Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health Zuschuss, R01 AG033620 (BG) und von Robert Draper Technology Innovation Funding (DAW) unterstützt.

1. Aufbau der HIT Geräte <ol><li> Befestigen Sie den Frühling in den Vorstand mit zwei Klemmen und vier Schrauben (1A). Zentrieren Sie die Klammern in Bezug auf die Breite der Platte und stoßen Sie sie gegeneinander mit der Außenklemme bündig mit der Kante der Platine. Vor dem Anbringen der Klemmen, biegen sie mit einer Zange zu dicht über der Feder passen. HINWEIS: Siehe Tabelle 1 für eine Beschreibung der für den Bau des HIT-Gerät benötigten Materialien. Die eingespannt Ende der Feder sollte 1/8 Zoll (3,2 mm) von der Kante der Platte zu sein, und das freie Ende sollte über das Brett von 3/4 Zoll (19 mm) zu verlängern. Stellen Sie die Feder, so dass sie parallel zu der Länge der Platte liegt. </li><li> Wickeln Sie das freie Ende des Feder einmal um mit dem Klebestreifen Klettschlaufen. Der äußere Rand des Velcro sollte bündig mit dem Ende der Feder sein. Der Klettverschluss ist wichtig, denn es wird verwendet, um das Fläschchen mit dem Feder von cre sicherntriebs einen dichten Klemmfitting. Der Klettverschluss ermöglicht auch eine einfache Verbindung und Entfernung des Vials, so viele Ampullen in einer kurzen Zeit verarbeitet werden. </li><li> Legen Sie das Eis Eimer Deckel auf den Kopf, zentriert ist, fest gegen die Holzbrett. Richten Sie die erhöhten Bereich der Eiskübel Abdeckung, so dass die lange Kante parallel zur Breite der Platte ist. Beachten Sie, dass der erhöhte Bereich der Eiskübel ist 1/2 Zoll (13 mm) über dem Holzbrett, so dass, wenn ein Fläschchen ist mit der Feder befestigt ist die Feder nicht flach auf dem Brett. </li><li> Schieben Sie das ganze Gerät gegen einen festen Gegenstand wie einer Wand, so dass das Eis Eimer Deckel zwischen der Karte und dem Objekt eingeklemmt und bewegt sich nicht. </li><li> Kleben Sie die Papierwinkelmesser, um den Boden eines Kartons fliegen Probenteller und stand es am Rand an der Länge der Platte, so dass die 90 ° Marke mit der Feder ausgerichtet ist, wenn es auf eine vollkommen vertikale Position gezogen wird. </li></ol> 2.Betrieb der Vorrichtung HIT <ol><li> Platz zwischen 1 und 60 CO 2 -anesthetized in einem leeren Fläschchen fliegt und Stopfen des Fläschchens mit einem eng anliegenden Wattebausch. </li><li> Beschränken die Fliegen auf den Boden 1 Zoll (2,5 cm) des Fläschchens, indem Sie den Wattebausch in die Flasche, bis sie 1 Zoll (2,5 cm) aus dem Boden. Es ist hilfreich, um eine Linie auf dem Fläschchen an der 1 Zoll (2,5 cm) Marke zu ziehen. Man beachte, dass Begrenzungslinie um größere oder kleinere Bereiche der Phiole kann die Schwere von Phänotypen beeinflussen. </li><li> Warten Sie 5 Minuten für die Fliegen, die Mobilität aus dem CO 2 zu erholen. Man beachte, dass es nicht bekannt ist, ob 5 Minuten ist ausreichend, um die Auswirkungen von CO 2 vollständig zu entfernen. </li><li> Führen Sie das Ende der Feder in das Fläschchen, bis die Innenkante des Velcro ist bündig mit der Oberseite des Fläschchens (1B). Wenn die Feder flach liegt, sollte 1 Zoll (2,5 cm) des Fläschchens den erhöhten Bereich der Eiskübel Abdeckung überlappen. Fläschchen wieder verwendet werden mjederzeit. </li><li> Sitzend, halten Sie die Durchstechflasche an der Region Velcro mit dem Daumen und Zeigefinger der linken Hand. Halten Sie die Karte fest in die Tisch mit der rechten Hand. Alternativ können Sie C-Klemmen, um das Brett fest an der Tisch halten. </li><li> Ziehen Sie die Feder vollkommen gerade wieder in den gewünschten Winkel. Lösen Sie die Feder. Lassen Sie den Frühling bis zum Stillstand kommen. </li><li> Küvette aus der Feder und damit die Fliegen für ≥5 min erholen. Betreff die Fliegen auf einen anderen Streik oder übertragen die Fliegen in ein Fläschchen mit Fliegen Essen. ANMERKUNG: Eine Vielzahl von Assays kann verwendet werden, um die phänotypischen Auswirkungen der Schläge vom HIT Vorrichtung auszuwerten. Beispielsweise können Wirkungen auf Langlebigkeit durch Analysieren der Prozent der Fliegen, die manchmal nach der Verletzung überleben bestimmt wird, können Wirkungen auf Gehirn Morphologie durch histologische Analyse des Kopfes bestimmt werden, und die Auswirkungen auf die Genexpression kann durch quantitative Analyse der mRNA-Konzentrationen bestimmt werden 10. </li><li> Findunge Wirkungen des Verfahrens, die nicht aufgrund von Streiks identisch Behandlung Kontrollfliegen, die nicht an Streiks ausgesetzt sind. Gehörschutz tragen, weil die Auswirkungen der Ampulle gegen den Eiskübel Abdeckung erzeugt ein lautes Geräusch. </li></ol>

