We thank Cora H&#252;bner and Andrea Gall for help in acquiring some of the representative results. This work was supported by the Werner Reichardt Centre for Integrative Neuroscience (CIN) at the University of Tuebingen, an Excellence Initiative funded by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) within the framework of the Excellence Initiative (EXC 307), and by funds from the Charitable Hertie Foundation.

declaración de la ética: Todos los procedimientos experimentales fueron de acuerdo con la directiva de la UE sobre el uso de animales en la investigación y fueron aprobados por el Cuidado de Animales local y el empleo Comisión (Regierungspräsidium Tübingen, estado de Baden-Württemberg, Alemania) responsable de la Universidad de Tübingen. 1. Procedimiento de inyección estereotáctica <ol><li> Preparar herramientas estériles (tijeras, bisturí, pinzas, taladros, agujas, material de sutura) utilizando un esterilizador. Organizar herramientas estériles y otras soluciones necesarias y suministros quirúrgicos como el canje de algodón estéril, desinfectante, solución salina tamponada con fosfato estéril (PBS, pH 7,4), y H 2 O 2 en un paño quirúrgico estéril. </li><li> Tire micropipetas de vidrio para inyecciones (Figura 1A, inserción) utilizando un 3 mm de ancho filamento caja en un microelectrodo horizontal extractor de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Nota: Para las inyecciones profundas, la forma cónica del electrodo debe ser lo suficientementelargo para llegar a la mayoría de las ventrales coordenadas (aproximadamente 5 mm;. para las coordenadas, véase 1.10). </li><li> Premezcla 1 l de solución de virus y 0,2 l de solución de verde rápido 0,1% en PBS estéril (para una mejor visibilidad de la solución en la pipeta de vidrio). Llenar pipetas de vidrio con mezcla de solución de virus y verde rápido usando una pipeta de microlitro con una punta fina (Figura 1A, recuadro). Nota: El trabajo con vectores virales adeno-asociados recombinantes (rAAV) se considera nivel de bioseguridad 1 (BSL 1) de trabajo y debe ser realizado en un laboratorio BSL 1. rAAVs utilizados en este estudio (Figura 1C) fueron: 1) mPFC: rAAV-hsyn-ChR2 (H134R) -eYFP (serotipo 2/9) 16; 2) MGM / PIN: rAAV-CAGh-ChR2 (H134R) -mCherry (serotipo 2/9) 23; 3) mpITC / BLA: rAAV-EF1a-DIOhChR2 (H134R)-YFP (serotipo 2/1) 23 </li><li> Anestesiar a un ratón utilizando una pequeña máquina de anestesia para animales (isoflurano: 3% de oxígeno para la inducción). Nota: Los ratones utilizados en este estudio fueron 4 -7 semanas de edad y de las siguientes cepas y genotipos: tipo salvaje C57Bl6 / J (experimento en las figuras 2A y 3A-D); GAD67-GFP 24 (experimento en las Figuras 2B y 3E-H); Tac2 Cre-25 (experimento en las figuras 2C y 3I-J). </li><li> Afeitarse la cabeza entre las orejas y los ojos. Aplicar desinfectante (de povidona-iodo basada) a la cabeza afeitada usando hisopos de algodón. </li><li> Aplique un ungüento para los ojos para evitar el secado de los ojos durante la anestesia. Por vía subcutánea inyectar ratón con analgésicos (, solución basada en meloxicam 0,1 ml de 5 mg / ml). </li><li> Coloque el ratón en el marco estereotáxico (Figura 1A) y mantener la anestesia a través de una máscara de anestesia de gas (isoflurano: 2% en oxígeno para el mantenimiento). Comprobar la profundidad de anestesia utilizando reflejo de retirada del miembro antes de continuar. Nota: Mantener condiciones estériles, así como sea posible durante todo el procedimiento quirúrgico; llevar mascarilla desechable, ir quirúrgicawn y guantes. </li><li> Hacer incisión en la piel en la parte superior de la cabeza con unas tijeras. Tire con cuidado de la piel a un lado el uso de fórceps romos, fijar con abrazaderas para exponer la superficie del cráneo, y el cráneo limpio con H 2 O 2. </li><li> Marcar los puntos de inyección en el cráneo utilizando un fino agujeros de perforación y marcadores permanentes de punta para ambos hemisferios (Figura 1B). Coordenadas para inyecciones en este estudio son (de bregma (mm)): mPFC: 1.9 anterior, lateral ± 0,3, 2,1 ventral; MGM / PIN: 3.0 posterior, lateral ± 1,8, 3,8 ventral; mpITC / BLA: 1,45 posterior, lateral ± 3,35, y 4,75 ventral. </li><li> Montar la pipeta de vidrio lleno en marco estereotáctico conectado a un dispositivo de inyección a presión y llevar la pipeta a la posición Bregma. </li><li> Rompa la punta de la pipeta de vidrio usando pinzas finas recta de punta. Haga esto con cuidado para evitar la formación de aerosoles de solución de virus. Asegúrese de que la punta de la pipeta es abierta mediante la aplicación de un par de pulsos de presión y la observación de extrusión de gotas de virusolución de s. </li><li> Ir a las coordenadas deseadas de inyección e inyectar la mitad del contenido de la pipeta (~ 0,5 l) usando los siguientes ajustes en el dispositivo de inyección a presión: Presión: 20 psi, la duración del pulso promedio: 30 ms, número medio de pulsos: 50. </li><li> Deja pipeta en el lugar durante ~ 1 min antes lentamente (1 mm / min) retraer él. Nota: Asegúrese de que la pipeta no está bloqueado antes de repetir el procedimiento con la misma pipeta en otro hemisferio. En el caso de la punta bloqueado, limpie o romper la punta y la posición de la pipeta cero al bregma nuevo. </li><li> cráneo limpia con PBS (pH 7,4), quitar las abrazaderas, tire suavemente de la piel juntos, y suturar la incisión con suturas botón individual (3 - 4 nudos). Aplicar desinfectante (de povidona-iodo basados) alrededor de la herida. </li><li> Detener la anestesia y no deje desatendida del ratón hasta que esté completamente despierto. Mantenga alojamiento individual o volver a la compañía de otros animales sólo cuando se recuperó por completo. Después de la operación, seguirá de cerca el estado de salud, y administer analgésico si es necesario. Siga los procedimientos de acuerdo a las normas formuladas por el Comité de Cuidado de Animales y el empleo local. </li></ol> 2. Preparación de cortes agudos <ol><li> Preparar ACSF, solución de corte, herramientas (tijeras, bisturí, pinzas, espátula, pipeta Pasteur) y bloques de agar. Nota: 1 L de artificial de fluido cerebro-espinal (ACSF) se requiere por experimento, y se prepara mediante la disolución de los productos químicos en H bidestilada 2 O como publicó anteriormente 16,23. Solución de corte se prepara completándolo 200 ml de ACSF con 0,87 ml de H MgSO4 solución madre 2. </li><li> ACSF oxigenar y solución de corte durante todo el experimento con un 95% de O2 y 5% de