Mark J. Kearns erhält Unterstützung von der UBC Clinician Investigator Program (durch das Royal College of Physicians and Surgeons of Canada ausgezeichnet) und der UBC 4YF Promotionsstipendium. John H. Boyd ist ein National Sanitorium Association und Michael Smith Foundation for Health Research Scholar. Finanzierung durch CIHR. Die Autoren danken Dr. M. Allard und Richard Wamboldt für ihre Unterstützung bei der Einrichtung und Wartung des Perfusionsausrüstung danken.

Alle Tiere wurden untergebracht und versorgt in Übereinstimmung mit nationalen und institutionellen Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Ethik Genehmigung für dieses Protokoll wurde von der University of Animal Care Committee British Columbia gewährt. Männlich, Sprague-Dawley Ratten mit einem Gewicht zwischen 300-450 g wurden für dieses Protokoll verwendet wird. 1. Donor Betrieb <ol><li> In etwa 100 ml Kardioplegie (RT) in einem zylindrischen Kolben auf lange intravenöse (IV) Katheterschlauch durch einen 3-Wege-Hahn verbunden ist. Verwenden Sie ein Stativ, um den Kolben auf etwa 80 cm über der Arbeitsoberfläche zu erhöhen, so dass Kardioplegie Lieferung durch die Schwerkraft. </li><li> Strukturen adäquat zu visualisieren, verwenden Sie ein Paar von Lupenbrillen oder einem Binokular. HINWEIS: Wir verwenden derzeit ein Fernglas Operationsmikroskop mit 3.4 - 21.3X Vergrößerung. </li><li> Setzen Sie den Spender in einem Narkosekammer und veran Anästhesie mit 4 - 5% Isofluran. </li&gt; <li> Übertragen Sie die Ratte auf eine Betriebsplattform und Aufrechterhaltung einer Narkose durch Nasenkegel mit 1-2% Isofluran. Bewerben vet Salbe auf die Augen des Tieres bis zur Trockenheit zu verhindern. Verwalten Midazolam (2 mg / kg) intraperitoneal mit einer 25 G-Nadel. </li><li> Verwendung von chirurgischen Knipser, rasieren die Spender von xiphisternum zu Unterkiefer. Rasur einen kleinen Bereich der linken Leiste (für nachfolgende IV-Zugriff). Tragen Sie eine depilating Mittel auf die Wirkflächen, warten Sie etwa 5 Minuten, und entfernen Sie das Haar mit einem Stück Gaze. </li><li> Prep die Operationsstellen mit einer PVP-Jod oder Chlorexidin-basierte Lösung (wir nur Chlorhexidin verwenden). Infiltrieren die incisional Sites mit 0,1 bis 0,5% Lidocain subkutan. </li><li> Sichern Sie sich die Vorderbeine und linken Hinterlauf auf die Betriebssystem-Plattform mit Klebeband, so dass die rechte Hinterlauf frei für die Überwachung der Narkosetiefe und der Vitalfunktionen. </li><li> Nachdem eine angemessene Narkosetiefe durch Pedal Prise, einen Einschnitt in der linken Leistenfalte mitein 22-Klinge Skalpell. Stumpf, setzen die linke V. femoralis communis und erhalten Zugang IV wie folgt: <ol><li> Vorsichtig einfahren, die über der Vena femoralis Gewebe und kanülieren die Vene mit einer 24 G IV. Verbinden Sie den IV auf eine kurze Länge von Kochsalzlösung gefüllte IV-Schlauch, und sichern Sie den Schlauch an Ort und Stelle mit Klebeband. HINWEIS: Das Verfahren für die Oberschenkel Venen-Kanülen in Ratten wird an anderer Stelle von Jespersen und Kollegen 14 beschrieben. </li><li> Verbinden eines Kochsalzlösung gefüllten 10 ml Spritze mit dem IV-Schlauch, vorsichtig aspirieren Blut um die korrekte Positionierung des IV zu gewährleisten. </li><li> Injizieren 300-500 IE unfraktioniertem Heparin durch den IV-Schlauch, und anschließend mit 3 spülen Sie den Schlauch - 5 ml Kochsalzlösung. </li></ol></li><li> Als nächstes tracheotomize den Spender wie folgt: <ol><li> Machen Sie eine Mittellinienschnitt in den Weichteilen zwischen der Halsschlag Kerbe und Unterkiefer mit einem 22-Blatt-Skalpell. Dringen in die Kapsel der Schilddrüse in der Mittellinie mit Metzenbaum Schere und separate seinen Lappen mit stumpf. </li><li> Verwendung stumpf, trennen Sie die Halsmuskulatur des Halses in der Mittellinie, um die Vorderfläche der Luftröhre freizulegen. </li><li> Verwenden einer gebogenen Pinzette stumpf sezieren einen umlaufenden Ebene um die Luftröhre. Umschließen die Luftröhre mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Verwendung Iris Schere, einen Quereinschnitt im