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T., Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+method+for+accurate+and+rapid+measurement+of+flight+performance+in+Drosophila.">An improved method for accurate and rapid measurement of flight performance in Drosophila.</a> J Vis Exp. (84), e51223 (2014).</li><li>Tully, T., Preat, T., Boynton, S. C., Vecchio, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+consolidated+memory+in+Drosophila.">Genetic dissection of consolidated memory in Drosophila.</a> Cell. 79, 35-47 (1994).</li><li>Andretic, R., Shaw, P. 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Wir haben keine Interessenkonflikte offen zu legen.

Die HIT-Gerät Methode wird von anderen Methoden, die traumatischen Verletzungen verursachen, bei Fliegen durch die Tatsache, dass es bewirkt, dass geschlossene Kopf nicht durchdringen TBI 11 aus. Darüber hinaus nimmt das HIT Gerät Verfahren weniger Zeit, Mühe und Geschick, um TBI in viele Fliegen verursachen, so dass die Methode ist besser geeignet als andere Methoden, um groß angelegte genetische Screens. Schließlich zeigt die Tatsache, dass die primäre Verletzungen durch das HIT Vorrichtung zugefügt...

An author's name was corrected in the publication of <a href="http://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/52905">A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila</a>. The second to last author's was spelled incorrectly. It has been updated from:
Barry Ganetky
to:
Barry Ganetzky

An author's name was corrected in the publication of <a href="http://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/52905">A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila</a>.

