עבודה זו מומנה על ידי OO0G01 להעניק Biosciences לאנרגיה של המכון.

השיטה OLIMP מודגמת על hemicellulose הגדולות להציג את קירות התא של צמחים dicot, xyloglucan, באמצעות endoglucanase כמו glycosylhydrolase. השיטה הוכיחה עם שתילים ארבידופסיס כולו כמקור רקמות הצמח. חומר מטריקס ו אנזימים תאיים ניתן להחליף בהתאם לניתוח המבוקש באמצעות ההליך אותו. 1. קיר בידוד נייד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Five קציר 5 ימים שתילים הישן ארבידופסיס כולו או כמות שווה של החומר הרצוי ולהעביר אותם לתוך צינור התגובה 1.5mL. ודא כי חומר ממוקם בתחתית הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת שני כדורי מתכת 3mm אל הצינור תגובה על גבי המדגם Snap-להקפיא בחנקן נוזלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טוחנים את המדגם קפואים באמצעות כדור הטחנה (02:30 דק &#39;, 25Hz). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1mL אתנול מימית 70% מהמדגם. הסר את כדורי מתכת באמצעות מגנט. וורטקס ביסודיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה מדגם בסל&quot;ד 14,000 עבור 10min כדי גלולה שאריות אלכוהול מסיס המכיל את החומר דופן התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר בזהירות את supernatant על ידי שאיפה. הקפד לא להפריע גלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1mL של פתרון כלורופורם / מתנול (01:01 v / v). וורטקס ביסודיות כדי resuspend גלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה מדגם בסל&quot;ד 14,000 עבור 10 דקות ובזהירות להסיר את supernatant על ידי שאיפה. הקפד לא להפריע גלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הדגימה באמצעות concentrator. </li></ol> 2. Solubilization של אוליגוסכרידים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור solubilization את פוליסכריד בפרט בצורה של אוליגוסכרידים שלה resuspend גלולה יבש 25μl של המאגר המתאים. עבור formate אמוניום endoglucanase 50mm, pH4.5, משמש. הוסף 0.2U של endoglucanase. ההשעיה וורטקס נוזל ספין למטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה המדגם עבור 16h ב 37 ° C באינקובטור, רועד בכל 300rpm. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הממס של לעכל (מים) באמצעות concentrator. </li></ol> 3. MALDI-TOF ניתוח של אוליגוסכרידים שוחרר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> BioRex MSZ בתמורה 501 קטיון חרוזים שרף משמשים כדי להסיר מלחים האנזים מן המדגם מעוכל. מצבם חרוזים ידי הצבת aliquot בעמודה ריקה כביסה החרוזים עם כמויות של מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 5-10 חרוזים BioRex המדגם מתעכל מיובשים. ואז להוסיף מים 10μl, עבור כמויות קטנות יותר של חומר 5μl המים עשויים לשמש. לטבול את החרוזים בפתרון על ידי לחיצה קצרה מסובב את הצינור. דגירה לפחות 10min בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספוט 2μl מטריקס (2,5-dihydroxybenzoic חומצה (DHB), 10mg/ml במים) לצלחת יעד MALDI. להתאדות המטריצה ​​ממס תחת ואקום המוביל גבישים כימיים הומוגני מטריצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספוט 2μl הפתרון מדגם desalted על גבי מטריצת הגבישים בצלחת היעד. אם אתה רוצה לזהות מספר גדול של דגימות רק לשמור על תצפית לכל היותר 3min. הפעם מסגרת מבטיח כי הדוגמה הראשונה הבחינו לא יבש עדיין. חכו 2min נוסף כדי להבטיח ערבוב יסודי של מטריקס מחדש מומס ומולקולות מדגם oligosaccharide במדגם הבחין האחרון. לאחר מכן יבש את הצלחת למקד תחת ואקום. תמהיל המדגם / מטריצה ​​צריך להתגבש תוך פחות 1min כדי לאפשר התגבשות הומוגנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים צלחת לתוך היעד ספקטרומטר MALDI-TOF המוני. המכשיר צריך להיות מוגדר במצב reflectron חיובי עם מתח מואץ של 20000V ו עיכוב של 350 ננומטר, את טווח המוני שנבחר צריך להיות 500-3000 דא (עשוי להשתנות תלוי oligomers צפוי). התחל ירי הלייזר ולאסוף 100-200 ספקטרה לפי המדגם, אשר נערך כדי ליצור ספקטרום נציג הממוצע (איור 2 א). יונים המייצג אוליגוסכרידים ספציפי ניתן לזהות על ידי המסה שלהם על יחס תשלום (m / z). עוצמות יון (גובה שיא) של כל היונים של עניין יש להוסיף עד 100% וכתוצאה מכך השפע היחסי של כל oligosaccharide במדגם (2B איור). </li></ol> 4. בניתוח OLIMP באתרו OLIMP יכול לשמש גם ישירות על רקמת השמטת כל צעד בהכנת הקיר. כדוגמה מולבן hypocotyls של ארבידופסיס כמקור רקמות הצמח משמשים. שוב, endoglucanase משמש כדי לקבוע את המבנה של xyloglucan hemicelluloses. אנזימים וחומרים רקמה ניתן להחליף בהתאם לניתוח המבוקש באמצעות ההליך אותו. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קציר שתיל מולבן ולמקם אותו לצלחת MALDI ריק היעד ולתת הנבט יבש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 0.5μl endoglucanase (0.4U/μl, מומס formate אמוניום 50mm, pH4.5) על הנבט יבש במיקום הרצוי. ודא כי ירידה אנזים נוגע חלקית את הצלחת היעד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צלחת היעד MALDI בכלי סגור עם לחות להרוות להימנע כי הירידה אנזים מתייבש. דגירה את הצלחת בחדר עבור 16 שעות ב 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הצלחת היעד MALDI עם רקמות הצמח לבין ירידה אנזים תחת ואקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 0.5μl מטריקס (DHB: 10 מ&quot;ג / ליטר) על גבי כל מקום אנזים יבשים. תן לזה לעמוד 2min. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הצלחת היעד MALDI תחת ואקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח דגימות עם MALDI-TOF. מניחים צלחת עם רקמת היעד ואת המקום אנזים / מטריקס (ים) לתוך הספקטרומטר MALDI-TOF המוני. המכשיר צריך להיות מוגדר במצב reflectron חיובי עם מתח מואץ של 20000V ו עיכוב של 350 ננומטר, את טווח המוני שנבחר צריך להיות 500-3000 דא (עשוי להשתנות תלוי oligomers צפוי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל ירי הלייזר על גבי המטריצה ​​/ מדגם גבישים הבא לרקמה. הקפד לא לפגוע ברקמה עצמה, במקרה כזה את זמן הטיסה של מולקולות יהיה משם. איסוף סביב 20-50 ספקטרה לכל נקודה, אשר מופקים כדי ליצור ספקטרום נציג הממוצע (איור 3). יונים המייצג אוליגוסכרידים ספציפי ניתן לזהות על ידי המסה שלהם על יחס תשלום (m / z). עוצמות יון (יון גובה) ניתן לדווח על כל עניין יונים יש להוסיף עד 100% וכתוצאה מכך השפע היחסי של כל אוליגוסכרידים במדגם. </li></ol> 5. נציג תוצאות דוגמה לניתוח OLIMP של xyloglucan hemicelluloses נוכח שתילים ארבידופסיס מוצג באיור 2. בשל הבדלי המסה של יונים לבין האנזים מאופיין היטב ידוע (endoglucanase) סגוליות היונים ניתן להקצות מבנים oligosaccharide ספציפי (איור 2 א). ברור, איזומרים מבניים לא ניתן להבחין. הנחת היסוד לקביעת השפע היחסי של אוליגוסכרידים שונים (תרשים 2B) הוא מפרט המסה שלהם גורם לתגובה דומה מאוד עבור אוליגוסכרידים אלה. כפי שמוצג כאן, כימות OLIMP ניתנת לשחזור מאוד. עם זאת, יש לציין כי חוסנו של השיטה תלויה מאוד האות יחס רעש של יוני oligosaccharide שונים. לדוגמה זיהום עם מלחים או כמויות נמוכות של אוליגוסכרידים יכול להקטין את היחס. ניתוח OLIMP על הרקמה עצמה (בניתוח באתרו) מאפשר לימוד של אזורים קטנים מאוד מוגדרים כולל הכנת המדגם מעט מאוד. בדוגמה המוצגת כאן (איור 3) לא איכותי (יונים זהה) אך הבדלים כמותיים (וריאציה ב בעוצמות יון) נצפו בין הצילומים ואת השורש של רקמות הנבט ארבידופסיס. צירופים של שיטת-OLIMP יכול ובכך להוביל &quot;הדמיה&quot; רקמה. <img src="/files/ftp_upload/2046/2046fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. תרשים זרימה של הליך OLIMP באמצעות שתילים ארבידופסיס כולו כמקור צמח. ראשית, הרקמה macerated קיר התא חומר מוכן (תמונה שונה מן Fujino et al. 10). ואז אוליגוסכרידים של פוליסכריד קיר מסוים משתחררים באמצעות hydrolase ספציפיים. לבסוף, שכיחותם היחסית של אוליגוסכרידים מסיסים נקבעים באמצעות MALDI-TOF ספקטרומטריית מסה. <img src="/files/ftp_upload/2046/2046fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. השפע היחסי של אוליגוסכרידים xyloglucan ב שתילים מולבן מ ארבידופסיס כפי שנקבע על ידי OLIMP. א) נציג xyloglucan oligosaccharide מסה ספקטרום; יון מייצג מבנה oligosaccharide ספציפי, איזומרים מבניים לא ניתן להבחין. ב) בר תרשים מקבילים להגדרה של שפע oligosaccharide יחסית. <img src="/files/ftp_upload/2046/2046fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. בניתוח OLIMP באתרו באמצעות שתילים מולבן של ארבידופסיס כדוגמה. אגל כל אנזים / עיכול (מעגלים צבעוניים) ניתן לנתח באופן עצמאי ספקטרה המונית המקביל ניתן להשיג ולנתח. <img src="/files/ftp_upload/2046/2046fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4. הספקטרום OLIMP של xylan hemicellulose מתקבל על ידי לעכל חומר Miscanthus עלה עם xylanase (Megazyme).

