Système microphysiologique cardiaque pour l’étude de la propagation du Ca²⁺ par stimulation optique non génétique

L’utilisation de la lumière pour contrôler les cellules et les tissus cardiaques permet une stimulation sans contact, préservant ainsi l’état et la fonction naturels des cellules, ce qui en fait une approche précieuse pour la recherche fondamentale et les applications thérapeutiques.

Les modèles microphysiologiques cardiaques in vitro sont très fiables pour la recherche scientifique, le développement de médicaments et les applications médicales. Bien que largement acceptés par la communauté scientifique, ces systèmes sont encore limités en longévité en raison de l’absence de techniques de stimulation non invasives. Les phototransducteurs fournissent une méthode de stimulation efficace, offrant une approche sans fil avec une résolution temporelle et spatiale élevée tout en minimisant l’invasivité dans les processus de stimulation. Dans ce manuscrit, nous présentons une méthode entièrement optique pour stimuler et détecter l’activité d’un modèle microphysiologique cardiaque in vitro. Plus précisément, nous avons fabriqué des tissus anisotropes laminaires modifiés en ensemenceant des cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme (hiPSC-CM) générés dans une culture en suspension de bioréacteur 3D. Nous avons utilisé un phototransducteur, un dérivé amphiphile d’azobenzène, nommé Ziapin2, pour la stimulation et un colorant Ca²⁺ (X-Rhod 1) pour surveiller la réponse du système. Les résultats démontrent que Ziapin2 peut photomoduler les réponses Ca²⁺ dans le système utilisé sans compromettre l’intégrité, la viabilité ou le comportement des tissus. De plus, nous avons montré que l’approche de stimulation basée sur la lumière offre une résolution similaire à celle de la stimulation électrique, la référence actuelle. Dans l’ensemble, ce protocole ouvre des perspectives prometteuses pour l’application de Ziapin2 et de la photostimulation à base de matériaux dans la recherche cardiaque.

L’utilisation de la lumière pour stimuler les cellules et les tissus vivants est en train de changer la donne dans la recherche biomédicale, offrant des capacités de stimulation sans contact avec une résolution temporelle et spatiale précise 1,2,3,4,5,6. L’optogénétique, qui consiste à modifier génétiquement les cellules pour exprimer des canaux ioniques sensibles à la lumière^ou des pompes ^7,8. Cette approche a démontré une efficacité impressionnante dans la régulation des cellules des tissus vivants ; Cependant, sa dépendance au transfert de gènes viraux a entravé son adoption généralisée dans la recherche et les applications cliniques.

Pour surmonter cette limitation, des matériaux organiques et inorganiques ont été utilisés comme transducteurs sensibles à la lumière pour développer des techniques de stimulation non génétiques, basées sur des matériaux, médiées par la lumière ^9,10. Les phototransducteurs organiques nanostructurés 11,12,13,14,15 ont récemment démontré un succès remarquable dans le déclenchement de réponses cellulaires dans diverses applications, notamment les neurones, les cardiomyocytes et les cellules musculaires squelettiques.

Ici, nous proposons Ziapin2^16,17,18, un dérivé d’azobenzène, pour étudier la propagation du Ca²⁺ dans les tissus cardiaques laminaires modifiés. La structure amphiphile de la molécule permet un ciblage précis de la membrane plasmique cellulaire, tandis que le noyau d’azobenzène permet l’isomérisation induite par la lumière, conduisant à son changement de conformation 16,17,18. Dans les cellules cardiaques, cette isomérisation trans-to-cis modifie l’épaisseur de la membrane plasmique, induisant une cascade d’effets qui génère un potentiel d’action, qui à son tour déclenche le processus d’excitation-contraction 19,20,21.

De plus, nous décrivons le processus de fabrication d’une plate-forme conçue pour la croissance anisotrope du tissu cardiaque²² et détaillons le dispositif expérimental utilisé pour le déclenchement optique et la surveillance de son activité, en mettant l’accent sur l’acquisition de la dynamique Ca²⁺ dans le tissu^23,24. Enfin, nous comparons les signaux acquis avec ceux obtenus par stimulation électrique, qui est considérée comme l’étalon de référence. Dans l’ensemble, ce protocole met en évidence l’application d’un nouveau transducteur sensible à la lumière pour faire progresser notre compréhension du comportement cellulaire cardiaque, en particulier dans le contexte des tissus modifiés.

