלבד למדידת היבטים אחרים של דינמיקה, כגון תדירות הקטסטרופה. שנית, למרות ההתקדמות הטכנולוגית העריכה בגנום, יצירת תאים ביציבות להביע fluorescently שכותרתו טובולין או החדרת מוטציות לתמרן טובולין או microtubule הרגולטורים סלקטיבי עדיין מהווה אתגר משמעותי. יתר על כן, נוכחותם של isotypes טובולין רב metazoans מקעקע החקר כיצד מוטציות להשפיע גני טובולין פרט. מערכת שמרי הניצנים מספקת מספר יתרונות חשובים למדידה ב microtubu vivoדינמיקת le. שמרים יש רשת microtubule פשוטה המאפשרת הדמיה של מיקרוטובולים הפרט. בשמרים, microtubules נובע ארגון מרכזי המכונה גופי מוט ציר (SPBs), אשר מוטמעים מעטפת גרעין 3. SPBs לשמש פיגומי מתחמים קטנים טובולין γ כי nucleate מיקרוטובולים 4, 5. SPBs nucleate שתי כיתות של מיקרוטובולים, microtubules ציר ו microtubules האסטרלי. Microtubules ציר הפרויקט לתוך nucleoplasm והם חשובים עבור הצמדת הכרומוזומים באמצעות מיקרוטובולים קינטוכור לייצוב ציר דרך חופפים מיקרוטובולים interpolar 6. בניגוד לכך, פרויקט מיקרוטובולים אסטרלי החוצה לתוך cytosol והם נדירים יחסית בהשוואה לרשת הצפופה של microtubules ציר. במהלך מיטוזה, תאים טרום anaphase יש רק 1-2 מיקרוטובולים אסטרלי הבוקע משני SPB; אלה קיימים כמו שאנימיקרוטובולים ndividual ולא כמו חבילות 7. תפקידיו של מיקרוטובולים אסטרלי במהלך מיטוזה הוא להעביר את הגרעין ואת הציר לתוך הצומת בין תאי אמא ניצן, המכונים צוואר הניצן. תנועה זו כרוכה מסלולים מוגדרים היטב שיוצרים כוח על מיקרוטובולים אסטרלי, מושכים את הגרעין ואת הציר כלפי ובסופו של דבר לתוך ניצן הצוואר 8. יתרון נוסף של המערכת שמרים הוא כלי הגנטיקה שלה, אשר ניתן להשתמש בהם כדי לחקור הרגולטורים microtubule ואת יחידות משנה טובולין עם דיוק ללא תחרות. שמרים גם בעלי רפרטואר פשוט של isotypes טובולין: סינגל β טובולין גן (TUB2) ושני גני α-טובולין (TUB1 ו TUB3). מוטציות יכולות להיות הציגו בקלות לתוך הגנים הללו ולמדו ובכך באוכלוסיית טובולין הומוגנית 9, 10. ישנם מספר נרחבבונה זמינה עבור microtubules תיוג, והוא יכול להיות ממוקד אלה לשילוב בבית הלוקוסים כרומוזומליות לביטוי יציב (ראה דיון). המטרה הכוללת של שיטה זו היא מיקרוטובולים יחיד תמונה בתאים חיים שמרים בארבעה ממדים (X, Y, Z, ו- T) למדידות ברזולוציה גבוהה של דינמיקת microtubule. שיטות לשילוב בונים עבור הביטוי המכונן, ברמה הנמוכה של טובולין שכותרתו fluorescently בתאי שמרים מתוארות. לפני הדמיה, תאים חיים הם רכובים לתוך תאי שקופיות מצופה לקטינים concanavalin א לייצב את התאים עבור הדמיה לטווח ארוך. הפרמטרים האופטימליים לרכישת תמונה, כמו גם עבודה לניתוח נתונים, מתואר גם.