<ol>
	<li>Lerouxel, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+structural+phenotyping+of+plant+cell+wall+mutants+by+enzymatic+oligosaccharide+fingerprinting.">Rapid structural phenotyping of plant cell wall mutants by enzymatic oligosaccharide fingerprinting.</a> Plant Physiology. 130 (4), 1754-1754 (2002).</li><li>Obel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microanalysis+of+plant+cell+wall+polysaccharides.">Microanalysis of plant cell wall polysaccharides.</a> Molecular Plant. 2 (5), 922-922 (2009).</li><li>Mouille, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+trait+loci+analysis+of+primary+cell+wall+composition+in+Arabidopsis.">Quantitative trait loci analysis of primary cell wall composition in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 141 (3), 1035-1035 (2006).</li><li>Bauer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+application+of+a+suite+of+polysaccharide-degrading+enzymes+for+analyzing+plant+cell+walls.">Development and application of a suite of polysaccharide-degrading enzymes for analyzing plant cell walls.</a> PNAS. 103 (30), 11417-11417 (2006).</li><li>Pauly, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+xyloglucan-specific+endo-beta-1,4-glucanase+from+Aspergillus+aculeatus:+expression+cloning+in+yeast,+purification+and+characterization+of+the+recombinant+enzyme.">A xyloglucan-specific endo-beta-1,4-glucanase from Aspergillus aculeatus: expression cloning in yeast, purification and characterization of the recombinant enzyme.</a> Glycobiology. 9 (1), 93-93 (1999).</li><li>Aboughe-Angone, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+wall+carbohydrates+from+fruit+pulp+of+Argania+spinosa:+structural+analysis+of+pectin+and+xyloglucan+polysaccharides.">Cell wall carbohydrates from fruit pulp of Argania spinosa: structural analysis of pectin and xyloglucan polysaccharides.</a> Carbohydr Res. 343 (1), 67-67 (2008).</li><li>Brown, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+five+xylan+synthesis+mutants+reveals+new+insight+into+the+mechanisms+of+xylan+synthesis.">Comparison of five xylan synthesis mutants reveals new insight into the mechanisms of xylan synthesis.</a> Plant Journal. 52 (6), 1154-1154 (2007).</li><li>Lee, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+PARVUS+gene+is+expressed+in+cells+undergoing+secondary+wall+thickening+and+is+essential+for+glucuronoxylan+biosynthesis.">The PARVUS gene is expressed in cells undergoing secondary wall thickening and is essential for glucuronoxylan biosynthesis.</a> Plant Cell Physiol. 48 (12), 1659-1659 (2007).</li><li>Obel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pectin+may+hinder+the+unfolding+of+xyloglucan+chains+during+cell+deformation:+implications+of+the+mechanical+performance+of+Arabidopsis+hypocotyls+with+pectin+alterations.">Pectin may hinder the unfolding of xyloglucan chains during cell deformation: implications of the mechanical performance of Arabidopsis hypocotyls with pectin alterations.</a> Molecular Plant . , (2009).</li><li>Cavalier, D. M., Keegstra, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+xyloglucan+xylosyltransferases+catalyze+the+addition+of+multiple+xylosyl+residues+to+cellohexaose.">Two xyloglucan xylosyltransferases catalyze the addition of multiple xylosyl residues to cellohexaose.</a> Journal of Biological Chemistry. 281 (45), 34197-34197 (2006).</li><li>Leonard, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+an+Arabidopsis+gene+encoding+a+GH95+alpha1,2-fucosidase+active+on+xyloglucan+oligo-+and+polysaccharides.">Identification of an Arabidopsis gene encoding a GH95 alpha1,2-fucosidase active on xyloglucan oligo- and polysaccharides.</a> Phytochemistry. 69 (10), 1983-1983 (2008).</li><li>Cavalier, D. M., Keegstra, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+xyloglucan+xylosyltransferases+catalyze+the+addition+of+multiple+xylosyl+residues+to+cellohexaose.">Two xyloglucan xylosyltransferases catalyze the addition of multiple xylosyl residues to cellohexaose.</a> Journal of Biological Chemistry. 281 (45), 34197-34197 (2006).</li><li>Lee, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+irregular+xylem9+mutant+is+deficient+in+xylan+xylosyltransferase+activity.">The irregular xylem9 mutant is deficient in xylan xylosyltransferase activity.</a> Plant and Cell Physiology. 48 (11), 1624-1624 (2007).</li><li>Iglesias, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoplastic+glycosidases+active+against+xyloglucan+oligosaccharides+of+Arabidopsis+thaliana.">Apoplastic glycosidases active against xyloglucan oligosaccharides of Arabidopsis thaliana.</a> Plant and Cell Physiology. 47 (1), 55-55 (2006).</li><li>Fujino, T., Sone, Y., Mitsuishi, Y., Itoh, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+cross-links+between+cellulose+microfibrils,+and+their+occurrence+during+elongation+growth+in+pea+epicotyl.">Characterization of cross-links between cellulose microfibrils, and their occurrence during elongation growth in pea epicotyl.</a> Plant Cell Physiol. 41 (4), 486-486 (2000).</li><li>Vanzin, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mur2+mutant+of+Arabidopsis+thaliana+lacks+fucosylated+xyloglucan+because+of+a+lesion+in+fucosyltransferase+AtFUT1.">The mur2 mutant of Arabidopsis thaliana lacks fucosylated xyloglucan because of a lesion in fucosyltransferase AtFUT1.</a> PNAS. 99 (5), 3340-3340 (2002).</li><li>Cavalier, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disrupting+two+Arabidopsis+thaliana+xylosyltransferase+genes+results+in+plants+deficient+in+xyloglucan,+a+major+primary+cell+wall+component.">Disrupting two Arabidopsis thaliana xylosyltransferase genes results in plants deficient in xyloglucan, a major primary cell wall component.</a> Plant Cell. 20 (6), 1519-1519 (2008).</li><li>Hilz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+liquid+chromatography,+capillary+electrophoresis,+and+mass+spectrometry+methods+to+determine+xyloglucan+structures+in+black+currants.">A comparison of liquid chromatography, capillary electrophoresis, and mass spectrometry methods to determine xyloglucan structures in black currants.</a> Journal of Chromatography A. 1133 (1-2), 275-275 (2006).</li><li>Pauly, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+the+mur1+mutation+on+xyloglucans+produced+by+suspension-cultured+Arabidopsis+thaliana+cells.">Effects of the mur1 mutation on xyloglucans produced by suspension-cultured Arabidopsis thaliana cells.</a> Planta. 214 (1), 67-67 (2001).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

