The authors would like to acknowledge the support of NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), the Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703), and the Clinical and Translation Science Collaborative of Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

Todos los estudios en animales se realizaron de acuerdo con los protocolos aprobados del Comité de Uso y Cuidado de Animales Institucionales (IACUC) en Case Western Reserve University. La duración del procedimiento quirúrgico descrito a continuación es de aproximadamente 45-60 min. El procedimiento de MRI en sí es de aproximadamente 15 minutos para cada punto de tiempo. 1. Anestesia <ol><li> Anestesiar la rata en una cámara de isoflurano fijada al 2% de isoflurano mezclado con oxígeno para facilitar el manejo y retención de los animales antes de administrar la anestesia inyectable intraperitonealmente. </li><li> Después de 3-5 minutos de exposición al isoflurano, compruebe que el animal está anestesiado y no muestra ninguna respuesta al pellizcado. </li><li> Además, sedar a la rata con una inyección intraperitoneal de una mezcla de xilazina y ketamina: 75 mg / kg de ketamina / 10 mg / kg de xilazina. Cuando realice inyecciones intraperitoneales, retire la aguja para asegurarse de que las porciones del intestino u otros órganos vitales no hayan sido perforadas. </li><li> yoInyectar 2 mg / kg de bupivacaína por vía subcutánea en el sitio de la incisión para proporcionar alivio tópico del dolor. </li></ol> 2. Preparación del área quirúrgica <ol><li> Esterilizar los instrumentos quirúrgicos y los suministros antes de que se usen para la cirugía y colocar en la almohadilla quirúrgica para la esterilidad. La mayoría de los instrumentos y suministros pueden autoclavarse y reutilizarse. </li><li> Use guantes estériles para todos los procedimientos quirúrgicos. </li><li> Use una maquinilla de afeitar eléctrica para afeitar la piel del lado derecho del animal. Afeitar el animal desde el fondo de la caja torácica hasta la parte superior de la pata trasera, proporcionando un gran área sin pelo para la incisión. </li><li> Coloque el animal sobre una almohadilla quirúrgica estéril para aislar el área desinfectada de las áreas circundantes. </li><li> Frote la piel con un desinfectante como povidona yodada o betadina. Comience el lavado en el centro del sitio quirúrgico y muévase al exterior en una manera circular. Repita al menos tres veces con un nuevo trapo de yodo povidona o betadina. </Li <li> Fregar el sitio quirúrgico con algodón con alcohol 70% hasta que la piel está clara, ya que el yodo puede ser tóxico si se absorbe. </li></ol> 3. Procedimiento quirúrgico <ol><li> Mantener este procedimiento bajo condiciones asépticas. </li><li> Coloque el animal anestesiado en un lecho calentador caliente en posición de decúbito lateral izquierdo con el flanco derecho hacia arriba. NOTA: Se debe tener cuidado de mantener la temperatura corporal del animal a 35-37 ° C para prevenir la hipotermia. Esta cama de calentamiento también debe esterilizarse según sea necesario para mantener condiciones asépticas. </li><li> Sentirse por la caja torácica y realizar una pequeña incisión retroperitoneal dorsal derecha de 2-3 cm con una cuchilla de bisturí estéril de tamaño 10 que comienza en la parte inferior de la caja torácica. </li><li> Coloque gasa estéril longitudinalmente a lo largo de ambos lados de la incisión. </li><li> Diseccionar el tejido subcutáneo, la grasa y los músculos para visualizar y acceder a la cavidad abdominal. Utilice las tijeras Mayo de hoja curvada para permitir una penetración más profundaRación en la herida y cortar tejidos gruesos. </li><li> Una vez que el hígado es claramente visible y accesible, use fórceps romos para retraer el hígado hacia arriba. </li><li> Usando otro par de fórceps romos en la otra mano, exponga el riñón derecho para que se sienta justo fuera de la cavidad abdominal. </li><li> Utilice el dedo indicador y el pulgar de la mano izquierda para mantener el riñón en posición. Con la mano derecha, inyectar lenta y firmemente 0,1 ml de solución de E. coli UTI89 (concentración entre 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) desde una jeringa estéril hasta la pelvis renal (que aparece como una burbuja blanca) 15 . NOTA: Preparar el título bacteriano como se describe en la referencia 15 . </li><li> Coloque una tira de hemostasis absorbible sobre la aguja para evitar la salida del inóculo al peritoneo. Lentamente jale la aguja