Name: dissection and culture of mouse embryonic kidney
Uploaded: 2017-05-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney at JoVE.com

ويشكر المؤلفان ليف أوكسبرغ وديريك آدمز على مشاركتهما بسخاء في معرفتهما، ليف أوكسبرغ على تعليقاتهما المفيدة على المخطوطة، وستيفان وولفل وأولريكي مولر على دعمهما التقني وساسكيا شميتكرت وجوليا غوبرت وساشا وير وفيولا ماير للمساعدة في مختبر. وأيد هذا العمل من قبل التنمية، شركة علماء الأحياء (ل كب).

وتم الحفاظ على الفئران وفقا للوائح السويدية وتشريعات الاتحاد الأوروبي (2010/63 / يو). وتم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للمبادئ التوجيهية للجنة الأخلاقيات السويدية (التصاريح C79 / 9 و C248 / 11 و C135 / 14). وقد تمت الموافقة على الإجراءات في جامعة هايدلبرغ التي تتعلق بالمواضيع الحيوانية من قبل ريجيرونسبراسيديوم كارلسروه وضباط رعاية الحيوان في جامعة هايدلبرغ. 1. إعداد الكواشف والمواد للثقافة ملاحظة: استخدام غطاء تدفق رقائقي للحد من التلوث. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم تشريح، قبل الكتلة البشرية فك وحدها أو المؤتلف البروتين إفرين خيالي تنصهر إلى فك البشري عن طريق مزجها مع الأجسام المضادة الماعز فك الإنسان بنسبة مولارية من 1: 5 في المالحة الفوسفات معقمة المالحة (بس). احتضان لمدة 1 ساعة عند 37 درجة مئوية 5 . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد وسط الثقافة عن طريق استكمال دولبيكو في النسر المعدل المتوسطة: المغذياتالخليط F-12 (دمم / F12) مع 1٪ البنسلين / الستربتومايسين (v / v)، 1٪ الجلوتامين (الخامس / الخامس)، 1٪ الأنسولين ترانسفرين-السيلينيوم (v / v)، 50 ميكروغرام / مل الإنسان holo- ترانسفيرين، و 1.5 ميكروغرام / مل أمفوتيريسين. ملاحظة: 10 مل من المتوسط ​​يكفي ل 16 الأجنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة محلول إفرين متجمد المؤتلف في تركيز النهائي من 20 ميكروغرام / مل إلى وسط الاستزراع. استخدام فك الإنسان المتجمعة كسيطرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد لوحات الثقافة عن طريق إضافة 500 ميكرولتر من الوسط الثقافي إلى كل بئر من العقيمة، غير المطلية، مسطحة القاع البوليسترين لوحة 4 جيدا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط معقم، مكان بعناية واحد مرشح غشاء البولي مع حجم المسام من 5 ميكرون لكل بئر على أعلى المتوسطة. نقل لوحة أعدت إلى حاضنة (37 درجة مئوية / 5٪ كو 2 ). تأكد من أن المرشح يبقى جافة على السطح العلوي ويطفو. ملاحظة: مرشح واحد يكفي لاثنين من أنلاجين الكلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة حلاقة، وقطع ما يقرب من 30 نصائح ماصة (حجم: 100 ميكرولتر) أبروسيماتلy 1 ملم من طرف ليؤدي إلى افتتاح أوسع. ضع النصائح مرة أخرى في رف ماصة طرف. </li></ol> 2. تشريح رذاذ ميتانيفريك في E11.5 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التضحية الماوس في فترة الحوامل في E11.5 عن طريق خلع عنق الرحم (أو باستخدام طريقة وافقت عليها لجنة الأخلاق المحلية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الرحم والأجنة، كما وصفها براون وآخرون 6 . من هذه النقطة إلى الأمام، والعمل تحت المجهر تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام رقم 5 ملقط الساعاتي، وقطع الجنين مباشرة تحت أركان. استخدام طبق بتري جديدة لكل الجنين. إزالة الساقين والذيل من الجنين. للقيام بذلك، والاستيلاء على الأنسجة المراد إزالتها مع زوج واحد من رقم 5 ملقط الساعاتي واستخدام نصائح الزوج الثاني لخفض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإزالة كتلة الجهاز البطني، واستخدام نصائح من زوج من ملقط لفتح أفقيا جدار الجسم من الجنين في اتجاه منقاري إلى الذيلية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع سطحيا، موازية ل tالأبهر الظهري. استخدام الدم المملوءة وبالتالي مرئية الظهري الأبهر للتوجه. بعناية فصل الجزء البطني من جدار الجسم من الجزء الظهري باستخدام نصائح ملقط مغلقة والوجه الجنين أكثر. قطع جدار الجسم أفقيا في اتجاه منقاري إلى الذيلية واستخدام الشريان الأورطي الظهري للتوجه، كما في الجانب السابق. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم فصل جدار الجسم البطني من الجسم الظهري، والاستيلاء عليها مع زوج واحد من ملقط وسحب بعناية لإزالته، جنبا إلى جنب مع كتلة الجهاز. ملاحظة: أنلاجين ميتانيفريك عادة ما تبقى تعلق على جدار الجسم الظهري. فهي بيضاوية، ~ 200 ميكرون هياكل طويلة تقع على مستوى أطرافه الخلفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد جدار الجسم الظهري مع زوج واحد من ملقط، مع الجانب البطني مواجهة. باستخدام زوج آخر من ملقط، والاستيلاء على الشريان الأورطي الظهري في نهاية منقاري وقشر بعناية الشريان الأورطي الظهري من جدار الجسم الظهري. ملاحظة: كلا الكلى ميتانيفريك البقاء عادة إرفاقإد، حتى، ال التعريف، ظهري، أورتي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام زوج واحد من ملقط، وقطع روسترالي إلى أنلاجين الكلى لإزالة الشريان الأبهر. ثم، فصل بعناية اثنين من أنلاجين الكلى باستخدام نصائح ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقشر بعناية الأنسجة غير المرغوب فيها من أنلاجين الكلى باستخدام نصائح ملقط. الحرص على عدم إلحاق الضرر اللحمة المتوسطة، كما يمكن أن يؤدي الضرر في ضعف النمو وإقصاء إكسلانت من مزيد من التحليل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل أنلاجين الكلى بشكل منفصل باستخدام ماصة ميكروليتر وفتح ماصة واسعة مفتوحة في 10 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني لتصفية غشاء البولي في لوحة 4 جيدا. ملاحظة: بسبب التوتر السطحي، وسوف تكون مغطاة إكسلانت مع طبقة رقيقة من المتوسطة. مرشح واحد يكفي لاثنين من أنلاجين الكلى. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كل من أنلاجين الكلى في وسط كل نصف منها من المرشح. نقل لوحة العودة إلى الحاضنة عند 37 درجة مئوية / 5٪ كو 2 . ترك لوحة في الحاضنة حتى رود ميتانيفريكمن الجنين المقبل على استعداد لوضعها على التصفية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 2.3-2.9.1 لكل جنين. ملاحظة: مع بعض الممارسة، فإن إجراء تشريح يستغرق حوالي 5 دقائق لكل جنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان أنلاجين الكلى لمدة 3 أيام عند 37 درجة مئوية / 5٪ كو 2 . </li></ol> 3. إعداد الكواشف للتثبيت وتلطيخ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإعداد بارافورمالدهيد 4٪ (بفا) في برنامج تلفزيوني دون الكالسيوم والمغنيسيوم (ث / ت)، حل بفا في 60 درجة مئوية في برنامج تلفزيوني، واثارة باستمرار. بارد إلى درجة حرارة الغرفة واستخدام فلتر الورق لإزالة الجسيمات المتبقية. قسامة والحفاظ على 4 درجات مئوية للاستخدام الفوري أو تجميد للتخزين على المدى الطويل. تنبيه: بفا سامة. ارتداء معدات الوقاية الشخصية المحددة في معايير السلامة المحلية والعمل في غطاء الدخان. التخلص من النفايات وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية واستخدام حاويات النفايات المعينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإعداد حل بيرمابيليزاتيون، تمييع تريتون X-100في برنامج تلفزيوني دون الكالسيوم والمغنيسيوم إلى 0.3٪ (الخامس / الخامس). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإعداد حجب الحل، إضافة 5٪ (الخامس / الخامس) الماعز المصل و 0.1٪ تريتون X-100 إلى برنامج تلفزيوني دون الكالسيوم والمغنيسيوم. إضافة أزيد الصوديوم إلى تركيز النهائي من 0.02٪ (ث / ت). تخزين في 4 درجات مئوية. تنبيه: أزيد الصوديوم سامة. التعامل مع أزيد الصوديوم وفقا للسلامة المحلية وحماية البيئة اللوائح. ملاحظة: عند استخدام الأجسام المضادة للتلطيخ، واستخدام مصل 5٪ من الأنواع تم اشتقاق الأجسام المضادة الثانوية من لجعل حجب الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمييع البيروكسيديز دوليتشور بيفلوروس راصة 1: 200 في حجب الحل. تمييع Alexa488 مترافق ستريبتافيدين 1: 200 في حجب الحل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> (انظر جدول المواد)، إضافة 0.1 غرام من الكحول القابلة للذوبان في الماء بولي فينيل موكودزيف / مل إلى 25٪ (ث / ت) الجلسرين في 0.1 M تريس-حمض الهيدروكلوريك (الرقم الهيدروجيني 8.5) . الحرارة إلى 50 درجة مئوية تحت التحريض المستمر لمدة 1 ساعة، يبرد، وضبط درجة الحموضة إلى 8.0-8.5 باستخدام 1M هيدروكسيد الصوديوم. تجنب تركيزات أعلى هيدروكسيد الصوديوم. إضافة 100 ميكروغرام / مل N- بروبيلغالات والثيميروسال إلى تركيز النهائي من 0.02٪ (ث / ت). يحرك لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. تنبيه: ثيميروسال سامة. التعامل معها وفقا للسلامة المحلية وحماية البيئة اللوائح. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء المتوسطة التضمين في أنابيب 50 مل، وتوازن الدوار، وأجهزة الطرد المركزي في 3،200 x ج ودرجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقيقة. صب حل واضح في أنابيب 15 مل وتجاهل بيليه. قسامة وتخزينها في -20 درجة مئوية لعدة أسابيع. مرة واحدة إذابة، والحفاظ على الحل في 4 درجات مئوية. الدافئة إلى ~ 30 درجة مئوية مباشرة قبل الاستخدام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد العديد من الشرائح الزجاجية كما المرشحات مع إكسلانتس هي التي شنت. لهذا، الغراء اثنين كوفرسليبس الصغيرة، 18 × 18 ملم، على جانبي الشريحة الزجاجية باستخدام لاصقة فورية، وترك مساحة 15 ملم ~ للمرشح بينهما. </li></ol> 4. التثبيت وتلطيخ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد فترة زراعة من 3أيام في المختبر (ديف)، وإزالة لوحات من الحاضنة ونضح بعناية وسط الثقافة من كل بئر باستخدام ميكروبيبيت. تأكد من عدم لمس فلتر والحفاظ على فتح طرف نحو جدار البئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 500 ميكرولتر من 4٪ بفا / برنامج تلفزيوني لكل بئر. المرشحات سوف تطفو على تثبيتي. باستخدام ميكروبيبيت، إضافة بعناية بفا تثبيتي قطرة للغمر المرشحات. احتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة. ملاحظة: بالنسبة لجميع الخطوات التالية، يجب الحرص على عدم غسل إإكسبلنتس من التصفية. الحفاظ على فتح طرف ماصة نحو جدار البئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بفا وشطف مرتين مع 500 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني، غمر مرشح. إضافة 500 ميكرولتر من حل بيرمابيليزاتيون إلى كل بئر واحتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف مرتين مع 500 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني وإضافة 500 ميكرولتر من حجب الحل لكل بئر. احتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال الحل حظر مع250 ميكرولتر من البيروكسيديز دوليكوروس بيفلوروس راصة المخفف 1: 200 في حجب الحل واحتضان عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحل بلاتلوروس دوليتشوروس الجلوتين وشطف مرتين مع 500 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني لكل بئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 250 ميكرولتر من Alexa488 مترافق ستريبتافيدين المخفف 1: 200 في حجب الحل واحتضان في 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة. بدلا من ذلك، احتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 2 ساعة. ملاحظة: ويتحقق أفضل نسبة إشارة إلى الضوضاء عند حضانة عند 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف مرتين مع 500 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني لكل بئر. باستخدام ملقط، ونقل المرشحات إلى الشرائح الزجاجية المعدة، مع إإكسبلانتس مواجهة. جبل مع ~ 50-100 ميكرولتر من تضمين المتوسطة. تغطية مع 60 ملم طول رقم 1.5 كوفرسليبس. السماح حل المتوسطة التضمين لتصلب لمدة 2 ساعة في درجة حرارة الغرفة في الظلام. انتقل إلى التصوير أو تخزين الشرائح، ملفوفة في احباط، في 4 درجات مئوية حتى جاهزة للصورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صورة مع المجهر إبيفلورزنس إبيفلورزنس 7 &lt;/ سوب&gt; مقترنة بمصباح زئبق واستخدام وحدة مرآة للإثارة الزرقاء (ممر علوي للإثارة، 460 - 495 نانو متر، ومرآة ثنائية اللون، و 505 نانو متر، وممر اجتياز للانبعاثات، و 510 - 550 نانومتر)، و 20X من العدسات، فتحة. </li></ol>