השיטה המוצגת כאן OLIMP מאפשר ניתוח רגיש מאוד ומהירה של פולימרים נוכח מטריצות תאיים. OLIMP משלב את שחרור האנזימטית של oligomers עם ניתוח MALDI-TOF הבאים. הדור של הספקטרום MALDI-TOF לוקח פחות מדקה, ולכן OLIMP מתאים למגוון רחב של יישומים, כולל תפוקה גבוהה מחקרים כגון מסכי מוטציה. OLIMP אינו מוגבל סוכרים צמח אך עלולה להיות מיושם על מגוון רחב של פולימרים, מוגבל רק על ידי הזמינות של אנזימים hydrolytic ספציפיים. עם זאת, מגבלה של OLIMP הוא שפע מוחלט של הפולימר לא ניתן להשיג. כפי שהוזכר קודם לכן OLIMP ניתן להשתמש כדי ללמוד את המבנה של מגוון רחב של סוכרים המצויים המטריצה ​​תאיים של מגוון המינים. כדוגמה, איור 4 מייצג ספקטרום OLIMP של hemicellulose העיקרי מינים הדשא, xylan. כאן, דופן התא חומר הנגזר הדשא Miscanthus ממוזג היה מתעכל באמצעות xylanase.

<table><tbody><tr><td>2,5-dihydroxybenzoic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>37550</td><td>10mg/mL in water</td></tr><tr><td>BioRex MSZ 501(D) Resin</td><td>Bio-Rad</td><td>142-7425</td><td></td></tr><tr><td>Endoglucanase</td><td>Megazyme</td><td>E-CELTR</td><td></td></tr><tr><td>Xylanase M6</td><td>Megazyme</td><td>E-XYRU6</td><td></td></tr><tr><td>3mm metal balls</td><td>Retsch</td><td>22.455.0011</td><td></td></tr><tr><td>Beat mill</td><td>Retsch</td><td>Mixer Mill MM400</td><td></td></tr><tr><td>MALDI-TOF</td><td>Shimadzu Corporation</td><td>Axima Performance</td><td></td></tr><tr><td>MALDI target plate</td><td>Kratos Analytical</td><td>DE4555TA</td><td></td></tr><tr><td>SpeedVac</td><td>Eppendorf</td><td>Vacufuge 5301</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum manifold</td><td>EMD Millipore</td><td>MSVMHTS00</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum pump</td><td>Welch Allyn</td><td>DryFast Ultra 2032</td><td></td></tr></tbody></table>

oligo mass profiling (olimp) of extracellular polysaccharides

מגע ישיר של תאים בסביבה מתווכת באורגניזמים רבים על ידי מטריקס תאיים. היבט אחד משותף של מטריצות תאיים היא שהם מכילים סוכר moieties מורכבים בצורה של גליקופרוטאינים, proteoglycans, ו / או סוכרים. דוגמאות כוללות את תאי מטריקס של בני אדם ותאי בעלי חיים המורכב בעיקר חלבונים proteoglycans או סיבי פוליסכריד המבוסס קירות התא של צמחים ופטריות, ואת proteoglycan / glycolipid קירות התא של חיידקים מבוסס. כל glycostructures אלו ממלאים תפקידים חיוניים בתא אל התא תקשורת התא אל הסביבה איתות. דוגמה יוצאת דופן של מטריצה ​​מורכבת תאיים קיים קירות בתאי צמח גבוה יותר. הקיר שלהם מורכב רובו ככולו של סוכרים, עד 75% ממשקלה היבש, והוא מורכב biopolymers הנפוץ ביותר כיום על פני כדור הארץ. לכן, המחקר נערך כיצד לנצל את החומרים האלה בצורה הטובה ביותר משאב פחמן ניטרלי מתחדשת להחליף פטרוכימיה שמקורם בדלק מחצבי. האתגר העיקרי לגיור דלק נשאר סרבנות קירות השפלה אנזימטית או כימי בשל glycostructures ייחודי נוכח biocomposite ייחודי זה. כאן, אנו מציגים שיטה לניתוח מהיר ורגיש של תא צמח glycostructures הקיר. שיטה זו המוניים אוליגו Profiling (OLIMP) מבוססת על שחרורו האנזימטית של אוליגוסכרידים מחומרים הקיר בהנחיית glycosylhydrolases ספציפיים ניתוח בדיעבד של תערובות oligosaccharide solubilized באמצעות מטריצה ​​בעזרת לייזר desorption / יינון הזמן של הטיסה ספקטרומטריית מסה (MALDI-TOF/MS ) 1 (איור 1). OLIMP דורש קירות רק 5000 תאים לניתוח מלא, ניתן לבצע על הרקמה עצמה 2, ניתנת תפוקה גבוהה ניתוחים 3. אמנם הסכום המוחלט של אוליגוסכרידים solubilized לא ניתן לקבוע על ידי OLIMP השפע היחסי של יונים oligosaccharide השונים ניתן התחום מן הספקטרום המונית נותן תובנות לגבי דפוס, החלפה של פוליסכריד הילידים נוכח הקיר. OLIMP ניתן להשתמש כדי לנתח מגוון רחב של פולימרים הקיר, מוגבל רק על ידי הזמינות של אנזימים ספציפיים 4. לדוגמה, לניתוח של פולימרים הנמצאים בתא אנזימים צמחיים הקיר זמינים לנתח את xyloglucan hemicelluloses באמצעות xyloglucanase 5, 11, 12, 13, xylan באמצעות Endo-β-(1-4), xylanase 6,7 , או סוכרים pectic באמצעות שילוב של polygalacturonase לבין methylesterase 8. יתר על כן, באמצעות אותם עקרונות של OLIMP glycosylhydrolase ואפילו פעילויות glycosyltransferase ניתן לנטר נקבע 9.