<table><tbody><tr><td>DOB (dropout bases)</td><td>Sunrise science&amp;nbsp;</td><td>1650</td><td></td></tr><tr><td>CSM-Leu</td><td>Sunrise science&amp;nbsp;</td><td>1005</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Ameresco</td><td>N833</td><td></td></tr><tr><td>100 mm polystyrene plates</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713</td><td></td></tr><tr><td>ssDNA (Samon Sperm)&amp;nbsp; in sterile DiH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>&amp;nbsp;D7656</td><td>resuspend at 10 mg/mL in DiH2O. Store aliquots at -20 &amp;ordm;C</td></tr><tr><td>Synthetic Complete Media&amp;nbsp;</td><td>Sunrise science&amp;nbsp;</td><td>1459-100</td><td></td></tr><tr><td>Concanavalin A</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>L7647</td><td>resuspend at 2 mg/mL in DiH2O. Store aliquots at -20 &amp;ordm;C</td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-1</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-374-12</td><td>paraffin film</td></tr><tr><td>VALAP (Equal parts of Vaseline, lanolin and paraffin)</td><td></td><td></td><td>melt at 75 &amp;ordm;C before use</td></tr><tr><td>forceps&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>16-100-106</td><td></td></tr><tr><td>Poyethylene glycol (PEG) 3350</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>202444</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microscope&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ti E inverted Perfect Focus microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td>MEA53100</td><td></td></tr><tr><td>1.45 NA 100X CFI Plan Apo objective</td><td>Nikon Instruments</td><td>MRD01905</td><td></td></tr><tr><td>Piezo electric stage&amp;nbsp;</td><td>Physik Instrumente</td><td>P-736</td><td></td></tr><tr><td>Spinning disk scanner</td><td>Yokogawa</td><td>CSU10</td><td></td></tr><tr><td>Laser combiner module</td><td>Agilent Technologies</td><td>MCL400B</td><td></td></tr><tr><td>EMCCD camera</td><td>Andor Technology</td><td>iXon Ultra 897&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Software&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NIS Elements software</td><td>Nikon Instruments</td><td>MQS31100</td><td></td></tr><tr><td>Microsoft Excel software</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MATLAB software</td><td>MathWorks, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImageJ64</td><td>NIH</td><td></td><td>Rasband, W.S., ImageJ, U. S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, http://imagej.nih.gov/ij/, 1997-2016.</td></tr><tr><td>Bio-Formats Importer plug-in</td><td>Open Microscopy Environment</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Plasmids&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pUC19-LEU2::GFP-TUB1</td><td></td><td>pSK1050</td><td>reference: Song, S. and Lee, K. S. A novel function of Saccharomyces cerevisiae CDC5 in cytokinesis. J Cell Biol. 152 (3), 451-469 (2001)</td></tr></tbody></table>

high-resolution imaging and analysis of individual astral microtubule dynamics in budding yeast

מיקרוטובולים דינמיים הם היסוד תהליכים תאיים רבים, ועל מדידות מדויקות של הדינמיקה microtubule יכול לספק תובנות לגבי האופן שבו תאים מווסתים תהליכים אלה וכיצד הרגולציה ההשפעה הגנטית מוטציות. כימות של דינמיקה microtubule במודלים מטזואניים יש מספר אתגרים הקשורים, כולל צפיפות ומגבלות microtubule גבוהה על מניפולציות גנטיות. לעומת זאת, המודל שמרים הניצנים מציע יתרונות כי להתגבר על אתגרים אלה. פרוטוקול זה מתאר שיטה כדי למדוד את הדינמיקה של מיקרוטובולים יחיד בתאים חיים שמרים. תאים המבטאים טובולין מתויג fluorescently הם דבקו תאי שקופית התאספו, המאפשר רכישת תמונה יציבה זמן לשגות. מדריך מפורט על מהירות גבוהה, רכישת תמונה ארבע-ממדית מסופק גם, כמו גם פרוטוקול לכימות המאפיינים של מיקרוטובולים דינמי ערימות התמונה confocal. שיטה זו, בשילוב עם גנטיקה שמרים קונבנציונאלי, Provאידו גישה מתאימה באופן ייחודי להערכת ההשפעות כמותית של רגולטורי microtubule או מוטציות המשנים את הפעילות של יחידות משנת טובולין.

מדידת דינמיקת microtubule בתאים חיים שמר מספקת כלי משכנע להעריך כיצד מוטציות בגני מקודדי רגולטורי microtubule או טובולין יחידות משנת פילמור השפעה ושיעורי depolymerization, כמו גם את תדירות המעבר בין המצבים הללו. איור 1 מציג סדרה עתית של הדינמיקה microtubule אסטרל?...

Watch this Scientific Journal Video about High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast at JoVE.com

High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

ניצני שמרים הוא מודל יתרון לחקר הדינמיקה microtubule in vivo עקב גנטיקה חזקה שלה ואת הפשטות של שלד התא microtubule שלה. הפרוטוקול הבא מתאר כיצד להפוך ותאי שמרי התרבות, לרכוש תמונות מיקרוסקופיה confocal, וגם כמותית לנתח דינמיקת microtubule בתאים חיים שמרים.

הדמיה ברזולוציה גבוהה וניתוח של Dynamics microtubule אסטרל הבודד שמרים ניצנים

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells ...

high-resolution-imaging-analysis-individual-astral-microtubule

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

9.2K Views.  University of Colorado School of Medicine.  ניצני שמרים הוא מודל יתרון לחקר הדינמיקה microtubule in vivo עקב גנטיקה חזקה שלה ואת הפשטות של שלד התא microtubule שלה. הפרוטוקול הבא מתאר כיצד להפוך ותאי שמרי התרבות, לרכוש תמונות מיקרוסקופיה confocal, וגם כמותית לנתח דינמיקת microtubule בתאים חיים שמרים. 