vorderen Luftröhre, etwa 5 mm unterlegen Schildknorpels. Sanft führen die Trachealkanüle (a 14 G IV) und befestigen Sie sie mit Hilfe des 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Schließen Sie die Trachealkanüle mit einem mechanischen Ventilator. Leiten Sie die Zufuhr von Sauerstoff und Isofluran durch den Beatmungskreislauf, und lüften Sie den Spender mit einer Rate und Atemvolumen durch sein Gewicht 13 vorhergesagt. </li></ol></li><li> Einen Einschnitt in der Mittellinie der Brust (unter Verwendung eines 22-Blatt-Skalpell), zur Verlängerung der Schnitt an der Halsschlag Kerbe unterhalb des xipisternum. </li><li> Der Aufenthalt in der Mittellinie, Führen Sie eine mediane Sternotomie mit einem Knochenschneider. Einfahren der Kanten des Sternums mit einer Selbsthalter. Geben Sie den Herzbeutel und Pleurahöhlen. </li><li> Führen Sie eine Thymektomie. Am einfachsten ist es zunächst unverblümt teilen den Thymus in der Mittellinie, und dann trennen sie vom umgebenden Strukturen mit einer Kombination von stumpfer und scharfer Dissektion. HINWEIS: Der Ursprung der Brustwandarterien kann, wenn sezieren die Thymusdrüse entfernt von den überlegenen Brustbeinkanten verletzen. Um Blutungen zu verhindern, kann hämostatischen Klammern, bevor Sie den Thymus an diesen Stellen aufgebracht werden. </li><li> Verwendung Metzenbaumschere und / oder eine scharfe Lauer, sezieren peri-Kava Fett weg von der unteren Hohlvene (IVC). Stellen Sie sicher, dass der IVC ist relativ frei von Fett und Bindegewebe aus dem Cavo-atrial Kreuzung superior, auf die Membran inferior. </li><li> Mit einem scharfen Lauer, in Umfangsrichtung frei die obere Hohlvene (SVC) und umschließen Sie es mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Als nächstes sezieren dielinks Hohlvene frei von umgebenden Strukturen, und unterbinden sie proximal und distal mit 4-0 Seidenkrawatten. Resezieren die dazwischen liegenden Teil des Cava, den linken Schlüsselbeinarterie freizulegen. </li><li> In Umfangsrichtung frei Aortenbogen Gefäße mit einem scharfen Lauer. Bewerben proximalen und distalen Wundklammern an den Truncus, und teilen sie zwischen den Clips. Lassen Sie die linke Halsschlagader und der linken Schlüsselbeinarterie un-abgeschnitten. </li><li> Als nächstes kanülieren die SVC mit 24 G IV-Katheter. Sichern Sie den Katheter mit dem zuvor platzierten 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Bereiten Sie sich für eine zweckmäßige, aber schonende Transplantat Ernte. </li><li> Mit Hilfe einer scharfen Schere, teilen Sie die IVC nur besser als die Zwerchfellfläche. Teilen Sie die SVC überlegen seinen Kanülierungsstelle, sicherzustellen, dass in der Nähe der Atemwege Strukturen nicht verletzt. </li><li> Schalten Sie das Beatmungsgerät und ziehen Sie das Luftröhrenkanüle. Transekt die Luftröhre proximal. </li><li> Fassen Sie die Luftröhre durchschnitten mit einer Pinzette und entfernen Sie das Herzund Lunge en-bloc. Dies wird leichten Zug mit scharfen Dissektion erforderlich wie die Herz-Lungen-Transplantat wird entfernt. Trennen Sie die Luftröhre von der zugrunde liegenden Speiseröhre. Nicht zu verletzen, die absteigende Aorta, so dass eine lange Teil davon intakt nach der Ernte bleibt. </li></ol> 2. Herstellung der Herz-Lungen-Graft HINWEIS: beim Ausfüllen dieses Teils des Verfahrens sollte ein Assistent sein Betäubung den Empfänger Nager und die Vorbereitung für Graft-Implantation. <ol><li> Legen Sie die Herz-Lungen-Transplantat auf chirurgische Gaze mit der Vorderfläche des Herzens nach unten. Mit scharfen Dissektion, entfernen Sie alle verbleibenden Speiseröhre, die Vermeidung von Verletzungen der hinteren Atemwege. </li><li> Suchen Sie die Aorta descendens und legen Sie eine 16 G stumpfen Kanüle. Sichern Sie die Kanüle an Ort und Stelle mit einem 4-0 Seidenkrawatte. </li><li> Suchen Sie die Aortenbogen Gefäße und einer chirurgischen Klammer gelten für die linken Schlüsselbeinarterie. Lassen Sie die linke Halsschlagader un-beschnitten für UnterFolge Entlüftung. </li><li> Verwalten der ersten Dosis von Kardioplegie durch Verbinden des Kardioplegie-Schlauch