<ol>
	<li>Sax&#233;n, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Organogenesis of the kidney. Developmental and Cell Biology Series. 19, (1987).</li><li>Lindstr&#246;m, N. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrated+&#946;-catenin,+BMP,+PTEN,+and+Notch+signalling+patterns+the+nephron.">Integrated &#946;-catenin, BMP, PTEN, and Notch signalling patterns the nephron.</a> eLife. 4, e04000 (2015).</li><li>Peuckert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+Eph/Ephrin+signaling+controls+several+phases+of+urogenital+development.">Multimodal Eph/Ephrin signaling controls several phases of urogenital development.</a> Kidney Int. 90 (2), 373-388 (2016).</li><li>Pasquale, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eph+receptor+signalling+casts+a+wide+net+on+cell+behaviour.">Eph receptor signalling casts a wide net on cell behaviour.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6 (6), 462-475 (2005).</li><li>Bonanomi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ret+Is+a+Multifunctional+Coreceptor+that+Integrates+Diffusible-+and+Contact-Axon+Guidance+Signals.">Ret Is a Multifunctional Coreceptor that Integrates Diffusible- and Contact-Axon Guidance Signals.</a> Cell. 148 (2), 568-582 (2012).</li><li>Brown, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+Culture+of+Cells+from+the+Nephrogenic+Zone+of+the+Embryonic+Mouse+Kidney.">Isolation and Culture of Cells from the Nephrogenic Zone of the Embryonic Mouse Kidney.</a> J Vis Exp. (50), e2555 (2011).</li><li>Grobstein, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inductive+interaction+in+the+development+of+the+mouse+metanephros.">Inductive interaction in the development of the mouse metanephros.</a> J Exp Zool. 130, 319-340 (1955).</li><li>Sax&#233;n, L., Toivonen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Primary Embryonic Induction. , (1962).</li><li>Sax&#233;n, L., Koskimies, O., Lahti, A., Miettinen, H., Rapola, J., Wartiovaara, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+of+kidney+mesenchyme+in+an+experimental+model+system.">Differentiation of kidney mesenchyme in an experimental model system.</a> Adv Morphog. 7, 251-293 (1968).</li><li>Dudley, A. T., Godin, R. E., Robertson, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+between+FGF+and+BMP+signaling+pathways+regulates+development+of+metanephric+mesenchyme.">Interaction between FGF and BMP signaling pathways regulates development of metanephric mesenchyme.</a> Genes Dev. 13, 1601-1613 (1999).</li><li>Per&#228;l&#228;, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sema4C-Plexin+B2+signalling+modulates+ureteric+branching+in+developing+kidney.">Sema4C-Plexin B2 signalling modulates ureteric branching in developing kidney.</a> Differentiation. 81 (2), 81-91 (2011).</li><li>Thesleff, I., Ekblom, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+transferrin+in+branching+morphogenesis,+growth+and+differentiation+of+the+embryonic+kidney.">Role of transferrin in branching morphogenesis, growth and differentiation of the embryonic kidney.</a> J Embryol exp Morph. 82, 147-161 (1984).</li><li>Watanabe, T., Costantini, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+analysis+of+ureteric+bud+branching+morphogenesis.">Real-time analysis of ureteric bud branching morphogenesis.</a> Dev Biol. 271, 98-108 (2004).</li><li>Sebinger, D. D. R., Unbekandt, M., Ganeva, V. V., Ofenbauer, A., Werner, C., Davies, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel,+Low-Volume+Method+for+Organ+Culture+of+Embryonic+Kidneys+That+Allows+Development+of+Cortico-Medullary+Anatomical+Organization.">A Novel, Low-Volume Method for Organ Culture of Embryonic Kidneys That Allows Development of Cortico-Medullary Anatomical Organization.</a> PLoS One. 5 (5), e10550 (2010).</li><li>Ekblom, P., Miettinen, A., Virtanen, I., Wahlstr&#246;m, T., Dawnay, A., Sax&#233;n, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+segregation+of+the+metanephric+nephron.">In vitro segregation of the metanephric nephron.</a> Dev Biol. 84 (1), 88-95 (1981).</li><li>Davies, J. A., Unbekandt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=siRNA-mediated+RNA+interference+in+embryonic+kidney+organ+culture.">siRNA-mediated RNA interference in embryonic kidney organ culture.</a> Methods Mol Biol. 886, 295-303 (2012).</li><li>Sax&#233;n, L., Lehtonen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+kidney+in+organ+culture.">Embryonic kidney in organ culture.</a> Differentiation. 36 (1), 2-11 (1987).</li><li>Bard, J. B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+mouse+kidney+embryogenesis+writ+small.">The development of the mouse kidney embryogenesis writ small.</a> Curr Opin Genet Dev. 2, 589-595 (1992).</li><li>Davies, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+cold+storage+and+transport+of+viable+embryonic+kidney+rudiments.">A method for cold storage and transport of viable embryonic kidney rudiments.</a> Kidney Int. 70 (11), 2031-2034 (2006).</li><li>Batourina, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distal+ureter+morphogenesis+depends+on+epithelial+cell+remodeling+mediated+by+vitamin+A+and+Ret.">Distal ureter morphogenesis depends on epithelial cell remodeling mediated by vitamin A and Ret.</a> Nat Genet. 32 (1), 109-115 (2002).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