CO2. </li><li> Profundamente anestesiar ratón usando una pequeña máquina de anestesia en animales utilizando isoflurano (3% en oxígeno). Comprobar la profundidad de anestesia utilizando reflejo de retirada del miembro antes de continuar. </li><li> Decapitar ratón usando tijeras grandes y desconectar inmediatamentela cabeza de corte en una solución enfriada con hielo. </li><li> cráneo abierto por una sola incisión en la línea media del caudal a rostral y empuje suavemente trozos de cráneo a los lados con unas pinzas. Eliminar rápidamente el cerebro levantando suavemente hacia afuera del cráneo usando una pequeña espátula redondeada. Cortar el cerebelo con el escalpelo. Coloque cerebro en solución de corte enfriado con hielo. </li><li> Para los sitios de inyección mPFC: cortar parte anterior del cerebro (que contiene el córtex prefrontal medial) utilizando un bisturí y poner en solución de corte en frío con hielo hasta el corte. </li><li> Retire el exceso de solución de corte con un papel de filtro y la cola de la parte posterior del cerebro en el escenario vibratome. </li><li> Para rebanadas amígdala inclinados, pegar el cerebro en un bloque de agar (4%) de corte en un ángulo de 35 ° (Figura 1D, medio). Para rebanadas coronales amígdala, sitios de inyección de MGM / PIN y sitios de inyección mPFC, pegar el cerebro directamente en el escenario (Figura 1D, izquierda y derecha). Colocar un bloque de agar adicional detrás del cerebro para la estabilidad, mientras que rebanar. </li><li> Place etapa en la cámara de corte con solución de corte oxigenada enfriada en hielo que se mantiene a 4 ° C utilizando una unidad de refrigeración. Preparar rodajas agudas de la amígdala (320 micras) con una cuchilla de zafiro. Coloque las rebanadas en una cámara de interfaz suministrado con ACSF oxigenada a temperatura ambiente. </li><li> Después de la preparación de las rebanadas de la amígdala agudas, coloque la cámara de interfaz en un baño de agua a 36 ° C para recuperar las rebanadas de 35 - 45 min. Posteriormente, el retorno de la cámara de interfaz a RT. Para la grabación de estos cortes, continúe con el paso 3.2. </li><li> Durante el inicio de la etapa 2.10, cortar rodajas de los sitios de inyección como se ha descrito antes para los sectores de la amígdala agudas (pasos 2.8 a 2.9). No se requiere la recuperación de las rebanadas en el baño de agua aquí. Opcional: Para estimar rápidamente la ubicación del sitio de la inyección, observe las rebanadas en un estereoscopio equipado con una lámpara fluorescente y juego de filtros adecuados. </li><li> Fijar las rebanadas contienen sitios de inyección para el análisis post-hoc intercalando ellos entre dos papeles de filtro y submerging en 4% de paraformaldehído (PFA) en PBS solución de O / N. Para el análisis de los sitios de inyección de proceder con el paso 4.1. </li></ol> 3. Visualización y estimulación de fibras presinápticas <ol><li> Preparar microscopio parche para la activación optogenético de fibras y células: <ol><li> Centre el diodo emisor de luz montada (LED) en la vía de suministro de luz. </li><li> Medir la intensidad de la luz LED en el plano focal posterior y en la salida de cada objetivo con un medidor de potencia de la elección de la longitud de onda apropiada de 470 nm. </li><li> Calcular la intensidad de la luz en mW / mm 2 y crear una curva de calibración (intensidad del LED (%) frente a la salida de luz (mW / mm 2)) para cada objetivo para los valores medidos para 470 nm longitud de onda. </li></ol></li><li> Recuperar una rebanada amígdala aguda de la cámara de interfaz y lugar en la cámara de corte montado en el microscopio vertical equipado con una lámpara fluorescente. Tenga cuidado de colocar el trozo de tal manera que el SLICe superficie que mira hacia arriba en la cámara de interfaz también se coloca hacia arriba en la cámara de grabación. Perfundir rebanada con ASCF fresca, oxigenada, a razón de 1-2 ml / min a una temperatura de ~ 31 ° C. </li><li> Observe fibras presinápticas en el corte utilizando la lámpara fluorescente en combinación con los conjuntos de filtro para la proteína fluorescente específico expresado. Utilice objetivo 5x para obtener una visión general (Figura 1E), y 60x objetivo para la evaluación de la densidad de las fibras dentro del área objetivo. Nota: Para GFP y YFP, el uso conjunto de filtros &quot;verde&quot; (excitación 472/20, Divisor de rayos 495, 490 Emisión LP) para mCherry uso conjunto de filtros &quot;rojo&quot; (excitación 560/40, Divisor de rayos 585, emisión 630/70) como se especifica en la tabla de materiales / equipos. </li><li> Abra o restringir la abertura en la vía de luz del microscopio como se desee para el experimento (Figura 2D). </li><li> Para obtener una grabación de parches, llenar un parche pipeta con solución interna y Mount In soporte del electrodo. Aplicar presión positiva a la pipeta de parche y baje lentamente que por primera vez en la solución del baño y luego bajo control visual en el sector mediante el micromanipulador. <ol><li> Acercarse a la neurona de interés con la pipeta parche desde el lado y la parte superior. Liberar la presión positiva cuando la pipeta está en la superficie de la célula (hoyuelo visible en la superficie celular) y obtener una &quot;gigaseal&quot; mediante la aplicación de presión negativa. </li><li> Aplicar más de succión para romper el parche de membrana para obtener células enteras de grabación. Posteriormente, estimular fibras marcadas con el LED conectado con la longitud de onda apropiada para la activación de Chr (470 nm) durante la grabación de las respuestas eléctricas de la célula. </li><li> Para la estimulación sináptica comenzar con una baja intensidad de LED y aumentar hasta que se alcanza la amplitud de la corriente sináptica deseada. Disparar el LED mediante la configuración de las salidas digitales en el software de adquisición de datos para controlar el tiempo y el pulso largo (ejemplos de la figura3). Nota: otro software y / o generadoras de TTL dispositivos se pueden utilizar para desencadenar LED. </li></ol></li><li> Repita la estimulación con la abertura abierta o restringida (etapa 3.4) en la vía de luz del microscopio como se desee para la próxima célula registrada y / o en presencia de fármacos específicos. </li><li> Después de grabar, arreglar las rebanadas para el análisis post-hoc intercalando ellos entre dos papeles de filtro y sumergiéndolas en el 4% PFA O / N. </li><li> Analizar datos electrofisiológicos. Nota: El uso de software adecuado para