de la pelvis renal. NOTA: Debe tenerse cuidado de no perforar o infectar los tejidos circundantes resultando en infecciones fuera deOns y / o complicaciones. </li><li> Use una jeringa más grande para enjuagar completamente el riñón con solución salina normal antes de volver a colocarla en la cavidad abdominal. </li></ol> 4. Suturas Nota: La sutura que será enterrada en los tejidos debe ser 4-0 suturas trenzadas no absorbibles. Se pueden usar suturas absorbibles o monofilamento para superficies corporales. <ol><li> Coloque las suturas de manera uniforme y tan cerca del borde del tejido como sea posible para evitar la obstrucción del flujo sanguíneo; Típicamente no más de 0,3 cm del borde es necesario. </li><li> Agarre la piel y retírela ligeramente usando un par de fórceps dentados finos, y gire el soporte de la aguja en una posición pronada en preparación para perforar la piel. </li><li> Conduzca la aguja a través del espesor total de la piel supinando la muñeca para girar la aguja y pasarla a través de la piel. </li><li> Repita este proceso para el borde de la piel más cercano al individuo que realiza el procedimiento. </li><li> ApretarLas suturas lo suficiente como para oponerse a los bordes de los tejidos. Cualquier restricción obstruirá el suministro de sangre, cicatrización lenta de la herida y puede resultar en dehiscencia. </li><li> Sujete la sutura con nudos cuadrados, como si fuera una simple puntada interrumpida, excepto que sólo se cortó la hebra corta, dejando alrededor de una cola de 3-4 mm. </li><li> Después de haber atado la primera puntada, prepárese para colocar una segunda puntada a unos 3 mm de distancia de la primera, y continúe con la sutura en marcha. </li><li> Una vez que se ha alcanzado el final de la incisión, no tire completamente de la última puntada. En su lugar, utilice el lazo que se mantiene con el soporte de la aguja aquí como el cordón corto con el fin de amarrar el extremo distal del cierre de la sutura. </li><li> Usando los lazos del instrumento, atar la sutura usando nudos cuadrados. Esto da lugar a 3 hilos que sobresalen del nudo completo en el extremo distal. </li></ol> 5. Recuperación de animales <ol><li> Inyectar 2,1 mg / kg de Yohimbina intraperitonealmente después de la cirugía para revertir la anestesia. UNSe espera que los nimales se recuperen completamente del procedimiento quirúrgico después de 3-5 h. </li><li> Mantenga el animal en una almohadilla de calentamiento (para evitar la hipotermia) y ropa de cama blanda absorbente después de la cirugía. </li><li> Proporcionar rehidratación con líquidos orales o parenterales hasta que pueda volver a la alimentación normal (dentro de las 24 horas). Inyectar aproximadamente 0,6 ml de solución salina normal peritonealmente inmediatamente después de la cirugía para limitar los efectos de la deshidratación. </li><li> Proporcionar analgesia como se describe en el IACUC aprobado Animal Care and Use Protocol. Inyectar 5 mg / kg de carprofeno por vía subcutánea para el tratamiento del dolor. </li><li> Monitorear las incisiones con regularidad por hinchazón, exudado, dolor o dehiscencia. </li></ol> 6. Validación mediante Imágenes de Resonancia Magnética <ol><li> Realización de experimentos de resonancia magnética en vivo en escáneres de RMN de animales pequeños de alto campo. </li><li> Inducir la anestesia con isoflurano al 3% en oxígeno y colocar al animal con el riñón derecho en el isocentro en el escáner de RM y apropiarseBobina de radiofrecuencia. Proporcionar a los animales con 1-2% de anestesia de isoflurano continuamente durante el procedimiento de imagen a través de una nosecone. NOTA: Para las imágenes de IRM in vivo mostradas en la Figura 1 , se utilizó una bobina de volumen de tamaño de rata (diámetro interior = 72 mm). </li><li> Use un sistema de monitoreo y control de animales para mantener la tasa de respiración de cada animal (40-60 respiraciones / min) y la temperatura corporal central (35 ± 1 ° C). </li><li> Utilice una adquisición de resonancia magnética de eco de spin multi-rebanada y multi-eco para obtener imágenes axiales de alta resolución en T2 de los riñones infectados y de control. Los parámetros típicos de adquisición de MRI son el tiempo de repetición = 5.000 ms, el tiempo de eco = 40 ms, el grosor de corte = 2.0 mm, la resolución espacial en el plano = 200 μm, 3 medias de señal y un tiempo de adquisición de 8 min. </li></ol>

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The authors have no other disclosures.