وتصف هذه المخطوطة طريقة لعزل أنلاجين ميتانيفريك النامية من جنين الماوس وثقافة أساسيات الجهاز. هذا الأسلوب هو تقنية قياسية، كما وضعتها غروبستين 8 و ساكسن 9 ، 10 ، وتم تكييفها وتعديلها من قبل العديد من الآخرين 11 <...

The mammalian kidney is derived from two primordial structures with mesodermal origin: the tubular epithelial ureteric bud and the metanephric mesenchyme. During nephrogenesis, the ureteric bud invades the metanephric mesenchyme and branches to form the collecting system. The metanephric mesenchyme gives rise to the epithelial elements of the nephrons. These processes occur in a precisely timed and spatially coordinated manner and are initiated by reciprocal inductive mechanisms. Both tissue components communicate and affect the other's cell morphogenesis. 
In the 1920s, it was Boyden who performed the in vivo obstruction of the mesonephric duct in chicken, providing the first indication of inductive interactions as separated nephric blastema fail to differentiate1. At about the same time, the first successful attempts to culture chicken nephric rudiments in a hanging drop were published. Subsequently, the organ culture was developed to study tissue interactions in mammalian organogenesis. In the 1950s, Grobstein developed a technique in which metanephric rudiments could be cultured on a filter. This technique was modified by Sax&#233;n, who placed the filter on a Trowell-type screen in a culture dish1. Over the years, many modifications and applications for organ culture have emerged. The method described here is based on Sax&#233;n's technique but is simplified, as the filters float free on the medium and the diameter of the culture well only slightly exceeds the diameter of the filter, limiting unwanted movement of the filter.
Whole-organ culture is a classical, cheap, and simple but powerful tool to investigate cellular processes and intercellular communication during organogenesis. Organ culture allows for treatment with biological agents, such as growth factors, antibodies, antisense oligonucleotides, viruses, and peptides, as well as with pharmaceutical compounds and other chemicals. Also, gene function may be studied using explants derived from genetically modified mice or using inducible gene inactivation technology, such as the Cre-loxP system. This allows for the study of genetic mutations that cause embryonic lethality prior to the development of the kidney. Organ culture can also be combined with fluorescent tagging for gene function or lineage tracing and modern imaging techniques, which enable real-time monitoring of cell behavior2.
In the specific example provided here, the effect of EphrinB2-activated Eph-receptor signaling on the branching morphology of the ureteric bud was investigated. The morphology of the EphA4/EphB2 double-knockout mice suggested several severe defects in kidney development, which were detectable as early as embryonic day 11 (E11) and involved the ureteric bud, the ureter, and the common nephric duct3. Signaling via Eph receptors requires the clustering of the ligand-receptor dimer4. To over-activate Eph signaling, the kidney rudiments from E11.5 mouse embryos were cultured in the presence of clustered recombinant EphrinB2-Fc. EphrinB2 is a known ligand for the EphA4 receptor, which is expressed in the ureteric bud tips3.