visualizar los datos de barrido registrados para cada línea estimulación individual. Al analizar los efectos de las drogas, usar rutinas de detección de picos para obtener curso temporal del efecto del fármaco sobre amplitudes de corriente sinápticas para todos los barridos individuales. Determinar cuando el efecto del fármaco alcanza el estado de equilibrio. Para preparar las respuestas medios representativos de las cifras, utilizar el software en un promedio de ≥10 barridos individuales por condición experimental (véase la figura 3B-D, FH, J panel derecho). Nota: varios paquetes de software alternativos pueden ser utilizados para el análisis de datos. </li></ol> 4. Análisis post-hoc de los puntos de inyección <ol><li> Lavar rebanadas de sitios de inyección (de la etapa 2.12) y el registro de los sitios (si se desea la re-formación de imágenes, de la etapa 3.7) tres veces en PBS. Esto se hace mediante la sustitución de varias veces la solución con PBS fresco en un agitador giratorio tres veces durante 10 min. </li><li> Preparar solución al 2% de agar-agar en PBS, y dejar que se enfríe a ~ 65 ° C. Coloque las rebanadas planas en la parte inferior de una pequeña placa de Petri de 30 mm de diámetro, incrustar en rodajas agar-agar y dejar enfriar hasta que solidifique. </li><li> Pegar un bloque de agar con el sector o sectores incorporado a la etapa de un vibratome y colocar etapa en la cámara de corte con PBS. </li><li> Resección rebanadas a 70 micras de espesor incrustado. Opcional: Después de la resección, las rebanadas se pueden teñir, es decir, con NeuroTrace para revelar citoarquitectura (Figura 3A, C), y / o btinción de inmunofluorescencia y de YFP o mCherry para aumentar la señal de la proteína de fusión Chr. </li><li> rebanadas de montaje en portaobjetos y cubreobjetos con medio de montaje. Sitios de inyección de la imagen y, si se desea, también cortes de imagen que contienen fibras en las áreas de proyección utilizando un microscopio de fluorescencia o un microscopio confocal de escaneo láser (Figura 2A-C). </li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BLA+to+vHPC+inputs+modulate+anxiety-related+behaviors.">BLA to vHPC inputs modulate anxiety-related behaviors.</a> Neuron. 79 (4), 658-664 (2013).</li><li>Chu, H. Y., Ito, W., Li, J., Morozov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-specific+suppression+of+GABA+release+from+parvalbumin+interneurons+in+the+basolateral+amygdala+by+dopamine.">Target-specific suppression of GABA release from parvalbumin interneurons in the basolateral amygdala by dopamine.</a> J Neurosci. 32 (42), 14815-14820 (2012).</li><li>Zhang, Y. P., Oertner, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+induction+of+synaptic+plasticity+using+a+light-sensitive+channel.">Optical induction of synaptic plasticity using a light-sensitive channel.</a> Nat Methods. 4 (2), 139-141 (2007).</li><li>Britt, J. P., Benaliouad, F., McDevitt, R. A., Stuber, G. D., Wise, R. A., Bonci, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+and+behavioral+profile+of+multiple+glutamatergic+inputs+to+the+nucleus+accumbens.">Synaptic and behavioral profile of multiple glutamatergic inputs to the nucleus accumbens.</a> Neuron. 76 (4), 790-803 (2012).</li><li>Kohl, M. M., Shipton, O. A., Deacon, R. M., Rawlins, J. N., Deisseroth, K., Paulsen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemisphere-specific+optogenetic+stimulation+reveals+left-right+asymmetry+of+hippocampal+plasticity.">Hemisphere-specific optogenetic stimulation reveals left-right asymmetry of hippocampal plasticity.</a> Nat Neurosci. 14 (11), 1413-1415 (2011).</li><li>Morozov, A., Sukato, D., Ito, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+suppression+of+plasticity+in+amygdala+inputs+from+temporal+association+cortex+by+the+external+capsule.">Selective suppression of plasticity in amygdala inputs from temporal association cortex by the external capsule.</a> J Neurosci. 31 (1), 339-345 (2011).</li><li>Davidson, B. L., Breakefield, X. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+vectors+for+gene+delivery+to+the+nervous+system.">Viral vectors for gene delivery to the nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 4 (5), 353-364 (2003).</li><li>Aschauer, D. F., Kreuz, S., Rumpel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+transduction+efficiency,+tropism+and+axonal+transport+of+AAV+serotypes+1,+2,+5,+6,+8,+and+9+in+the+mouse+brain.">Analysis of transduction efficiency, tropism and axonal transport of AAV serotypes 1, 2, 5, 6, 8, and 9 in the mouse brain.</a> PLoS One. 8 (9), (2013).</li><li>Salegio, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+transport+of+adeno-associated+viral+vectors+is+serotype-dependent.">Axonal transport of adeno-associated viral vectors is serotype-dependent.</a> Gene Ther. 20 (3), 348-352 (2013).</li><li>Holehonnur, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+viral+serotypes+produce+differing+titers+and+differentially+transduce+neurons+within+the+rat+basal+and+lateral+amygdala.">Adeno-associated viral serotypes produce differing titers and differentially transduce neurons within the rat basal and lateral amygdala.</a> BMC Neurosci. 15, (2014).</li><li>McFarland, N. R., Lee, J. S., Hyman, B. T., McLean, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+transduction+efficiency+of+recombinant+AAV+serotypes+1,+2,+5,+and+8+in+the+rat+nigrostriatal+system.">Comparison of transduction efficiency of recombinant AAV serotypes 1, 2, 5, and 8 in the rat nigrostriatal system.</a> J Neurochem. 109 (3), 838-845 (2009).</li><li>Miyashita, T., Shao, Y. R., Chung, J., Pourzia, O., Feldman, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+channelrhodopsin-2+(ChR2)+expression+can+induce+abnormal+axonal+morphology+and+targeting+in+cerebral+cortex.">Long-term channelrhodopsin-2 (ChR2) expression can induce abnormal axonal morphology and targeting in cerebral cortex.</a> Front Neural Circuits. 7, (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Este protocolo describe un método para la ex vivo investigación optogenético de los circuitos neuronales y la conectividad local que se pueden implementar fácilmente en la mayoría, si no todas, las verticales rebanada de grabación de patch-clamp configuraciones, equipándolos con un ~ 470 nm LED en el puerto de luz de epifluorescencia. Una ventaja importante de la estimulación optogenética de proyecciones axonales en rebanadas es que permite la activación y la investigación de las propiedades de las c...

