The authors acknowledge support from a Translational Breast Cancer Research Grant (14-60-26-BROC to AB) from the Breast Cancer Research Foundation and the American Association for Cancer Research.

Verfahren unter Verwendung von Versuchstieren wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee der University of Texas in Austin genehmigt. 1. Operationsvorbereitung <ol><li> Nehmen Sie das Körpergewicht eines jeden Kaninchens. Wie bei allen präklinischen Studien, Tiergewichte, überwacht regelmäßig die potenzielle Toxizität zu bewerten. </li><li> Vor dem Kaninchen anesthetizing, füllen eine 50 ml konischen Röhrchen mit handelsüblichen Ultraschall-Gel und Spin bei 500 × g für 30 s; es sollte in dem Gel nach Beendigung der Zentrifugation keine sichtbaren Blasen sein. </li><li> Verabreichen Glycopyrrolat subkutan in einer Dosis von 0,1 mg / kg Acepromazin und intramuskulär in einer Dosis von 0,75 mg / kg. Warten Sie 15-20 Minuten für die beruhigende Wirkung zu nehmen, während Vitalfunktionen und Verhalten zu überwachen. HINWEIS: Glycopyrrolate ist ein anti-cholinergen Mittel, das Bradykardie und reduziert Atmungs- und GI Sekrete verhindert. Acepromazin ist ein Beruhigungsmittel, das als premedicati dientauf für die Anästhesie. </li><li> Administrieren 35 mg / kg Ketamin und 5 mg / kg Xylazin subkutan als Anästhetikum. Wenn jedoch der Bediener wird erfahrener und können die intraductal Lieferung schneller, verringern die Arzneimitteldosierungen bis 15 mg / kg Ketamin und 3 mg / kg Xylazin subkutan erreichen; dies wird die Anästhesiezeit und die Zeit für das Tier benötigt, um von der Anästhesie erholen verkürzen. </li><li> Prüfen und dokumentieren die Herzfrequenz, SPO 2, Temperatur, Atemfrequenz und Schleimhautfarbe alle 15 min. Bewerben Auge Schmiermittel für beide Augen. HINWEIS: Nur Personen, die eine entsprechende Ausbildung durchlaufen haben und durch ihre Institution IACUC sollte Anästhesie verabreichen oder überwachen genehmigt. Die Verwendung eines Tieranästhesiemonitor kann beim Erwerb von Vitalfunktionen unterstützen und wird empfohlen. Der Tierarzt Anästhesiemonitor jedoch ersetzt nicht die Notwendigkeit, manuell alle 15 Minuten, das Tier zu überprüfen. Siehe die Anweisungen des Herstellers foder die ordnungsgemäße Verwendung eines Tier Monitor. </li><li> Überprüfen Sie den Beginn der Anästhesie durch eine sanfte Zehe Prise; das Kaninchen sollten, bevor Sie fortfahren nicht reagieren. </li><li> Die Schwanz Bauch des Kaninchens in der Gegend um den dritten und vierten Paare von Leisten- Zitzen Sorgfältig rasieren. </li><li> Mit der Mehrheit der Haare entfernt werden, gelten ein Over-the-counter Enthaarungscreme auf die rasierte Fläche. Entfernen Sie die Creme 10 Minuten nach dem Auftragen mit feuchten Papiertüchern mit warmem Wasser benetzt. HINWEIS: Kaninchenhaut ist sehr zerbrechlich / empfindlich. Die Haarentfernung Creme sollte nicht länger als 10 Minuten verwendet werden. In der Tat ist es sicherer, ein &quot;Testpunkt&quot; auf 5 Minuten, um zu versuchen und nur auf mehr verlassen, wenn Prüffleck einen längeren Zeitraum angibt, ist erforderlich. </li><li> Wischen Sie den Bereich mit Alkohol getränkten Gaze-Pads an der Injektionsstelle zu reinigen. </li><li> Legen Sie das Kaninchen auf seinem Rücken in einer V-förmigen Trog mit einem umlaufenden Warmwasserdecke und einem absorbierenden Kissen ausgekleidet. </li></ol> 2. Preparation des Kontrastmittels <ol><li> Die Rekonstitution der nicht gezielten Kontrast Reagenz nach den Anweisungen des Herstellers. Pipette nach oben und unten sanft zu mischen. HINWEIS: Die in diesem Protokoll verwendet Kontrastmittel ist bei Raumtemperatur stabil für 4 - 6 Stunden nach der Rekonstitution. Schütteln Sie das Fläschchen zwischen jedem Abruf. HINWEIS: Das Volumen der Lösung injiziert werden benötigt wird von der Anzahl der Kanäle ab. Das Kaninchen