עבודה זו נתמכה, בין שאר, על ידי מענק מ-NIH (RO1 HL098228) לCKB.

הערה: כל נהלי בעלי החיים אושרו על ידי הוועדה בבית חולים בבעלי חיים מוסדי הטיפול ושימוש של הילדים ארצי. 1. שתל ייצור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפוך את פתרון ε-caprolactone וP קופולימר L-lactide (לוס אנג&#39;לס / CL) על ידי הוספת P 100mg (לוס אנג&#39;לס / CL) ב2 מיליליטר dioxane מתחת למכסת מנוע קטר. מניחים את הפתרון במערבולת ומערבבים ברציפות במשך 1-1.5 שעה לפזר לגמרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בינתיים, להסיר גיליון של חומצת polyglycolic (PGA) הרגיש מהמקפיא ולגזור כמה סעיפי 5 מ&quot;מ x 8. גם לחתוך את קצה פיפטה μl .1-10 בדיוק מעל המסנן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מחט 19 G (1.5 אורך) לקצה הדיסטלי של קצה pipet ולעטוף את PGA הרגיש סביב המחט באמצעות מלקחיים מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדחוף בזהירות את הלבד לקצה הדיסטלי של קצה pipet, שבו לומן הוא ישר מהחלק הפרוקסימלי, באמצעות מחט 18 G בוטה, בעוד מחט G 19 מוכנסת לתוכו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פיפטהפתרון 40 P μl (CL / לוס אנג&#39;לס) לקצה פיפטה מלמעלה. PGA להרוות הרגיש עם הפתרון. ואז לדחוף את בועות אוויר באמצעות מתקן פיפטה. חזור על תהליך זה במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שתלי מקום בצינור 50 מ&quot;ל ולמקם אותו במקפיא -80 ° C עבור 20 דקות. ודא ראש מחטי הפנים כלפי מטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הצינור לתוך lyophilizer ואבק ל24 שעות. הקפד לפתוח את המכסה של הצינור יש זרימת אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוציא את השתלים ולהסיר אותם מהמחטים. חותכים את שני הקצוות של השתל עוזב סעיף מ&quot;מ ~ 5 והחזיר אותם למחטים כדי לשמור על צורתם. שמור את השתלים בייבוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הפיגום תחת אור UV בO מכסה המנוע בטיחות ביולוגי / N לפני זריעת תאים. </li></ol> 2. קצירת תא מח העצם mononuclear ובידוד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכברים עם מנת יתר של קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ&quot;ג / קילוגרם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצמות הסר (עצמות ירךtibias ד) מ 3 עכברים ל10 השתלות שתל ומקום בצלחת פטרי עם 10 RPMI סמ&quot;ק. חותכים את שני הקצוות של העצמות ומח עצם סומק באמצעות מזרק עם מחט 25 G לתוך צלחת פטרי חדשה עם 3 RPMI סמ&quot;ק. לאסוף מח עצם ופתרון RPMI בצינור סמ&quot;ק 15 ולשטוף את צלחת פטרי עם RPMI 2 סמ&quot;ק נוסף כדי לאסוף את שארית BM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח לדוגמא (5-10 μl) וספירת תאים באמצעות מונה תא אוטומטי או hemocytometer. רשום את התוצאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים 5 Ficoll סמ&quot;ק בצינור 15 צנטריפוגות סמ&quot;ק ולהוסיף מח עצם ופתרון RPMI. להוסיף את הפתרון מאוד בעדינות כדי למנוע ממנה הערבוב עם Ficoll. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה ב528 XG במשך 30 דקות עם &quot;בלם לא&quot; ב24 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את השכבה הוורודה העליונה. לאסוף את איור האמצע ברור שכבת 1, המהווה את שכבת MNC, ולדלל אותו עם PBS 1:1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה פתרון MNC לדלל ב528 XG 10 דקות ב 24 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את supernatant ודיאוטה גלולה עם 5 מיליליטר PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה פתרון גלולה ב528 XG 10 דקות ב 24 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את supernatant. לדלל את הכדור עם הנפח המתאים של RPMI (~ μl 200). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח לדוגמה μl 5-10 ולספור תאים באמצעות מונה תא אוטומטי או hemocytometer. רשום את התוצאה. חזור על התא לספור עוד פעם אחת ולחשב את המספר הסלולרי הממוצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל ריכוז תא ל1,000,000 cells/10 μl באמצעות RPMI. </li></ol> 3. זריעת תאים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פיגום Prewet ידי הוספת 5 μl RPMI luminally למשך 5 דקות, ולאחר מכן להסיר RPMI. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 10 תאי מח עצם μl נגזרים מונה גרעיניים בRPMI מהשלב 2.12 ללום פיגום ולחכות 10 דקות כדי לאפשר לתאים לצרף אל הגרדום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים מחט 19 G לאורך 1 סנטימטר והכניס את המחט לתוך לומן של הפיגום כדי לשמור על צורתו של הפיגום. הנח את הדוגמא בצלחת 24 גם. &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 1,000 μl RPMI לכל היטב דגירה O / N באינקובטור. </li></ol> 4. שתל השרשה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החיטוי כל הכלים הניתוחיים לפני הניתוח: X 1 מספריים בסדר, מלקחיים מייקר 3x, מלחציים כלי דם מיקרו 2x, מלקחיים החלת מהדק 1x, בעל מחט מייקר 1x, מספריים אביב 1x, מפשק 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 6-8 שבועות נקבה בת C57BL / 6 משמשים כמקבלי שתל כלי דם רקמות מהונדסות. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים באמצעות זריקת intraperitoneal לרבע ימני התחתון של הבטן עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 100 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 10 מ&quot;ג / קילוגרם). Ketoprofen (5 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) משמש כמשכך כאבים טרום הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את הרמה של הרגעה על ידי צביטת סיפור, ולאחר מכן קליפ שיער הבטן. לשמן את העיניים עם משחת עיניים סטריליות, ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לחטא את הבטן עם רפידות בטאדין ואלכוהול. שיתוףVer העכבר עם וילון סטרילי ולחשוף את אזור החתך בלבד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך פיום בטן קו האמצע מלמטה xyphoid לאזור suprapubic, ולהכניס את מפשק שמירה עצמית. עטוף את המעיים בגזה טבול מלוחה. בוטות להגדיר את אב העורקים infrarenal ווריד נבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח שני חבקים בכלי דם מיקרו משני צדדים הפרוקסימלית ומ דיסטלי של קאווה אב העורקים ונבוב אז בבוטות להפריד את אב העורקים מהווריד הנבוב Transect הווריד הנבוב. במידת צורך, ולקשור את הענפים של אב העורקים בבטן עם 10-0 תפרי monofilament על מחטים מחודדות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתיל שתל נחותה וריד נבוב חציצה עם קצה הפרוקסימלי ודיסטלי לסיים anastomoses באמצעות תפר 10-0 סטרילי. חתוך את השתל, בדרך כלל 1-2 מ&quot;מ, תלוי על האנטומיה של העכבר. אבטח את השתל עם תפר אחד משני קצוות הפרוקסימלית ומ דיסטלי ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהצד השני של השתל האחר. לאחר שסיימתי את הצד הקדמי, להפוך את מהדק ושתליםלצד השני ותפר את הצד האחורי של השתל. במהלך השתלה, שטוף את השתל עם פתרון הפרין לעתים קרובות כדי למנוע פקקת חריף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המהדק הפרוקסימלית ולשלוט בדימום על ידי הפעלת סוכן hemostat אקטואלי נספג סטרילי. כאשר הדימום מפסיק לחלוטין, להסיר את מהדק דיסטלי ולשלוט בדימום באותו אופן. הפוך זורם דם בטוח באמצעות השתל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את השרירים ועור הבטן בשתי שכבות באמצעות תפר monofilament 6-0 פוליאמיד השחור עם מחט מושחל כלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מיליליטר תת עורי מלוח ומניח את העכבר בכלוב התאוששות על כרית חימום עד שהעכבר הוא נייד באופן מלא. עם ההתאוששות, להחזיר את העכבר לכלוב חדש עם מצעי נייר. תן משככי כאבים (איבופרופן, 30 מ&quot;ג / קילוגרם, מי שתייה) ל48 שעות. </li></ol>