Watch this Scientific Journal Video about OLIgo Mass Profiling OLIMP of Extracellular Polysaccharides at JoVE.com

OLIgo Mass Profiling OLIMP of Extracellular Polysaccharides

הדרך המהירה מתואר להשיג תובנות מבנה סוכרים מטריקס תאיים. השיטה מנצלת את הייחודיות של glycosylhydrolases ואת הרגישות של ספקטרומטריית מסה המאפשר כמויות זעירות של חומרים כדי להיות מנותח. טכניקה זו ניתנת להתאמה כדי לשמש ישירות על הרקמה עצמה.

אוליגו פרופיל המוניים (OLIMP) של סוכרים תאית

The direct contact of cells to the environment is mediated in many organisms by an extracellular matrix. One common aspect of extracellular matrices is ...

oligo-mass-profiling-olimp-of-extracellular-polysaccharides

Research

JoVE Journal

Biology

OLIgo Mass Profiling (OLIMP) of Extracellular Polysaccharides

13.6K Views.  University of California, Berkeley. הדרך המהירה מתואר להשיג תובנות מבנה סוכרים מטריקס תאיים. השיטה מנצלת את הייחודיות של glycosylhydrolases ואת הרגישות של ספקטרומטריית מסה המאפשר כמויות זעירות של חומרים כדי להיות מנותח. טכניקה זו ניתנת להתאמה כדי לשמש ישירות על הרקמה עצמה.

Video: OLIgo Mass Profiling OLIMP of Extracellular Polysaccharides

Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of biological samples. Similar approaches, that would allow in-depth analysis of the glycans carried by glycoproteins resolved by SDS-PAGE, require special considerations in order to maximize recovery and sensitivity when using mass spectrometry (MS) as the detection method. A major hurdle to be overcome in achieving high-quality data is the removal of gel-derived contaminants that interfere with MS analysis. The sample workflow presented here is robust, efficient, and eliminates the need for in-line HPLC clean-up prior to MS. Gel pieces containing target proteins are washed in acetonitrile, water, and ethyl acetate to remove contaminants, including polymeric acrylamide fragments. O-linked glycans are released from target proteins by in-gel reductive &#946;-elimination and recovered through robust, simple clean-up procedures. An advantage of this workflow is that it improves sensitivity for detecting and characterizing sulfated glycans. These procedures produce an efficient separation of sulfated permethylated glycans from non-sulfated (sialylated and neutral) permethylated glycans by a rapid phase-partition prior to MS analysis, and thereby enhance glycomic and sulfoglycomic analyses of glycoproteins resolved by SDS-PAGE.

In order to comprehensively explore the diversity of O-linked glycans, a new procedure for in-gel reductive &#946;-elimination, combined with permethylation and a rapid phase-partition method, is applied to the analysis of O-linked glycans directly released from glycoproteins resolved by SDS-PAGE and amenable to subsequent glycomic analysis by mass spectrometry.

השתפר בג&#39;ל Sulfo-glycomics β-ביעור עבור מקיף O צמוד וReductive ידי ספקטרומטריית מסה

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of ...

Chemistry

Glycoproteomics of the Extracellular Matrix: A Method for Intact Glycopeptide Analysis Using Mass Spectrometry

Fibrosis is a hallmark of many cardiovascular diseases and is associated with the exacerbated secretion and deposition of the extracellular matrix (ECM). Using proteomics, we have previously identified more than 150 ECM and ECM-associated proteins in cardiovascular tissues. Notably, many ECM proteins are glycosylated. This post-translational modification affects protein folding, solubility, binding, and degradation. We have developed a sequential extraction and enrichment method for ECM proteins that is compatible with the subsequent liquid chromatography tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) analysis of intact glycopeptides. The strategy is based on sequential incubations with NaCl, SDS for tissue decellularization, and guanidine hydrochloride for the solubilization of ECM proteins. Recent advances in LC-MS/MS include fragmentation methods, such as combinations of higher-energy collision dissociation (HCD) and electron transfer dissociation (ETD), which allow for the direct compositional analysis of glycopeptides of ECM proteins. In the present paper, we describe a method to prepare the ECM from tissue samples. The method not only allows for protein profiling but also the assessment and characterization of glycosylation by MS analysis.

This paper describes a methodology to prepare cardiovascular tissue samples for MS analysis that allows for (1) the analysis of ECM protein composition, (2) the identification of glycosylation sites, and (3) the compositional characterization of glycan forms. This methodology can be applied, with minor modifications, to the study of the ECM in other tissues.

Glycoproteomics של מטריקס: שיטה Intact ניתוח Glycopeptide באמצעות ספקטרומטריית מסה

Fibrosis is a hallmark of many cardiovascular diseases and is associated with the exacerbated secretion and deposition of the extracellular matrix (ECM). ...