an den 16 G Aortenkanüle. Die Halsschlagader ist vorübergehend mit einer Pinzette verschlossen werden, um eine ausreichende Abgabe von Kardioplegielösung zu gewährleisten. HINWEIS: Ein Vorteil mit der Aortenkanüle angebracht ist, dass Kardioplegie kann kontinuierlich und / oder periodisch, wie gewünscht, verabreicht werden. Für intermittierenden Dosierung, liefern wir in der Regel jedes Kardioplegie 10-15 min in 5 ml Bolus über 30 - 45 sec. </li><li> Verwendung Metzenbaumschere und / oder eine scharfe Lauer, sezieren peri-Aorten-Fett weg von der Aorta. Stellen Sie sicher, dass die Aorta relativ frei von Fett und Bindegewebe von der linken Schlüsselbeinarterie (distal Bogen), um seine Kanülierungsstelle. </li><li> Als nächstes setzen den linken Hauptbronchus mit einem scharfen Lauer, und ligieren es proximal mit einem 4-0 Seidenkrawatte. Transekt den linken Bronchus distal der Ligatur mit Iris Schere. Führen Sie eine links Pneumonektomie durch Ligation des linken LungenArterie und Vene mit 4-0 Seidenkrawatten. Transekt distal der Ligatur und entfernen Sie die linke Lunge. </li><li> Wie oben, entfernen Sie alle anderen Lungenlappen mit Ausnahme der rechten Ober- und Mittellappen. Nicht zu verletzen, die IVC in den Prozess der Durchführung lobectomies. </li><li> Verbinden Sie den Schlauch mit dem Kardioplegie Aortenkanüle und verwalten kontinuierliche Kardioplegie während der Empfänger ist in Vorbereitung. Legen Sie die Herz-Lungen-Transplantat in einem sterilen Behälter (zB ein Becherglas). </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Betäuben den Empfänger nach der Geberbetrieb vor. Verwenden vet Salbe auf die Augen des Tieres vor dem Austrocknen zu schützen. Bestätigen Narkose häufig durch Pedal Prise. </li><li> Positionieren Sie das Tier nach der Geberbetrieb, diesmal Verlassen des rechten Vorderbein frei, Vitalzeichen und Narkosetiefe zu überwachen. </li><li> Rasieren Sie den Bauch von xiphisternum Penis. Rasur einen kleinen Bereich der linken Leiste (für nachfolgende IV-Zugriff). Tragen Sie einedepilating Mittel auf die Wirkflächen, warten Sie etwa 5 Minuten, und entfernen Sie das Haar mit einem Stück Gaze. </li><li> Prep die Operationsstellen mit einer Povidon-Jod oder Chlorexidin basierende Lösung. Infiltrieren die incisional Sites mit 0,1 bis 0,5% Lidocain subkutan. </li><li> Tracheotomize und lüften Sie den Empfänger wie oben angegeben. Alternativ halten Sie den Empfänger unter Nasenkegel Anästhesie. </li><li> Einführung eines Katheters in die Vena femoralis, wie oben beschrieben. Injizieren 300-500 IE unfraktioniertem Heparin durch den IV-Schlauch, und anschließend mit 3 spülen Sie den Schlauch - 5 ml Kochsalzlösung. </li><li> Führen Sie eine Laparotomie, indem Sie eine Mittellinie Bauchschnitt mit einem 22-Blatt-Skalpell aus xiphisternum Penis. Ziehen Sie die Bauchdecke mit einem Wundspreizer. Als nächstes zurückzuziehen den Darm nach oben und zur linken Seite der Ratte. Wickeln Sie sie in warm, mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Setzen Sie das IVC und Bauchaorta von scharf Sezieren durch die darüber liegende Wiedertro-Bauchfett. </li><li> Eine gekrümmte Gefäßklemme verfügbar und bereit. </li><li> In Umfangsrichtung frei den IVC und der Aorta proximal und distal und umgeben sie mit 4-0 Seidenkrawatten. 3 cm Abstand zwischen diesen Seiten - Es sollte ungefähr 2 sein. </li><li> Die gekrümmte Gefäßklemme vorsichtig anzuwenden, um sicherzustellen, dass ein ausreichender Teil sowohl IVC und der Aorta oberhalb der Backen der Klemme ausgesetzt. </li><li> Einen Einschnitt in der vorderen Wand der IVC mit einer 25 G-Nadel in eine Kochsalzlösung gefüllten 1 ml Spritze verbunden. Verlängern Sie den Schnitt mit Scheren Potts, um die Länge des Spenders IVC Öffnung entsprechen. </li><li> Entfernen Sie die Herz-Lungen-Transplantat aus seinem Behälter und trennen Sie es von Kardioplegie. Legen Sie das Transplantat in den Bauch des Empfängers in einer optimalen Position, um den venösen Anastomose durchzuführen. HINWEIS: Die Herz-Lungen-Transplantat letztlich leicht schräg ausgerichtet werden, wobei der Scheitelpunkt in Richtung des Bauches des linken unteren Quadranten. </li><li> Sichern Sie die Ferseund Zehenenden der Anastomose mit 9-0 Nylonnaht. Binden Sie eine sichere Knoten an jedem Ende, so dass die Nadel an einen langen Arm des Nahtmaterials befestigt ist, und eine kurze Ende des Fadens zu einem späteren Zeitpunkt gebunden werden, um. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie. </li><li> In Lauf Mode, komplette die Hälfte der Nahtlinie und Bindung an die gegenüberliegende kurze Naht Arm. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie. </li><li> Schließen Sie die andere Hälfte der Nahtlinie und binden Sie es nach unten. Die venöse Anastomose vollständig ist. Verwalten Sie eine Dosis von Kardioplegie </li><li> Richten Sie die Herz-Lungen-Transplantat mit der Herzspitze in Richtung des Bauches des linken unteren Quadranten. Stellen Sie sicher, dass die venöse Anastomose nicht geknickt oder verdreht werden. </li><li> Beurteilen Sie die Länge des Spender Aorta, die erforderlich sein werden, um den Empfänger zu erreichen Aorta, die Aufrechterhaltung sowohl IVC und Aorta anastomosiert in spannungsfreie und un-Kinked-Konfigurationen. </li><li> Teilen Sie den absteigenden Aorta (distal der linken Arteria subclavia) mit einer Iris Schere. </li><li> Machen Sie ein incision in der vorderen Wand der Aorta des Empfängers mit einer 25 G-Nadel in eine Kochsalzlösung gefüllten 1 ml Spritze verbunden. Verlängern Sie den Schnitt mit Scheren Potts, um die Länge des Spenders Aortenostium entsprechen. </li><li> Verankern Sie die Zehe (superior Aspekt) des Spenders Aorta an den Empfänger Aorta mit einem 9-0 Nylonnaht. Dann übergeben Sie die Nadel auf der medialen Seite der Aorta und füllen die Hälfte der Anastomose in Lauf Mode. </li><li> An der Ferse des Aorten-Anastomose, kehren Sie die Ausrichtung der Nahtlinie (ein Übergang in Richtung der Naht), und schließen Sie die seitliche Hälfte der Anastomose in Lauf Mode. </li><li> Entfernen Sie langsam den IV-Katheter in der SVC und Ligieren der SVC mit einer chirurgischen Klammer. </li><li> De-Luft die Aorta, indem Sie das un-abgeschnitten linke gemeinsame Halsschlagader. Halten Sie die Arterie offen, in einer aufrechten Position, mit denen die Luft frei geräumt werden. </li><li> Kurz öffnen die Backen des gekrümmten Gefäßklemme und damit die Halsschlagader zu bluten (dE-Luft) für 2 - 3 Sekunden. Erneut bewerben das Schiff Klemme. </li><li> Tragen Sie eine chirurgische Klammer in die Halsschlagader. Entfernen Sie die gekrümmte Gefäßklemme. </li><li> Überprüfen Sie für Blutungen an den Nahtlinien. Falls vorhanden, gelten sanfte Kompression mit chirurgischer Gaze oder Reparatur mit einer Länge von 9-0 Nylonnaht (abhängig von der Schwere der Blutung). </li><li> Das Spenderherz sollte wieder innerhalb von Minuten zu schlagen. </li><li> Achten Sie genau auf die Lebenszeichen des Empfängers ein Narkosetiefe und verwalten Volumengabe, wie gebraucht. </li><li> In Abhängigkeit von den experimentellen Endpunkten, schließen Sie das Tier Bauch und lassen Sie es von der Anästhesie zu erholen, oder bereiten Sie das Tier für kardiovaskuläre Beurteilung. Hinweis: Beispiele für Transplantat Beurteilung gehören in vivo Maßnahmen der lastabhängigen und lastunabhängige Hämodynamik, in vitro Maßnahmen der Funktion in Langendorff-Herz und Arbeitsweisen, und (in der Überlebens Chirurgie) echokardiographische oder MRT-Untersuchungen. </li><li> AmEnde der akuten Klemme Experimenten werden die Tiere durch Ausbluten getötet. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Erfolg mit der hier beschriebenen Technik wird von mehreren Faktoren ausgesagt werden. Key unter ihnen wird die Stabilität von Spender und Empfängertiere, die Annahme sorgfältige Operationstechnik, die sicher und mit minimalem Blutverlust verbunden ist, ist, dass die uneingeschränkte kardioplegischen Stillstand mit einheitlichen Transplantat Kühlung minimieren insgesamt ischämischen Zeit und in angemessener Entlüftung des Transplantats. Wie bereits anerkannt, ist die technische Komplexität der Technik, die ihre ...