<ol>
	<li>Heart Association, A. m. e. r. i. c. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics&#8212;2012+Update.">Heart Disease and Stroke Statistics&#8212;2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering.">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans.">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li><li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells.">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li><li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model.">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells:+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques.">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel.">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts.">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation.">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Burst+Pressure:+Initial+Evaluation+of+the+Natural+History+of+the+Biaxial+Mechanical+Properties+of+Tissue+Engineered+Vascular+Grafts+in+the+Venous+Circulation+Using+a+Murine+Model.">Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model.</a> Tissue Eng. Part A. 20, (2013).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts:+does+cell+seeding+matter.">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling.">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+arterial+grafts:+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model.">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li><li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL/6+and+CB-17+SCID/bg+mice.">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

מודל העכבר של TEVG הוא כלי רב ערך כדי ללמוד מנגנונים תאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue והפיתוח של היצרות. BM-MNC זרע הוצג בשני תמונות היסטולוגית וSEM של תאי זרע על השתל 11. יעילות זריעת תאים הוצגה גם באמצעות assay-DNA 7. שימוש במערכת מודל זה הראה שזריעת תאים מפחיתה את...

מומי לב מולדים הם מצבים חמורים המשפיעים על כמעט 8% מלידות חיות בארצות הברית. כ 25% מתינוקות עם מומי לב מולדים או 2.4 ל -1,000 לידה חי, דורשים טיפול פולשני בשנה הראשונה לחייהם 1. הטיפול היעיל ביותר למחלת לב מולדת הוא ניתוח שחזור. למרבה הצער, סיבוכים הנובעים מהשימוש של צינורות כלי דם זמינים כרגע הם הגורם המשמעותי ביותר לתחלואה ותמותה לאחר ניתוח. כדי לטפל בבעיה זו, פיתחנו את השתלים הראשונים רקמות מהונדסות כלי דם (TEVGs) לשימוש קליני 2. TEVGs נבנו מצינורות פוליאסטר מתכלים נזרעו עם תאי מח עצם עצמי נגזר מונונוקלארים (BM-MNCs) ומושתלים כמוליכי ורידים לניתוח לב מולדים. התוצאות הראו שיעורי patency מעולים ב1-3 שנים של מעקב, אך עם שכיחות משמעותית של היצרות <sעד&gt; 3,4. הייתה ברורה שהבנה טובה יותר של היווצרות neotissue כלי דם ואת המנגנון בסיסי הפיתוח של היצרות TEVG הייתה צורך. על מנת להבין את התפתחות TEVGs והמנגנון של התפתחות היצרות טוב יותר, מודל כבש נוצר 5,6. במודל זה, TEVGs הפך בהצלחה לכלי חיים והיו דומים בשתי מורפולוגיה ותפקוד של ורידי ילידים. שימוש זה במודל חיה גדול היה צעד ראשון טוב במתן מידע טרום קליני חשוב שסייע לשימוש קליני של TEVGs. עם זאת, הבנה מלאה של המנגנונים התאיים ומולקולריים של היווצרות כלי דם בneotissue TEVGs באמצעות מודלים של בעלי חיים גדולים היא מוגבלת בשל מגבלות באפיון מולקולרי של פנוטיפים תאי כלי דם בשל חוסר מיני כלים מולקולריים ספציפיים. כדי להתגבר על חסרונות אלה, מודל עכברי של TEVGs פותח על ידי סיבה של הקידום המהיר בגנטיקה עכבר וmolecula הנרחב שלהםאפיון r עם היתרון הנוסף של היקף זמן מקוצר. מודל החציצה העכברי IVC נאמנות סכם התהליך של neovessel היווצרות המתרחשת בבעלי חיים ובבני אדם גדולים, אבל מעל כמובן זמן קצר הרבה יותר 6-9. כאן, פרוטוקול מפורט לייצור שתל בקנה מידה קטנה באמצעות פיגומים מתכלים, קצירת BM-MNC ובידוד, זריעת BM-MNC על פיגום, והשתלת שתל במודל עכברי תוארו.