hat 4 duktalen Öffnungen pro Zitze und 0,2 ml Lösung ausreicht, um ein duktalen Baum eines erwachsenen New Zealand White Rabbit (Oryctolaguscuniculus) zu füllen. Somit kann ein Gesamtvolumen von 0,8 mL einer Milchdrüse zugeführt werden. </li></ol> 3. Intraduktale Lieferung <ol><li> Suchen Sie die entsprechenden Zitzen injiziert werden; Die 3. und 4. Paare von Leisten Zitzen werden empfohlen, da sie leicht sichtbar gemacht werden , wenn das Tier auf seinem Rücken positioniert ist. </li><li> Belastung 0,2 ml steriler 0,9% Kochsalzlösung inein 1 ml Luer-Lock-Tuberkulin-Spritze mit einer 22 G-Nadel. Entsorgen Sie den 22 G-Nadel, sobald die Salzlösung in der Spritze ist und ersetzen Sie es mit einer sterilen 25-Gauge-Nadel. Wischen Sie den Bereich mit 85% Isopropylalkohol auf einem Gaze-Pad. </li><li> Mit der Abschrägung der Nadel und der Spritze parallel zum Körper des Tieres, legen Sie die Abschrägung der Nadel in die Seite der Zitze und spritzen langsam 0,1-0,2 ml Kochsalzlösung; Dies wird für eine bessere Visualisierung der duktalen Öffnungen ermöglichen. </li><li> Belastung 0,2 ml Injektionslösung in eine 1 ml Luer-Lock-Tuberkulinspritze. </li><li> Halten Sie die Zitze sanft mit dem Daumen und Zeigefinger, und heben Sie es leicht für die intraductal Injektion zu positionieren; eine tragbare Augen Lupe kann in die Visualisierung der duktalen Öffnungen unterstützen. </li><li> Während die angehobene Position der Zitze Aufrechterhaltung kanülieren sorgfältig den Kanal von Interesse, eine 25 G blunt-Spitze Nadel. </li><li> Nach Kanülierung, drehen Sie vorsichtig den Luer-Lock-Spritze an der Nabe der stumpfen-tip Infusionsnadel, bis es einrastet. </li><li> Heben Sie die Zitze und injizieren Sie die Lösung langsam möglichen Schäden durch sich schnell bewegende Flüssigkeit innerhalb des Kanals zu minimieren; zu keinem Zeitpunkt sollte es Widerstand sein, wenn die Lösung zu injizieren. </li></ol> 4. Ultraschall-Bildgebung <ol><li> Tragen Sie eine großzügige Menge von zentrifugierten Ultraschall-Gel auf die Haut des Gebietes von Interesse. Stellen Sie sicher, dass es keine Blasen im Gel sind, da diese die Bildqualität beeinträchtigt. </li><li> Stellen Sie die Bildtiefe bis 6 mm. Legen Sie die 21-MHz-Sonde in Kontakt mit dem Gel und scannen den Bereich von Interesse in B-Modus. Beachten Sie das Kontrastmittel in dem abgetasteten Bereich einschließlich der duktalen Öffnung und im gesamten Kanal. ANMERKUNG: Diese Einstellungen sind für die Verwendung mit einem bestimmten photoakustischen Ultraschallgerät entwickelt. Siehe die Tabelle der Materialien für weitere Details. Es kann notwendig sein, die Sendeleistung und Bildtiefe anderer Bildgebungssysteme anzupassen Brust zu optimierenDrüse Visualisierung. </li><li> Entfernen Sie die Ultraschall-Gel von der Haut des Tieres mit einem Gaze-Pad. </li></ol> 5. Nachsorge <ol><li> Beachten Sie die Injektionsstelle: es sollte keine Anzeichen von Trauma des Zitzen Region oder des umgebenden Gewebes sein, und die Zitze in den Bereich Schwellung umgebenden zeigt wahrscheinlich eine Brustfettpolster Injektions anstatt eine erfolgreiche intraductal Injektion. </li><li> Legen Sie das Kaninchen in einer sternal Position. Bei Bedarf geben, 0,2 mg / kg Yohimbin intravenös Rand Ohrvene; Dies wird die Wirkung der Xylazin Rückwärts- und erlauben das Tier schneller von der Anästhesie zu erholen. </li><li> Überwachen Sie die Kaninchen alle 15 min während des gesamten Erholungsphase, bis das Tier wach, ansprechbar und unterhält eine sternal Position. Hinweis: Dieses Verfahren sollte in Gewebeschäden oder Schwellungen führen. Wenn Rötung oder Schwellung beobachtet werden, um eine Dosis von Meloxicam 0,1-0,2 mg / kg PO verwalten, sobald das Tier wachsam und in der Lage istnehmen oral Medikamente. Kontaktieren der Veterinärpersonal des Instituts für weitere Hinweise. </li></ol>