herramientas precisas para la visualización y la activación simultánea de conexiones específicas entre las áreas del cerebro y los tipos específicos de neuronas son cada vez más importante en la comprensión de la conectividad funcional subyacentes de la función cerebral y la enfermedad estados sanos. Idealmente, esto implica la investigación de las propiedades fisiológicas precisas sinápticas con la que se comunican las neuronas identificadas. Esto es particularmente cierto para las conexiones entre las áreas del cerebro que no pueden ser preservados en una sola rebanada cerebral agudo. En el pasado, esto se ha conseguido en gran parte en experimentos separados. Por un lado, los trazadores inyectados neuronales in vivo se han empleado en combinación con la luz posterior o el análisis con microscopio electrónico de socios de pre y postsinápticos. Por otro lado, cuando tractos de fibras de la región de origen se conservan y accesible en la preparación rebanada, la estimulación eléctrica se ha utilizado para evaluar los mecanismos de comunicación sinápticas con las células en la región de destino. Con el advenimiento de la optogenética, la expresión selectiva de cationes-canales de luz-gated, como Channelrhodopsins (CHRS) fusionado a las proteínas fluorescentes, ahora permite la activación de las neuronas y sus trayectorias axonales permitiendo al mismo tiempo su visualización y post-hoc análisis anatómico 1- 4. Debido a que los axones CHR-expresan pueden ser estimulados incluso cuando separado de somata matriz 5, es posible en rodajas de cerebro a: 1) evaluar las aportaciones de las regiones del cerebro que no eran accesibles con la estimulación eléctrica convencional, ya tractos de fibras no son separables o la trayectoria específica no se sabe; 2) identificar inequívocamente la región de origen de los insumos específicos que fueron postuladas pero no del todo comprendidas; y 3) investigar la conectividad funcional entre los tipos de células definidos, tanto a nivel local y en las proyecciones de largo alcance. Debido a una serie de ventajas, este mapeo optogenético de circuitos en cortes de cerebro se ha convertido en ampliaLy utilizado en los últimos años, y una variedad de vectores virales para la expresión de CHRS fluorescentemente etiquetado están fácilmente disponibles de proveedores comerciales. Algunas de las ventajas clave de activación optogenético sobre la estimulación eléctrica convencional hay daño al tejido debido a la colocación de electrodos de estimulación, la especificidad de la estimulación de la fibra debido a la estimulación eléctrica también puede reclutar fibras de paso o de otras células cercanas, y una estimulación igualmente rápida y temporalmente precisa. Además, la inyección estereotáxica de vectores virales fácilmente puede dirigirse a áreas específicas del cerebro 6 y expresión específica condicional o de tipo celular se puede lograr utilizando la expresión de Cre-dependiente y / o promotores específicos 7. A continuación, se aplica esta técnica para el mapeo de largo alcance y los circuitos locales en el sistema del miedo. La amígdala es una región clave para la adquisición y expresión de miedo, y el almacenamiento de miedo y recuerdos emocionales 8,9. Aparte lado a otrom la amígdala, la corteza prefrontal medial (córtex prefrontal medial) y el hipocampo (HC), estructuras que están conectados recíprocamente a la amígdala, están implicados en los aspectos de la adquisición, consolidación y recuperación de miedo y extinción de recuerdos 10,11. Actividad en las subdivisiones de la mPFC parece desempeñar un doble papel en el control tanto de alta como de baja temor estados 12,13. Esto podría ser debido en parte mediado por conexiones directas desde el córtex prefrontal medial a la amígdala que controlaría la actividad de la amígdala y de salida. Por lo tanto, en los últimos años, varios estudios comenzaron en experimentos ex vivo rebanada para investigar las interacciones sinápticas entre los aferentes mPFC y células diana específicas en la amígdala 14-17. Durante el aprendizaje miedo, la información sensorial sobre los estímulos condicionado e incondicionado alcanza la amígdala a través de las proyecciones de las regiones talámicas y corticales específicas. La plasticidad de estas entradas de las neuronas en la parte lateral (LA) del Basolamígdala ateral (BLA) es un importante mecanismo que subyace en el condicionamiento del miedo 9,18. La evidencia creciente sugiere que los procesos paralelos de plástico en la amígdala implican elementos inhibidores para controlar la memoria del miedo 19. Un grupo de neuronas inhibidoras agrupados son los paracapsular intercalado células mediales GABAérgicas (mpITCs), pero su conectividad y función precisa se ​​entiende de manera incompleta 20-22. Aquí, la cartografía circuito optogenético se utiliza para evaluar la conectividad aferentes y eferentes de estas células y su impacto en las neuronas diana en la amígdala, lo que demuestra que mpITCs reciben información sensorial directa de estaciones de relevo talámicas y corticales 23. La expresión específica de la CDH en mpITCs o neuronas BLA permite representar las interacciones locales, revelando que mpITCs inhiben, sino que también están mutuamente activa, BLA neuronas principales, colocándolos en nuevos circuitos inhibitorios de alimentación directa y retroalimentación que controlan eficazmente la actividad BLA23.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="4">Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotactic frame</td>
			<td>Stoelting, USA</td>
			<td>51670</td>
			<td rowspan="2">can be replaced by other stereotactic frame for mice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steretoxic frame mouse adaptor</td>
			<td>Stoelting, USA</td>
			<td>51625</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas anesthesia mask for mice</td>
			<td>Stoelting, USA</td>
			<td>50264</td>
			<td>no longer available, replaced by item no. 51609M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure injection device, Toohey Spritzer</td>
			<td>Toohey Company, USA</td>
			<td>T25-2-900</td>
			<td>other pressure injection devices (e.g. Picospritzer) can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik Fill glass capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments, Germany</td>
			<td>1B150F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine, IsoFlo</td>
			<td>Eickemeyer, Germany</td>
			<td>213261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Temperature Controler and heating pad</td>
			<td>FHC, USA</td>
			<td>40-90-8D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horizontal Micropipette Puller Model P-1000</td>
			<td>Sutter Instruments, USA</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical tool sterilizer, Sterilizator 75</td>
			<td>Melag, Germany</td>
			<td>08754200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rAAV-hSyn-ChR2(H134R)-eYFP (serotype 2/9)</td>
			<td>Penn Vector Core, USA</td>
			<td>AV-9-26973P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rAAV-CAGh-ChR2(H134R)-mCherry (serotype 2/9)&#160;</td>
			<td>Penn Vector Core, USA</td>
			<td>AV-9-20938M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rAAV-EF1a-DIOhChR2(H134R)-YFP (serotype 2/1)&#160;</td>
			<td>Penn Vector Core, USA</td>