Erratum: A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Schädel-Hirn-Trauma (SHT) als Verletzung des Gehirns von einer externen mechanischen Kraft definiert. Am häufigsten TBI Ergebnisse geschlossenen Kopf Kräfte wie stumpfe Kräfte und Trägheits Beschleunigungs- und Verzögerungskräfte, die das Gehirn, um das Innere des Schädels schlagen verursachen. In den Vereinigten Staaten, wird geschätzt, dass 50.000 Menschen sterben jedes Jahr an TBI und von 2,5 bis 6.500.000 Personen sind mit den Folgen der TBI leben, einschließlich schwächenden physischen, kognitiven und Verhaltensproblemen 1,2. Die Folgen der TBI sind nicht nur durch primäre mechanische Verletzungen des Gehirns, sondern auch sekundäre zelluläre und molekulare Verletzungen des Gehirns sowie anderen Geweben, die über die Zeit 3-5 auftreten. Die Entwicklung von Methoden zur Diagnose und Behandlung TBI hat sich als schwierig erwiesen, weil TBI ist eine komplexe Krankheit Prozess. Die variable Natur des Primärverletzungen, die menschliche Physiologie und Umweltfaktoren führt zu heterogenen Sekundär injuries und Pathologien. Zugrunde liegende variable Faktoren umfassen die Schwere der primären Verletzung, die Zeit zwischen den sich wiederholenden Primärverletzungen, und das Alter und den Genotyp des Individuums. Zu verstehen, wie jede Variable Faktor trägt zu den Folgen der TBI wird wahrscheinlich in der Entwicklung von Methoden zur Diagnose und Behandlung TBI 6,7 zu unterstützen. Hier beschreiben wir eine Methode zur zuzufügen geschlossenen Kopf TBI in Drosophila melanogaster (Fruchtfliege), die verwendet werden können, um den Beitrag der variablen Faktoren auf die Folgen der TBI abzugrenzen. Die Methode basiert auf einer anfänglichen Beobachtung, dass intensiv Schlagen der Seite eines fly Kulturfläschchen gegen die Handfläche verursacht Wildtyp-basierte fliegt zu werden vorübergehend außer Gefecht gesetzt, eine wahrscheinliche Folge TBI. So bauten wir die High-Impact Trauma (HIT) Gerät, um die Beschleunigungs- und Verzögerungskräfte aus der Hand schlagen Aktion zu wiederholen. Ein High-Speed-Film zeigt, dass ein einzelner Angriff überHIT Gerät verursacht fliegt in das Fläschchen Wand mit ihren Kopf und Körper 8 kontaktieren mehrmals. Zu einem gewissen Grad sind alle Kontakte geeignet sind, die Fliegenhirn dazu führen, abprallen und verformen gegen die Kopfkapsel, ähnlich dem, was passiert mit den Menschen in Stürze und Autounfälle 9. Dementsprechend fliegt mit dem HIT Gerätedisplay Phänotypen, die mit Hirnverletzung, einschließlich der vorübergehenden Arbeitsunfähigkeit, gefolgt von Ataxie, allmähliche Erholung der Mobilität, Veränderungen der Genexpression in den Kopf, und progressive Neurodegeneration im Gehirn 10 behandelt. Somit ermöglicht die HIT-Gerät kann TBI mit der riesigen Arsenal von experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen entwickelt studieren.

<table><tbody><tr><td>Zinc plated compression spring</td><td>The Hillman&amp;nbsp; Group</td><td>540189</td><td>9 7/8 inch (length, 2.2 cm), 15/16 inch (outer diameter, 2.4 cm), 0.12 inch (wire size, 0.3 cm)</td></tr><tr><td>Wooden board</td><td></td><td></td><td>9 inch (length, 22.9 cm), 6.5 inch (width, 16.5 cm), 0.75 inch (height, 1.9 cm)</td></tr><tr><td>Clamps</td><td>Sigma Electrical Manufacturing Corporation</td><td>49822</td><td>3.10 inch (length, 7.9 cm), 0.68 inch (width, 1.7 cm), 1.11 inch (height, 2.8 cm), EMT Two Hole Straps, click on type for 1 inch (2.5 cm) steel EMT conduit</td></tr><tr><td>Loop half of self-adhesive velcro</td><td></td><td></td><td>3 inch (length, 7.6 cm), (3/4 inch width, 1.9 cm)</td></tr><tr><td>Polyurethane ice bucket cover</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-591-45</td><td>9 1/8 inch (length, 23.2 cm), 9 1/8 inch (width, 23.2 cm), 1 1/4 inch (height, 3.2 cm)</td></tr><tr><td>Plastic fly vials</td><td>Applied Scientific</td><td>AS-510</td><td>3 11/16 inch (height, 9.4 cm), 1 1/16 inch (inner diameter, 2.7 cm), 1 1/8 inch (outer diameter, 2.9 cm)</td></tr><tr><td>Large cotton balls</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456-883</td><td></td></tr><tr><td>Paper protractor</td><td></td><td></td><td>10 inch (diameter, 25.4 cm)</td></tr></tbody></table>