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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Overdiagnosis+and+Overtreatment+in+Cancer:+A+Prescription+For+Change.">Addressing Overdiagnosis and Overtreatment in Cancer: A Prescription For Change.</a> Lancet Oncol. 15 (6), e234-e242 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Diese Methode der intraductal Lieferung an die Kaninchenbrustdrüse kann für Ultraschallkontrastreagenzien und vielen anderen wässrigen Lösungen, einschließlich Vitalfarbstoffen und Therapeutika verwendet werden. Frühere Studien haben die intraductal Abgabe von Hormonen , 17, 18, 19 gezeigt. In Tiermodellen, die intraductal Lieferung von Nukleinsäuren 8, Chemotherapeutika 6,<...

<html> Die intraductal Abgabe therapeutischer Mittel hat in Tiermodellen und in einem frühen Stadium der Human - Studien 3, 4, 5, 6, 11, 12 untersucht worden. Eine aktuelle Studie der Phase I , die Sicherheit und Machbarkeit von intraductal Carboplatin oder intraductal pegyliertes liposomales Doxorubicin bei Frauen zeigten Mastektomie für die Behandlung von invasiven Krebs wartet 2. Vorangegangenen Protokolle für intraductal Lieferung wurden für Maus- und Ratten - Milchdrüsen 6, 7, 8, 9 entwickelt. Für Forschungszwecke intraductal Tumorzellinjektionen und den lentiviralen Vektor Lieferung von Onkogenen wurden auch in Tiermodellen durchgeführt wurdenref &quot;&gt; 13, 14, 15, 16. ein Ideal in - vivo - Modell des intraductal Lieferprozesses sollte die Entwicklung neuer Klassen von therapeutischen Verbindungen erlauben jedoch und präklinischen Beurteilung erleichtern. Anatomische Unterschiede zwischen Nagern und Menschen die Übersetzung davon sind kompliziert Studien. Im Gegensatz zu Mäusen, in dem jeder Kanal an einem separaten Zitzen endet, besteht die menschliche Brust von 5 bis 9 unabhängige duktalen Systeme, die jeweils eine separate Öffnung an der Zitze endet. Kaninchen Brustdrüsen beherbergen vier unabhängige duktalen Systeme, die jeweils separat zugänglich durch eine von vier Öffnungen in einem einzigen Zitze. Ein Kaninchen-Modell passt genauer die menschliche Anatomie und ermöglicht die Untersuchung von intraductal Arzneimittelabgabe in einem relevanten Kontext. Hier verwenden wir zwei Techniken intraductal Lieferung zu beurteilen. Die gleichzeitige Verabreichung von aVitalfarbstoff ermöglicht die Visualisierung durch die Haut und ermöglicht eine einfache und rasche Bestätigung des Verfahrens. Für einige Anwendungen mit höherer Auflösung Mapping der Kanäle bevorzugt werden. Wir präsentieren hier ein Protokoll für die Ultraschall-Bildgebung der Kanäle durch die intraductal Lieferung eines nicht gezielten Kontrast Reagenz.

