Name: utilizing high resolution ultrasound to monitor tumor onset and growth in genetically engineered pancreatic cancer models
Uploaded: 2018-04-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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Diese Forschung wurde unterstützt von der Deutschen Krebshilfe (Max Eder Gruppe an: 110972), ein DGVS Doktorarbeit Stipendium (SMB) und eine Else-Kröner-Fresenius-Stiftung Stipendium (RGG) an der University Medical Center Göttingen. Wir danken Jutta Blumberg und Ulrike Wegner für kompetente technische Unterstützung. Wir danken auch allen tierischen Techniker bei der Tierhaltung von der University Medical Center Göttingen für Maus halten. Alle Experimente wurden nach deutschen Tierschutzbestimmungen durchgeführt.

Dieses Protokoll ist gemäß den Richtlinien der Pflege der Tiere an der Universität medizinische Zentrum Göttingen, Deutschland (33,9-42502-04-15/2056). Je nach spezifischen Anforderungen des einzelnen Tieres überprüfen Bretter, einige der Schritte Protokoll könnte entsprechend angepasst werden.
1. abdominale Palpation der KPC Mäuse
<ol><li>Zur Vermeidung von unnötigen Ultraschalluntersuchungen palpieren des Maus Bauches um Mäuse zu identifizieren, die könnten möglicherweise eine intraabdominellen Läsion tragen und sollten anschließend Bauch-Ultraschall unterziehen.<ol>
<li>Durchführen Sie abdominale Palpation wöchentlich ab 8 Wochen alt in der KPC-Maus-Modell. Hochauflösendem Ultraschall kann auch in transplantierten Tumormodellen (z.B. Orthotopics) oder andere gentechnisch veränderter Mausmodelle angewendet werden. Hinweis: Je nach Tumor Kinetik und Studie Ziel (Prävention Studie, therapeutische Intervention Study) Machbaren Erkennung von sehr kleinen Tumoren (1-2 mm) bis zum Monitor Tumor auftreten vor Tumoren getastet werden können.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger auf dem Käfig Gitter und heben Sie die Maus am Schwanz und ertasten Sie den Bauch, indem Sie sanft nach oben und unten mit Index und Daumen die Nichtfestsetzung Hand (Abbildung 1).</li>
	<li>Wenn die Maus weichen Palpation toleriert, fortfahren Sie, indem Sie langsam den Druck zu erhöhen. Ein größeren Widerstand kann leicht in die oberen und unteren Bauch erkannt werden. Manchmal harter Kot können fälschlicherweise als ein Tumor interpretiert werden Masse.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Arbeitsbereichs
<ol><li>Bieten Platz für mindestens drei verschiedenen Arbeitseinheiten: Pre-Scan-Bereich, Bühne und Erholung Käfig scannen. Benötigte Material sind in Abbildung 2dargestellt.</li>
	<li>Die wichtigsten Arbeitsplatte reinigen (z.B. mit 70 % Ethanol) und schalten Sie die Heizung-Plattform vor dem Scannen (Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass die soll-Temperatur von 38-40 ° C erreicht wird, bevor die erste Maus übertragen wird.</li>
	<li>Das Ultraschallgerät schalten Sie ein und erstellen Sie einen neuen Ordner für die erfassten Daten (Abbildung 4). Die B-Modus-Einstellung ist für die abdominale Bildgebung angewendet. Darüber hinaus sicherstellen Sie, dass die Bauch Wandler in der aktiven Port des Computers angeschlossen ist. Beheben Sie die Wandler-Kopf am oberen Rand der Arbeitsschritt mithilfe der Wandlers Montagesystem.</li>
	<li>Bereiten Sie einen Recovery-Käfig auf einer Heizplatte oder Thermo Mat (oder Verwendung Wärmelampe), Post-prozedurale Thermoregulation und baldige Genesung von gescannten Mäusen zu gewährleisten. Legen Sie eine dünne Schicht des Gewebes als Kissen an der Unterseite von diesem Käfig, Aspiration von Bettwäsche mit Erstickungsgefahr (Abbildung 5) zu vermeiden.</li>
</ol>3. Einatmen Anästhesie
<ol><li>Fahren Sie fort, indem man eine Maus in der Induktion-Kammer. Öffnen Sie das Ventil für Träger Gasfluss (1 L/min Sauerstoff oder Luft) und Isofluran Konzentration auf 4 %, so dass eine langsam zunehmende Sättigung der Induktion Kammer. Stellen Sie sicher, dass richtige Isofluran Aufräumvorgang (passive oder aktive Filterung) vorhanden ist. Nach ca. 2-4 min werden die Maus in der Regel tiefer Sedierung.<ol>
<li>Sedierung durch die Gabe von 2 % Isofluran durch die bugnase auf der Bühne arbeiten zu erhalten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Übertragen Sie sorgfältig das Tier aus der Induktion Kammer in den funktionsfähigen Zustand. Überprüfen Sie die bugnase für einen konstanten Gasfluss. Setzen Sie die Maus Schnauze in die bugnase des Anästhesie-Linie Outlets. Die reguläre Position für den ersten Scan ist die Rückenlage. Die Maus kann auch auf die Rechte oder linke Seite zur Verbesserung der Sichtbarkeit der Pankreaskopf oder Schweif Tumoren (Abbildung 6) platziert werden.</li>
	<li>Bauch-Ultraschall ist, zwar nicht schmerzhaft schlechthinführen Sie den Fuß Prise Test als Indikator für ein Schmerz frei Allgemeinbefinden und Tiefe Narkose. Wenn die Maus ist immer noch aktiv oder aktiv bewegen, Rückübertragung das Tier zurück in die Induktion Kammer für wiederholte und lang anhaltenden Induktion.</li>
	<li>Verwenden Sie Schutz Augensalbe, um Hornhaut Verletzungen durch Flüssigkeitsverlust zu verhindern.</li>