La culture de cellules souches pluripotentes humaines (hiPSC) utilisée est une lignée iPSC humaine mâle de type sauvage qui héberge un système CRISPR/Cas9 inductible par la doxycycline (Dox), créé en introduisant CAGrtTA ::TetO-Cas9 dans le locus AAVS1 (Addgene : #73500). L’étude a été menée conformément aux protocoles approuvés par le Boston Children’s Hospital Institutional Review Board. Le consentement éclairé a été obtenu des patients avant leur participation à l’étude. La génération de cardiomyocytes dérivés de hiPSC (hiPSC-CM) a été induite comme décrit précédemment^25,26. Le protocole sera brièvement résumé dans la section suivante :

1. Génération et préparation de cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites humaines

1. Laver une fois les hiPSC cultivés dans des flacons T75 avec du PBS. Détacher les cellules en les incubant avec l’agent chélateur Versene pendant 10 à 15 minutes et les ensemencer dans des récipients de bioréacteur prétraités avec une solution à 1 % de surfactant non ionique à une densité de 50 millions d’IPSC/récipient dans 100 mL de milieu E8 complété par un inhibiteur de ROCK Y-27632 de 10 μM.
2. Réglez les paramètres suivants du bioréacteur : agitation 60 tr/min, température 37 °C, pH 7 et gazage de recouvrement (O₂ et CO₂) à 3 L/h standard.
3. Après 1 jour de culture, confirmer que le diamètre du corps embryoïde (EB) a atteint 100-300 μm et traiter les cellules avec un milieu RPMI basique (milieu RPMI 1640 complété par B27 moins insuline), contenant 7 μM CHIR99021 pendant 24 h, suivi d’un changement de milieu en RPMI pendant 24 h supplémentaires. Ajouter un milieu RPMI de base contenant 5 μM IWR-1-endo pendant 48 heures supplémentaires pour commencer le processus de différenciation vers la lignée cardiaque. Après 48 h, changez le support pour revenir au RPMI de base.
4. Au 7e jour de la différenciation, des cellules de culture dans un milieu RPMI de base ont été complétées par de l’insuline humaine 1:1 000 (v/v). Rafraîchir le média tous les 2 jours ou tous les jours avec un changement de milieu de 50 % si la consommation d’oxygène atteint plus de 30 %.
5. Le 15e jour, dissocier enzymatiquement les cellules du bioréacteur pendant 3 h à l’aide d’une solution de collagénase II contenant HBSS, Collagenase II (200 unités/mL), HEPES (10 mM), l’inhibiteur de ROCK Y-27632 (10 μM) et le N-benzyl-p-toluènesulfonamide (BTS, 30 μM). Pour ce faire, lavez d’abord les hiPSC-CM EBs différenciés 2x avec HBSS préchauffés et incubez-les dans une solution de Collagenase II (volume de 200 μl d’EBs / 12 ml de solution de Collagenase II) à 37 °C dans 5 % de CO₂ jusqu’à ce que des cellules uniques apparaissent à partir d’une dissociation complète de l’EB.
6. Arrêtez la réaction de dissociation en ajoutant un volume égal de tampon bloquant (RPMI-1640 sans B27 et DNase II, avec 6 μL de DNase II par mL de RPMI-1640) à la suspension unicellulaire. Compter les hiPSC-CM différenciés, centrifuger (200 × g, 5 min) et se préparer pour les applications en aval en congelant les cellules à -80 °C dans de l’isopropanol pendant 24 h et en les déplaçant dans des réservoirs d’azote liquide jusqu’à ce que l’ensemencement soit effectué.