			<td>AV-1-20298P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fast green</td>
			<td>Roth, Germany</td>
			<td>0301.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Anesthetic, Isofuran CP (1ml/ml)</td>
			<td>CP Pharma, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antiseptic, Betadine (providone-iodine)</td>
			<td>Purdure Products, USA</td>
			<td>BSOL32</td>
			<td>can be replaced by other disinfectant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analgesic, Metacam Solution (5mg/ml meloxicam)</td>
			<td>Boehringer Ingelheim, Germany</td>
			<td></td>
			<td>can be replaced by other analgesics</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Bayer, Germany</td>
			<td>0191</td>
			<td>can be replaced by other eye ointment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill NM3000 (SNKG1341 and SNIH1681)</td>
			<td>Nouvag, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutranox Suture Needle</td>
			<td>Fine Science Tools, Germany</td>
			<td>12050-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided Silk Suture</td>
			<td>Fine Science Tools, Germany</td>
			<td>18020-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Recordings, light stimulation, and analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>artificial cerebrospinal fluid (ACSF)</td>
			<td>for composition see references #16 and #23</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>internal patch solutions</td>
			<td>for composition see references #16 and #23</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MagnesiumSulfate Heptahydrate</td>
			<td>Roth, Germany</td>
			<td>P027.1</td>
			<td>prepare 2M stock solution in purified water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slicer, Microm HM650V</td>
			<td>Fisher Scientific, Germany</td>
			<td>920120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooling unit for tissue slicer, CU65</td>
			<td>Fisher Scientific, Germany</td>
			<td>770180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sapphire blade</td>
			<td>Delaware Diamond Knives</td>
			<td></td>
			<td>custom order, inquire with company</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereoscope, SZX2-RFA16</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcite fluorescent lamp (XI120Q-1492)</td>
			<td>Lumen Dynamics Group, Canada</td>
			<td>2012-12699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patch microscope, BX51WI</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multiclamp 700B patch amplifier&#160;</td>
			<td>Molecular Devices, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitdata 1440A</td>
			<td>Molecular Devices, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PClamp software, Version 10</td>
			<td>Molecular Devices, USA</td>
			<td></td>
			<td>used to control data acquisition and stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bath temperature controler, TC05</td>
			<td>Luigs &#38; Neumann, Germany</td>
			<td>200-100 500 0145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Three axis micromanipulator Mini 25</td>
			<td>Luigs &#38; Neumann, Germany</td>
			<td>210-100 000 0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator controller SM7</td>
			<td>Luigs &#38; Neumann, Germany</td>
			<td>200-100 900 7311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glass capillaries for patch pipettes</td>
			<td>World Precision Instruments, Germany</td>
			<td>GB150F-8P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cellulose nitrate filterpaper for interface chamber&#160;</td>
			<td>Satorius Stedim Biotech, Germany</td>
			<td>13006--50----ACN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED unit, CoolLED pE</td>
			<td>CoolLED, UK</td>
			<td>244-1400</td>
			<td rowspan="4">CoolLED or USL 70/470 and appropriate adapters are two alternative choices for LED stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CoolLED 100 Dual Adapt</td>
			<td>CoolLED, UK</td>
			<td>pE-ADAPTOR-50E</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED unit, USL 70/470</td>
			<td>Rapp Optoelectronic</td>
			<td>L70-000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual port adapter</td>
			<td>Rapp Optoelectronic</td>
			<td>inquire with company</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter set red (excitation)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F49-560</td>
			<td rowspan="3">Filters can be bought as set F46-008</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (beamsplitter)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F48-585</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (emission)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F47-630</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter set green (excitation)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F39-472</td>
			<td rowspan="3">Alternatives: filterset F36-149 or F46-002 (with bandpass emission)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (beamsplitter)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F43-495W</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (emission)</td>
			<td>AHF, Germany</td>
			<td>F76-490</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LaserCheck, handheld power meter</td>
			<td>Coherent, USA</td>
			<td><a>1098293</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IgorPro Software, Version 6</td>
			<td>Wavemetrics, USA</td>
			<td></td>
			<td rowspan="2">for electrophysiology data analysis, other alternative software packages can also be used&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuromatic suite of macros for IgorPro</td>
			<td><a href="http://www.neuromatic.thinkrandom.com/">http://www.neuromatic.thinkrandom.com</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Post hoc analysis of injections and projections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde powder (PFA)</td>
			<td>Roth, Germany</td>
			<td>0335.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurotrace 435/455 blue fluorescent Nissl stain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>N-21479</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>agar-agar for embedding and resectioning</td>
			<td>Roth, Germany</td>
			<td>5210.3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 x 10 mm petri dishes for embedding</td>
			<td>SPL Life Sciences</td>
			<td></td>
			<td>alternatives can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides, Super Frost</td>
			<td>R. Langenbrinck, Germany</td>
			<td>61303802</td>
			<td>alternatives can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slips</td>
			<td>R. Langenbrinck, Germany</td>
			<td>3000302</td>
			<td>alternatives can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vecta Shield mounting medium</td>
			<td>Vector Laboratories, USA</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>alternative mounting media can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cellulose nitrate filter for flattening slices for fixation</td>
			<td>Satorius Stedim Biotech, Germany</td>
			<td>11406--25------N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal Laser Scanning Microscope LSM 710</td>
			<td>Zeiss, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex vivo optogenetic dissection of fear circuits in brain slices