<table><tbody><tr><td>MicroMarker non-targeted contrast reagent</td><td>VisualSonics</td><td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td>Luer Lock 1 mL Syringes</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Glycopyrrolate 0.2 mg/mL</td><td>Wedgewood Compounding Pharmacy</td><td>GLYCOP-INJ013VC</td><td>6 month shelf life, supply may be limited.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Atropine Sulfate 0.5 mg/mL</td><td>Animal Health International</td><td>15320764</td><td>If glycopyrrolate is unavailable. Not to be combined with glycopyrrolate.</td></tr><tr><td>Ketamine HCL 100 mg/mL</td><td>Animal Health International</td><td>21250699</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.animalhealthinternational.com/&quot;&gt;http://www.animalhealthinternational.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Acepromazine 10 mg/mL</td><td>Animal Health International</td><td>17640541</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 20 mg/mL</td><td>Animal Health International</td><td>20101547</td><td></td></tr><tr><td>Yohimbine 0.2 mg/mL</td><td>Animal Health International</td><td>14588965</td><td></td></tr><tr><td>Hair Removing Cream</td><td>Veet</td><td></td><td>Sensitive skin solution. Available through local retailers.</td></tr><tr><td>Blunt tip infusion needles</td><td>Sai Infusion Technology</td><td>B14-50</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sai-infusion.com/collections/blunt-needles&quot;&gt;http://www.sai-infusion.com/collections/blunt-needles&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Veterinary Pulse Oximeter</td><td>EdanUSA</td><td>VE-H100B</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.edanusa.com/Product/VE-H100B-Veterinary-Pulse-Oximeter.html&quot;&gt;http://www.edanusa.com/Product/VE-H100B-Veterinary-Pulse-Oximeter.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Warm Water Pump</td><td>Gaymar</td><td>TP700</td><td></td></tr><tr><td>Warm Water Blanket</td><td>Animal Health International</td><td>21232696</td><td>Maxi-Therm Lite Warming Pads</td></tr><tr><td>Ultrasound system</td><td>VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td></td></tr></tbody></table>

intraductal delivery to the rabbit mammary gland

Lokalisierte intraductal Behandlungen für Brustkrebs bieten potentielle Vorteile, einschließlich effiziente Abgabe an den Tumor und reduzierte systemische Toxizität und Nebenwirkungen 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7. Allerdings bleiben einige Herausforderungen bevor diese Behandlungen in größerem Umfang angewandt werden. Die Entwicklung und Validierung von intraductal Therapeutika in einem geeigneten Tiermodell erleichtern die Entwicklung von intraductal therapeutische Strategien für die Patienten. Während die Mausbrustdrüse ist weithin als ein Modellsystem von Brustentwicklung und Tumorgenese verwendet wurde, ist die Anatomie des menschlichen gland verschieden. Ein größeres Tiermodell, wie das Kaninchen, kann als ein besseres Modell für Brustdrüsenstruktur und intraductal therapeutische Entwicklung dienen. in contrast an Mäuse, in denen zehn duktalen Bäume entlang der Körperachse räumlich verteilt, die jeweils in einem separaten Zitzen, mehr das Kaninchen Brustdrüse ähnelt dem menschlichen Drüse, mit mehreren überlappenden duktalen Systeme, die Ausfahrt durch separate Öffnungen in einer Zitze. Hier stellen wir minimal-invasive Methoden zur Abgabe von Reagenzien direkt in das Kaninchenbrustkanal und zur Visualisierung der Lieferung selbst mit hochauflösenden Ultraschallbildgebung.

Hier zeigen wir , dass die intraductal Abgabe von Kontrastreagenzien an die Milchgänge eines Kaninchens ohne Verletzung des Gewebes (Abbildung 2) erreicht werden. Bei Kaninchen, vier separate duktalen Systeme laufen an einer Zitze und somit zugegriffen werden kann und einzeln mit dieser Methode abgebildet. Einzelne duktalen Öffnungen sind leicht sichtbar gemacht; beachten Sie die Pfeilspitze eine zweite duktalen Öffnung neben dem kanülierten Kanal in 2B</stro...

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Intraductal Delivery to the Rabbit Mammary Gland

Here, we describe a technique for the localized delivery of reagents to the rabbit mammary gland via an intraductal injection. In addition, we describe a protocol for visualization and the confirmation of delivery by high-resolution ultrasound imaging of contrast agents.

Intraduktale Lieferung an die Kaninchen Brustdrüse

Localized intraductal treatments for breast cancer offer potential advantages, including efficient delivery to the tumor and reduced systemic toxicity and ...

intraductal-delivery-to-the-rabbit-mammary-gland

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.3K Aufrufe.  The University of Texas at Austin. Here, we describe a technique for the localized delivery of reagents to the rabbit mammary gland via an intraductal injection. In addition, we describe a protocol for visualization and the confirmation of delivery by high-resolution ultrasound imaging of contrast agents. 