La pielonefritis aguda ascendente en roedores (es decir, ratones y ratas) puede ser producida por cateterización transuretral. 16 , 17 , 18 Este método de infección transuretral es ventajoso porque no es invasivo y imita la fisiopatología humana de la infección ascendente. 17 , 18 , 19 , 20</s...

Los modelos de roedores se han utilizado para estudiar numerosas manifestaciones de la enfermedad humana, incluyendo pielonefritis e infecciones del tracto urinario (ITU). Las IU son un problema de salud global y pueden afectar a niños, hombres y mujeres de todas las edades. 1 , 2 , 3 La manifestación inicial de las IU incluye cistitis, y si la infección asciende a lo largo del uréter, puede aparecer una infección renal (pielonefritis). Al mismo tiempo, la prevalencia de la diabetes se aproxima a 400 millones de personas en todo el mundo. 4 , 5 Es importante destacar que la incidencia de UTI puede ser hasta 4 veces mayor en pacientes obesos o con diabetes mellitus tipo 2, lo que aumenta el riesgo de infección recurrente por ITU (rUTI), sepsis, fibrosis renal por pielonefritis y disfunción vesical. 6 , 7 , 8 RoedorLos modelos son importantes en el estudio de las ITU, porque las actuales terapias con antibióticos producen una respuesta sostenida y preventiva sólo en un subconjunto de pacientes con IU. Para mejorar el cuidado clínico de la UTI, los pasos clave son entender el mecanismo de rUTI y sus procesos fisiopatológicos de la infección aguda a la inflamación a la fibrosis, así como el impacto de la diabetes mellitus tipo 2. El objetivo de mejorar los modelos animales es desarrollar técnicas que permitan una evaluación más precisa de la progresión de la enfermedad y las intervenciones terapéuticas. Se han empleado varios enfoques diferentes para inducir pielonefritis en ratas y / o ratones para estudiar la fisiopatología del daño renal, el efecto del tratamiento antibiótico y otros aspectos del curso natural de las ITU. Un enfoque común para establecer UTI retrógrada es el cateterismo transuretral. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;Este método introduce bacterias a través de la uretra en la vejiga urinaria de animales anestesiados. Si bien esta técnica simula de cerca la pielonefritis humana, la incidencia real y la magnitud de la infección pielonefritis puede ser muy variable debido a múltiples factores, incluyendo la falta de reflujo ureteral espontáneo o urinario micción durante o inmediatamente después de la inoculación. 11 Como resultado, la variabilidad experimental en la inducción de una infección pielonefritis ascendente puede limitar la utilidad de este modelo para estudiar infecciones de los riñones, así como estrategias terapéuticas. Este informe describe un modelo de rata de pielonefritis quirúrgica donde E. coli se inyecta directamente en el riñón de rata. A pesar de que este modelo de rata es invasivo, la cantidad de E. coli suministrada al riñón puede controlarse eficazmente permitiendo una infección renal robusta e inflamación. 14 Dentro de este procedimiento, también describimosCómo estas infecciones renales inducidas pueden ser monitoreadas longitudinalmente con Imágenes de Resonancia Magnética in vivo (MRI).

<table><tbody><tr><td>Absorbing Pad</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Cotton Gauze Pad</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Latex Surgical Gloves</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Curved Mayo Scissors</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Straight Blunt Foreceps</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Scalpel Blades</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Luer-Lok Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>For bacterial injections</td></tr><tr><td>20 ml Luer-Lok Syringe&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>For saline wash</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in. Needle&amp;nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulin Syringe</td><td>Exel International&amp;nbsp;</td><td>25846</td><td>For medication injections</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>33197</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Yohimbine (Atipamezole)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Inject IP after surgery</td></tr><tr><td>Bupivacaine (Marcaine)</td><td>Patterson Vetrinary&amp;nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>Inject SQ at site of incision&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Chromic Gut Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Braided Vicryl Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml SubQ Syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;&amp;nbsp; UTI89 or CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel Absorbable Hemostat</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRI&amp;nbsp;</td><td>Bruker&amp;nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