enfoques Optogenética son ampliamente utilizados para estudiar la función de las poblaciones neuronales y los circuitos mediante la combinación de la expresión específica de proteínas activadas por la luz y la posterior manipulación de la actividad neural por la luz. Channelrhodopsins (CHRS) son cationes canales de luz cerrada y cuando se fusiona a una proteína fluorescente su expresión permite la visualización y la activación simultánea de los tipos de células específicas y sus proyecciones axonales en áreas definidas del cerebro. Via inyección estereotáctica de vectores virales, proteínas de fusión CHR pueden ser constitutivamente o condicionalmente expresan en células específicas de una región del cerebro definido, y sus proyecciones axonales posteriormente se pueden estudiar anatómica y funcionalmente a través de la activación ex vivo optogenético en rodajas de cerebro. Esto es de particular importancia cuando el objetivo de comprender las propiedades sinápticas de conexiones que no pueden ser tratados con los enfoques convencionales de estimulación eléctrica, o en la identificación de nuevos affealquiler y conectividad eferentes que fue previamente poco conocida. Aquí, algunos ejemplos ilustran cómo esta técnica se puede aplicar a investigar estas preguntas a la aclaración de los circuitos relacionados con el miedo en la amígdala. La amígdala es una región clave para la adquisición y expresión de miedo, y el almacenamiento de miedo y recuerdos emocionales. Muchas líneas de evidencia sugieren que la corteza prefrontal medial (córtex prefrontal medial) participa en diferentes aspectos de la adquisición del miedo y la extinción, pero su conectividad preciso con la amígdala está empezando a ser entendido. En primer lugar, se muestra cómo la activación ex vivo optogenético se puede utilizar para estudiar aspectos de la comunicación sináptica entre los aferentes mPFC y células diana en la amígdala basolateral (BLA). Además, se ilustra cómo este enfoque ex vivo optogenético se puede aplicar para evaluar nuevos patrones de conectividad utilizando un grupo de neuronas GABAérgicas en la amígdala, el clúster paracapsular intercalado celular (mpITC), como un ejemplo.