Serie: Intraductal Delivery to the Rabbit Mammary Gland

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

Minimal invasiven Embryotransfer und Embryo-Vitrifizierung auf der Optimal-Botn-Bühne im Kaninchenmodell

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Intraductal Delivery and X-ray Visualization of Ethanol-Based Ablative Solution for Prevention and Local Treatment of Breast Cancer in Mouse Models

Breast cancer is the most prevalent cancer and the second-leading cause of cancer-related death for women in the USA. For high-risk women, prophylactic mastectomy is the most effective primary prevention strategy. Prophylactic mastectomy is an aggressive surgical procedure that completely removes the mammary epithelial cells from which breast cancer arises along with the surrounding tissue. We seek to develop a minimally invasive intraductal procedure as an alternative to prophylactic mastectomy to locally ablate the mammary epithelial cells before they can become malignant. We and others have developed an intraductal delivery procedure to reach and treat these epithelial cells in rodent models of breast cancer. While the mouse mammary gland with a single non-anastomosed ductal tree opening at the nipple has a much less complex and tortuous architecture than the human breast, chemically induced and genetically engineered mouse models of breast cancer are valuable to produce proof-of-concept studies of new preventative strategies. Here, we describe a procedure for intraductal delivery of an ethanol-based ablative solution containing micro-CT/X-ray tantalum-based contrast agent within the mouse mammary ductal tree for the therapeutic purpose of primary prevention of breast cancer. Intraductal delivery of aqueous reagents (e.g., cytotoxic compounds, siRNAs, AdCre) has been previously described in mouse models. Thus, we focus our protocol description on methodological modifications and unique experimental considerations for optimizing delivery of ethanol, for minimizing local and systemic side effects of ethanol administration, and for in vivo visualization of ductal tree filling via micro-CT/fluoroscopy imaging. Visualization of the ductal tree immediately after injection of a contrast-containing solution allows for confirmation of complete filling or unsuccessful outcomes such as underfilling or overfilling. This procedure can be applied for delivery and imaging of other ablative compounds aimed at either preventing tumor formation or locally treating early-stage tumors accessible via the ductal tree.

A method of intraductal injection of reagents for an ethanol-based ablative solution to the mouse mammary ductal tree for in vivo imaging and breast cancer prevention is described. Injection directly into the nipple opening allows for targeting mammary epithelial cells with minimal collateral tissue damage.

Intraduktale Verabreichung und Röntgenvisualisierung von Ethanol-basierter ablativer Lösung zur Prävention und lokalen Behandlung von Brustkrebs in Mausmodellen

Breast cancer is the most prevalent cancer and the second-leading cause of cancer-related death for women in the USA. For high-risk women, prophylactic ...

Krebsforschung

X-Ray Visualization of Intraductal Ethanol-Based Ablative Treatment for Prevention of Breast Cancer in Rat Models

There are still a limited number of primary interventions for prevention of breast cancer. For women at a high risk of developing breast cancer, the most effective intervention is prophylactic mastectomy. This is a drastic surgical procedure in which the mammary epithelial cells that can give rise to breast cancer are completely removed along with the surrounding tissue. The goal of this protocol is to demonstrate the feasibility of a minimally invasive intraductal procedure that could become a new primary intervention for breast cancer prevention. This local procedure would preferentially ablate mammary epithelial cells before they can become malignant. Intraductal methods to deliver solutions directly to these epithelial cells in rodent models of breast cancer have been developed at Michigan State University and elsewhere. The rat mammary gland consists of a single ductal tree that has a simpler and more linear architecture compared to the human breast. However, chemically induced rat models of breast cancer offer valuable tools for proof-of-concept studies of new preventive interventions and scalability from mouse models to humans. Here, a procedure for intraductal delivery of an ethanol-based ablative solution containing tantalum oxide nanoparticles as X-ray contrast agent and ethyl cellulose as gelling agent into the rat mammary ductal tree is described. Delivery of aqueous reagents (e.g., cytotoxic compounds, siRNAs, AdCre) by intraductal injection has been described previously in mouse and rat models. This protocol description emphasizes methodological changes and steps that pertain uniquely to delivering an ablative solution, formulation consideration to minimize local and systemic side effects of the ablative solution, and X-ray imaging for in vivo assessment of ductal tree filling. Fluoroscopy and micro-CT techniques enable to determine the success of ablative solution delivery and the extent of ductal tree filling thanks to compatibility with the tantalum-containing contrast agent.