intrarenal injection of escherichia coli in a rat model of pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal inflammation and fibrosis ultimately resulting in declining kidney function. Before improved clinical management and prevention of pyelonephritis can be instituted, a reliable animal model must be established in order to study the mechanisms of progression, recurrence, and therapeutic efficacy. The transurethral infection model closely mimics human pyelonephritis but exhibits considerable variation due to its reliance on urethral reflux to transport the bacteria to the kidney. Herein, a detailed surgical protocol for performing bacterial injections into the rat renal pelvis is provided and confirmed by non-invasive Magnetic Resonance Imaging (MRI). Using this protocol, animals receive direct exposure to a desired concentration of E. coli bacteria and can fully recover from the surgical procedure with adequate post-operative care. This facilitates subsequent longitudinal MRI assessments of the experimental animal models for comparison with saline (sham) controls. Using this direct delivery approach, the severity of infection is controllable and applicable for mechanistic studies of progression as well as development of novel treatment strategies.

Las técnicas de imagen médica ofrecen la oportunidad de evaluar de forma no invasiva la IU y la eficacia terapéutica. Por lo tanto, la resonancia magnética se utilizó para validar la inducción de infección aguda después de la inyección de 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli , y para visualizar los cambios en el riñón antes y después de la cirugía. La Figura 1a-b muestra una región progresivamente creciente de la infección renal (flechas amarillas)...

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Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Intrarrenal Inyección de<em&gt; Escherichia coli</em&gt; En un modelo de rata de pielonefritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

intrarenal-injection-escherichia-coli-rat-model

Universidad de Cartagena UDEC

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Medicine

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

7.9K vistas.  Case Western Reserve University. This manuscript describes a rat surgical model of pyelonephritis using direct intra-renal infection by Escherichia coli into the renal pelvis. The experimental procedure can be utilized to study the pathogenesis of pyelonephritis as well as the associated inflammation and fibrosis.

Video: Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Inducción transuretral de infección del tracto urinario ratón

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Investigación

Inmunología e Infección

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal features of the natural infection. This protocol describes procedures for the establishment and evaluation of systemic infection due to neuropathogenic Escherichia coli K1 in the neonatal rat. Colonization of the gastrointestinal tract leads to dissemination of the pathogen along the gut-lymph-blood-brain course of infection and the model displays strong age dependency. A strain of E. coli O18:K1 with enhanced virulence for the neonatal rat produces exceptionally high rates of colonization, translocation to the blood compartment and invasion of the meninges following transit through the choroid plexus. As in the human host, penetration of the central nervous system is accompanied by local inflammation and an invariably lethal outcome. The model is of proven utility for studies of the mechanism of pathogenesis, for evaluation of therapeutic interventions and for assessment of bacterial virulence.

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Here, a procedure is described for the establishment of systemic infection in the neonatal rat with cultures of Escherichia coli K1. This non-invasive procedure permits colonization of the gastrointestinal tract, translocation of the pathogen to the systemic circulation, and invasion of the central nervous system at the choroid plexus.

Modelo no invasiva de neuropatogénico<em&gt; Escherichia coli</em&gt; La infección en Neonatología Rata

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Infección del tracto urinario en un modelo Animal pequeño: cateterización transuretral de ratones machos y hembras

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Standardized Colon Ascendens Stent Peritonitis in Rats - a Simple, Feasible Animal Model to Induce Septic Acute Kidney Injury

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. Here, an in vivo model is presented that combines a standardized septic focus to induce AKI and an intensive care (ICU) setup to provide an advanced hemodynamic monitoring and therapy comparable in human sepsis. Sepsis is induced by standardized colon ascendens stent peritonitis (sCASP). AKI is investigated functionally by measurement of blood and urine samples as well as histologically by evaluation of histopathological scores. Furthermore, the advanced hemodynamic monitoring and the possibility of repetitive blood gas sampling enable a differentiated analysis of severity of induced sepsis.
The sCASP method is a standardized, reliable and reproducible method to induce septic AKI. The intensive care setup, continuous hemodynamic and gas exchange monitoring, low mortality rate as well as the opportunity of detailed analyses of kidney function and impairments are advantages of this setup. Therefore, the described method may serve as a new standard for experimental investigations of septic AKI.