The first rodent model of heterotopic abdominal heart transplantation (HAHT) was described by Abbott and colleagues in 19641. This technique, and subsequent modifications have been widely applied to characterize transplant graft function and immunologic status. The majority of HAHT techniques described involve a non-volume loaded heart2,3. Models of HAHT involving volume-loaded ventricles have been described, but they are frequently limited in one or more respects.
Heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) with a volume-loaded left ventricle (LV) has been described previously. Chen and colleagues4, and subsequently Ibrahim and colleagues5 described HAHLT with a single aorto-aortic (donor ascending to recipient abdominal aorta) anastomosis. The only volume load presented to the ventricle in this circulation is the coronary venous return. Asfour and colleagues described a HAHT technique in which the lung circuit was eliminated by anastomosing donor pulmonary artery (PA) to donor left atrium (LA)6. In this circulation, venous inflow to right ventricle (RV) occurs via a donor SVC to recipient IVC anastomosis, and the subsequent LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function was partially assessed in vivo, and also in vitro using a Langendorff rig. Figueiredo and colleagues described a HAHLT model similar to our own7, but in mice. Venous inflow to the RV occurs via donor SVC to recipient IVC anastomosis. Blood subsequently passes through the single lung circulation and LV load is ejected into the aorto-aortic anastomosis. Cardiac function in their study was assessed by magnetic resonance imaging (MRI). Wen and colleagues described a unique HAHT technique in which the LV is loaded by means of a recipient aorta to donor LA anastomosis8. The LV, therefore, fills at systemic pressures. Cardiac function, and whether LV stroke volume is ejected antegradely in their model was not assessed.
Many of the techniques referenced above involve non-physiologic LV loading conditions, including the techniques whose partial LV load is represented only by coronary venous return. On the other hand, many techniques do approach physiologic LV loading. The majority of these techniques, as with the technique of Asfour and colleagues, omit the pulmonary circulation and utilize a donor PA to donor LA anastomosis6,9. The circulation described by Galinanes and colleagues10 employs a direct recipient cava to donor LA anastomosis, omitting the pulmonary circulation and the right heart. Yokoyama and colleagues achieve the same effect by ligating the donor PA and creating an interatrial communication in the donor heart (omitting donor lung and right heart circulations)11. The circulation of Maruyama and colleagues12 involves an anastomosis between donor left PA and recipient Ao, which permits LV filling via the pulmonary circulation as a conduit, but effectively excludes the right heart.
In cases where near physiologic loading conditions were met, we advance the technique of HAHLT in 2 major respects. First, to our knowledge, the exact configuration we report has not been described in rats. It is possibly the most versatile circulation for investigators wishing to study the physiology, structure, and immunology of the transplanted heart-lung graft. Second, we describe how the function of the transplant graft can be directly characterized in vivo. For this application, pressure-volume conductance catheters can be introduced directly into the LV apex of the transplant graft, which allows for complete cardiac functional characterization. 
The technique described here can be applied to both acute and chronic studies of transplant graft function, while the functional assessment may be performed either in vivo or in vitro. We present a model in which the loading conditions can be near physiologic, however the degree of ventricular loading may be manipulated both acutely and chronically by diverting venous return towards or away from the graft. Afterload conditions can also be manipulated. Because the lung and its airway are retained in this transplant configuration, investigators can re-ventilate the donor lung acutely. Uniquely, lung re-ventilation changes the composition of blood perfusing the transplant coronary arteries. Under non-ventilated conditions, blood ejected from the donor aorta is deoxygenated, and mixes with oxygenated blood in the recipient aorta. Under acutely ventilated conditions, ejected blood becomes oxygenated. Thus, transplant graft function can be compared under ventilated and non-ventilated conditions, and also under variably loaded conditions.
The protocol below describes important modifications to previously described HAHLT donor and recipient operations. It also describes an optimal technique for protecting the transplant graft throughout the period of ischemia (time between donor explant and recipient implant). Advantages of this technique include physiologic conditions potentially approaching that of an orthotopically transplanted graft, and a wide range of investigative applications. An important limitation is its technical complexity. With adequate mentoring and practice, the advantages of this technique will likely outweigh the challenges in adopting it.