<table><tbody><tr><td>DMEM/F-12</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>21331020</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140148</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX Supplement</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>35050061</td><td></td></tr><tr><td>DPBS, calcium, magnesium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14040117</td><td>use for dissection</td></tr><tr><td>holo-Transferrin human</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T0665</td><td></td></tr><tr><td>Insulin-Transferrin-Selenium (ITS -G) (100x)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>41400045</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin B solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2942</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Sodium azide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8032</td><td></td></tr><tr><td>Thimerosal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T5125</td><td></td></tr><tr><td>Propyl gallate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2370</td><td></td></tr><tr><td>Mowiol 4-88</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>Biotinylated Dolichorus Biflorus Agglutinin</td><td>Vector Laboratories</td><td>B-1035</td><td></td></tr><tr><td>Alexa488 conjugated Streptavidin</td><td>Jackson Immuno Research</td><td>016-540-084</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Mouse Ephrin-B2 Fc Chimera Protein, CF</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>496-EB</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Human IgG1 Fc, CF</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>110-HG-100</td><td></td></tr><tr><td>Goat Anti-Human IgG Fc Antibody</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>G-102-C</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline tablets</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417</td><td>use for fixation and immunostaining</td></tr><tr><td>Dumont #5, biologie&lt;br/&gt; tips, INOX, 11 cm</td><td>agnthos.se</td><td>0208-5-PS</td><td>2 pairs of forceps are needed</td></tr><tr><td>Iris scissors, straight, 12 cm</td><td>agnthos.se</td><td>03-320-120</td><td></td></tr><tr><td>Dressing Forceps,&lt;br/&gt; straight, delicate, 13 cm</td><td>agnthos.se</td><td>08-032-130</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes Nunclo Delta treated</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>150679</td><td></td></tr><tr><td>TMTP01300 Isopore Membrane Filter, polycarbonate, Hydrophilic, 5.0 &amp;micro;m, 13 mm, white, plain</td><td>MerckMillipore</td><td>TMTP01300</td><td></td></tr><tr><td>Nunclon Multidishes&lt;br/&gt; 4 wells, flat bottom</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6789-1CS</td><td></td></tr><tr><td>Microscope cover glass 24 x 50 mm thickn. No.1.5H 0.17+/-0.005 mm</td><td>nordicbiolabs</td><td>107222</td><td></td></tr><tr><td>Cover glasses No.1.5, 18 mm x 18 mm</td><td>nordicbiolabs</td><td>102032</td><td></td></tr><tr><td>Slides ~76 x 26 x 1, 1/2-w. ground plain</td><td>nordicbiolabs</td><td>1030418</td><td></td></tr><tr><td>VWR Razor Blades</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td></td></tr><tr><td>50 mL centrifuge tubes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS430828</td><td></td></tr><tr><td>15 mL centrifuge tubes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS430055</td><td></td></tr><tr><td>Whatman prepleated qualitative filter paper, Grade 113V, creped</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA1213125</td><td></td></tr><tr><td>Fixed stage research mircoscope</td><td>Olympus</td><td>BX61WI</td><td></td></tr><tr><td>Black 6 inbred mice, male, C57BL/6NTac</td><td>Taconic</td><td>B6-M</td><td></td></tr><tr><td>Black 6 inbred mice,female, C57BL/6NTac</td><td>Taconic</td><td>B6-F</td><td></td></tr><tr><td>Greenough Stereo Microscope</td><td>Leica</td><td>Leica S6 E</td><td></td></tr></tbody></table>

dissection and culture of mouse embryonic kidney

الهدف من هذا البروتوكول هو لوصف طريقة لتشريح، العزلة، والثقافة من أساسيات ميتانيفريك الماوس. خلال تطور الكلى الثدييات، واثنين من الأنسجة الاصلية، وبرعم الحالب والميزينشيم ميتانيفريك، والتواصل وتحفيز بالمثل آليات الخلوية لتشكيل في نهاية المطاف نظام جمع و نيفرونس الكلى. كما تنمو الأجنة الثدييات داخل الرحم وبالتالي لا يمكن الوصول إليها للمراقب، وقد وضعت ثقافة الجهاز. مع هذا الأسلوب، فمن الممكن لدراسة التفاعلات الظهارية اللحمة المتوسطة والسلوك الخلوي خلال أورغانوجينيسيس الكلى. وعلاوة على ذلك، يمكن التحقق من أصل الكلى الخلقية والتشوهات الجهاز البولي التناسلي. بعد تشريح دقيق، يتم نقل أساسيات ميتانيفريك على مرشح الذي يطفو على وسط الاستزراع ويمكن أن تبقى في حاضنة ثقافة الخلية لعدة أيام. ومع ذلك، يجب أن يكون على بينة من أن الشروط هيالاصطناعي ويمكن أن تؤثر على عملية التمثيل الغذائي في الأنسجة. أيضا، اختراق المواد اختبار يمكن أن تكون محدودة بسبب المصفوفة خارج الخلية والغشاء القاعدي موجودة في إكسلانت. ميزة رئيسية واحدة من ثقافة الجهاز هو أن المجرب يمكن الحصول على إمكانية الوصول المباشر إلى الجهاز. هذه التكنولوجيا هي رخيصة وبسيطة، ويسمح لعدد كبير من التعديلات، مثل إضافة المواد النشطة بيولوجيا، ودراسة المتغيرات الجينية، وتطبيق تقنيات التصوير المتقدمة.