2. Fabrication de tissus laminaires artificiels

1. Collez deux couches de ruban adhésif de laboratoire, l’une blanche et l’autre bleue, sur une feuille acrylique transparente de 1 mm d’épaisseur, résistante aux rayures et aux UV. À l’aide d’un graveur laser CO₂ , découpez la feuille acrylique en cercles (20 mm de diamètre pour s’adapter aux 12 MW) et le motif des puces (3 carrés de 7,5 mm, trois par puce) sur la bande telle qu’elle est conçue dans un logiciel de graphisme vectoriel (par exemple, CorelDraw) ; paramètres de découpe acrylique : 100 puissance, 20 vitesse et 1 000 PPI ; Paramètres de découpe de bande : 8 puissance, 6 vitesses et 1 000 PPI. Retirez les deux couches de ruban à l’intérieur de la ligne la plus intérieure à l’aide d’une pince à épiler, trempez les copeaux dans de l’eau de Javel pure pendant 30 min à 1 h pour enlever les lignes épaisses et les taches sombres de la coupe, en laissant une ligne nette, et rincez les copeaux dans un bécher avec de l’eau déminéralisée courante (DI) pendant la nuit ou pendant au moins 3 h.
   REMARQUE : Ne pas javelliser pendant plus de 2 h, car cela graverait les adhésifs sur les parois latérales, empêchant la gélatine d’adhérer correctement.
2. Sonicez les puces pendant 10 min et les tampons de polydiméthylsiloxane (PDMS, Sylgard 184) avec des caractéristiques de rainure de ligne (largeur de crête de 25 μm, largeur de rainure de 4 μm et profondeur de rainure de 5 μm) pendant 30 min dans de l’éthanol propre à 70 %. Transférez les copeaux et les tampons dans un endroit propre sous une hotte et laissez-les sécher sous flux d’air pendant ~1-2 h.
3. Peser 1 g de gélatine de peau de porc (force du gel ~175 g Bloom, type A) dans un tube de 50 ml. Ajouter 5 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et bien mélanger pour assurer la dissolution immédiate de la gélatine. Placez le tube dans un bain-marie à 65 °C pendant 30 minutes pour terminer le processus de dissolution. De même, pesez 1 g de transglutaminase microbienne (MTG) dans un tube séparé de 50 ml. Ajoutez 12,5 ml de PBS, mélangez bien et placez le tube dans un bain-marie à 37 °C pendant 30 minutes pour assurer la dissolution complète du MTG.
4. Sonicez le tube de gélatine pendant 15 min, puis remettez-le dans le bain-marie à 65 °C avant utilisation. Placez le tube MTG dans un dessiccateur avec le capuchon légèrement desserré et allumez lentement le vide. Observez les bulles être retirées de la solution MTG sous vide. Après le dégazage, remettez le tube MTG dans le bain-marie à 37 °C.
   REMARQUE : Surveillez le processus et ajustez le vide pour éviter une ébullition vigoureuse.
5. Couvrez une feuille de grille avec un parafilm propre, placez les copeaux sur la grille et gardez le tampon à proximité, prêt à l’emploi. Ajouter 5 mL de MTG aux 5 mL de solution de gélatine, en pipetant soigneusement pour éviter les bulles ; ensuite, pipetez rapidement la gélatine sur la puce, en utilisant suffisamment pour couvrir la surface de la puce (environ 0,5 mL chacune). Ensuite, placez le tampon PDMS²² (largeur de ligne 25 μm, hauteur 5 μm, espacement 4 μm) sur le dessus et appliquez un poids de 200 g pour vous assurer que la gélatine est parallèle à l’axe longitudinal du tissu. Une fois que toutes les puces sont moulées, couvrez-les d’un bocal en verre pour éviter les perturbations environnementales et laissez-les se réticuler pendant la nuit.
   REMARQUE : Utiliser la solution mixte gélatine-MTG dans les 5 min ; Sinon, le motif cible sera altéré en raison d’un état réticulé plus élevé de la gélatine.
6. Transférez la puce et le tampon PDMS sandwich dans une nouvelle boîte P150 remplie de PBS et hydratez la gélatine pendant 30 min à 1 h pour faciliter la séparation du tampon PDMS de la puce. Retirez tout excès de gélatine non moulée autour de la puce et transférez la puce propre dans une nouvelle boîte P150 remplie de PBS. Conservez les tampons PDMS dans de l’éthanol à 70 %.
7. Stérilisez les copeaux en les trempant dans de l’éthanol pendant 10 min sous le capot.
   REMARQUE : Ne dépassez pas 10 min dans l’éthanol, car une exposition plus longue peut déformer la gélatine.
8. Transférez les chips dans du PBS, laissez tremper pendant 10 minutes et rincez 3 fois. Préparez les solutions d’enrobage en mélangeant 20 μg/mL de fibronectine avec une matrice de membrane basale diluée à 1:100 dans un milieu de culture (environ 0,5 mL par puits). Enduisez les copeaux pendant 2 h dans l’incubateur à 37 °C et 5 % de CO₂ ou à 4 °C pendant la nuit.
9. Décongeler et semer des cellules (8 × 10⁵ hiPSC-CMs par cm²) dans un milieu RPMI avec Y-27632 (10 μM), puis le remplacer par RPMI sans Y-27632 après 24 heures.
10. Trois jours après l’ensemencement cellulaire, retirez le ruban blanc à l’aide d’une pince à épiler.