En esta sección se muestra el flujo de trabajo de un enfoque optogenético ex vivo y los resultados representativos de diferentes estrategias experimentales para investigar las propiedades fisiológicas de las proyecciones sensoriales y moduladores de largo alcance a BLA y neuronas mpITC así como las propiedades de conectividad local entre mpITC y BLA. Después de la inyección estereotáctica del vector viral selec...

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Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Ex Vivo Optogenética Disección de circuitos del miedo en rodajas de cerebro

enfoques Optogenética son ampliamente utilizados para manipular la actividad neuronal y evaluar las consecuencias para la función cerebral. Aquí, una técnica que se describe después de la expresión in vivo del activador óptico canalrodopsina, permite el análisis ex vivo de las propiedades sinápticas de largo alcance específico y conexiones neuronales locales en los circuitos relacionados con el miedo.

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...

ex-vivo-optogenetic-dissection-of-fear-circuits-in-brain-slices

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

15.8K vistas.  University of Tuebingen.  enfoques Optogenética son ampliamente utilizados para manipular la actividad neuronal y evaluar las consecuencias para la función cerebral. Aquí, una técnica que se describe después de la expresión in vivo del activador óptico canalrodopsina, permite el análisis ex vivo de las propiedades sinápticas de largo alcance específico y conexiones neuronales locales en los circuitos relacionados con el miedo. 

Video: Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the first born neurons remain closer to the ventricle while the last born neurons migrate past the first born neurons towards the surface of the brain1. In addition to neuronal migration2, a key process for normal cortical function is the regulation of neuronal morphogenesis3. While neuronal morphogenesis can be studied in vitro in primary cultures, there is much to be learned from how these processes are regulated in tissue environments.
We describe techniques to analyze neuronal migration and/or morphogenesis in organotypic slices of the cerebral cortex4,6. A pSilencer modified vector is used which contains both a U6 promoter that drives the double stranded hairpin RNA and a separate expression cassette that encodes GFP protein driven by a CMV promoter7-9. Our approach allows for the rapid assessment of defects in neurite outgrowth upon specific knockdown of candidate genes and has been successfully used in a screen for regulators of neurite outgrowth8. Because only a subset of cells will express the RNAi constructs, the organotypic slices allow for a mosaic analysis of the potential phenotypes. Moreover, because this analysis is done in a near approximation of the in vivo environment, it provides a low cost and rapid alternative to the generation of transgenic or knockout animals for genes of unknown cortical function. Finally, in comparison with in vivo electroporation technology, the success of ex vivo electroporation experiments is not dependant upon proficient surgery skill development and can be performed with a shorter training time and skill.

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

To conduct a rapid assessment of the function of genes in the development of cerebral cortex, we describe methods involving the ex vivo electroporation of plasmids co-expressing inhibitory RNA (RNAi) and GFP in murine embryonic cortex. This protocol is amenable to the study of various aspects of neurodevelopment such as neurogenesis, neuronal migration and neuronal morphogenesis including dendrite and axon outgrowth.