وقد استمدت أنلاجين الكلى ميتانيفريك من الحوامل الأسود -6 الفئران إنبريد في E11.5 وتم تربيتها. بعد 3 أيام، برعم الحالب قد تشعبت تصل إلى 5 مرات، مما أدى إلى تشعب من برعم الحالب على شكل حرف T في البداية. تم تصوير كل مستكشف، وتم تحديد أعداد القطاعات ونقاط النه...

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney at JoVE.com

Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney

يصف هذا البروتوكول طريقة لعزل وزراعة أساسيات ميتانيفريك من الأجنة الماوس.

تشريح وثقافة ماوس الجنينية الكلى

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection, isolation, and culture of mouse metanephric rudiments. 
During mammalian kidney ...

dissection-and-culture-of-mouse-embryonic-kidney

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

11.9K Views.  Uppsala University.  يصف هذا البروتوكول طريقة لعزل وزراعة أساسيات ميتانيفريك من الأجنة الماوس. 

Video: Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney

Neural Tube Closure in Mouse Whole Embryo Culture

Genetic mouse models are an important tool in the study of mammalian neural tube closure (Gray &amp; Ross, 2009; Ross, 2010). However, the study of mouse embryos in utero is limited by our inability to directly pharmacologically manipulate the embryos in isolation from the effects of maternal metabolism on the reagent of interest. Whether using a small molecule, recombinant protein, or siRNA, delivery of these substances to the mother, through the diet or by injection will subject these unstable compounds to a variety of bodily defenses that could prevent them from reaching the embryo. Investigations in cultures of whole embryos can be used to separate maternal from intrinsic fetal effects on development.
Here, we present a method for culturing mouse embryos using highly enriched media in a roller incubator apparatus that allows for normal neural tube closure after dissection (Crockett, 1990). Once in culture, embryos can be manipulated using conventional in vitro techniques that would not otherwise be possible if the embryos were still in utero. Embryo siblings can be collected at various time points to study different aspects of neurulation, occurring from E7-7.5 (neural plate formation, just prior to the initiation of neurulation) to E9.5-10 (at the conclusion of cranial fold and caudal neuropore closure, Kaufman, 1992). In this protocol, we demonstrate our method for dissecting embryos at timepoints that are optimal for the study of cranial neurulation. Embryos will be dissected at E8.5 (approx. 10-12 somities), after the initiation of neural tube closure but prior to embryo turning and cranial neural fold closure, and maintained in culture till E10 (26-28 somities), when cranial neurulation should be complete.

A method allowing for direct pharmacological manipulation of mouse embryos during neurulation that bypasses maternal metabolism is described. The technique can be adapted to study different aspects of neurulation by varying the time point and pharmacological agent.

اختتام العصبية أنبوب في الثقافة ماوس الأجنة الجامعة

Genetic mouse models are an important tool in the study of mammalian neural tube closure (Gray &amp; Ross, 2009; Ross, 2010).  However, the study of mouse ...

Neuroscience

Organ Culture and Whole Mount Immunofluorescence Staining of Mouse Wolffian Ducts

Tubal morphogenesis is a fundamental requirement for the development of most mammalian organs, including the male reproductive system. The epididymis, an integral part of the male reproductive tract, is responsible for sperm storage, maturation, and transport. The adult epididymis is a highly coiled tube that develops from a simple and straight embryonic precursor known as Wolffian duct (WD). Proper coiling of the epididymis is essential for male fertility, as sperm in the testis are unable to fertilize an oocyte. However, the mechanism responsible for epididymal development and coiling remains unclear, partially due to the lack of whole organ culture and imaging methods. In this study, we describe an in vitro culture system and whole mount immunofluorescence protocol to better visualize the process of WD coiling and development, which may also be applied to study other tubular organs.

We present a method for isolation and culture of the mouse Wolffian duct (WD). We also demonstrate a detailed procedure for whole mount immunostaining of cultured/freshly isolated WDs with fluorescently tagged antibodies. Together, these techniques enable the study of WD development, coiling, and differentiation.

هيئة الثقافة والجامع جبل المناعي تلون ماوس وولف القنوات

Tubal morphogenesis is a fundamental requirement for the development of most mammalian organs, including the male reproductive system. The epididymis, an ...

Optimization of Renal Organoid and Organotypic Culture for Vascularization, Extended Development, and Improved Microscopy Imaging

Embryonic kidney organotypic cultures, and especially pluripotent stem cell-derived kidney organoids, are excellent tools for following developmental processes and modelling kidney disease. However, the models are limited by a lack of vascularization and functionality. To address this, an improved protocol for the method of xenografting cells and tissues to the chorioallantoic membrane (CAM) of an avian embryo to gain vascularization and restoration of blood flow was developed. The grafts are overlaid with custom-made minireservoirs that fix the samples to the CAM and supply them with culture medium that protects the grafts from drying. The improved culture method allows xenografts to grow for up to 9 days. The manuscript also describes how to provide optimal conditions for long-term confocal imaging of renal organoids and organotypic cultures using the previously published Fixed Z-Direction (FiZD) method. This method gently compresses an embryonic organ or organoid between a glass coverslip and membrane in a large amount of medium and provides excellent conditions for imaging for up to 12 days. Together, these methods allow vascularization and blood flow to renal organoids and organotypic kidney cultures with improved confocal imaging. The methods described here are highly beneficial for studying fundamental and applied functions of kidneys ex vivo. Both methods are applicable to various types of tissues and organoids.