<table><tbody><tr><td>Celsior Cardioplegic Soution</td><td>Genzyme</td><td></td><td>The solution is kept on ice throughout the procedure. We prepare our own solution, with slight modifications.</td></tr><tr><td>Rodent Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>Vital Sign Monitor</td><td>Nonin</td><td>Model 9847V</td><td>Displays SpO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; and heart rate.</td></tr><tr><td>IV Cannulae</td><td>Jelco</td><td>3063</td><td>24 - 26 G x 3/4&quot; cannulae.</td></tr><tr><td>IV Tubing</td><td>CareFusion</td><td>MP9259-C</td><td>Short-length connector tubing (18 cm).</td></tr><tr><td>Surgical Clips</td><td>Teleflex Medical</td><td>001204</td><td>Horizon titanium ligating clips.</td></tr><tr><td>Sutures</td><td>Ethicon, Sharpoint</td><td>LA54G, AK-0107</td><td>3-0 silk reel, and 9-0 prolene suture (single-armed, DR5 needle).</td></tr><tr><td>Surgical Instruments</td><td>Not Applicable</td><td>Not Applicable</td><td>The instruments used are generic, and can be purchased from any surgical supply company.</td></tr></tbody></table>

rat heterotopic abdominal heart/single-lung transplantation in a volume-loaded configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