	<li>Während der Narkose verwenden Sie ein monitoring-System. EKG und rektale Temperatur wird jedoch nicht regelmäßig verwendet für das Scannen von Bauch-Ultraschall. Vor allem verlieren Mäuse die Fähigkeit, unter Narkose thermoregulate. Daher, genau zu beobachten, klinische Anzeichen für Unterkühlung oder Atemnot wie Keuchen oder Apnoe. Wenn jedes Symptom offensichtlich Stop Isoflurane und statt der Maus in den Recovery-Käfig sofort.</li>
</ol>4. Ultraschall-Einstellungen
<ol><li>Schalten Sie das Ultraschallsystem, wie von des Herstellers beschrieben. Stellen Sie sicher, dass die primäre Einstellung auf allgemeine Bildgebung mit dem Bauch Paket aktiviert ist. In der Regel wird B-Modus-Bildgebung für die Datenerfassung als Standard verwendet.</li>
	<li>Erzielen Sie optimale Bildqualität mit folgenden Parametern: Frequenz 40 MHz, 2D-Gewinn 25-30 dB, Bild Tiefe 10 mm, Breite 10 mm, 3 fokale Zonen mit Zentrum zwischen 3-6 mm.</li>
</ol>(5) Maus-Vorbereitung
<ol><li>Fixieren Sie die obere und Untere Extremität mit Klebeband. Werden Sie so vorsichtig wie möglich, Verletzungsgefahr für das Tier durch Fixierung (Abbildung 7).</li>
	<li>Entfernen Sie alle Bauch-Fell mit elektronischen Haustier Clippers. Aufgrund der Fell-Textur starten von der unteren Bauch bis zu den Brustkorb. Achten Sie darauf bei der Processus Xiphoideus , Verletzungen der Haut in diesem Bereich zu vermeiden. Hinweis: Maus Fell reflektiert Ultraschallwellen und Sichtbarkeit verringert.</li>
	<li>Verwenden Sie Enthaarungscreme, um eine optimierte Haut Vorbereitung und vollständige Entfernung des Pelzes durchzuführen. Verwalten Sie eine dünne Schicht Creme auf den rasierten Bauch mit Wattestäbchen (Abbildung 8). Entfernen Sie die Creme (nach 30 s oder später abhängig von der Creme verwendet) mit trockenem Gewebe, gefolgt von viel Wasser, alle Reste (Bild 9, Bild 10, Bild 11) vollständig zu entfernen. Creme-Reste könnte dazu führen, dass Haut und Schleimhaut Reizungen nach dem Ultraschall und können somit Auswirkungen auf die Gesundheit.</li>
	<li>Bedingungen gelten dafür angemessene Scannen viel Ultraschallgel auf den Bauch (Abbildung 12). Warmen Ultraschallgel dient in der Regel um Unterkühlung für die Maus zu minimieren.</li>
	<li>Manuell wenden Sie eine dünne Schicht von Ultraschallgel auf den Schallkopf Kopf an. Führen Sie einen Test durch Berührung am Ende Wandler mit der Kerbe. Am Bildschirm kann ein Signal auf der linken oberen Seite gesehen werden, wenn die Wandler richtig positioniert ist.</li>
</ol>(6) Bauch-Ultraschall
<ol><li>Passen Sie den Schallkopf auf dem Bauch mit festem Druck. Starke Kompression des Bauches Maus zu Atem- oder Herz-Kreislauf Beeinträchtigung führen und sollte vermieden werden.</li>
	<li>Scannen Sie rauf und runter. Passen Sie den Rahmen des Arbeitsplattform und die Räder für x- und y-Achse.</li>
	<li>Als ersten Schritt identifizieren Sie beider Nieren. In der Regel werden sie als Hyperechogenic homogene Strukturen in den Unterleib. Die angeschlossenen Vena Renalis finden Sie leicht das führt weiter zu der Vena Cava Inferior (Abbildung 13).</li>
	<li>Verwenden Sie die Vena Lienalis dient als Wahrzeichen Gefäß für die Bauchspeicheldrüse. Versuchen Sie, die Unterscheidung zwischen Vena Renalis und Vena Lienalis. Beim Erkennen von Vena Lienalis kann die Bauchspeicheldrüse genau lokalisiert werden. Die normalen Bauchspeicheldrüse ist eher eine Membran verteilt durch die Bauchhöhle als eine feste Struktur (Abb. 14 und Abb. 15).</li>
</ol>(7) Pankreas-Tumor-Erfassung und Bewertung der Lautstärke
<ol><li>Pankreas Läsionen von allen umgebenden Strukturen zu identifizieren. Sie erscheinen in der Regel als echoarmen inhomogene Runde oder längliche Gewebe Massen (Abbildung 16). Der Tumor ist in der Regel fest und kann kaum von der Scankopf komprimiert werden. Hinweis von Zeit zu Zeit es möglicherweise schwierig, klar zu unterscheiden zwischen Tumor und einer Dünndarm-Schleife. Achten Sie auf die Darm-Peristaltik, die nicht in Tumoren der Bauchspeicheldrüse beachtet werden sollten.</li>
	<li>Bei der Tumor-Erkennung Bildschirm rauf und runter zu bekommen einen Eindruck von der Gesamtgröße und Messen Sie den größten Durchmesser mithilfe des Ultraschall-Bremssattels. Sobald ein passendes Bild gefunden wird, friert der Bildschirm und das Messwerkzeug verwenden, um genau die Größe des Tumors zu bestimmen. Beachten Sie, dass für die spätere Verwendung ist es wichtig zu unterscheiden, ob ein Tumor in der Rute, Körper oder Kopf der Bauchspeicheldrüse lokalisiert ist.</li>
	<li>Stellen Sie bevor Sie zurück, um live-Modus ändern sicher, Bilder speichern, um die Arbeit aufnehmen. Beachten Sie, dass beim Einfrieren des Bildes, das es passieren könnte, dass das Einstellrad ist freigegeben, und die Ultraschallsonde wird noch mehr auf den Maus-Bauch gedrückt. Also fix die Anpassung der Kompression vor dem Ändern des Modus zu frieren.</li>
	<li>Drehen Sie nach Beendigung der Messung der ersten Ebene den Scankopf um 90° in Längsrichtung Position (Abbildung 17) oder schalten Sie die Maus auf die Seite, um die Längenausdehnung der Tumoren zu erkennen. Ändern der Position der Maus für ausreichende Sichtbarkeit erfordern einiger Tumoren. Für Bauchspeicheldrüsenkrebs Schweif Tumoren kann die Maus auf der rechten Seite (Abbildung 10 und Abbildung 19), für Tumoren der Bauchspeicheldrüse Kopf auf der linken Seite (Abb. 11 und Abb. 20) platziert werden.</li>
</ol>(8) Quantifizierung der Tumorvolumen
Hinweis: Ein wichtiges Ziel aller Bemühungen ist die korrekte Ermittlung der Tumorvolumen. Zwar gibt es verschiedene Techniken ist eine Berechnungsmethode, einschließlich der Formel eines ellipsoides bevorzugt an der University Medical Center Göttingen.
<ol><li>Ausgestattet mit allen drei zuvor erhaltenen Durchmessern, berechnen Sie das ungefähre Volumen des entsprechenden Tumors (Abbildung 21).</li>
	<li>Alternativ verwenden Sie ein Motorsystem der Scankopf eine automatisierte Überprüfung der tumorregion mit nachfolgenden Volumenberechnung und 3-D-Rekonstruktion durchführen.</li>
</ol>9. Verwertung
<ol><li>Nach dem Scannen, entfernen Sie vorsichtig alle Klebeband und entfernen Sie vorsichtig alle Ultraschallgel mit einem trockenen Tuch.</li>
	<li>Übertragen Sie sorgfältig die Maus in den Recovery-Käfig ( Abbildung 21). Vermeiden Sie jede Verkleidung Gewebe an der Mouse´s Fläche, die respiratorische Beeinträchtigung verursachen könnten. Eine seitliche Position zur Wiederherstellung sollte bevorzugt werden.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+in+oncology+research+and+cancer+medicine.">Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine.</a> EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).</li><li>Olive, K. P., Politi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Translational therapeutics in genetically engineered mouse models of cancer. (2), 131-143 (2014).</li><li>Westphalen, C. B., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+of+pancreatic+cancer.">Genetically engineered mouse models of pancreatic cancer.</a> The Cancer Journal. 18 (6), 502-510 (2012).</li><li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trp53R172H+and+KrasG12D+cooperate+to+promote+chromosomal+instability+and+widely+metastatic+pancreatic+ductal+adenocarcinoma+in+mice.">Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice.</a> Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).</li><li>Frese, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nab-Paclitaxel+potentiates+gemcitabine+activity+by+reducing+cytidine+deaminase+levels+in+a+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">nab-Paclitaxel potentiates gemcitabine activity by reducing cytidine deaminase levels in a mouse model of pancreatic cancer.</a> Cancer Discovery. 2 (3), 260-269 (2012).</li><li>Paredes, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+non-invasive+method+of+quantifying+pancreatic+volume+in+mice+using+micro-MRI.">A non-invasive method of quantifying pancreatic volume in mice using micro-MRI.</a> PLoS One. 9 (3), e92263 (2014).</li><li>Boj, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoid+models+of+human+and+mouse+ductal+pancreatic+cancer.">Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer.</a> Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).</li><li>Aung, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunotargeting+of+Integrin+alpha6beta4+for+Single-Photon+Emission+Computed+Tomography+and+Near-Infrared+Fluorescence+Imaging+in+a+Pancreatic+Cancer+Model.">Immunotargeting of Integrin alpha6beta4 for Single-Photon Emission Computed Tomography and Near-Infrared Fluorescence Imaging in a Pancreatic Cancer Model.</a> Molecular Imaging. 15, (2016).</li><li>Akladios, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+microCT+structural+imaging+to+preclinical+evaluation+of+hepatocellular+carcinoma+chemotherapeutics+on+orthotopic+graft+in+ACI+rats.">Contribution of microCT structural imaging to preclinical evaluation of hepatocellular carcinoma chemotherapeutics on orthotopic graft in ACI rats.</a> Bulletin du Cancer. 98 (2), 120-132 (2011).</li><li>Neesse, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CTGF+antagonism+with+mAb+FG-3019+enhances+chemotherapy+response+without+increasing+drug+delivery+in+murine+ductal+pancreas+cancer.">CTGF antagonism with mAb FG-3019 enhances chemotherapy response without increasing drug delivery in murine ductal pancreas cancer.</a> Proceedings of the National Academy of Science USA. 110 (30), 12325-12330 (2013).</li><li>Sastra, S. A., Olive, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+murine+pancreatic+tumors+by+high-resolution+ultrasound.">Quantification of murine pancreatic tumors by high-resolution ultrasound.</a> Methods in Molecular Biology. 980, 249-266 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Mit diesem Protokoll ist eine detaillierte Beschreibung zur Quantifizierung der pankreatischer Tumoren mit hochauflösenden Bauch-Ultraschall-Bildgebung in gentechnisch veränderte Mausmodelle zur Verfügung gestellt. Vor kurzem veröffentlichte Sastra Et Al. einer detaillierten Beschreibung wie man quantifizieren Pankreastumoren in Mausmodellen, aber keine visualisierten Anweisungen über die Vorbereitung und den Umgang mit, da die Voraussetzung für alle weiteren Schritte wurden11gezeig...

Gentechnisch veränderte Mausmodelle gewannen zunehmende an Bedeutung in der Krebsforschung aufgrund ihrer Fähigkeit, die komplexe Natur des menschlichen Karzinogenese1,2,3eng zu rekapitulieren. Eines der wichtigsten häufig Modelle verwendet, um Bauchspeicheldrüsenkrebs Entwicklung zu studieren, Progression und therapeutische Reaktion zeichnet sich durch eine aktivierende Mutation in der Kras-Onkogen, kombiniert mit einer Inaktivierung von Tumorsuppressor p534. Diese LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre (KPC) Maus-Modell ahmt die schrittweise Weiterentwicklung von Pre-invasive Pankreas intraepitheliale Neoplasie (PanIN) Läsionen zu invasives Karzinom. Phänotypisch, entwickeln fast alle Mäuse PDAC innerhalb der ersten sechs Monate nach der Geburt. Ergibt sich jedoch im Vergleich zu transplantierten Modelle, die KPC-Modell einen sehr variabel Tumor Beginn ab 8 Wochen bis mehreren Monaten4. Sobald Pankreastumoren erreichen eine bestimmten Größe (5 – 9 mm Durchmesser), Tumorwachstum beschleunigt rasant und Mäuse müssen in präklinischen Studien5eingeschrieben sein. Daher ist die genaue Erfassung der Tumor-Entstehung und Größe des Tumors eine wesentliche Voraussetzung für die präklinische Studie Logistik und Therapieüberwachung. In der Regel mehrere Ansätze wie Magnetresonanz-Bildgebung (MRI)6, Scannen,7,8,9 oder hochauflösendem Ultraschall Computertomographie kann eingesetzt werden, um Tumor Screening durchzuführen und Therapie10. Jede Technik hat ihre vor- und Nachteile. Obwohl MRT- oder Computertomographie (CT)-Bildgebung ermöglicht hochauflösende Datenerfassung sowie exakte Volumenberechnung, längere Untersuchungszeit unter allgemeinen Beruhigung, und sehr teure Ausrüstung erforderlich ist, und erlaubt keine häufigen Scannen über einen langen Zeitraum hinweg. Kleine tierische Sonographie ist dagegen eine etablierte Methode, die eingesetzt werden kann, für abdominale Pathologien in Mäusen11auf den Bildschirm. Vorteile dieses bildgebenden Verfahrens sind kurze Scanzeiten, hohe Auflösung und die Möglichkeit, doppler-Ultraschall oder den Kontrast verbessert Ultraschall (CEUS), Durchblutung der Organe parallel zu visualisieren. Allerdings sind anatomische Kenntnisse, 3D Phantasie und gründliche praktische Ausbildung für korrekte Bildinterpretation erforderlich.
In dem folgenden Artikel wird ein detailliertes Protokoll zur Nutzung von hochauflösendem Ultraschall in der KPC-Modell zur Verfügung gestellt. Darüber hinaus sind standard Ultraschallbilder dargestellt und beschriftet mit organstrukturen zur Erleichterung der Orientierung für die Ermittler.

<table><tbody><tr><td>Visual Sonics Vevo2100 High Resolution Ultrasound System, including imaging stage and anesthesia line</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 MicroScan Transducer MS-550-D (22-55MHz)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>VS-11874</td><td></td></tr><tr><td>Vevo Anesthesia System (anesthesia induction chamber with fresh and waste gas inlet)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>SA-12055</td><td></td></tr><tr><td>Vevo Imaging Station (working stage with nose cone for anesthesia supply)</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc, Canada</td><td>SA-11982</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;electronic pet clippers</td><td>Panasonic Marketing Europe, Germany</td><td>5025232484324</td><td>Panasonic ER-PA10-s</td></tr><tr><td>Labotect Hot plate</td><td>Labor tech G&amp;ouml;ttingen, Germany</td><td>13854</td><td></td></tr><tr><td>eye cream (ophthalmic ointment)</td><td>Sch&amp;uuml;lke&amp;amp;Mayr, Germany</td><td>9080249</td><td></td></tr><tr><td>veterinary isoflurane</td><td>Abbvie, Germany</td><td>4831867</td><td></td></tr><tr><td>depilatory cream</td><td>RB healthcare UK, United Kingdom</td><td>8218535</td><td></td></tr><tr><td>70% ethanol (v/v) in distilled water</td><td>TH. Geyer, Germany</td><td>22941000</td><td></td></tr><tr><td>ultrasound gel</td><td>Asmuth, Germany</td><td>13477</td><td></td></tr><tr><td>tissue wipes</td><td>Kimberly-Clark Germany, Germany</td><td>7558</td><td></td></tr><tr><td>cotton tips</td><td>Meditrade, Germany</td><td>75481116</td><td></td></tr><tr><td>glass bowl for ultrasound gel</td><td>ARC France, France</td><td>H1149</td><td></td></tr><tr><td>water bowl</td><td>W &amp;amp; P Trading Co., USA</td><td>B00K2P6PLQ</td><td></td></tr><tr><td>gauze sponges</td><td>Fuhrmann, Germany</td><td>960504</td><td></td></tr></tbody></table>

utilizing high resolution ultrasound to monitor tumor onset and growth in genetically engineered pancreatic cancer models

LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX-1-Cre (KPC) Maus-Modell stellt eine etablierte und am häufigsten verwendeten transgenen Modell, neuartige Therapien bei Bauchspeicheldrüsenkrebs zu bewerten. Tumor-Beginn ist variabel in der KPC-Modell zwischen 8 Wochen und mehreren Monaten. Nicht-invasive imaging-Tools sind daher verpflichtet, Bildschirm für Tumor auftreten und Monitor für ansprechen auf die Behandlung. Um dieses Problem zu beheben, sind verschiedene Ansätze in den letzten Jahren entstanden. Hochauflösendem Ultraschall hat entscheidende Vorteile wie nicht-Invasivität, schnelle Sitzungszeiten und einer hohen Bildauflösung ohne Strahlenbelastung. Jedoch Ultraschall bei Mäusen ist nicht trivial und ausreichend anatomische Kenntnisse und praktische Fähigkeiten sind erforderlich, um erfolgreich hochauflösendem Ultraschall in präklinischen Bauchspeicheldrüsenkrebs Modellen durchführen. Mit der folgende Artikel ist eine detaillierte praktische Anleitung für Bauch-Ultraschall in murinen Modellen mit besonderem Schwerpunkt auf endogene Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle vorgestellt. Darüber hinaus erfolgt eine Zusammenfassung der häufigsten Fehler und wie man sie vermeidet.

Ultraschall-Bildgebung ist eine vielseitige und nicht-invasive Technik, die verwendet wird, um mehrere Probleme in murinen Modellen menschlicher Krankheiten. Im Vergleich zu allen anderen bildgebenden Ansätze Hauptvorteile sind Hochdurchsatz-, Kosten-Effizienz, kurzen Erfassungszeit und Echtzeit-Bildgebung. Dieses Tool benötigt jedoch Know-how, präzise, hochwertige Bilder zu erzeugen. Insbesondere bei unerwünschte Artefakte ist zumindest etwas Erfahrung mit Ultraschall-Bildgebung in d...

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Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

Dieser Artikel beschreibt die Verwendung von hochauflösenden Ultraschall bei Mäusen gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs. Das primäre Ziel ist, eine detaillierte Anleitung zur Erkennung und Bewertung der endogenen Tumoren der Bauchspeicheldrüse zu bieten.

Verwendung von hochauflösendem Ultraschall zu Monitor Tumor auftreten und Wachstum in gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle

The LSL-KrasG12D/+; LSL-Trp53R172H/+; Pdx-1-Cre (KPC) mouse model represents an established and frequently used transgenic model to evaluate novel ...

utilizing-high-resolution-ultrasound-to-monitor-tumor-onset-growth

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Cancer Research

10.7K Aufrufe.  University Medical Center Goettingen. Dieser Artikel beschreibt die Verwendung von hochauflösenden Ultraschall bei Mäusen gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs. Das primäre Ziel ist, eine detaillierte Anleitung zur Erkennung und Bewertung der endogenen Tumoren der Bauchspeicheldrüse zu bieten.

Serie: Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will survive longer than five years. In order to understand and mimic the microenvironment of pancreatic tumors, we utilized a murine orthotopic model of pancreatic cancer that allows non-invasive imaging of tumor progression in real time. Pancreatic cancer cells expressing green fluorescent protein (PANC-1 GFP) were suspended in basement membrane matrix, high concentration, (e.g., Matrigel HC) with serum-free media and then injected into the tail of the pancreas via laparotomy. The cell suspension in the high concentration basement membrane matrix becomes a gel-like substance once it reaches room temperature; therefore, it gels when it comes in contact with the pancreas, creating a seal at the injection site and preventing any cell leakage. Tumor growth and metastasis to other organs are monitored in live animals by using fluorescence. It is critical to use the appropriate filters for excitation and emission of GFP. The steps for the orthotopic implantation are detailed in this article so researchers can easily replicate the procedure in nude mice. The main steps of this protocol are preparation of the cell suspension, surgical implantation, and whole body fluorescent in vivo imaging. This orthotopic model is designed to investigate the efficacy of novel therapeutics on primary and metastatic tumors.

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Fluoreszierende orthotopen Mausmodell des Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

Forschung

Krebsforschung

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Ultraschallgeführte orthotopische Implantation von murine Pankreas-Ductalsocarcinom

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

Detection of Lung Tumor Progression in Mice by Ultrasound Imaging

With ~1.6 million victims per year, lung cancer contributes tremendously to the worldwide burden of cancer. Lung cancer is partly driven by genetic alterations in oncogenes such as the KRAS oncogene, which constitutes ~25% of lung cancer cases. The difficulty in therapeutically targeting KRAS-driven lung cancer partly stems from having poor models that can mimic the progression of the disease in the lab. We describe a method that permits the relative quantification of primary KRAS lung tumors in a Cre-inducible LSL-KRAS G12D mouse model via ultrasound imaging. This method relies on brightness (B)-mode acquisition of the lung parenchyma. Tumors that are initially formed in this model are visualized as B-lines and can be quantified by counting the number of B-lines present in the acquired images. These would represent the relative tumor number formed on the surface of the mouse lung. As the formed tumors develop with time, they are perceived as deep clefts within the lung parenchyma. Since the circumference of the formed tumor is well-defined, calculating the relative tumor volume is achieved by measuring the length and width of the tumor and applying them in the formula used for tumor caliper measurements. Ultrasound imaging is a non-invasive, fast and user-friendly technique that is often used for tumor quantifications in mice. Although artifacts may appear when obtaining ultrasound images, it has been shown that this imaging technique is more advantageous for tumor quantifications in mice compared to other imaging techniques such as computed tomography (CT) imaging and bioluminescence imaging (BLI). Researchers can investigate novel therapeutic targets using this technique by comparing lung tumor initiation and progression between different groups of mice.

This protocol describes the steps taken to induce KRAS lung tumors in mice as well as the quantification of formed tumors by ultrasound imaging. Small tumors are visualized in early timepoints as B-lines. At later timepoints, relative tumor volume measurements are achieved by the measurement tool in the ultrasound software.

Nachweis der Lungentumorprogression bei Mäusen durch Ultraschall-Bildgebung

With ~1.6 million victims per year, lung cancer contributes tremendously to the worldwide burden of cancer. Lung cancer is partly driven by genetic ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Bioluminescent orthotopen Modell von Bauchspeicheldrüsenkrebs Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Medizin

Generation of an Orthotopic Xenograft of Pancreatic Cancer Cells by Ultrasound-Guided Injection

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant behavior and high resistance to therapeutic treatments. Indeed, despite many efforts, both standard chemotherapy and innovative target therapies have substantially failed when moved from preclinical evaluation to the clinical setting. In this scenario, the development of preclinical mouse models better mimicking in vivo characteristics of PCa is urgently needed to test newly developed drugs. The present protocol describes a method to generate a mouse model of PCa, represented by an orthotopic xenograft obtained by ultrasound-guided injection of human pancreatic tumor cells. Using such a reliable and minimally invasive protocol, we also provide evidence of in vivo engraftment and development of tumor masses, which can be monitored by ultrasound (US) imaging. A noteworthy aspect of the PCa model described here is the slow development of the tumor masses over time, which allows precise identification of the starting point for pharmacological treatments and better monitoring of the effects of therapeutic interventions. Moreover, the technique described here is an example of implementation of the 3Rs principles since it minimizes pain and suffering and directly improves the welfare of animals in research.

We present a protocol to generate a minimally invasive orthotopic pancreatic cancer model by ultrasound-guided injection of human pancreatic cancer cells and the subsequent monitoring of tumor growth in vivo by ultrasound imaging.

Generierung eines orthotopen Xenografts von Bauchspeicheldrüsenkrebszellen durch ultraschallgeführte Injektion

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant ...