This work describes two methods for studying organ development, an improved xenotransplantation setup on chorioallantoic membrane (CAM) from avian embryos that allows for vascularization of cultured embryonic organs and organoids and a novel fixed z-direction organ culture method with modified experimental conditions that allows for high-resolution time-lapse confocal imaging.

التحسين من الكلين Organoid وOrganotypic الثقافة للعوعية ، التنمية الموسعة ، وتحسين التصوير المجهري

Embryonic kidney organotypic cultures, and especially pluripotent stem cell-derived kidney organoids, are excellent tools for following developmental ...

Mouse Embryonic Lung Culture, A System to Evaluate the Molecular Mechanisms of Branching

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of the lung endoderm with its surrounding mesenchyme and mesothelium. Lung mesenchyme has been shown to be the source of inductive signals for lung branching morphogenesis. Epithelial-mesenchymal-mesothelial interactions are also critical to embryonic lung morphogenesis. Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system (in the absence of maternal influence and blood flow). More importantly this technique can be readily done in a serumless, chemically defined culture media. Gain and loss of function can be achieved using expressed proteins, recombinant viral vectors and/or analysis of transgenic mouse strains, antisense RNA, as well as RNA interference gene knockdown.

Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system.

الفأر الجنينية الثقافة الرئة ، وهو نظام لتقييم الآليات الجزيئية من التفرع

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of ...

Biology

Microdissection of Primary Renal Tissue Segments and Incorporation with Novel Scaffold-free Construct Technology

Kidney transplantation is now a mainstream therapy for end-stage renal disease. However, with approximately 96,000 people on the waiting list and only one-fourth of these patients achieving transplantation, there is a dire need for alternatives for those with failing organs. In order to decrease the harmful consequences of dialysis along with the overall healthcare costs it incurs, active investigation is ongoing in search of alternative solutions to organ transplantation. Implantable tissue-engineered renal cellular constructs are one such feasible approach to replacing lost renal functionality. Here, described for the first time, is the microdissection of murine kidneys for isolation of living corticomedullary renal segments. These segments are capable of rapid incorporation within scaffold-free endothelial-fibroblast constructs which may enable rapid connection with host vasculature once implanted. Adult mouse kidneys were procured from living donors, followed by stereoscope microdissection to obtain renal segments 200 - 300 &#181;m in diameter. Multiple renal constructs were fabricated using primary renal segments harvested from only one kidney. This method demonstrates a procedure which could salvage functional renal tissue from organs that would otherwise be discarded.

Tissue-engineered renal constructs provide a solution for the organ shortage and deleterious effects of dialysis. Here, we describe a protocol to micro dissect murine kidneys for isolation of cortico-medullary segments. These segments are implanted into scaffold-free cellular constructs, forming renal organoids.

ميكروديسيكشن شرائح الأنسجة الكلوية الأولية، وإدماج مع تكنولوجيا بناء رواية خالية من السقالة

Kidney transplantation is now a mainstream therapy for end-stage renal disease. However, with approximately 96,000 people on the waiting list and only ...

Bioengineering

Isolation and Culture of Cells from the Nephrogenic Zone of the Embryonic Mouse Kidney

Embryonic development of the kidney has been extensively studied both as a model for epithelial-mesenchymal interaction in organogenesis and to gain understanding of the origins of congenital kidney disease. More recently, the possibility of steering na&iuml;ve embryonic stem cells toward nephrogenic fates has been explored in the emerging field of regenerative medicine. Genetic studies in the mouse have identified several pathways required for kidney development, and a global catalog of gene transcription in the organ has recently been generated <a href="http://www.gudmap.org/">http://www.gudmap.org/</a>, providing numerous candidate regulators of essential developmental functions. Organogenesis of the rodent kidney can be studied in organ culture, and many reports have used this approach to analyze outcomes of either applying candidate proteins or knocking down the expression of candidate genes using siRNA or morpholinos. However, the applicability of organ culture to the study of signaling that regulates stem/progenitor cell differentiation versus renewal in the developing kidney is limited as cultured organs contain a compact extracellular matrix limiting diffusion of macromolecules and virus particles. To study the cell signaling events that influence the stem/progenitor cell niche in the kidney we have developed a primary cell system that establishes the nephrogenic zone or progenitor cell niche of the developing kidney ex vivo in isolation from the epithelial inducer of differentiation. Using limited enzymatic digestion, nephrogenic zone cells can be selectively liberated from developing kidneys at E17.5. Following filtration, these cells can be cultured as an irregular monolayer using optimized conditions. Marker gene analysis demonstrates that these cultures contain a distribution of cell types characteristic of the nephrogenic zone in vivo, and that they maintain appropriate marker gene expression during the culture period. These cells are highly accessible to small molecule and recombinant protein treatment, and importantly also to viral transduction, which greatly facilitates the study of candidate stem/progenitor cell regulator effects. Basic cell biological parameters such as proliferation and cell death as well as changes in expression of molecular markers characteristic of nephron stem/progenitor cells in vivo can be successfully used as experimental outcomes. Ongoing work in our laboratory using this novel primary cell technique aims to uncover basic mechanisms governing the regulation of self-renewal versus differentiation in nephron stem/progenitor cells.

In this report we describe a method for the isolation and culture of the progenitor cell niche from the embryonic mouse kidney that can be used to study signaling pathways regulating stem/progenitor cells of the developing kidney. These cultured cells are highly accessible to small molecule and recombinant protein treatment, and importantly also to viral transduction, which allows efficient manipulation of candidate pathways.