Métodos de estudio de la morfogénesis neuronal:<em&gt; Ex vivo</em&gt; RNAi electroporación en la corteza cerebral embrionario murino

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the ...

Investigación

Neurociencias

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

Neuroimagen Funcional Utilizando ultrasonidos hematoencefálica perturbación de la barrera y la RM-manganeso mayor

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

Cerebro Slice Biotinilación: Una<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Enfoque medir tráfico de proteínas específicas Región membrana plasmática en adultos las neuronas

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenético la estimulación del sistema nervioso central de roedores

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Ex vivo la Producción de la Bombilla órgano vomeronasal y accesorios olfativa Intacto

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Simultáneo<em&gt; Ex vivo</em&gt; Pruebas funcionales de dos retinas por<em&gt; In vivo</em&gt; Sistema Electrorretinograma

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments

The retina is a complex tissue that initiates and integrates the first steps of vision. Dysfunction of retinal cells is a hallmark of many blinding diseases, and future therapies hinge on fundamental understandings about how different retinal cells function normally. Gaining such information with biochemical methods has proven difficult because contributions of particular cell types are diminished in the retinal cell milieu. Live retinal imaging can provide a view of numerous biological processes on a subcellular level, thanks to a growing number of genetically encoded fluorescent biosensors. However, this technique has thus far been limited to tadpoles and zebrafish larvae, the outermost retinal layers of isolated retinas, or lower resolution imaging of retinas in live animals. Here we present a method for generating live ex vivo retinal slices from adult zebrafish for live imaging via confocal microscopy. This preparation yields transverse slices with all retinal layers and most cell types visible for performing confocal imaging experiments using perfusion. Transgenic zebrafish expressing fluorescent proteins or biosensors in specific retinal cell types or organelles are used to extract single-cell information from an intact retina. Additionally, retinal slices can be loaded with fluorescent indicator dyes, adding to the method&#39;s versatility. This protocol was developed for imaging Ca2+ within zebrafish cone photoreceptors, but with proper markers it could be adapted to measure Ca2+ or metabolites in M&#252;ller cells, bipolar and horizontal cells, microglia, amacrine cells, or retinal ganglion cells. The retinal pigment epithelium is removed from slices so this method is not suitable for studying that cell type. With practice, it is possible to generate serial slices from one animal for multiple experiments. This adaptable technique provides a powerful tool for answering many questions about retinal cell biology, Ca2+, and energy homeostasis.

Preparing Fresh Retinal Slices from Adult Zebrafish for Ex Vivo Imaging Experiments

Imaging retinal tissue can provide single-cell information that cannot be gathered from traditional biochemical methods. This protocol describes preparation of retinal slices from zebrafish for confocal imaging. Fluorescent genetically encoded sensors or indicator dyes allow visualization of numerous biological processes in distinct retinal cell types.

Preparación frescas rebanadas retinales de pez cebra adulto para Ex Vivo de experimentos

The retina is a complex tissue that initiates and integrates the first steps of vision. Dysfunction of retinal cells is a hallmark of many blinding ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, very few have been widely accepted. Here, we propose&#160;a new procedure&#160;adapted from the well-known ex vivo brain slice technique, which offers a closer in vivo-like scenario than in vitro preparations, for investigating the early events triggering cell degeneration, as observed in Alzheimer&#39;s disease (AD). This variation consists of simple and easily reproducible steps, which enable preservation of the anatomical cytoarchitecture of the selected brain region and its local functionality in a physiological milieu. Different anatomical areas can be obtained from the same brain, providing the opportunity to perform multiple experiments with the treatments in question in a site-, dose-, and time-dependent manner. Potential limitations&#160;which could affect the outcomes related to this methodology are related to the conservation of the tissue, i.e., the maintenance of its anatomical integrity during the slicing and incubation steps and the section thickness, which can influence the biochemical and immunohistochemical analysis. This approach can be employed for different purposes, such as exploring molecular mechanisms involved in physiological or pathological conditions, drug screening, or dose-response assays. Finally, this protocol could also reduce the number of animals employed in behavioral studies. The application reported here has been recently described and tested for the first time on ex vivo rat brain slices containing the basal forebrain (BF), which is one of the cerebral regions primarily affected in AD. Specifically, it has been demonstrated that the administration of a toxic peptide derived from the C-terminus of acetylcholinesterase (AChE) could prompt an AD-like profile, triggering, along the antero-posterior axis of the BF, a differential expression of proteins altered in AD, such as the alpha7 nicotinic receptor (&#945;7-nAChR), phosphorylated Tau (p-Tau), and amyloid beta (A&#946;).

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

We present a method which can&#160;provide further insights into the early events underlying neurodegeneration and based on the established ex-vivo brain technique, combining the advantages of in vivo and in vitro experiments. Moreover, it represents a unique opportunity for direct comparison of treated and untreated group in the same anatomical plane.

Un enfoque alternativo para estudiar acontecimientos primarios en neurodegeneración con rodajas de cerebro de rata Ex Vivo

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Manipulación optogenética de circuitos neuronales durante la supervisión de los estados de sueño/vigilia en ratones

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Ex Vivo Optogenética Disección de circuitos del miedo en rodajas de cerebro

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Métodos de estudio de la morfogénesis neuronal: