Intramural wurde für dieses Projekt von der Division of Intramural Research, National Heart, Lung and Blood Institute an den National Institutes of Health finanziert. Wir möchten Dr. James Hawkins, Dr. Robert Hoyt, NIH Division of Veterinary Resources und das Personal des Cardiothoracic Chirurgie Forschungsprogramms an den NIH anerkennen.

die hier beschriebenen Verfahren wurden vom National Heart, Lung, und Blut Institut Animal Care und Use Committee an den National Institutes of Health zugelassen und entsprechen den Richtlinien in der öffentlichen Gesundheitspolitik Service auf Humane Pflege und Verwendung von Labortieren, das Tierschutzgesetz und die Anleitung für die Pflege und Verwendung von Labortieren.
 Hinweis: Dieses chirurgische Verfahren soll ein Tiermodell der chronischen myokardialen Ischämie zu produzieren, die verwendet werden können, um Therapien zu entwickeln, die für Patienten mit schweren CAD klinisch relevant sind. Dies kann nicht erreicht werden, mit einem in-vitro- Modell.
 1. Tiere <ol><li>verwenden männliche Yorkshire Schweine wiegen zwischen 12 und 15 kg.</li></ol>
 2. Pre-surgical Verfahren <ol><li>für eine prophylaktische Antibiotika verwenden mündlich zweimal täglich ab 24 h vor der Operation, Amoxicillin und Clavulanat Kalium (15 mg/kg). 
	Hinweis: Diese orale Antibiotika wird vor der Operation, um sicherzustellen, dass das Schwein es zu schlucken und auch sicherstellen, dass sie keine allergische Reaktion auf das Medikament postoperativ haben gestartet.</li>
	<li>Zurückzuhalten, Nahrung und Wasser vom Schwein 12 h vor der Operation.</li>
	<li>Am Tag der Operation zu betäuben das Schwein mit einem Cocktail von Ketamin (33 mg/kg), Midazolam (0,5 - 0,75 mg/kg) und Glykopyrrolat (0,01 mg/kg), intramuskuläre (IM) gegeben.</li>
	<li>20 G intravenöse (IV) Katheter in eine Vene Ohr und Intubation das Tier mit einer 7,0 Fr endotracheal Schlauch. 
	Hinweis: Passen Sie die Größe der IV-Katheter und den Endotrachealtubus entsprechend der Größe des Schweins.</li>
	<li>Das Haar (Rasur) auf der linken Seite des Schweins aus der Schulter, um den Nabel und der Abdominal-Mittellinie an der Wirbelsäule entfernt.</li>
	<li>Verwalten die prophylaktische Antibiotika (Piperacillin und Tazobactam: 100 mg/kg IV) und Schmerzen Medikamente (Buprenorphin nachhaltig Release: 0,2 mg/kg subkutan (SC) oder ein transdermales Fentanyl patch 25-50 µg/h). 
	Hinweis: Die IV-Antibiotikum wird gegeben, weil die Tiere für 12 h vor der Operation nüchtern sind und während dieser Zeit keine der zuvor genannten oralen Antibiotikum erhalten.</li>
	<li>Transportieren das Schwein zum OP-Saal und verbinden den Endotrachealtubus mit der Anästhesiemaschine mit einem passiven Sensor ausgestattet, um die Atemwege Gase zu überwachen. Mechanisch lüften Sie das Schwein ein Tidalvolumen von 10 mL/kg als Ausgangspunkt verwenden und nicht überschreiten Sie einer Atemwegsdruck von 30 cm H 2 O. Set der Atemfrequenz zwischen 10-20 Atemzügen pro Minute (Bpm) und nach Bedarf zu Ende-Gezeiten CO 2 (anpassen PetCO 2) Ebenen zwischen 28 und 35 mm Hg. Maintain die Narkose mit Isofluran (1-3 %) oder Sevofluran (2-5 %).</li>
	<li>Positionieren das Schwein rechts unten auf dem Operationstisch. Fügen Sie alle notwendigen Sensoren zur Überwachung der Körpertemperatur (BT), Elektrokardiogramm (EKG), Pulsoximetrie (SpO 2) usw.</li> <li>Vorbereiten der Operationsstelle über drei wechselnde Peelings mit 2 % Chlorohexidine und 70 % Alkohol (gelten in einem Kreisbewegung beginnend mit Zentrum und Umzug nach außen).</li>
	<li>Drapieren der Operationsstelle mit aseptischen 21.</li>
</ol> 3. Chirurgischen Eingriff <ol><li>aussetzen das Herz durch einen linken Thorakotomie.
	<ol><li>Machen einen Hautschnitt parallel zu der 4 th und 5 th Zwischenrippenmuskeln Raum ca. 8-9 cm in der Länge mit einem Skalpellklinge Nr. 10.</li>
		<li>Schnitt durch die Latissimus Dorsi und Serratus Ventralis Muskeln mit ein paar gebogene Metzenbaumschere und Brown Adson Pinzette. Elektrokauterisation Blutstillung bei Bedarf weiterhin verwenden.</li>
		<li>Geben Sie den pleuralen Raum durch die Zwischenrippenmuskeln zwischen 4 th und 5 th Rippen mit dem Metzenbaum Schere schneiden entlang des vorderen Aspekt der 4 th Rippe. Um die Chance einer versehentlich Beschädigung der Lungenkrebs zu reduzieren, schalten Sie den Ventilator auf dem Ausatmen kurz vor Eintritt in den pleural Raum aus. Sobald der Pleurahöhle verletzt worden ist, schalten Sie den Ventilator.</li>
		<li>Verwenden einen kleine Finochietto Retraktor, um die Rippen auseinander, zu verbreiten das Herz aussetzen.</li>
	</ol></li> <li>Verwendung Debakey Pinzette fassen und heben Sie das Perikard. Potts Schere ein kleines Loch in das Perikard, so dass Luft in den Perikardialraum eindringen zu verwenden. Weiter Schnitt mit der Schere Potts über der Kreuzung der LAD und LCX Arterien.</li>
	<li>Einsatz Babcock Zange, die linken atrial Appendage zurückzuziehen. Mit Debakey und kleinen rechten Winkel Zangen, sezieren die LCX-Arterie aus dem umgebenden Gewebe vor oder proximalen zum stumpfen marginal Zweig 1 St.</li>
	<li>Legen Sie zwei Schiff Schlaufen unter der seziert LCX-Arterie, eine an jedem Ende. Halten Sie eine Größe 3,0 mm Ameroid Constrictor mit kleinen rechten Winkel Zangen und heben Sie die Schiff Schleifen um sanft die LCX-Arterie durch die Öffnung der Würger führen. Sanft Drehen der Würger, sodass die Öffnung nach oben zeigt. Die Schiff-Schleifen zu entfernen. Siehe Abbildung 1. 
	Hinweis: Angemessene Dissektion der Arterie unbedingt Abknicken zu verhindern. Wählen Sie die entsprechende Größe Constrictor für das einzelne Tier. Der entsprechenden Größe Würger wird das Schiff eng umschließen, ohne zunächst Verengung des Schiffes. Hausschweine, die mit einem Gewicht zwischen 12 und 15 kg erfordern Ameroid constrictor Größe 2,5 bis 3,5 mm. Der Speicherort von Ameroid Constrictor auf dem Schiff richtet sich auf die gewünschte Größe des ischämischen Bereich.</li>
	<li>Re ungefähre das Perikard und mit 4: 0 aus Polypropylen Nähte schließen.</li>
	<li>Wiederherstellung den thorakalen Unterdruck durch Einfügen eines 12 Fr Thoraxdrainage oder Äquivalent in den Pleuraraum mit der Ende verlassen zwischen den Schichten des Verschlusses, in der Regel zwei Intercostalneuralgie Leerzeichen nach Thorakotomie Website. 
	Beachten Sie die Lunge für Atelektase vor dem Schließen der Rippen. Wenn Sie irgendwelche Anzeichen von zu niedrigem Druck beachten, wieder aufzublasen Lungen manuell bis zu einem Druck von 30 mm Hg.</li>
	<li>In der Nähe der Brust mit 1 Polypropylen Nähte für die Intercostalneuralgie Schicht, 0 Polypropylen Nahtmaterial für den Serratus und Faszien Schicht, 2-0 Polypropylen Nahtmaterial für die subkutane Schicht und 3-0 aus Polypropylen Nahtmaterial für die Subcuticular Schicht. Heften oder Naht die Haut.</li>
	<li>Zum Jahresende die Thoraxdrainage ein drei-Wege-Absperrhahn beimessen und die Luft in der Brust mit einer 40-60 cc Spritze zu evakuieren, bis eine negative Abdichtung erreicht ist. Rollen Sie das Tier auf die Brustbein oder Gegenteil Seite zur Erleichterung die Luft zu entfernen. Sobald die Brust Unterdruck hält, entfernen Sie die Thoraxdrainage und Naht der Austrittsstelle. Wenn die Tiere einzeln postoperativ untergebracht sind, kann der Schnitt für mehrere Tage bandagiert werden.</li>
</ol> 4. Postoperative <ol><li>nach Schließung, infiltrieren die Schnittführung entlang beider Seiten des Standortes Thorakotomie mit 0,25 % Bupivacain.</li>
	<li>Das Tier aus dem Beatmungsgerät zu entwöhnen und schalten Sie die Narkose. Den Endotrachealtubus zu entfernen, sobald das Tier auf seine eigene Atmung und schlucken.</li>
	<li>Überwachen das Tier, bis es vollständig wiederhergestellt ist (wach und sternale). Es dürfen keine Auffälligkeiten oder Arrhythmien auf dem EKG, die BT sollte 38,7-39,8 ° C SpO 2 sollte 95-100 % und die Atemfrequenz sollte 32-58 Bpm.</li>
	<li>Verwalten Amiodaron (100 mg, oral zweimal am Tag) und Clopidogrel Bisulfate (75 mg oral einmal täglich), Thrombose und Rhythmusstörungen zu verhindern. Fahren Sie mit Amoxicillin und Clavulanat Kalium (15 mg/kg) mündlich zweimal täglich für 10 Tage nach der Operation. Postoperativer Schmerzen erfolgt mit Buprenorphin SR (verzögerter Freisetzung) 0,2 mg/kg. SQ alle drei Tage. Buprenorphin SR werden mit Carprofen (4,4 mg/kg) einmal ergänzt kann und dann (2,2 mg/kg) PO oder IM Angebot.</li>
	<li>Halten alle Bettwäsche und Nahrungssuche Material aus dem Tier heraus &#39; s Gehäuse Fläche, bis der Schnitt vollständig geheilt ist.</li>
</ol>

<ol>
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M., Kendall, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+Petrolatum+Coating+on+the+Rate+of+Occlusion+of+Ameroid+Constrictors+in+the+Peritoneal+Cavity.">Effect of Petrolatum Coating on the Rate of Occlusion of Ameroid Constrictors in the Peritoneal Cavity.</a> Veterinary Surgery. 33, 11-16 (2004).</li><li>Griffin, M. A., Hunt, G. B., Epstein, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior+of+plastic+and+metal+ameroid+constrictors+during+in+vitro+incubation+in+physiologic+solutions+of+varying+glucose+concentration.">Behavior of plastic and metal ameroid constrictors during in vitro incubation in physiologic solutions of varying glucose concentration.</a> Res Vet Sci. 105, 165-170 (2016).</li></ol>

Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt, offen zu legen.

Ameroid constrictor sind weitgehend benutzt worden Tiermodelle der chronischen myokardialen Ischämie, chronischer Herzinfarkt und Herzinsuffizienz5,6,7,9,10 erstellen , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. Obwohl diese Modelle durch den Einsatz von Stents, hydraulische Occluders oder festen Stenose Occluders erstellt werden können, die Prävalenz von Ameroid Gebrauch in der wissenschaftlichen Literatur erlaubt Forschern, die Ergebnisse ihrer Arbeit mit genauer zu vergleichen bisher veröffentlichte Studien5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. ein weiterer Vorteil der Verwendung von Ameroid Constrictor ist, dass das Verfahren relativ einfach ist und von jedermann mit angemessenen chirurgischen Fähigkeiten erfolgreich durchgeführt werden kann und keine spezielle Instrumente erfordert. Die anderen genannten Methoden erfordern höhere technische Fertigkeiten und bei der hydraulischen Occluder erfordert eine intensive postoperative Überwachung aufgrund der externalisierte Gerät6,13.
Die wichtigste Einschränkung der Verwendung von Ameroid Constrictor ist die Variabilität in der Rate der Okklusion9,13. In der Regel haben die meisten Studien mit den Ameroid Constrictor gefunden die Rate der Stenose zu höchsten in den ersten zwei Wochen und dann stufenweise verjüngen, bis vollständige Okklusion23,24auftritt. Ex-Vivo Studien direkt die Messrate der Schließung von Ameroid Lumen haben bestätigt, dass die größte Reduktion Lumen Durchmesser in den ersten zwei Wochen tritt und danach25,26verlangsamt. Jedoch haben diese gleichen Studien zeigten auch, dass rund um Glucose und Protein-Konzentrationen beeinflussen kann, die Rate und die Vollständigkeit des Ameroid Verschlusses, was darauf hindeutet, dass in-Vivo -Bedingungen am ehesten verantwortlich für die Variabilität sind in Ameroid bewertet Okklusion25,26. Andere Forscher haben vorgeschlagen, dass mechanische Trauma, Entzündung, Fibrose und Thrombusbildung verursacht durch den Ameroid-Platzierung-Verfahren selbst zu dieser Variabilität5,6,25 beitragen können . Diesem Fall ist wahrscheinlich der Grund für die vorzeitige Todesfälle und Herzinsuffizienz, die in dieser Studie beobachtet. Es kann nicht genug betont die Bedeutung zart, aber angemessen, Arterie Dissektion auf beiden Seiten von den Ameroid gegen Knicken des Schiffes zu tun sein.
Die richtige Platzierung von Ameroid Constrictor ist entscheidend für einen ischämischen Bereich des Herzens zu entwickeln, die groß genug ist, um zu behandeln ist aber nicht so groß, dass es zum Tode führt. Platzieren die Ameroid Constrictor auf die LCX, bevor der erste stumpf marginal Zweig angezeigt wird, funktioniert am besten in Yorkshire-Schweine. Wie an anderer Stelle berichtet, führte dies zu einer ischämischen Fläche von ca. 25-30 % des linken Ventrikels6. Platzierung der Ameroid niedrigeren resultierte in einem ischämischen Bereich, der für die spezifische Behandlung unzureichend war, die in dieser Studie untersucht wurde.
Beim chirurgischen Eingriff auftretenden Herzrhythmusstörungen sind selten. Verwaltung oral Amiodaron nach der Operation bis zum Ende der Studie, kann verhindern Arrhythmien während der 2 bis 3 Wochen nach der Operation, wenn die Ameroid Weg geschlossen wird. Darüber hinaus sollten Hauswartung und medizinischem Personal besonders wachsam sein fest, jeder Husten während dieser Zeit, die ein frühen Anzeichen für pulmonale Ödeme/Herzinsuffizienz sein könnte.
Im Laufe der Jahre wurde das Design von Ameroid Constrictor auf verbessert. Ameroids sind derzeit in zahlreichen Größen, so dass der Chirurg eine Ameroid auswählen, das entspricht den Durchmesser des Gefäßes zu verschlossen werden. Der äußere Ring der den Ameroid gibt es in Edelstahl, Titan oder Kunststoff. Dies ist besonders wichtig, bei der die betroffenen Herzen mittels MRI Auswertung. Alle Metallteile bewirkt ein Artefakt auf die MRT-Aufnahmen. Titan Ameroids verursachen weniger eines Artefakts als Edelstahl, während Kunststoff keine überhaupt lässt. MRT-Aufnahmen zeigen den Unterschied zwischen einem Ameroid Titan und Kunststoff Ameroid sind in Abbildung 2 und Abbildung 3, bzw. gezeigt. Das Artefakt auf der rechten Seite des Herzens in Abbildung 2 wird durch die Titan-Ring umschließt die Ameroid verursacht. Bis vor kurzem war der Containment-Ring auf den Kunststoff Ameroid zu sperrig, um einer Koronararterie zu platzieren, ohne Abknicken des Schiffes. Die in dieser Studie verwendeten Ameroid Constrictor (siehe Tabelle der Materialien) ist eine viel schlankere Version, die den gleichen Außendurchmesser als Metall Ameroids hat.

Koronare Herzkrankheit (KHK), die myokardiale Ischämie führt, ist die häufigste Ursache für Invalidität, Tod und Kosten im Gesundheitswesen rund um die Welt4 und zurechenbaren für ungefähr 1 aus jeden 3 Todesfälle in den USA1,2 , 3 , 4 , 5 , 6. Zwar gab es viele Fortschritte in der perkutanen und chirurgische Behandlungen, mehr als ein Drittel der Patienten mit CAD sind nicht für diese Behandlungen aufgrund von Alter, Gesundheitszustand oder suboptimale Anatomie4, 5 , 6 , 7. um neue Methoden der bildgebenden Diagnostik oder Behandlung zu bewerten, die Entwicklung von geeigneten Tiermodell ist von entscheidender Bedeutung.
Bei der Entwicklung von einem Tiermodell für eine Krankheit sollte die induzierte Erkrankung eng die anatomischen und physiologischen Merkmale der Erkrankung bei Menschen8,9emulieren. Eines der am weitesten verbreitete Großtiere für Herz-Kreislauf-Studien ist das Schwein. Das Schweineherz entspricht am ehesten das menschliche Herz in Bezug auf Größe, Anatomie und Physiologie3,6. Ähnlich wie das menschliche Herz besitzt das Myokard das Schwein Herz keine umfangreiche Sicherheiten Umlauf-6. Aus diesem Grund die Schweineherz akuten koronaren Okklusion nicht gut vertragen, aber es kann eine allmähliche koronaren Okklusion tolerieren. Wenn eine Koronararterie langsam verdeckt ist, kann es als Modell für chronische myokardiale Ischämie, chronischer Herzinfarkt und Herzinsuffizienz5,6,9,10, verwendet werden 11 , 12 , 13. chronischer Myokardischämie durch Stent-Implantation oder die Platzierung eines hydraulischen Occluder, eine feste Stenose Occluder oder eine Ameroid Constrictor induziert werden kann. Es gibt vor- und Nachteile dieser Methoden die in verschiedenen Publikationen6,9,13 ausführlich beschrieben werden, aber die am häufigsten verwendete Methode ist die Ameroid Platzierung5, 6,10,11.
Die Ameroid Constrictor besteht aus Kasein Material innerhalb einer Edelstahl, Kunststoff oder Titan Ring umhüllt. Einmal um eine Arterie (in der Regel der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) oder der linken Koronararterie Zirkumflex (LCX)) gelegt, das Kasein Material absorbiert die umgebende Flüssigkeit verursacht das innere Lumen, nach und nach verengen imitiert die langsame Stenose der eine Arterie und daraus resultierende volle schließlich in Okklusion9,13,14. Dieses Verfahren verwendet allein oder in Verbindung mit anderen Methoden Ergebnisse in einer Region von chronischen myokardialen Ischämie/Infarkt des linken Ventrikels des Herzens, die nützlich für die Entwicklung und Bewertung der neuen bildgebenden Techniken8wurde oder, 10,15, therapeutische Behandlungen7,16,17,18 und chirurgischen Eingriffen19,20.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="965">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:323px;">Anesthesia: ketamine</td>
			<td style="width:195px;">Putney, INC</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:273px;">Dose: 25mg/kg, IM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anesthesia: midazolam</td>
			<td>App Pharmaceuticals</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 0.75mg/kg, IM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anesthesia: isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 1-3%, INH</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium</td>
			<td>WG Critical Care</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 15mg/kg, IV</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Antibiotics: piperacillin and tazobactam</td>
			<td>Fresenius Kabl</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 100mg/kg, PO</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Analgesia: buprenorphine (sustained release)</td>
			<td>Zoo Pharm</td>
			<td></td>
			<td>10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Analgesia: fentanyl patch</td>
			<td>Mylan</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 25-50mcg/hr, TD</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Analgesia: bupivicaine 0.25%</td>
			<td>Hospira</td>
			<td></td>
			<td>Give SC at incision site for analgesia</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Alcohol 70%</td>
			<td>Humco</td>
			<td>NDC 0395-4202-28</td>
			<td>for scrubbing surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Chlorhexidine scrub 2%</td>
			<td>Vet One</td>
			<td>510083</td>
			<td>for scrubbing surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine</td>
			<td>GE Healthcare Madison WI.</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pediatric anesthesia circuit</td>
			<td>Westmed</td>
			<td>7-8901</td>
			<td>www.westmedinc.com</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Water blanket</td>
			<td>Cincinnati Sub Zero</td>
			<td>Blanketrol 2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">EKG</td>
			<td>Medtronics- Physiocontrol</td>
			<td>LifePak 20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Oxygen saturation monitor</td>
			<td>GE Healthcare Madison WI.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Temperature probe</td>
			<td>GE Healthcare Madison WI.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Electrical cautery unit</td>
			<td>Valley Labs</td>
			<td>Force 2</td>
			<td>Cut-30 Coag-40</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Endotracheal tube</td>
			<td>Hudson RCI</td>
			<td>HUD510312</td>
			<td>Hudson brand - appropriate size for animal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Intravenous catheter, size 20 gauge</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology, Inc</td>
			<td>SC-360097</td>
			<td>Fluid and drug administration</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lactated Ringers Solution</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>NDC 0409-7953-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Macro IV drip set 15 drops/ml</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>12672-28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical gowns</td>
			<td>Kimberly Clark</td>
			<td>90142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Utility drapes</td>
			<td>Kimberly Clark</td>
			<td>89731</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Adult laparotomy drape</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNJP3004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sterile surgical gloves</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>22537-570</td>
			<td>Size 7 - use appropriate size for surgeon</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Needle mat - sterile</td>
			<td>Medline</td>
			<td>NC30MBR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cautery pencil</td>
			<td>Medline</td>
			<td>ESPB 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Suction tubing</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND50251</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Suction tip; Yankauer</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND50130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Suction cannister</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>65651-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm</td>
			<td>Research Instruments SW, Inc.</td>
			<td>760-764-9411</td>
			<td>Types: Stainless steel, titanium, or plastic</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">3-way stopcock</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>455991</td>
			<td>For chest tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stomach tube - 18 Fr</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>DC4418</td>
			<td>For chest tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">60cc syringe</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>SY35060LL</td>
			<td>For chest tube</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">3cc syringe</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>SY35003LL</td>
			<td>For post-op analgesia injection</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Skin stapler - 35W</td>
			<td>Ethicon&#160; Endo-Surgery</td>
			<td>PMW 35</td>
			<td>skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scalpel blade - size #10</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>32295-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mini silicone vessel loops&#160; 1 Pak</td>
			<td>Aspen Surgical</td>
			<td>011001PBX</td>
			<td>for elevating circumflex artery to apply ameroid</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1 (polypropylene) taper</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>BB #8425H</td>
			<td>close ribs</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">2-0 (polypropylene) taper</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>SH #8523</td>
			<td>close muscle layers</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4-0 (polypropylene) taper</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>BB #8581H</td>
			<td>close pericardium</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">20 gauge needle</td>
			<td>Cardinal Health (Allegiance)</td>
			<td>81-200219</td>
			<td>post-op analgesia injection</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">antimicrobial drape</td>
			<td>3M</td>
			<td>6640EZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Finochietto rib retractor - infant size</td>
			<td>Codman</td>
			<td>50-8057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Potts-Smith scissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Babcock forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pean hemostatic forceps curved</td>
			<td>Codman</td>
			<td>30-4565</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">scalpel handle #7</td>
			<td>Codman</td>
			<td>11-5534</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Brown Adson forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5231</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Debakey forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7562</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mayo scissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6870SC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Metzenbaum dissecting scissors</td>
			<td>Codman</td>
			<td>36-5011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Metzenbaum dissecting scissors</td>
			<td>Codman</td>
			<td>36-5016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mayo-Hegar needle holder</td>
			<td>Codman</td>
			<td>36-2017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ryder needle holder</td>
			<td>Codman</td>
			<td>36-3012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Kelly hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Reynolds hemostatic forcep</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Weitlander retractor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8612</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Yorkshire domestic pigs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a chronic cardiac ischemia model in swine using an ameroid constrictor