Acute kidney injury (AKI) is a severe complication in critically ill patients and is related with an increased mortality. Here, we present a reliable and reproducible in vivo model to mimic AKI under inflammatory conditions that might contribute towards understanding the pathogenesis of septic AKI.

AKI in septic patients is associated with increased mortality and poor outcome despite major efforts to refine the understanding of its pathophysiology. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Infección recurrente del tracto urinario por Escherichia coli desencadenada por la exposición de la vejiga de Gardnerella vaginalis en ratones

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most common cause of AKI. To mimic this clinical scenario, this study presents a highly reproducible large animal model of renal IRI in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries. The renal arteries are occluded for 60 min by introducing the balloon-catheters through the femoral and carotid artery and advancing them into the proximal portion of the arteries. Iodinated contrast is injected in the aorta to assess any opacification of the kidney vessels and confirm the success of the artery occlusion. This is furtherly confirmed by the flattening of the pulse waveform at the tip of the balloon catheters. The balloons are deflated and removed after 60 min of bilateral renal artery occlusion, and the animals are allowed to recover for 24 h. At the end of the study, plasma creatinine and blood urea nitrogen significantly increase, while eGFR and urine output significantly decrease. The need for iodinated contrast is minimal and does not affect renal function. Bilateral renal artery occlusion better mimics the clinical scenario of perioperative renal hypoperfusion, and the percutaneous approach minimizes the impact of the inflammatory response and the risk of infection seen with an open approach, such as a laparotomy. The ability to create and reproduce this clinically relevant swine model eases the clinical translation to humans.

This study presents a highly reproducible large animal model of renal ischemia-reperfusion injury in swine using temporary percutaneous bilateral balloon-catheter occlusion of the renal arteries for 60 min and reperfusion for 24 h.

Un modelo animal grande para la lesión renal aguda por oclusión bilateral temporal de la arteria renal

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

Medicina

Hydrodynamic Renal Pelvis Injection: A Technique to Directly Deliver DNA into Kidney Cells of Murine Model

Source: Woodard, L. E. et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/56324" target="_blank">Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney.</a> J. Vis. Exp. (2018)
In this video, we present the protocol for hydrodynamic injection of plasmids into the renal pelvis of the mouse kidney for nucleic acid transfection. This technique allows organ-specific delivery of plasmids by utilizing the principle of high hydrostatic pressure, which forcefully drives the plasmids into the specific site without causing tissue injury.

Inyección hidrodinámica de pelvis renal: una técnica para administrar directamente el ADN a las células renales de un modelo murino

Source: Woodard, L. E. et al. Hydrodynamic Renal Pelvis Injection for Non-viral Expression of Proteins in the Kidney. J. Vis. Exp. (2018)
In this video, ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Investigación sobre el cáncer

Urinary Tract Cancer

In vivo studies

Transurethral Catheterization and Bacterial Inoculation to Generate a Urinary Tract Infection Model in Male Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Cateterismo transuretral e inoculación bacteriana para generar un modelo de infección del tracto urinario en ratones machos

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Immunology

Immunopathology

Host-Pathogen Interaction Models

Establishment of a Urinary Tract Infection Model in Female Mice

Source: Zychlinsky Scharff, A. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/54432">Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of uropathogenic Escherichia coli infection in a female mouse bladder through transurethral catheter instillation. The injected bacteria successfully establish a urinary tract infection within the bladder, providing a valuable platform for studying healthcare-associated diseases related to the urinary tract.

Establecimiento de un modelo de infección del tracto urinario en ratones hembra

Generating Urinary Tract Infection Model: A Technique to Administer Uropathogenic Bacteria in Mouse to Develop Urinary Tract Infection Model

Source: Luyts, N. et al., <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/62614">Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe the technique for the intravesical administration of uropathogenic bacteria to generate a urinary tract infection model in mice. This model can be used to understand the spread of uropathogenic bacterial infection within the urinary system and the mechanisms that determine UTI susceptibility.

Modelo de Generación de Infección del Tracto Urinario: Una Técnica para Administrar Bacterias Uropatógenas en Ratón para Desarrollar un Modelo de Infección del Tracto Urinario

Source: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Urinary Tract Infections and Their Treatment in Mice using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. ...

Intrarrenal Inyección de

Resumen

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