العزلة والثقافة في خلايا كلوية المنشأ من منطقة من الفأر الجنينية الكلى

Embryonic development of the kidney has been extensively studied both as a model for epithelial-mesenchymal interaction in organogenesis and  to gain ...

Isolation and Culture of Embryonic Mouse Neural Stem Cells

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and expansion of NSCs provide a suitable source of cells for neuroscientists to study the function of neurons and glial cells along with their interactions. There are several reported techniques for the isolation of neural stem cells from adult or embryo mammalian brains. During the microsurgical operation to isolate NSCs from different regions of the embryonic CNS, it is very important to reduce the damage to the brain cells to obtain the highest ratio of live and expandable stem cells. A possible technique for stress reduction during isolation of these cells from the mouse embryo brain is the reduction of surgical time. Here, we demonstrate a developed technique for rapid isolation of these cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence. Surgical procedures include harvesting E13 mouse embryos from the uterus, cutting the frontal fontanelle of the embryo with a bent needle tip, extracting the brain from the skull, microdissection of the isolated brain to harvest the ganglionic eminence, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in suspension culture to generate neurospheres.

Here, we introduce a novel microsurgical technique for the isolation of neural stem cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence.

العزلة والثقافة من الخلايا الجذعية الجنينية الماوس العصبية

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and ...

Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in an oxygenated rolling bottle culture system. Mouse embryos at E10.5 were carefully isolated from the uterus with intact yolk sac and in a process involving precise surgical maneuver the embryos were gently exteriorized from the yolk sac while maintaining the vascular continuity of the embryo with the yolk sac. Compared to embryos prepared with intact yolk sac or with the yolk sac removed, these embryos exhibited superior survival rate and developmental progression when cultured under similar conditions. We show that these mouse embryos, when cultured in a defined medium in an atmosphere of 95% O2 / 5% CO2 in a rolling bottle culture apparatus at 37 &#176;&#8203;C for 16-40 hr, exhibit morphological growth and development comparable to the embryos developing in utero. We believe this method will be useful for investigators needing to utilize whole embryo culture to study signaling interactions important in embryonic organogenesis.

Serum utilized in embryo cultures contains unknown components that can affect the outcome of experiments especially in studies involving signaling interactions. Here we utilized a serum-free oxygenated culture system and show that mid-gestation mouse embryos cultured for 16-40 hr&#160;exhibit morphological development comparable to embryos developing in utero.

الفأر الجنينية التنمية في الجامعة نظام الثقافة الأجنة الخالية من المصل

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

Glomerular Outgrowth as an Ex Vivo Assay to Analyze Pathways Involved in Parietal Epithelial Cell Activation

Parietal epithelial cell (PEC) activation is one of the key factors involved in the development and progression of glomerulosclerosis. Inhibition of pathways involved in parietal epithelial cell activation could therefore be a tool to attenuate the progression of glomerular diseases. This article describes a method to culture and analyze parietal epithelial cell outgrowth of encapsulated glomeruli isolated from mouse kidney. After dissecting isolated mouse kidneys, the tissue is minced, and glomeruli are isolated by sieving. Encapsulated glomeruli are collected, and single glomeruli are cultured for 6 days to obtain glomerular outgrowth of parietal epithelial cells. During this period, parietal epithelial cell proliferation and migration can be analyzed by determining the cell number or the surface area of outgrowing cells. This assay can therefore be used as a tool to study the effects of an altered gene expression in transgenic- or knockout-mice or the effects of culture conditions on parietal epithelial cell growth characteristics and signaling. Using this method, important pathways involved in the process of parietal epithelial cell activation and consequently in glomerulosclerosis can be studied.

This article describes a method for culturing and analyzing glomerular parietal epithelial cell outgrowths of encapsulated glomeruli isolated from mouse kidney. This method can be used to study pathways involved in parietal epithelial cell proliferation and migration.

Glomerular Outgrowth كما مُجرا السابق Vivo لتحليل المسارات المشاركة في تنشيط الخلية الظهارية Parietal

Parietal epithelial cell (PEC) activation is one of the key factors involved in the development and progression of glomerulosclerosis. Inhibition of ...

Efficient Dissection and Culture of Primary Mouse Retinal Pigment Epithelial Cells

Eye disorders affect millions of people worldwide, but the limited availability of human tissues hinders their study. Mouse models are powerful tools to understand the pathophysiology of ocular diseases because of their similarities with human anatomy and physiology. Alterations in the retinal pigment epithelium (RPE), including changes in morphology and function, are common features shared by many ocular disorders. However, successful isolation and culture of primary mouse RPE cells is very challenging. This paper is an updated audiovisual version of the protocol previously published by Fernandez-Godino et al. in 2016 to efficiently isolate and culture primary mouse RPE cells. This method is highly reproducible and results in robust cultures of highly polarized and pigmented RPE monolayers that can be maintained for several weeks on Transwells. This model opens new avenues for the study of the molecular and cellular mechanisms underlying eye diseases. Moreover, it provides a platform to test therapeutic approaches that can be used to treat important eye diseases with unmet medical needs, including inherited retinal disorders and macular degenerations.

This protocol, which was originally reported by Fernandez-Godino et al. in 20161, describes a method to efficiently isolate and culture mouse RPE cells, which form a functional and polarized RPE monolayer within one week on Transwell plates. The procedure takes approximately 3 hours.

تشريح فعال وثقافة الخلايا الظهارية صبغة الفأر الأولية

Eye disorders affect millions of people worldwide, but the limited availability of human tissues hinders their study. Mouse models are powerful tools to ...