Herz-Kreislauf-Krankheit bleibt die häufigste Todesursache in den Vereinigten Staaten. Es gibt zahlreiche Ansätze zur Behandlung dieser Krankheiten, aber unabhängig von den Ansatz, eine in Vivo Modell ist notwendig, um jede Behandlung zu testen. Das Schwein ist eines der am häufigsten verwendeten großen Tiermodelle für kardiovaskuläre Erkrankungen. Sein Herz ist sehr ähnlich in der Anatomie und Funktion die eines Menschen. Die Ameroid-Platzierung-Technik erstellt einen ischämischen Bereich des Herzens, die viele nützliche Anwendungen an einem Myokardinfarkt Studium hat. Dieses Modell wurde für chirurgische Forschung, pharmazeutische Studien, bildgebende Verfahren und Zelltherapien eingesetzt.
Es gibt mehrere Möglichkeiten des Verursachens eines ischämischen Bereich im Herzen. Jeder hat seine vor- und Nachteile, aber die Platzierung einer Ameroid constrictor bleibt die am weitesten verbreitete Technik. Die wichtigsten Vorteile bei der Verwendung der Ameroid sind die Prävalenz in der bestehenden Forschung, seine Verfügbarkeit in verschiedenen Größen, um Platz für die Anatomie und Größe des Schiffes zu eingeengt werden, die Operation ist ein relativ einfaches Verfahren, und die Post-Operative Überwachung ist minimal, da gibt es keine externen Geräte zu pflegen. Dieser Artikel bietet einen detaillierten Überblick über die richtige Technik für die Platzierung von Ameroid Constrictor.