Die oben beschriebene HAHLT Technik ist sehr technisch und erfordert viel Liebe zum Detail. Tabelle 1 stellt einige der wichtigsten Faktoren im Vergleich mit erfolgreichen erfolglosen Verfahren verbunden und kann als Leitfaden für die Fehlersuche technischen Schwierigkeiten verwendet werden. Nachdem der Empfänger Aorta wird ausgespannt, sollten die Transplantat Koronararterien zu sehen, um mit sauerstoffreichem Blut zu füllen. Dementsprechend sollte das Myokard zu rosa un...

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Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

8.3K Aufrufe.  UBC James Hogg Research Center, St. Paul's Hospital. We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Serie: Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Forschung

Biologie

Heterotopic Auxiliary Rat Liver Transplantation With Flow-regulated Portal Vein Arterialization in Acute Hepatic Failure

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the failing native liver has regenerated.1-3 The APOLT-method, the orthotopic implantation of auxiliary segments- averts most of the technical problems. However this method necessitates extensive resections of both the native liver and the graft.4 In 1998, Erhard developed the heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) utilizing portal vein arterialization (PVA) (Figure 1). This technique showed promising initial clinical results.5-6 We developed a HALT-technique with flow-regulated PVA in the rat to examine the influence of flow-regulated PVA on graft morphology and function (Figure 2).
A liver graft reduced to 30 % of its original size, was heterotopically implanted in the right renal region of the recipient after explantation of the right kidney.&#160; The infra-hepatic caval vein of the graft was anastomosed with the infrahepatic caval vein of the recipient. The arterialization of the donor&#8217;s portal vein was carried out via the recipient&#8217;s right renal artery with the stent technique. The blood-flow regulation of the arterialized portal vein was achieved with the use of a stent with an internal diameter of 0.3 mm. The celiac trunk of the graft was end-to-side anastomosed with the recipient&#8217;s aorta and the bile duct was implanted into the duodenum. A subtotal resection of the native liver was performed to induce acute hepatic failure. 7
In this manner 112 transplantations were performed. The perioperative survival rate was 90% and the 6-week survival rate was 80%. Six weeks after operation, the native liver regenerated, showing an increase in weight from 2.3&#177;0.8 g to 9.8&#177;1 g. At this time, the graft&#8217;s weight decreased from 3.3&#177;0.8 g to 2.3&#177;0.8 g.
We were able to obtain promising long-term results in terms of graft morphology and function. HALT with flow-regulated PVA reliably bridges acute hepatic failure until the native liver regenerates.

Auxiliary liver transplantation provides a temporary support in acute hepatic failure, until regeneration of the failing liver. The heterotopic auxiliary liver transplantation (HALT) with portal vein arterialization (PVA) renders sufficient liver function. We developed an analogous technique in the rat, to examine the influence of the portal vein arterialization on the morphology and function of the graft.

Heterotope Hilfs Ratte Leber-Transplantation mit strömungs geregelt Pfortader Arterialisation in akutes Leberversagen

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the ...

Medizin

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications have been reported since the first description in 1964. After 30 years of performing heterotopic heart transplantation in rats, we have developed a simplified surgical approach, which can be easily taught and performed without further surgical training or background.
After dissection of the ascending aorta and the pulmonary artery and ligation of superior and inferior caval and pulmonary veins, the donor heart is harvested and subsequently perfused with ice-cold saline solution supplemented with heparin. After clamping and incising the recipient abdominal vessels, the donor ascending aorta and pulmonary artery are anastomosed to the recipient abdominal aorta and inferior vena cava, respectively, using continuous running sutures.
Depending on different donor-recipient combinations, this model allows analyses of either acute or chronic rejection of allografts. The immunological significance of this model is further enhanced by a novel approach of in-ear injection of vital cardiac muscle cells and subsequent analysis of draining cervical lymphatic tissue.