Biochemistry

Structural Characterization of Mannan Cell Wall Polysaccharides in Plants Using PACE

Plant cell wall polysaccharides are notoriously difficult to analyze, and most methods require expensive equipment, skilled operators, and large amounts of purified material. Here, we describe a simple method for gaining detailed polysaccharide structural information, including resolution of structural isomers. For polysaccharide analysis by gel electrophoresis (PACE), plant cell wall material is hydrolyzed with glycosyl hydrolases specific to the polysaccharide of interest (e.g., mannanases for mannan). Large format polyacrylamide gels are then used to separate the released oligosaccharides, which have been fluorescently labeled. Gels can be visualized with a modified gel imaging system (see Table of Materials). The resulting oligosaccharide fingerprint can either be compared qualitatively or, with replication, quantitatively. Linkage and branching information can be established using additional glycosyl hydrolases (e.g., mannosidases and galactosidases). Whilst this protocol describes a method for analyzing glucomannan structure, it can be applied to any polysaccharide for which characterized glycosyl hydrolases exist. Alternatively, it can be used to characterize novel glycosyl hydrolases using defined polysaccharide substrates.

A protocol for the structural analysis of polysaccharides by gel electrophoresis (PACE), using mannan as an example, is described.

אפיון מבניים של מנן פוליסכרידים דופן התא בצמחים באמצעות קצב

Plant cell wall polysaccharides are notoriously difficult to analyze, and most methods require expensive equipment, skilled operators, and large amounts ...

Sequencing of Plant Wall Heteroxylans Using Enzymic, Chemical (Methylation) and Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques

This protocol describes the specific techniques used for the characterization of reducing end (RE) and internal region glycosyl sequence(s) of heteroxylans. De-starched wheat endosperm cell walls were isolated as an alcohol-insoluble residue (AIR)1 and sequentially extracted with water (W-sol Fr) and 1 M KOH containing 1% NaBH4 (KOH-sol Fr) as described by Ratnayake et al. (2014)2. Two different approaches (see summary in Figure 1) are adopted. In the first, intact W-sol AXs are treated with 2AB to tag the original RE backbone chain sugar residue and then treated with an endoxylanase to generate a mixture of 2AB-labelled RE and internal region reducing oligosaccharides, respectively. In a second approach, the KOH-sol Fr is hydrolyzed with endoxylanase to first generate a mixture of oligosaccharides which are subsequently labelled with 2AB. The enzymically released ((un)tagged) oligosaccharides from both W- and KOH-sol Frs are then methylated and the detailed structural analysis of both the native and methylated oligosaccharides is performed using a combination of MALDI-TOF-MS, RP-HPLC-ESI-QTOF-MS and ESI-MSn. Endoxylanase digested KOH-sol AXs are also characterized by nuclear magnetic resonance (NMR) that also provides information on the anomeric configuration. These techniques can be applied to other classes of polysaccharides using the appropriate endo-hydrolases.

Sequencing of Plant Wall Heteroxylans Using Enzymic, Chemical Methylation and Physical Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance Techniques

This protocol describes the specific techniques used for the structural characterization of reducing end (RE) and internal region glycosyl sequence(s) of heteroxylans by tagging the RE with 2 aminobenzamide prior to enzymatic (endoxylanase) hydrolysis and then analysis of the resultant oligosaccharides using mass spectrometry (MS) and nuclear magnetic resonance (NMR).

רצף של הצמח קיר Heteroxylans שימוש enzymic, כימית (מתילציה) הפיזיקליים (ספקטרומטריית מסה, תהודה מגנטית גרעינית) טכניקות

This protocol describes the specific techniques used for the characterization of reducing end (RE) and internal region glycosyl sequence(s) of ...

Mass Spectrometric Analysis of Glycosphingolipid Antigens

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes such as embryonic development, signal transduction, and immune receptor recognition1-2. They contain complex sugar moieties in the form of isomers, and lipid moieties with variations including fatty acyl chain length, unsaturation, and hydroxylation. Both carbohydrate and ceramide portions may be basis of biological significance. For example, tri-hexosylceramides include globotriaosylceramide (Gal&alpha;4Gal&beta;4Glc&beta;1Cer) and isoglobotriaosylceramide (Gal&alpha;3Gal&beta;4Glc&beta;1Cer), which have identical molecular masses but distinct sugar linkages of carbohydrate moiety, responsible for completely different biological functions3-4. In another example, it has been demonstrated that modification of the ceramide part of alpha-galactosylceramide, a potent agonist ligand for invariant NKT cells, changes their cytokine secretion profiles and function in animal models of cancer and auto-immune diseases5. The difficulty in performing a structural analysis of isomers in immune organs and cells serve as a barrier for determining many biological functions6.
Here, we present a visualized version of a method for relatively simple, rapid, and sensitive analysis of glycosphingolipid profiles in immune cells7-9. This method is based on extraction and chemical modification (permethylation, see below Figure 5A, all OH groups of hexose were replaced by MeO after permethylation reaction) of glycosphingolipids10-15, followed by subsequent analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF/MS) and ion trap mass spectrometry. This method requires 50 million immune cells for a complete analysis. The experiments can be completed within a week. The relative abundance of the various glycosphingolipids can be delineated by comparison to synthetic standards. This method has a sensitivity of measuring 1% iGb3 among Gb3 isomers, when 2 fmol of total iGb3/Gb3 mixture is present9.
Ion trap mass spectrometry can be used to analyze isomers. For example, to analyze the presence of globotriaosylceramide and isoglobtriaosylceramide in the same sample, one can use the fragmentation of glycosphingolipid molecules to structurally discriminate between the two (see below Figure 5). Furthermore, chemical modification of the sugar moieties (through a permethylation reaction) improves the ionization and fragmentation efficiencies for higher sensitivity and specificity, and increases the stability of sialic acid residues. The extraction and chemical modification of glycosphingolipids can be performed in a classic certified chemical hood, and the mass spectrometry can be performed by core facilities with ion trap MS instruments.