Nach Analyse der Daten von Ameroid Platzierung Operationen in unserer Einrichtung über einen zwei-Jahres-Zeitraum erhalten, fanden wir die Überlebensrate auf 80 % betragen. Das Verfahren wurde an 25 Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht zwischen 12-15 kg durchgeführt. Der 25 Schweine überlebt 20 zum Follow-up-Verfahren, 2 fibrilliert und starb kurz nach schließen, 2 für schwerer Herzinsuffizienz und Lungenödem euthanasiert wurden, und 1 einen Narkose Tod während einer Follow-up-Röntgenbild hatte. Autopsie ergab ein Infarzierte Gebiet der linken Herzkammer in die Tiere, die innerhalb von 24 Stunden des Verfahrens starb. Es wird vermutet, aber konnten nicht bestätigt werden, dass die Arterie aufgrund des Vorhandenseins von den Ameroid seit das Lumen der Ameroid geknickt noch offen war. Die Ameroids von Tieren, die durch Herzinsuffizienz eingeschläfert wurden gewonnen wurden untersucht. 18 Tage gab es insgesamt Verschluss des lumens.
Die Überlebenden Tiere wurden durch Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT) bei 28 Tage Post-Ameroid Platzierung zur Messung der Herzfunktion und Größe der ischämischen Fläche abgebildet. Abbildung 2 und Abbildung 3 zeigen die MRT-Aufnahmen ein Schwein mit einem Titan ummantelt Ameroid und ein Schwein mit einem Kunststoff eingehüllte Ameroid bzw. eingeholt. Nach dem Imaging, wurde eine zweite Thorakotomie für eine Zelle Injektion oder Schein-Verfahren durchgeführt. Tiere folgten, so lange wie 16 Wochen Post-Ameroid Platzierung.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Bilder vom Schwein Herz während des Eingriffs Ameroid Platzierung. (A) das Schwein Herz zeigt die LAD, LCX und stumpfen marginal Arterie (OM). (B) Bild der seziert LCX Arterie vor der Ameroid-Platzierung. (C) Bild die richtige Platzierung von Ameroid um die LCX mit der Eröffnung der Ameroid mit Blick nach oben oder vom Herzen. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig2.jpg"> 
Abbildung 2: MRI-Bild von Schweineherz mit einem Titan ummantelt Ameroid. MRI-Bild von einem Schweineherz, vier Wochen nach der Platzierung einer Titan eingehüllte Ameroid constrictor auf die LCX-Arterie getroffen. Der Pfeil zeigt auf das Artefakt, erstellt von der Titan. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56190/56190fig3.jpg"> 
Abbildung 3: MRI-Bild von einem Schweineherz mit einem Kunststoff ummantelt Ameroid. MRI-Bild von einem Schweineherz, vier Wochen nach der Platzierung einer Kunststoff eingehüllte Ameroid constrictor auf die LCX-Arterie getroffen. Der Pfeil zeigt auf die Ameroid Constrictor. Kein Artefakt wird beobachtet. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56190/56190fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Dieses Protokoll soll die Platzierung eines verzögerten einengenden Geräts (ein Ameroid Constrictor) um einer Koronararterie in einem Schweine-Modell veranschaulicht. Dieses Gerät erzeugt einen ischämischen Bereich des Herzens, die nützlich für das Studium neue bildgebende Diagnoseverfahren und neue Behandlungsmethoden.