A procedure for the delivery of a chemical ablative solution to the rat mammary ductal tree for image-guided preventive treatment of breast cancer is described. Mammary epithelial cells can be targeted with minimal collateral tissue damage through cannulation directly into the nipple opening and intraductal infusion of a 70% ethanol-based ablative solution.

Röntgenvisualisierung einer intraduktalen ethanolbasierten ablativen Behandlung zur Prävention von Brustkrebs in Rattenmodellen

There are still a limited number of primary interventions for prevention of breast cancer. For women at a high risk of developing breast cancer, the most ...

In Vivo Gene Delivery into Mouse Mammary Epithelial Cells Through Mammary Intraductal Injection

Mouse mammary glands comprise ductal trees, which are lined by epithelial cells and have one opening at the tip of each nipple. The epithelial cells play a major role in mammary gland function and are the origin of most mammary tumors. Introducing genes of interest into mouse mammary epithelial cells is a critical step in evaluating gene function in epithelial cells and generating mouse mammary tumor models. This goal can be accomplished through the intraductal injection of a viral vector carrying the genes of interest into the mouse mammary ductal tree. The injected virus subsequently infects mammary epithelial cells, bringing in the genes of interest. The viral vector can be lentiviral, retroviral, adenoviral, or adenovirus-associated viral (AAV). This study demonstrates how a gene of interest is delivered into mammary epithelial cells through mouse mammary intraductal injection of a viral vector. A lentivirus carrying GFP is used to show stable expression of a delivered gene, and a retrovirus carrying Erbb2 (HER2/Neu) is used to demonstrate oncogene-induced atypical hyperplastic lesions and mammary tumors.

In Vivo Gene Delivery into Mouse Mammary Epithelial Cells Through Mammary Intraductal Injection

The present protocol describes intraductal injection of viral vectors via the teat to deliver genes of interest into the mammary epithelial cells.

Im lebenden Organismus Gentransfer in Brustepithelzellen der Maus durch intraduktale Injektion in der Brust

Mouse mammary glands comprise ductal trees, which are lined by epithelial cells and have one opening at the tip of each nipple. The epithelial cells play ...

Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits (Oryctolagus cuniculus)

Due to similarities in placentation and antibody transfer with humans, rabbits are an excellent model of maternal immunization. Additional advantages of this research model are the ease of breeding and sample collection, relatively short gestation period, and large litter sizes. Commonly assessed routes of immunization include subcutaneous, intramuscular, intranasal, and intradermal. Nonterminal sample collection for the chronological detection of the immunologic responses to these immunizations include the collection of blood, from both dams and kits, and milk from the lactating does. In this article, we will demonstrate techniques our lab has utilized in studies of maternal immunization in New Zealand White rabbits (Oryctolagus cuniculus), including intranasal immunization and milk collection.

Intranasal Immunization and Milk Collection in Studies of Maternal Immunization in New Zealand White Rabbits Oryctolagus cuniculus

This article describes and demonstrates the administration of intranasal vaccines and the collection of milk from lactating rabbits (Oryctolagus cuniculus) as a means to assess mucosal immunity in a translationally appropriate model of maternal immunization.

Intranasale Immunisierung und Milchsammlung in Studien zur mütterlichen Immunisierung bei neuseeländischen Weißen Kaninchen (Oryctolagus cuniculus)

Due to similarities in placentation and antibody transfer with humans, rabbits are an excellent model of maternal immunization. Additional advantages of ...

Immunologie und Infektion

Intraductal Injection for Localized Drug Delivery to the Mouse Mammary Gland

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of genes within the mammary epithelium has been difficult to achieve due to the lack of appropriate targeting molecules that are independent of developmental stages such as pregnancy and lactation. Herein, we describe a technique for localized delivery of reagents to the mammary gland at any stage in adulthood via intraductal injection into the nipples of mice. The injections can be performed on live mice, under anesthesia, and allow for a non-invasive and localized drug delivery to the mammary gland. Furthermore, the injections can be repeated over several months without damaging the nipple. Vital dyes such as Evans Blue are very helpful to learn the technique. Upon intraductal injection of the blue dye, the entire ductal tree becomes visible to the eye. Furthermore, fluorescently labeled reagents also allow for visualization and distribution within the mammary gland. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents, and small molecules.