Video: High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and networks often contain subsets of microtubule arrays that differ in their dynamic properties. For example, in dividing cells, stable bundles of crosslinked microtubules coexist in close proximity to dynamic non-crosslinked microtubules. TIRF-microscopy-based in vitro reconstitution studies enable the simultaneous visualization of the dynamics of these different microtubule arrays. In this assay, an imaging chamber is assembled with surface-immobilized microtubules, which are either present as single filaments or organized into crosslinked&#160;bundles. Introduction of tubulin, nucleotides, and protein regulators allows direct visualization of associated proteins and of dynamic properties of single and crosslinked microtubules. Furthermore, changes that occur as dynamic single microtubules organize into bundles can be monitored in real-time. The method described here allows for a systematic evaluation of the activity and localization of individual proteins, as well as synergistic effects of protein regulators on two different microtubule subsets under identical experimental conditions, thereby providing mechanistic insights that are inaccessible by other methods.

Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Here, a TIRF microscopy-based in vitro reconstitution assay is presented to simultaneously quantify and compare the dynamics of two microtubule populations. A method is described to simultaneously view the collective activity of multiple microtubule-associated proteins on crosslinked microtubule bundles and single microtubules.

הדמיה סימולטנית של הדינמיקה של מיקרוטובולים מקושרים ובודדים במבחנה על ידי מיקרוסקופיה TIRF

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and ...

Biochemistry

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

כמותי תא חי פלואורסצנטי, מיקרוסקופ ניתוח של שמרים ביקוע

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Microscopy of Fission Yeast Sexual Lifecycle

The fission yeast Schizosaccharomyces pombe has been an invaluable model system in studying the regulation of the mitotic cell cycle progression, the mechanics of cell division and cell polarity. Furthermore, classical experiments on its sexual reproduction have yielded results pivotal to current understanding of DNA recombination and meiosis. More recent analysis of fission yeast mating has raised interesting questions on extrinsic stimuli response mechanisms, polarized cell growth and cell-cell fusion. To study these topics in detail we have developed a simple protocol for microscopy of the entire sexual lifecycle. The method described here is easily adjusted to study specific mating stages. Briefly, after being grown to exponential phase in a nitrogen-rich medium, cell cultures are shifted to a nitrogen-deprived medium for periods of time suited to the stage of the sexual lifecycle that will be explored. Cells are then mounted on custom, easily built agarose pad chambers for imaging. This approach allows cells to be monitored from the onset of mating to the final formation of spores.

We provide a reproducible basic method for the long-term microscopy of the fission yeast sexual lifecycle. With minor adjustments described, the presented protocol allows research focus on different steps of the reproductive process.

מיקרוסקופי של שמרי ביקוע Lifecycle המיני

The fission yeast Schizosaccharomyces pombe has been an invaluable model system in studying the regulation of the mitotic cell cycle progression, the ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

זמן לשגות הדמיה ברזולוציה גבוהה וניתוח אוטומטי של Dynamics microtubule In Living האדם טבורי וריד לתאי אנדותל

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

Reconstitution of Basic Mitotic Spindles in Spherical Emulsion Droplets

Mitotic spindle assembly, positioning and orientation depend on the combined forces generated by microtubule dynamics, microtubule motor proteins and cross-linkers. Growing microtubules can generate pushing forces, while depolymerizing microtubules can convert the energy from microtubule shrinkage into pulling forces, when attached, for example, to cortical dynein or chromosomes. In addition, motor proteins and diffusible cross-linkers within the spindle contribute to spindle architecture by connecting and sliding anti-parallel microtubules. In vivo, it has proven difficult to unravel the relative contribution of individual players to the overall balance of forces. Here we present the methods that we recently developed in our efforts to reconstitute basic mitotic spindles bottom-up in vitro. Using microfluidic techniques, centrosomes and tubulin are encapsulated in water-in-oil emulsion droplets, leading to the formation of geometrically confined (double) microtubule asters. By additionally introducing cortically anchored dynein, plus-end directed microtubule motors and diffusible cross-linkers, this system is used to reconstitute spindle-like structures. The methods presented here provide a starting point for reconstitution of more complete mitotic spindles, allowing for a detailed study of the contribution of each individual component, and for obtaining an integrated quantitative view of the force-balance within the mitotic spindle.