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

a-chronic-cardiac-ischemia-model-in-swine-using-an-ameroid-constrictor

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.5K Aufrufe.  National Institutes of Health. Dieses Protokoll soll die Platzierung eines verzögerten einengenden Geräts (ein Ameroid Constrictor) um einer Koronararterie in einem Schweine-Modell veranschaulicht. Dieses Gerät erzeugt einen ischämischen Bereich des Herzens, die nützlich für das Studium neue bildgebende Diagnoseverfahren und neue Behandlungsmethoden.

Serie: A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

Mittels quantitativer real-time PCR zum Donor Cell Engraftment in einem Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Modell fest

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized by increased urgency and frequency of urination, as well as nocturia and general pelvic pain, especially upon bladder filling or voiding. Despite years of research, the cause of IC/BPS remains elusive and treatment strategies are unable to provide complete relief to patients. In order to study nervous system contributions to the condition, many animal models have been developed to mimic the pain and symptoms associated with IC/BPS. One such murine model is urinary bladder distension (UBD). In this model, compressed air of a specific pressure is delivered to the bladder of a lightly anesthetized animal over a set period of time. Throughout the procedure, wires in the superior oblique abdominal muscles record electrical activity from the muscle. This activity is known as the visceromotor response (VMR) and is a reliable and reproducible measure of nociception. Here, we describe the steps necessary to perform this technique in mice including surgical manipulations, physiological recording, and data analysis. With the use of this model, the coordination between primary sensory neurons, spinal cord secondary afferents, and higher central nervous system areas involved in bladder pain can be unraveled. This basic science knowledge can then be clinically translated to treat patients suffering from IC/BPS.

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized in part by pelvic pain. In order to study nervous system contributions to the condition, a physiological model of urinary bladder pain is used in mice and rats.

Harnblase Aufdehnung evozierte viszeromotorische Antworten als Modell für Bladder Pain in Mäuse

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

Tachycardia-Induced Cardiomyopathy As a Chronic Heart Failure Model in Swine

A stable and reliable model of chronic heart failure is required for many experiments to understand hemodynamics or to test effects of new treatment methods. Here, we present such a model by tachycardia-induced cardiomyopathy, which can be produced by rapid cardiac pacing in swine.
A single pacing lead is introduced transvenously into fully anaesthetized healthy swine, to the apex of the right ventricle, and fixated. Its other end is then tunneled dorsally to the paravertebral region. There, it is connected to an in-house modified heart pacemaker unit that is then implanted in a subcutaneous pocket. 
After 4 - 8 weeks of rapid ventricular pacing at rates of 200 - 240 beats/min, physical examination revealed signs of severe heart failure - tachypnea, spontaneous sinus tachycardia, and fatigue. Echocardiography and X-ray showed dilation of all heart chambers, effusions, and severe systolic dysfunction. These findings correspond well to decompensated dilated cardiomyopathy and are also preserved after the cessation of pacing.
This model of tachycardia-induced cardiomyopathy can be used for studying the pathophysiology of progressive chronic heart failure, especially hemodynamic changes caused by new treatment modalities like mechanical circulatory supports. This methodology is easy to perform and the results are robust and reproducible.

Here, we present a protocol to produce tachycardia-induced cardiomyopathy in swine. This model represents a potent way to study the hemodynamics of progressive chronic heart failure and the effects of applied treatment.

Tachykardie-induzierten Kardiomyopathie als Vorbild chronischer Herzinsuffizienz bei Schweinen

A stable and reliable model of chronic heart failure is required for many experiments to understand hemodynamics or to test effects of new treatment ...

Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of coronary artery disease (CAD) patients have HM, which in addition to causing impaired function, puts them at higher risk for arrhythmia and future cardiac events. The standard treatment for this condition is revascularization, but this has been shown to be an imperfect therapy. The majority of pre-clinical cardiac research focuses on infarct models of cardiac ischemia, leaving this subset of chronic ischemia patients largely underserved. To address this gap in research, we have developed a well-characterized and highly reproducible model of hibernating myocardium in swine, as swine are ideal translational models for human heart disease. In addition to creating this unique disease model, we have optimized a clinically relevant treatment model of coronary artery bypass surgery in swine. This allows us to accurately study the effects of bypass surgery on heart disease, as well as investigate additional or alternate therapies. This model surgically induces single vessel stenosis by implanting a constrictor on the left anterior descending (LAD) artery in a young pig. As the pig grows, the constrictor creates a gradual stenosis, resulting in chronic ischemia with impaired regional function, but preserving tissue viability. Following the establishment of the hibernating myocardium phenotype, we perform off-pump coronary artery bypass graft surgery to revascularize the ischemic region, mimicking the gold-standard treatment for patients in the clinic.