A specific and sensitive method to gain insight into the expression profile of glycosphingolipid antigens in immune organs and cells is described. The method takes advantage of the ion trap mass spectrometry allowing step-wise fragmentation of glycosphingolipid molecules for structural analysis in comparison to chemically synthesized standards.

ניתוח ספקטרומטריה של אנטיגנים Glycosphingolipid

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes ...

Immunology and Infection

Looking Outwards: Isolation of Cyanobacterial Released Carbohydrate Polymers and Proteins

Cyanobacteria can actively secrete a wide range of biomolecules into the extracellular environment, such as heteropolysaccharides and proteins. The identification and characterization of these biomolecules can improve knowledge about their secretion pathways and help to manipulate them. Furthermore, some of these biomolecules are also interesting in terms of biotechnological applications. Described here are two protocols for easy and rapid isolation of cyanobacterial released carbohydrate polymers and proteins. The method for isolation of released carbohydrate polymers is based on conventional precipitation techniques of polysaccharides in aqueous solutions using organic solvents. This method preserves the characteristics of the polymer and simultaneously avoids the presence of contaminants from cell debris and culture medium. At the end of the process, the lyophilized polymer is ready to be used or characterized or can be subjected to further rounds of purification, depending on the final intended use. Regarding the isolation of the cyanobacterial exoproteome, the technique is based on the concentration of the cell-free medium after removal of the major contaminants by centrifugation and filtration. This strategy allows for reliable isolation of proteins that reach the extracellular milieu via membrane transporters or outer membrane vesicles. These proteins can be subsequently identified using standard mass spectrometry techniques. The protocols presented here can be applied not only to a wide range of cyanobacteria, but also to other bacterial strains. Furthermore, these procedures can be easily tailored according to the final use of the products, purity degree required, and bacterial strain.

Here, protocols for the isolation of cyanobacterial released carbohydrate polymers and isolation of their exoproteomes are described. Both procedures embody key steps to obtain polymers or proteins with high purity degrees that can be used for further analysis or applications. They can also be easily adapted according to specific user needs.

מבט כלפי חוץ: בידוד של Cyanobacterial שוחרר פולימרים פחמימות וחלבונים

Cyanobacteria can actively secrete a wide range of biomolecules into the extracellular environment, such as heteropolysaccharides and proteins. The ...

Polysome Profiling without Gradient Makers or Fractionation Systems

Polysome fractionation by sucrose density gradient centrifugation is a powerful tool that can be used to create ribosome profiles, identify specific mRNAs being translated by ribosomes, and analyze polysome associated factors. While automated gradient makers and gradient fractionation systems are commonly used with this technique, these systems are generally expensive and can be cost-prohibitive for laboratories that have limited resources or cannot justify the expense due to their infrequent or occasional need to perform this method for their research. Here, a protocol is presented to reproducibly generate polysome profiles using standard equipment available in most molecular biology laboratories without specialized fractionation instruments. Moreover, a comparison of polysome profiles generated with and without a gradient fractionation system is provided. Strategies to optimize and produce reproducible polysome profiles are discussed. Saccharomyces cerevisiae is utilized as a model organism in this protocol. However, this protocol can be easily modified and adapted to generate ribosome profiles for many different organisms and cell types.

This protocol describes how to generate a polysome profile without using automated gradient makers or gradient fractionation systems.

פרופיל פוליזום ללא יצרני שיפועים או מערכות פיצול

Polysome fractionation by sucrose density gradient centrifugation is a powerful tool that can be used to create ribosome profiles, identify specific mRNAs ...

N-glycan Profiling of Glycoproteins by Hydrophilic Interaction Liquid Chromatography with Fluorescence and Mass Spectrometric Detection

Glycosylation is a vital modification found in proteins. N-glycan profiling of glycoproteins is required to detect novel biomarker candidates and determine glycan alterations in diseases. Most commercially available biopharmaceutical proteins are glycoproteins. The efficacy of these drugs is affected by glycosylation patterns. Therefore, an in-depth characterization method for the N-glycans is necessary. Here, we present a comprehensive approach for qualitative and quantitative analysis of N-glycans using hydrophilic interaction liquid chromatography equipped with fluorescence detection and tandem mass spectrometry (HILIC-FLD-MS/MS). N-glycans were released from glycoproteins with a facile method and labeled by a procainamide fluorophore tag in the strategy. Subsequently, the procainamide labeled N-glycans were analyzed by a HILIC-FLD-MS/MS technique. In this approach, N-glycan structures were confirmed by the tandem mass spectrometric analysis, whereas fluorescence detection was used for the quantitative analysis. An application for data analysis of the detected N-glycan peaks is described in the study. This protocol can be applied to any glycoprotein extracted from various species.

N-glycan Profiling of Glycoproteins by Hydrophilic Interaction Liquid Chromatography with Fluorescence and Mass Spectrometric Detection

N-glycan profiling of glycoproteins is essential for discovering novel biomarkers and understanding glycan functions in cellular events. Additionally, N-glycan analysis of protein biopharmaceuticals is very important for human use. In this current article, a high-throughput strategy for identifying and quantifying N-glycan structures was presented using the HILIC-FLD-MS/MS technique.

Glycosylation is a vital modification found in proteins. N-glycan profiling of glycoproteins is required to detect novel biomarker candidates and ...