The assembly and positioning of the mitotic spindle depend on the combined forces generated by microtubule dynamics, motor proteins and cross-linkers. Here we present our recently developed methods in which the geometrical confinement of spherical emulsion droplets is used for the bottom-up reconstitution of basic mitotic spindles.

כינון צירי mitotic הבסיסי בטיפות אמולסיה שסתומים

Mitotic spindle assembly, positioning and orientation depend on the combined forces generated by microtubule dynamics, microtubule motor proteins and ...

Spatiotemporal Analysis of Cytokinetic Events in Fission Yeast

Cytokinesis, the final step in cell division is critical for maintaining genome integrity. Proper cytokinesis is important for cell differentiation and development. Cytokinesis involves a series of events that are well coordinated in time and space. Cytokinesis involves the formation of an actomyosin ring at the division site, followed by ring constriction, membrane furrow formation and extra cellular matrix remodeling. The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe (S.&#160;pombe)&#160;is a well-studied model system that has revealed with substantial clarity the initial events in cytokinesis. However, we do not understand clearly how different cytokinetic events are coordinated spatiotemporally. To determine this, one needs to analyze the different cytokinetic events in great details in both time and in space. Here we describe a microscopy approach to examine different cytokinetic events in live cells. With this approach it is possible to time different cytokinetic events and determine the time of recruitment of different proteins during cytokinesis. In addition, we describe protocols to compare protein localization, and distribution at the site of cell division. This is a basic protocol to study cytokinesis in fission yeast and can also be used for other yeasts and fungal systems.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe&#160;is an excellent model system to study cytokinesis, the final stage in cell division. Here we describe a microscopy approach to analyze different cytokinetic events in live fission yeast cells.

ניתוח Spatiotemporal של אירועים Cytokinetic שמרים ביקוע

Cytokinesis, the final step in cell division is critical for maintaining genome integrity. Proper cytokinesis is important for cell differentiation and ...

4D Microscopy of Yeast

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments in yeast are dynamic, and a full understanding of their properties requires time-lapse imaging. Multi-color 4D confocal fluorescence microscopy is a powerful method for tracking the behavior and composition of an intracellular compartment on a time scale of 5-15 min. Rigorous analysis of compartment dynamics requires the capture of thousands of optical sections. To achieve this aim, photobleaching and phototoxicity are minimized by scanning rapidly at very low laser power, and the pixel dimensions and Z-step intervals are set to the largest values that are compatible with sampling the image at full resolution. The resulting 4D data sets are noisy but can be smoothed by deconvolution. Even with high quality data, the analysis phase is challenging because intracellular structures are often numerous, heterogeneous, and mobile. To meet this need, custom ImageJ plugins were written to array 4D data on a computer screen, identify structures of interest, edit the data to isolate individual structures, quantify the fluorescence time courses, and make movies of the projected Z-stacks. 4D movies are particularly useful for distinguishing stable compartments from transient compartments that turn over by maturation. Such movies can also be used to characterize events such as compartment fusion, and to test the effects of specific mutations or other perturbations.

This protocol describes the analysis of fluorescently labeled intracellular compartments in budding yeast using multi-color 4D (time-lapse 3D) confocal microscopy. The imaging parameters are chosen to capture adequate signals while limiting photodamage. Custom ImageJ plugins allow labeled structures to be tracked and quantitatively analyzed.

4D מיקרוסקופ של שמרים

The goal of this protocol is to characterize how membrane compartments form and transform in live cells of budding yeast. Many intracellular compartments ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

בחינת Mitotic ומיוטיק ביקוע הדינמיקה הגרעינית על ידי הזריחה לחיות-מיקרוסקופ התא

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a genetically encoded marker for the positive ends of microtubules (EB3 labelled with tdTomato fluorescent protein) and high-speed, high-resolution, live-cell imaging using spinning disk confocal microscopy. Cell cycle synchronization and increased density of microtubules are achieved by inhibiting centrosomal separation in mitotic cells, and analysis of growth is performed using open-source U-Track software. The use of a bright and red-shifted fluorescent protein, in combination with the lower laser power and reduced exposure time required for spinning disk microscopy reduce phototoxicity and the probability of light-induced artifacts. This allows for imaging a larger number of cells in the same preparation while maintaining the cells in a growth medium under standard culture conditions. Because the analysis is performed in a supervised automatic fashion, the results are statistically robust and reproducible.

Here we present a robust and detailed method of microtubule dynamics analysis in cells synchronized in prometaphase using live-cell spinning disk confocal microscopy and MATLAB-based image processing.

מדידה של מיקרוטוכדורית על ידי ספינינג מיקרוסקופ דיסק ב-מונוסולאר Mitotic צירים

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

הדמיית תאים חיים ברזולוציה סופר-רזולוציה של מבנים תת-תאיים

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...