This protocol presents a surgical large animal model of chronic, single vessel ischemia that results in regional abnormalities but does not create infarct, known as hibernating myocardium. Following establishment of chronic ischemia, animals are treated with off-pump LIMA-LAD coronary artery bypass graft surgery to revascularize the ischemic tissue.

Chirurgische Schweine Modell der chronischen kardialen Ischämie von Off Pump Coronary Artery Bypass Graft-Chirurgie behandelt

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as preclinical settings. Prospective randomized trials in human subjects are difficult to design and ethically ambiguous, which results in a lack of evidence-based therapies. The model presented in this report represents one of the most common causes of cardiac arrests, ventricular fibrillation, in a standardized setting in a large animal model. This allows for reproducible observations and various therapeutic interventions under clinically accurate conditions, hence facilitating the generation of better evidence and eventually the potential for improved medical treatment.

Cardiopulmonary resuscitation and defibrillation are the only effective therapeutic options during cardiac arrest caused by ventricular fibrillation. This model presents a standardized regimen to induce, assess, and treat this physiological state in a porcine model, thus providing a clinical approach with various opportunities for data collection and analysis.

Standardisiertes Modell der Ventrikulären Fibrillation und Advanced Cardiac Life Support in Schweinen

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

Ein intaktes ischämisches Nagetiermodell des Perikards

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing

Animal models of cardiac pacing are beneficial for testing novel devices, studying the pathophysiology of artificially paced heart rhythms, and studying arrhythmia-induced cardiomyopathies and subsequent heart failure. Currently, only a few such models are available, and they mostly require extensive resources. We report a new experimental cardiac pacing model in small mammals with the potential to study arrhythmia-induced heart failure.
In six New Zealand white rabbits (mean weight: 3.5 kg) under general inhalational anesthesia the jugular region was dissected and a single pacing lead was inserted via the right external jugular vein. Using fluoroscopic guidance, the lead was further advanced to the right ventricular apex, where it was stabilized using passive fixation. A cardiac pacemaker was then connected and buried in a subcutaneous pocket.
The pacemaker implantation was successful with good healing; the rabbit anatomy is favorable for the lead placement. During 6 months of follow-up with intermittent pacing, the mean sensed myocardial potential was 6.3 mV (min: 2.8 mV, max: 12 mV), and the mean lead impedance measured was 744 &#937; (min: 370 &#937;, max: 1014 &#937;). The pacing threshold was initially 0.8 V &#177; 0.2 V and stayed stable during the follow-up.
This present study is the first to present successful transvenous cardiac pacing in a small-mammal model. Despite the size and tissue fragility, human-size instrumentation with adjustments can safely be used for chronic cardiac pacing, and thus, this innovative model is suitable for studying the development of arrhythmia-induced cardiomyopathy and consequent heart failure pathophysiology.

We present a minimally invasive leporine model of long-term cardiac pacing that can be utilized for artificial pacing and heart failure development in preclinical studies.

Translationales Kaninchenmodell der chronischen Herzschrittfrequenz

Animal models of cardiac pacing are beneficial for testing novel devices, studying the pathophysiology of artificially paced heart rhythms, and studying ...

Chronic Ovine Model of Right Ventricular Failure and Functional Tricuspid Regurgitation

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to suboptimal clinical results. We set out to establish a chronic ovine model of FTR and right heart failure to investigate the mechanisms of FTR. Twenty adult male sheep (6-12 months old, 62 &#177; 7 kg) underwent a left thoracotomy and baseline echocardiography. A pulmonary artery band (PAB) was placed and cinched around the main pulmonary artery (PA) to at least double the systolic pulmonary artery pressure (SPAP), inducing right ventricular (RV) pressure overload and signs of RV dilatation. PAB acutely increased the SPAP from 21 &#177; 2 mmHg to 62 &#177; 2 mmHg. The animals were followed for 8 weeks, symptoms of heart failure were treated with diuretics, and surveillance echocardiography was used to assess for pleural and abdominal fluid collection. Three animals died during the follow-up period due to stroke, hemorrhage, and acute heart failure. After 2 months, a median sternotomy and epicardial echocardiography were performed. Of the surviving 17 animals, 3 developed mild tricuspid regurgitation, 3 developed moderate tricuspid regurgitation, and 11 developed severe tricuspid regurgitation. Eight weeks of pulmonary artery banding resulted in a stable chronic ovine model of right ventricular dysfunction and significant FTR. This large animal platform can be used to further investigate the structural and molecular basis of RV failure and functional tricuspid regurgitation.

Right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation are associated with left-sided heart disease and pulmonary hypertension, which contribute significantly to morbidity and mortality in patients. Establishing a chronic ovine model to study right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation will help in understanding their mechanisms, progression, and possible treatments.

Chronisches Schafmodell der rechtsventrikulären Insuffizienz und funktioneller Trikuspidalinsuffizienz

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to ...