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the raw materials for human societies (e.g. wood, paper, textile and biofuel industries)1,2. However, understanding the biosynthesis and function of these components remains challenging.
Cell wall glycans are chemically and conformationally diverse due to the complexity of their building blocks, the glycosyl residues. These form linkages at multiple positions and differ in ring structure, isomeric or anomeric configuration, and in addition, are substituted with an array of non-sugar residues. Glycan composition varies in different cell and/or tissue types or even sub-domains of a single cell wall3. Furthermore, their composition is also modified during development1, or in response to environmental cues4.
In excess of 2,000 genes have Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans been predicted to be involved in cell wall glycan biosynthesis and modification in Arabidopsis5. However, relatively few of the biosynthetic genes have been functionally characterized 4,5. Reverse genetics approaches are difficult because the genes are often differentially expressed, often at low levels, between cell types6. Also, mutant studies are often hindered by gene redundancy or compensatory mechanisms to ensure appropriate cell wall function is maintained7. Thus novel approaches are needed to rapidly characterise the diverse range of glycan structures and to facilitate functional genomics approaches to understanding cell wall biosynthesis and modification.
Monoclonal antibodies (mAbs)8,9 have emerged as an important tool for determining glycan structure and distribution in plants. These recognise distinct epitopes present within major classes of plant cell wall glycans, including pectins, xyloglucans, xylans, mannans, glucans and arabinogalactans. Recently their use has been extended to large-scale screening experiments to determine the relative abundance of glycans in a broad range of plant and tissue types simultaneously9,10,11.
Here we present a microarray-based glycan screening method called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) (Figures 1 &amp; 2)10,11 that enables multiple samples (100 sec) to be screened using a miniaturised microarray platform with reduced reagent and sample volumes. The spot signals on the microarray can be formally quantified to give semi-quantitative data about glycan epitope occurrence. This approach is well suited to tracking glycan changes in complex biological systems12 and providing a global overview of cell wall composition particularly when prior knowledge of this is unavailable.

A technique called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) for the characterisation of plant cell wall glycans is described. This method combines the specificity of monoclonal antibodies directed to defined glycan-epitopes with a miniature microarray analytical platform allowing screening of glycan occurrence in a broad range of biological contexts.

Profiling glycan של פולימרי דופן תא צמח באמצעות מערכים

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the ...

Automated Modular High Throughput Exopolysaccharide Screening Platform Coupled with Highly Sensitive Carbohydrate Fingerprint Analysis

Many microorganisms are capable of producing and secreting exopolysaccharides (EPS), which have important implications in medical fields, food applications or in the replacement of petro-based chemicals. We describe an analytical platform to be automated on a liquid handling system that allows the fast and reliable analysis of the type and the amount of EPS produced by microorganisms. It enables the user to identify novel natural microbial exopolysaccharide producers and to analyze the carbohydrate fingerprint of the corresponding polymers within one day in high-throughput (HT). Using this platform, strain collections as well as libraries of strain variants that might be obtained in engineering approaches can be screened. The platform has a modular setup, which allows a separation of the protocol into two major parts. First, there is an automated screening system, which combines different polysaccharide detection modules: a semi-quantitative analysis of viscosity formation via a centrifugation step, an analysis of polymer formation via alcohol precipitation and the determination of the total carbohydrate content via a phenol-sulfuric-acid transformation. Here, it is possible to screen up to 384 strains per run. The second part provides a detailed monosaccharide analysis for all the selected EPS producers identified in the first part by combining two essential modules: the analysis of the complete monomer composition via ultra-high performance liquid chromatography coupled with ultra violet and electrospray ionization ion trap detection (UHPLC-UV-ESI-MS) and the determination of pyruvate as a polymer substituent (presence of pyruvate ketal) via enzymatic oxidation that is coupled to a color formation. All the analytical modules of this screening platform can be combined in different ways and adjusted to individual requirements. Additionally, they can all be handled manually or performed with a liquid handling system. Thereby, the screening platform enables a huge flexibility in order to identify various EPS.

We present an automated modular high-throughput-method for the identification and characterization of microbial exopolysaccharides in small scale. This method combines a fast preselection to analyze the total amount of secreted polysaccharides with a detailed carbohydrate fingerprint to enable the fast screening of newly isolated bacterial strains or entire strain collections.

אוליגו פרופיל המוניים (OLIMP) של סוכרים תאית

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

השתפר בג'ל Sulfo-glycomics β-ביעור עבור מקיף O צמוד וReductive ידי ספקטרומטריית מסה

Glycoproteomics של מטריקס: שיטה Intact ניתוח Glycopeptide באמצעות ספקטרומטריית מסה

אפיון מבניים של מנן פוליסכרידים דופן התא בצמחים באמצעות קצב

רצף של הצמח קיר Heteroxylans שימוש enzymic, כימית (מתילציה) הפיזיקליים (ספקטרומטריית מסה, תהודה מגנטית גרעינית) טכניקות

ניתוח ספקטרומטריה של אנטיגנים Glycosphingolipid

מבט כלפי חוץ: בידוד של Cyanobacterial שוחרר פולימרים פחמימות וחלבונים

פרופיל פוליזום ללא יצרני שיפועים או מערכות פיצול

N-glycan Profiling of Glycoproteins by Hydrophilic Interaction Liquid Chromatography with Fluorescence and Mass Spectrometric Detection

Profiling glycan של פולימרי דופן תא צמח באמצעות מערכים

פלטפורמה הגבוהה הקרנת מודולרי האוטומטי תפוקת Exopolysaccharide בשילוב עם ניתוח רגיש מאוד טביעות אצבע פחמימות