High-Resolution Ultrasonography for the Analysis of Orthotopic ATC Tumors in a Genetically Engineered Mouse Model

Anaplastic thyroid carcinoma (ATC) is associated with a poor prognosis and short median survival time, but no effective treatment improves the outcomes significantly. Genetically engineered murine models that mimic ATC&#39;s progression may help researchers to study treatments for this disease. Crossing three different genotypes of mice, a TPO-cre/ERT2; BrafCA/wt; Trp53&#916;ex2-10/&#916;ex2-10&#160;transgenic ATC model was developed. The ATC murine model was induced by an intraperitoneal injection of tamoxifen with overexpression of BrafV600E and deletion of Trp53, and the tumors were generated within about 1 month. High-resolution ultrasound was applied to investigate the tumor initiation and progression, and the dynamic growth curve was obtained by measuring the tumor sizes. Compared to magnetic resonance imaging (MRI) and computed tomography scanning, ultrasound has advantages in observing the ATC murine model, such as being noninvasive, portable, in real-time, and without radiation exposure. High-resolution ultrasound is suitable for dynamic and multiple measurements. However, ultrasonographic examination of the thyroid in mice requires relevant anatomical knowledge and experience. This article provides a detailed procedure for utilizing high-resolution ultrasound to scan tumors in the transgenic ATC model. Meanwhile, ultrasonic parameter adjustment, ultrasound scanning skills, anesthesia and recovery of the animals, and other elements that need attention during the process are listed.

The present protocol describes high-frequency ultrasonography for visualizing the entire mouse thyroid gland and monitoring the growth of anaplastic thyroid carcinoma.

Hochauflösende Sonographie zur Analyse orthotoper ATC-Tumoren in einem gentechnisch veränderten Mausmodell

Anaplastic thyroid carcinoma (ATC) is associated with a poor prognosis and short median survival time, but no effective treatment improves the outcomes ...

Bildgebung der Bauchspeicheldrüse der Maus mit implantiertem stabilisiertem Fenster

Stabilized Window for Intravital Imaging of the Murine Pancreas

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have high morbidity and mortality. Intravital imaging (IVI) is a powerful technique enabling the high-resolution imaging of tissues in both healthy and diseased states, allowing for real-time observation of cell dynamics. IVI of the murine pancreas presents significant challenges due to the deep visceral and compliant nature of the organ, which make it highly prone to damage and motion artifacts. 
Described here is the process of implantation of the Stabilized Window for Intravital imaging of the murine Pancreas (SWIP). The SWIP allows IVI of the murine pancreas in normal healthy states, during the transformation from the healthy pancreas to acute pancreatitis induced by cerulein, and in malignant states such as pancreatic tumors. In conjunction with genetically labeled cells or the administration of fluorescent dyes, the SWIP enables the measurement of single-cell and subcellular dynamics (including single-cell and collective migration) as well as serial imaging of the same region of interest over multiple days. 
The ability to capture tumor cell migration is of particular importance as the primary cause of cancer-related mortality in PDAC is the overwhelming metastatic burden. Understanding the physiological dynamics of metastasis in PDAC is a critical unmet need and crucial for improving patient prognosis. Overall, the SWIP provides improved imaging stability and expands the application of IVI in the healthy pancreas and malignant pancreas diseases.

Autor im Rampenlicht: Revolutionierung des Verständnisses von Pankreaserkrankungen durch fortschrittliche intravitale Bildgebung 

We present a protocol for the surgical implantation of a stabilized indwelling optical window for subcellular-resolution imaging of the murine pancreas, allowing serial and longitudinal studies of the healthy and diseased pancreas.

Stabilisiertes Fenster für die intravitale Bildgebung der murinen Bauchspeicheldrüse

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

Verwendung von hochauflösendem Ultraschall zu Monitor Tumor auftreten und Wachstum in gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle

Zusammenfassung

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Fluoreszierende orthotopen Mausmodell des Bauchspeicheldrüsenkrebs

Ultraschallgeführte orthotopische Implantation von murine Pankreas-Ductalsocarcinom

Nachweis der Lungentumorprogression bei Mäusen durch Ultraschall-Bildgebung

Bioluminescent orthotopen Modell von Bauchspeicheldrüsenkrebs Progression

Generierung eines orthotopen Xenografts von Bauchspeicheldrüsenkrebszellen durch ultraschallgeführte Injektion

Hochauflösende Sonographie zur Analyse orthotoper ATC-Tumoren in einem gentechnisch veränderten Mausmodell

Stabilisiertes Fenster für die intravitale Bildgebung der murinen Bauchspeicheldrüse

Stabilisiertes Fenster für die intravitale Bildgebung der murinen Bauchspeicheldrüse

Stabilisiertes Fenster für die intravitale Bildgebung der murinen Bauchspeicheldrüse

Dynamic Contrast Verbesserte Spintomographie von einem orthotopen Mausmodell Bauchspeicheldrüsenkrebs