<table><tbody><tr><td>Polyglycolic acid (PGA) felt</td><td>Biomedical Structures</td><td></td><td>Custome ordered</td></tr><tr><td>Pipet tip, 0.1-10 &amp;mu;l&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilizer&amp;nbsp;</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>BD</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>15 cc tube&amp;nbsp;</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>Also called &#039;Histopaque&#039;</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Littauer bone cutter 4.5&quot; Straight</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Forceps 4.5&quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Scissors 4.5&quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 weeks</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine sterile solution</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium chloride injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum ophthalmic ointment</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Iodine prep pads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol prep pads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissor</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-adson forcep</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Clamp applying forcep</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T Vascular clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri retractors</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forcep</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - fine forceps</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 forceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish needle holder/forceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Black polyamide monofilament suture, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>For suturing the graft</td></tr><tr><td>Black polyamide monofilament suture, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>For musculature and skin closure</td></tr><tr><td>Non-woven sponges</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable hemostat</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1.5 in, Needle</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 in, Needle</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in, Needle</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warm water recirculator</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

implantation of inferior vena cava interposition graft in mouse model

פיגומים מתכלים נזרעו עם תאים חד גרעיניים מח עצם (BMCs) משמשים לעתים קרובות לניתוח שחזור לטיפול בחריגות לב מולדת. התוצאות הקליניות ארוך הטווח הראו שיעורי patency מצוינים, עם זאת, עם שכיחות משמעותית של היצרות. כדי לחקור את המנגנונים התאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue כלי דם ומניעת התפתחות היצרות שבתלי רקמה מהונדסות כלי דם (TEVGs), פיתחנו מודל עכבר של השתל עם כ 1 מ&quot;מ קוטר פנימי. ראשית, TEVGs הורכבו מפיגומים צינורי מתכלים מפוברק מלא ארוג חומצת polyglycolic הרגיש רשת מצופה עם קופולימר ε-caprolactone ו-L-lactide. הפיגומים לאחר מכן הושמו בlyophilizer, ונשאבים ל24 שעות, ומאוחסנים בתא ייבוש עד זריעת תאים. שנית, מח עצם נאסף מעכברי תורם ותאים חד גרעיניים היו מבודדים על ידי צנטריפוגה שיפוע צפיפות. שלישית, כמיליון תאים היוזורעים על פיגום וטופחו O / נ לבסוף, פיגומי seeded היו אז מושתלים כמו שתלי חציצת וריד נבוב infrarenal בעכברי C57BL / 6. השתלים המושתלים הפגינו patency מצוין (&gt; 90%) ללא עדות לסיבוכים תרומבואמבוליים או היווצרות aneurysmal. מודל עכברי זה יסייע לנו בהבנה וכימות מנגנונים התאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue בTEVG.

סכמטי של השתלת TEVG מוצגת באיור 1. מח העצם היה שנקטפו מן עכבר תורם ותאים הגרעיניים מונו בודדו באמצעות צנטריפוגה צפיפות ולאחר מכן זורעים על פיגום מתכלה. פיגומי seeded הודגרו O / N ומושתל לעכבר נמען כשתל חציצה נחותה וריד נבוב. <strong...

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model at JoVE.com

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

כדי לשפר את הידע של היווצרות neotissue תאית ומולקולרית שלנו, מודל עכברי של TEVG פותח לאחרונה. השתלים הושתלו שתלי כחציצת וריד נבוב infrarenal בעכברי C57BL / 6. מודל זה משיג תוצאות דומות לאלה שהושגו בחקירה הקלינית שלנו, אבל לאורך זמן כמובן הרבה מקוצר.

השתלה של וריד נבוב חציצת שתל נחותה בעכבר דגם

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

implantation-of-inferior-vena-cava-interposition-graft-in-mouse-model

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.8K Views.  Nationwide Children's Hospital.  כדי לשפר את הידע של היווצרות neotissue תאית ומולקולרית שלנו, מודל עכברי של TEVG פותח לאחרונה. השתלים הושתלו שתלי כחציצת וריד נבוב infrarenal בעכברי C57BL / 6. מודל זה משיג תוצאות דומות לאלה שהושגו בחקירה הקלינית שלנו, אבל לאורך זמן כמובן הרבה מקוצר. 

Video: Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

השתלת הלב Heterotopic ב עכברים

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biology

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

היצרות של הכלילי התחתון: מודל מאתר של פקקת ורידים עמוקה

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

Immunology and Infection

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

וריד ביון דגם: מודל מתאים ללמוד patency מעקף

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

ורידי ארנב מודל האינטרפוזיציה מחקה ניתוח מחדש באמצעות שתלי וריד כדי להעריך את היפרפלזיה באמצעות לחץ דם עורקי

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

שחזור מעגל הדם במודל השתלת לב של עכבר בטן

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...