3. Synthèse et application du phototransducteur

REMARQUE : Ziapin2 a été synthétisé selon une procédure publiée ^{antérieurement 16,18} et a été administré aux hiPSC-CM directement dans le milieu de culture.

1. Ajouter 25 μM de Ziapin2 à la culture cellulaire et incuber à 37 °C et 5 % de CO₂ pendant 7 min.
2. Lavez délicatement les molécules en excès et rincez avec un milieu de culture frais.

4. Essai de viabilité

REMARQUE : Alamar Blue est un test à base de résazurine qui peut pénétrer dans les cellules et agir comme un indicateur redox pour surveiller la viabilité cellulaire. La résazurine se dissout dans des tampons physiologiques, ce qui donne une solution d’un bleu profond qui est ajoutée directement aux cellules en culture. Les cellules viables avec un métabolisme actif réduisent la résazurine en résoforine, qui est rose et fluorescente.

1. Cellules sur plaque dans une plaque de 96 puits préalablement recouverte de fibronectine de 20 μg/mL et de matrice de membrane basale diluée de 1:100 dans un milieu de culture. Mélangez en secouant puis ajoutez aseptiquement Alamar Blue dans chaque puits en une quantité égale à 10 % du volume du puits.
2. Incuber des cultures avec Alamar Blue pendant 4 h.
3. Traitez les cellules avec le phototransducteur et le véhicule (DMSO) comme décrit précédemment. Appliquer une stimulation lumineuse (lumière pulsée 1 Hz pendant 1 min) à travers une fibre optique (cyan, 470 nm) pour évaluer l’effet de l’internalisation de Ziapin2 et de l’exposition à la lumière sur la viabilité de hiPSC-CM.
4. Lire la fluorescence avec un lecteur de plaques à l’excitation 560 nm et à l’émission 590 nm.

5. Évaluation de l’anisotropie du tissu cardiaque laminaire modifié

REMARQUE : Ce protocole décrit une approche systématique pour évaluer l’anisotropie du tissu cardiaque laminaire modifié à l’aide de l’immunomarquage, de la microscopie confocale et de l’analyse des noyaux²⁷.

1. Laver le substrat avec du PBS plusieurs fois avant de le fixer avec du paraformaldéhyde à 4 % (v/v) contenant 0,05 % (v/v) de Triton X-100 dans du PBS pendant 10 min.
2. Bloquer la liaison non spécifique en incubant des échantillons avec 5 % (p/v) d’albumine sérique bovine (BSA) dans du PBS pendant 30 min.
3. Incuber des échantillons avec Hoechst (1:500) à température ambiante pendant 1 h.
4. Laver avec du PBS avant de monter sur des lames de microscope avec un agent anti-décoloration. Laissez les lames sécher pendant la nuit et conservez-les à 4 °C jusqu’à l’imagerie.
5. Imagez des échantillons à l’aide d’un microscope confocal à disque rotatif à un grossissement de 20x. Déterminez l’orientation des cellules à l’aide d’OrientationJ Measure²⁸, un plugin FiJi.

6. Enregistrements de cartographie optique

REMARQUE : La cartographie optique a été réalisée après 5 jours de culture sur des hiPSC-CM ensemencés sur des puces de tissu moulées à la gélatine.