We describe a model of heterotopic abdominal heart transplantation in rats, implying modifications of current strategies, which lead to a simplified surgical approach. Additionally, we describe a novel rejection model by in-ear injection of vital cardiac muscle cells, allowing further transplant immunological analyses in rats.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications ...

Immunologie und Infektion

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...

A Heterotopic Rat Heart Transplantation Model using Circulatory Death Donor Hearts

The objective of this protocol is to set up a rat heterotopic heart transplantation model with donation after circulatory death (DCD) donor hearts. There are two setups for this protocol: heart donor setup and recipient setup. In the heart donor setup, Sprague Dawley rats are anesthetized, endotracheally intubated, and ventilated. The right carotid artery is cannulated to deliver heparin and the paralytic agent vecuronium-bromide. The DCD process is initiated by terminating the ventilation. After 20 min, the heart is exposed and the aorta distal to the brachiocephalic branch is clamped. At 25 min from terminating the ventilator, ice-cold University of Wisconsin (UW) solution is perfused through the carotid catheter to flush the heart. The heart is procured by dividing the aorta, pulmonary artery, venae cavae, and pulmonary veins and stored in UW solution for implantation. In the recipient setup, the Lewis rat is anesthetized with isoflurane. Slow-release buprenorphine is administered subcutaneously to facilitate a smooth postoperative recovery. Through a midline abdominal incision, the infra-renal aorta and the inferior vena cava are isolated and clamped with an atraumatic vascular clamp. The donor heart aorta and pulmonary artery are sutured to the recipient abdominal aorta and vena cava, respectively, with a running 8-0 Prolene. The vascular clamp is removed to reperfuse the heart. The abdominal wall is closed and the rat is recovered. After a set interval (24 h to 2 weeks), the recipient rat is anesthetized, the transplanted heart is exposed, and a balloon-tip-catheter is inserted into the left ventricle via the apex to record developed pressure and dP/dt using a data acquisition system. The heart tissue is collected for histology, immunology, or molecular analysis. A successful DCD donor rat heart transplantation model will allow further studies on the cardioprotective approaches to improve heart transplantation outcomes from DCD donors.

<meta charset="utf8"></head><body>Ein heterotopes Rattenherztransplantationsmodell unter Verwendung von Spenderherzen mit Kreislauftod

Here, we describe the preparation and technical details of murine heterotopic heart transplantation utilizing a circulatory death donor heart.

Ein heterotopes Rattenherztransplantationsmodell unter Verwendung von Spenderherzen mit Kreislauftod

The objective of this protocol is to set up a rat heterotopic heart transplantation model with donation after circulatory death (DCD) donor hearts. There ...

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the number of heart failure patients waiting for transplantation is still increasing. The normothermic ex situ preservation technique has been established as a comparable method to the conventional static cold storage technique. The main advantage of this technique is that donor hearts can be preserved for up to 12 h in a physiologic condition. Moreover, this technique allows resuscitation of the donor hearts after circulatory death and applies required pharmacologic interventions to improve donor function after implantation. Numerous animal models have been established to improve normothermic ex situ preservation techniques and eliminate preservation-related complications. Although large animal models are easy to handle compared to small animal models, it is costly and challenging. We present a rat model of normothermic ex situ donor heart preservation followed by heterotopic abdominal transplantation. This model is relatively cheap and can be accomplished by a single experimenter.

Here, we present an assessment protocol of a heterotopically implanted heart after normothermic ex situ preservation in the rat model.

Rattenmodell der normothermischen Ex-situ-perfundierten heterotopen Herztransplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Zusammenfassung

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Ein heterotopes Rattenherztransplantationsmodell unter Verwendung von Spenderherzen mit Kreislauftod

Ein heterotopes Rattenherztransplantationsmodell unter Verwendung von Spenderherzen mit Kreislauftod

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