A protocol for the non-invasive intraductal delivery of aqueous reagents to the mouse mammary gland is described. The method takes advantage of localized injection into the nipples of mammary glands targeting mammary ducts specifically. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents and small molecules.

Intraduktale Injection für Lokalisierte Drug Delivery auf die Maus Milchdrüse

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of ...

Biologie

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

<meta charset="utf8"></head><body>Vereinfachung der transkutanen intratrachealen Verabreichung von Medikamenten beim neugeborenen Kaninchen

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Vereinfachung der transkutanen intratrachealen Verabreichung von Medikamenten beim neugeborenen Kaninchen

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Medizin

Pregnancy and Nursing Management for Embryo-Transferred and Genetically Modified Rabbits

With the advancement of scientific research, the demand for gene-edited rabbit models is increasing. However, there are limited pregnancy and feeding management systems for gene-edited rabbits, leading to low survival rates among gene-edited rabbits prepared by many inexperienced researchers. Therefore, proper guidance is essential. This article summarizes the pregnancy and feeding practices for genetically modified rabbits developed in the author's laboratory and outlines a set of fundamental processes. These include pregnancy diagnosis, antenatal care, midwifery, assisted breastfeeding, weaning, and other procedures, along with the rescue and care of weak newborn rabbits. Compared to the traditional natural childbirth and nurturing methods used in rabbit farms, this approach involves more refined management, requiring additional time and effort but significantly increasing the survival rate of suckling rabbits. The methods described in this article are suitable for most laboratory breeding scenarios involving gene-edited or embryo-transferred rabbits and provide a straightforward and effective reference for other researchers.

This protocol describes a pregnancy and feeding management technique for embryo-transferred and genetically modified rabbits, aimed at reducing newborn rabbit mortality and enhancing the preparation efficiency of gene-edited rabbits.

Trächtigkeits- und Stillmanagement von embryoübertragenen und genetisch veränderten Kaninchen

With the advancement of scientific research, the demand for gene-edited rabbit models is increasing. However, there are limited pregnancy and feeding ...

Intraductal Injection: Delivering Injection Mix into the Ducts of the Mouse Mammary Gland

Source: Xiang, D., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59502/modeling-breast-cancer-via-an-intraductal-injection-cre-expressing">Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland.</a> J. Vis. Exp (2019).
This video describes an intraductal injection technique where we deliver injection mix into the ducts of mouse mammary glands.

Intraduktale Injektion: Abgabe der Injektionsmischung in die Kanäle der Brustdrüse der Maus

Source: Xiang, D., et al. Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland. J. Vis. Exp ...

Intraduktale Lieferung an die Kaninchen Brustdrüse

Zusammenfassung

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Minimal invasiven Embryotransfer und Embryo-Vitrifizierung auf der Optimal-Botn-Bühne im Kaninchenmodell

Intraduktale Verabreichung und Röntgenvisualisierung von Ethanol-basierter ablativer Lösung zur Prävention und lokalen Behandlung von Brustkrebs in Mausmodellen

Röntgenvisualisierung einer intraduktalen ethanolbasierten ablativen Behandlung zur Prävention von Brustkrebs in Rattenmodellen

Im lebenden Organismus Gentransfer in Brustepithelzellen der Maus durch intraduktale Injektion in der Brust

Intranasale Immunisierung und Milchsammlung in Studien zur mütterlichen Immunisierung bei neuseeländischen Weißen Kaninchen (Oryctolagus cuniculus)

Intraduktale Injection für Lokalisierte Drug Delivery auf die Maus Milchdrüse

Vereinfachung der transkutanen intratrachealen Verabreichung von Medikamenten beim neugeborenen Kaninchen

Vereinfachung der transkutanen intratrachealen Verabreichung von Medikamenten beim neugeborenen Kaninchen

Trächtigkeits- und Stillmanagement von embryoübertragenen und genetisch veränderten Kaninchen

Intraduktale Injektion: Abgabe der Injektionsmischung in die Kanäle der Brustdrüse der Maus