a method to inflict closed head traumatic brain injury in drosophila

Schädel-Hirn-Trauma (SHT) betrifft Millionen von Menschen jedes Jahr, was zu Beeinträchtigungen der physischen, kognitiven und Verhaltensfunktionen und Tod. Studien unter Verwendung von Drosophila haben wichtige Durchbrüche im Verständnis neurologischer Prozesse beigetragen. So mit dem Ziel, das Verständnis der zellulären und molekularen Grundlagen der TBI Pathologien bei Menschen, die High Impact Trauma (HIT) Gerät an geschlossenen Kopf TBI in Fliegen verursachen, haben wir. Fliegen auf die HIT Gerätedisplay Phänotypen mit der Menschen TBI wie vorübergehende Handlungsunfähigkeit und progressive Neurodegeneration unterzogen. Das HIT-Gerät verwendet eine federbasierten Mechanismus, um Fliegen gegen die Wand eines Fläschchens treiben, wodurch eine mechanische Beschädigung des Fliegengehirns. Die Vorrichtung ist preiswert und leicht zu konstruieren, die Arbeitsweise ist einfach und schnell, und sie erzeugt reproduzierbare Ergebnisse. Folglich kann die HIT-Gerät mit vorhandenen experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen oder zur Adresse Grund kombiniert werdenFragen zu TBI, die zur Entwicklung von Diagnostika und Behandlungen für TBI führen kann. Insbesondere kann die HIT-Gerät verwendet werden, um großflächige genetischen Screens durchzuführen, um die genetische Basis von TBI Pathologien zu verstehen.

Wir interessieren uns für das Verständnis, warum sterben Fliegen kurz nach Primärverletzung. Um den Tod zu quantifizieren, bestimmten wir die Sterblichkeit Index bei 24 Stunden (MI 24), das der Anteil der Fliegen, die innerhalb 24 Stunden des Primärverletzung gestorben ist. Flies zu Streiks von der HIT-Gerät unterzogen wurden bei 25 ° C in einem Fläschchen mit Fliegen Essen inkubiert und die Anzahl der toten Fliegen wurde nach 24 Stunden gezählt. Wir haben diesen Ansatz auf Faktoren, die den MI 2...

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A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Hier beschreiben wir eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzungen (TBI) in Drosophila zuzufügen. Dieses Verfahren stellt ein Tor zu den zellulären und molekularen Mechanismen, die TBI Pathologien mit der Vielzahl von experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen verfügbar zugrunde zu untersuchen.

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

a-method-to-inflict-closed-head-traumatic-brain-injury-in-drosophila

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

11.5K Aufrufe.  University of Wisconsin-Madison.  Hier beschreiben wir eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzungen (TBI) in Drosophila zuzufügen. Dieses Verfahren stellt ein Tor zu den zellulären und molekularen Mechanismen, die TBI Pathologien mit der Vielzahl von experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen verfügbar zugrunde zu untersuchen. 

Serie: A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Forschung

Biotechnik

A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila

Chronic Traumatic Encephalopathy (CTE) is an established neurodegenerative disease that is closely associated with exposure to repetitive mild Traumatic Brain Injury (mTBI). The mechanisms responsible for its complex pathological changes remain largely elusive, despite a recent consensus to define the neuropathological criteria. Here, we describe a novel method to develop a model of CTE in Drosophila melanogaster&#160;(Drosophila&#160;)&#160;in an attempt to identify the key genes and pathways that lead to the characteristic hyperphosphorylated tau accumulation and neuronal death in the brain. Adjustable-strength impacts to inflict mild closed injury are delivered directly to the fly head, subjecting the head to rapid acceleration and deceleration. Our method eliminates the potential problems inherent with other Drosophila mTBI models (e.g.,animal death might be induced by damage to other parts of the body or to internal organs). The less labor- and cost-intensive animal care, short life span, and extensive genetic tools make the fruit fly ideal to study CTE pathogenesis and make it possible to perform large-scale, genome-wide forward genetic and pharmacological screens. We anticipate that the ongoing characterization of the model will generate important mechanistic insights on disease prevention and therapeutic approaches.