1. Pour suivre ce protocole, assurez-vous que l’appareil de cartographie optique se compose d’un microscope à lentille tandem modifié équipé d’une caméra à haute vitesse et de la source lumineuse d’excitation, une lampe au mercure de 200 mW. Placez un miroir dichroïque devant la caméra d’imagerie Ca²⁺ désignée pour vous assurer que la préparation est exposée à la lumière d’excitation et pour recueillir la fluorescence émise provenant de l’échantillon.
2. Incuber l’échantillon avec 2 μM X-Rhod 1 ajoutés au milieu de culture pendant 30 min à 37 °C.
   REMARQUE : N’exposez l’échantillon à la lumière que pendant l’acquisition de l’image pour éviter le photoblanchiment du colorant.
3. Incuber le phototransducteur comme décrit précédemment dans la section 3.
4. Laver avec un milieu de culture frais et transférer les copeaux dans un milieu RPMI 1640 sans rouge de phénol complété par B27 moins insuline.
5. Placez les puces de tissu dans une boîte à température contrôlée et démarrez les enregistrements à température physiologique (37 °C), en acquérant des images à une fréquence d’images de 2,5 images/s.
6. Pour la stimulation optique, appliquez la stimulation ponctuelle optique à une extrémité du tissu à l’aide d’une source lumineuse LED (465/25 nm) permettant la stimulation Ziapin2. Stimulez les tissus à une fréquence de 0,5 ou 1 Hz via une fibre optique régulée dans le temps positionnée à 1 mm du tissu. Pour la stimulation électrique, appliquez une stimulation ponctuelle à l’aide d’une électrode de platine bipolaire positionnée au centre de l’extrémité la plus distale du tissu rectangulaire. Ce placement garantit que la propagation des ondes Ca²⁺ provient du milieu de la largeur du tissu, qui correspond au côté le plus court du rectangle. La stimulation doit être appliquée à une fréquence de 0,5 Hz, avec une amplitude de 10 V et une durée d’impulsion de 100 ms.
7. Après les enregistrements, appliquez un filtre spatial d’une taille de 3 x 3 pixels pour améliorer le rapport signal/bruit.
8. Déterminez la vitesse de conduction de l’onde Ca²⁺ à chaque pixel pour chaque impulsion, en calculant le taux de variation le long des directions x et y. Pour ce faire, mesurez le gradient spatial de l’intensité du signal Ca²⁺ dans ces directions et reliez-le au retard de propagation du signal. En combinant ces taux de changement de direction, quantifiez la vitesse à laquelle l’onde se propage dans le champ cellulaire dans les deux dimensions.

7. Exportation et traitement des données

1. Extrayez et analysez les données avec le logiciel référencé.
2. Appliquez un filtre spatial de 3 x 3 pixels pour améliorer le rapport signal/bruit.
3. Extrayez les traces de transitoires Ca²⁺ (CaT) en tant que moyenne d’une région d’intérêt (ROI) spécifique sélectionnée manuellement.
4. Mesurez les paramètres CaT dans une région d’intérêt centrale (ROI) de 50 x 50 pixels (≈ 25 mm²).
5. Pour chaque CaT, analysez l’amplitude du CaT, le temps de montée (_pic t), le temps de la pente de décroissance maximale (pente de décroissance maximale) et le temps jusqu’à 90 % de décroissance transitoire (temps de décroissance₉₀).

8. Analyse statistique

1. Évaluez la normalité de la distribution à l’aide d’un test statistique approprié, tel qu’un test de normalité, pour déterminer si des méthodes paramétriques ou non paramétriques doivent être appliquées.
2. Évaluez la signification statistique entre deux conditions à l’aide du test t de Student ou du test U de Mann-Whitney pour les données continues ou catégorielles, respectivement. Lorsque vous comparez plus de deux groupes, utilisez l’ANOVA à un facteur ou le test de Kruskal-Wallis en fonction des hypothèses de données, suivi de tests post-hoc appropriés pour identifier les différences significatives par paires.

Un procédé en plusieurs étapes a été développé et mis en œuvre pour la fabrication de tissu cardiaque laminaire modifié à l’aide d’une combinaison de techniques de modelage laser, de moulage à la gélatine et d’ensemencement cellulaire. Établie à l’origine par McCain et ^al.22 et Lee et ^al.24, cette technique a été réimplémentée, suivant leurs protocoles de construction des microtissus laminaires modifiés. Le proce...

Cette approche fournit une plate-forme solide pour faire progresser la recherche cardiaque, en fournissant des informations sur la dynamique complexe du tissu cardiaque, ouvrant de nouvelles possibilités pour des études mécanistes cardiaques in vitro à long terme qui pourraient potentiellement conduire à de nouvelles stratégies thérapeutiques. Pour assurer le succès de cette méthodologie, il est crucial de reproduire un environnement microphysiologique qui imite étroit...

CB, GL et FL sont les inventeurs du brevet n° « COMPOSÉS PHOTOCHROMIQUES » EP 3802491 (02/07/2020).

Les auteurs remercient vivement Michael Rosnach pour les illustrations des figures 1 et 3, ainsi que le professeur William T. Pu pour la fourniture de hiPSC. Ce travail a été soutenu par le NCATS Tissue Chips Consortium (UH3 TR003279) à KKP, le ministère italien des Universités et de la Recherche à travers le projet PRIN 2022 (ID 2022-NAZ-0595) à FL, le projet PRIN 2020 (ID 2020XBFEMS) à CB et GL, et le projet Fondo Italiano per la Scienza (ID FIS00001244) à GL.