A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila

Here, we describe a new approach to inflict closed-head traumatic brain injury in Drosophila melanogaster. Our method has the advantage of directly delivering repetitive impacts with adjustable strength to the head alone. Further exploration of the invertebrate system will help to illuminate the pathogenesis of chronic traumatic encephalopathy.

Eine neuartige Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie in<em&gt; Drosophila</em

Chronic Traumatic Encephalopathy (CTE) is an established neurodegenerative disease that is closely associated with exposure to repetitive mild Traumatic ...

Neurowissenschaften

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Protein aggregation is a central feature of most neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#39;s disease (AD), Parkinson&#39;s disease (PD), Huntington&#39;s disease (HD), and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Protein aggregates are closely associated with neuropathology in these diseases, although the exact mechanism by which aberrant protein aggregation disrupts normal cellular homeostasis is not known. Emerging data provide strong support for the hypothesis that pathogenic aggregates in AD, PD, HD, and ALS have many similarities to prions, which are protein-only infectious agents responsible for the transmissible spongiform encephalopathies. Prions self-replicate by templating the conversion of natively-folded versions of the same protein, causing spread of the aggregation phenotype. How prions and prion-like proteins in AD, PD, HD, and ALS move from one cell to another is currently an area of intense investigation. Here, a Drosophila melanogaster model that permits monitoring of prion-like, cell-to-cell transmission of mutant huntingtin (Htt) aggregates associated with HD is described. This model takes advantage of powerful tools for manipulating transgene expression in many different Drosophila tissues and utilizes a fluorescently-tagged cytoplasmic protein to directly report prion-like transfer of mutant Htt aggregates. Importantly, the approach we describe here can be used to identify novel genes and pathways that mediate spreading of protein aggregates between diverse cell types in vivo. Information gained from these studies will expand the limited understanding of the pathogenic mechanisms that underlie neurodegenerative diseases and reveal new opportunities for therapeutic intervention.

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Accumulating evidence supports the idea that pathogenic protein aggregates associated with neurodegenerative diseases spread between cells with prion-like properties. Here, we describe a method that enables visualization of cell-to-cell spreading of prion-like aggregates in the model organism, Drosophila melanogaster.

Überwachung von Zelle zu Zelle Übertragung von Prion-wie Protein-Aggregate in Drosophila Melanogaster

Protein aggregation is a central feature of most neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#39;s disease (AD), Parkinson&#39;s disease (PD), ...

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various intrinsic and extrinsic inhibitory factors involved in the restriction of axon regeneration have been identified. However, simply removing these inhibitory cues is insufficient for successful regeneration, indicating the existence of additional regulatory machinery. Drosophila melanogaster, the fruit fly, shares evolutionarily conserved genes and signaling pathways with vertebrates, including humans. Combining the powerful genetic toolbox of flies with two-photon laser axotomy/dendriotomy, we describe here the Drosophila sensory neuron &#8211; dendritic arborization (da) neuron injury model as a platform for systematically screening for novel regeneration regulators. Briefly, this paradigm includes a) the preparation of larvae, b) lesion induction to dendrite(s) or axon(s) using a two-photon laser, c) live confocal imaging post-injury and d) data analysis. Our model enables highly reproducible injury of single labeled neurons, axons, and dendrites of well-defined neuronal subtypes, in both the peripheral and central nervous system.

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

Here, we present a protocol using the Drosophila sensory neuron - dendritic arborization (da) neuron injury model, which combines in vivo live imaging, two-photon laser axotomy/dendriotomy, and the powerful fly genetic toolbox, as a platform for screening potential promoters and inhibitors of neuroregeneration.

Eine Drosophila In Vivo Verletzungen Modell für das Studium Neuroregeneration in den peripheren und zentralen Nervensystems

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

Medizin

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these mechanisms is crucial for developing neural regenerative therapies. Drosophila melanogaster is a leading model for studies of neural development but historically has not been exploited to investigate adult brain regeneration. This is primarily because the adult brain exhibits very low mitotic activity. Nonetheless, penetrating traumatic brain injury (PTBI) to the adult Drosophila central brain triggers the generation of new neurons and new glia. The powerful genetic tools available in Drosophila combined with the simple but rigorous injury protocol described here now make adult Drosophila brain a robust model for neural regeneration research. Provided here are detailed instructions for (1) penetrating injuries to the adult central brain and (2) dissection, immunohistochemistry, and imaging post-injury. These protocols yield highly reproducible results and will facilitate additional studies to dissect mechanisms underlying neural regeneration.

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

This article provides detailed protocols for inflicting Penetrating Traumatic Brain Injury (PTBI) to adult Drosophila and examining the resulting neurogenesis.

Stimulation und Analyse der adulten Neurogenese im zentralen Gehirn von Drosophila

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these ...

Mechanically Injuring Drosophila Larvae Segmental Nerves to Induce Neurodegeneration

Source: Danella, E. B., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56128">A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration.</a> J. Vis. Exp. (2017).
The video demonstrates inducing neurodegeneration in Drosophila larva segmental nerves via mechanical injury. The ventral cuticle of anesthetized larvae is pinched using forceps to cause injury to the segmental nerves. The injured larvae are maintained with food, allowing the injury to cause degeneration of the motor neurons in the nerves, causing disruption of their neuromuscular junctions (NMJs).

Mechanische Schädigung von Drosophila-Larven segmentaler Nerven, um Neurodegeneration auszulösen

1. Preparation of Reagents and Equipment 

	Prepare 1x Dissection Buffer (70 mM NaCl, 5 mM KCl, 0.02 mM CaCl2, 20 mM MgCl2, 10 mM NaHCO3, 115 mM sucrose, ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Neurodegenerative Diseases

Drosophila Adult Brain Dissection: A Method in Fly Neurobiology

Source: Kelly, S. M., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/56174/" target="_blank">Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to dissect and isolate the adult Drosophila brain&#8211;a procedure necessary for visualizing the organ, which is otherwise obscured by the cuticle, eye, and tracheal tissue. The example protocol shows a detailed demonstration yielding high-quality preparations that can be used for immunostaining and imaging methods in Drosophila neurobiology.

Drosophila Dissektion des Gehirns von Erwachsenen: Eine Methode der Fliegenneurobiologie

Source: Kelly, S. M., et al. Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains. ...

Biologie

Drosophila melanogaster (Fruchtfliege)

Adultes Tier

Inducing Targeted Neuronal Injury Using a High-Power Laser in a Drosophila Larva

Source: Li, D., Li, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57557">A Drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates a method for inducing targeted neuronal injury in Drosophila larvae using a high-power laser. After positioning the larva under a microscope, a low-power laser scans for fluorescent neurons, and then the laser power is increased to induce localized damage. The injury is confirmed by increased fluorescence and a crater at the injury site.

Source: Li, D., Li, F., et al. A Drosophila in vivo injury model for studying neuroregeneration in the peripheral and central nervous system. J. Vis. Exp. ...

Trauma

Source: Katzenberger, R. J., et al.,&#160;<a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52905">A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (2015).
The video demonstrates the use of a High-Impact Trauma (HIT) device to induce closed-head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. TBI causes mechanical brain trauma affecting neuronal function, which over time leads to neurodegeneration and mortality.

Source: Katzenberger, R. J., et al.,&#160;A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila. J. Vis. Exp. (2015).
The video ...

A Technique to Inflict Closed-Head Traumatic Brain Injury in Drosophila Flies

Source: Sun, M., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55602">A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates a procedure to inflict a closed-head traumatic injury in anesthetized Drosophila flies using a strike device with a gas-propelled impactor. The injury affects neuronal function and impairs walking ability.

Eine Technik, um Drosophila-Fliegen ein Schädel-Hirn-Trauma zuzufügen

1. Assembly of the Strike Device (Figure 1)

	Remove the plunger from a 1 mL tuberculin syringe. Cut the barrel at the 1 mL mark.
	Remove an aerosol ...

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht

Zusammenfassung

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