Bu çalışma, Kanada Sağlık Araştırma ve Doğa Bilimleri Enstitülerince desteklenmiştir.

Tüm işlemler, McGill Üniversitesi Hayvan Bakım Komitesi ve Canadian Care on Canadian Care Council tarafından onaylanan protokollere ve yönergelere uygun olarak gerçekleştirildi. 1. Akut Hipokampus İn Vitro Hazırlık NOT: Sağlam hipokampal preparatın izole edilmesi üç ana aşamadan oluşur: (1) solüsyonların ve ekipmanın hazırlanması, (2) hipokampüsün diseksiyonu ve (3) intrensek teta salınımlarının oluşturulması için gerekli olan hızlı perfüzyon oranının ayarlanması. Bu protokolde, diseksiyondan rekorda prosedürlerin zamanında uygulanması özellikle önemlidir, çünkü izole edilmiş hipokampüs, yapının in vitro işlevsel bağlantısını korumanın büyük önem arzetmesi için yoğun ama narin bir hazırlık oluşturmasıdır. Herşeyi önceden hazırlamak, hücre d en aza indirmek için mümkün olduğunca erken bir perfüzyon seviyesinin mevcut olmasını sağlarFizyolojik fonksiyonu sürdürür ve sürdürür. <ol><li> Sükroz bazlı yapay Serebral Spinal Sıvı (aCSF) çözeltisi <ol><li> Diseksiyon ve post-diseksiyon inkübasyon için kullanılacak 1X stok sakaroz çözeltisi hazırlayın. Tablo 1&#39;de listelenen tüm bileşenleri CaCl 2 hariç olmak üzere 1 L iyonu alınmış suya birleştirin ve en fazla 2 hafta süreyle 4 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></li><li> Standart aCSF çözümü <ol><li> Elektrofizyolojik kayıtlar sırasında izole edilmiş hipokampüsün yüksek akış hızı perfüzyonu için standart aCSF hazırlayın. Konsantre edilir (5X) stok aCSF yapmak için, 4 ° C&#39;de iyonu giderilmiş su ve mağaza 2 L, CaCl2 hariç Tablo 2&#39;de listelenen tüm bileşenleri, çözülür. </li></ol></li><li> Ekipmanı hazırla <ol><li> Diseksiyona başlamadan önce, tezgah alanını buz dolu bir plastik tepsi (30 x 20 x 5 cm), karbogen bağlı tüp hatları ve trEe cam Petri kapları (10 x 2 cm) (Bkz. Şekil 1 ). </li><li> 500 mL&#39;lik bir behere 300 mL sükroz çözeltisi (1X stok) ekleyin, karbojen (% 95 O 2 ,% 5 CO 2 ) ile kabarcıklayın ve Ca 2+ [1.2 mM] ekleyin. </li><li> 60 mL&#39;lik bir sakaroz çözeltisini bir cam Petri kabına aktarın ve oda sıcaklığında bırakın. Gerisini, 10 ° - 15 dakika boyunca 4 ° C&#39;lik bir dondurucuya yerleştirin. </li><li> Diseksiyon boyunca karbojen ile buz gibi sakaroz çözeltisini kabarcıklar. </li><li> Sakkaroz solüsyonu (4 ° C) ile ikinci bir Petri kabını (soğuk tutma odası) doldurun ve buzda tutun. </li><li> 50 mL&#39;lik bir behere 30 mL buz soğuk sakaroz çözeltisi ekleyin. </li></ol></li></ol> 2. Tüm Hipokampus Diseksiyonu NOT: İzole edilmiş hipokampüsün ayrıştırılması için kullanılan yöntem esas olarak 22&#39;de tarif edilen ve geliştirilen yöntemle özdeştir, fakat peRfüzyon hızı ve kayıt teknikleri. <ol><li> Beyin diseksiyonu <ol><li> Fareye (P20 - 35), kafese eklenen 1 mL izofluran (% 100) ile ıslatılmış küçük bir kağıt havlu ile duman kapağı altında anestezi uygulayın. </li><li> Anestezi uygulanmış fareyi kesiniz ve başlığı buz gibi soğuk sakaroz çözeltisine (50 mL beher, ~ 5 s) daldırın. Kağıt havluya aktarın. </li><li> Medial deri insizyonu (rostral kaudal) yapmak için bir neşter kullanın ve kafatası maruz kalacak şekilde kenarlarından itin. </li><li> Kafatasını küçük bir makasla açın ve beyin hızla özütlemek için bir spatula kullanın ve buz gibi sakaroz çözeltisi içeren Petri kabına koyun. Beyinin soğuması için 1-2 dakika bekleyin. </li><li> Beyin iyileşirken, buz üzerinde bir lens kağıdı kaplı Petri (diseksiyon) çanağına 2 - 3 mL sakaroz çözeltisi ekleyin. </li></ol></li><li> Hipokampusu izole etme <ol><li> Beyni diseksiyon çanağına dik duran bir positio üzerine yerleştirinn. </li><li> Bir bıçak ağzı ile serebellum ve frontal korteksi çıkartın. Beyni midsagital düzlem boyunca yarı yarıya kesin ve iki izole yarımküreyi tutma odasına geri gönderin. İyileşme için 1-2 dakika daha bekleyin. </li><li> Tekli hemisected beyin diseksiyon yuvasına dik yerleştirin. </li><li> Midsagittal yapılar gözlemciye bakana dek çanağı döndürün ve septal kompleksin gömülü anahatları, talamusun önündeki ince bir armut şekilli doku katmanı olarak görülebilir. </li><li> Hemiset bulunan beyini mikro spatula ile sabit tutun ve politetrafluoroetilen (PTFE) kaplı spatula&#39;nın küçük ucunu septal bölgenin hemen arkasına (kaudal) yerleştirin. </li><li> Kaplanmış spatula septumun altına yerleştirin ve ucu aşağıya doğru diseksiyon çanağına ulaşana kadar aşağıya doğru hareket ettirin. Septal bölgede kaudal bağlanan lifleri ayırın. Aynı işlemi septumun ön kenarı boyunca tekrarlayın ve beynin ön kısmına bağlanan lifleri kesin. </li><li> Spatula hafifçe korteksin iç kısmını hipokampüsten dik konumda tutarak, talamik, hipotalamik ve kalan beyin sapı çekirdeklerini dikkatle aşağı çekmek için mikro spatuyu kullanın. Çıkarılan dokuyu kesmek ve çıkarmak için spatula kullanın. </li><li> İzole edilmiş yarımkürede yan tarafını çevirin ve hipokampüsün dış çizgisini belirleyin. </li><li> Kaplamalı spatula, yanal ventriküle, dorsal hipokampüsün rostral ucunun altına yerleştirilir. </li><li> Spatayı yatay olarak hemiplejik beyin midsagital düzlemiyle aynı hizaya getirin ve ucun kaudal yönde ortaya çıkıncaya kadar ventriküler duvarların pürüzsüz konturuyla kaydırın. </li><li> Hipokampusun altında spatula tutun ve hafifçe onu bağlayan elyaf üzerine basın, iç katman boyunca hipokampus üst korteks ile katılır. Mikrogözenekleri bu tabakanın dış tarafına uygulayın ve kaplama spatula üzerine kaydırarak bağlantı fiBers. </li><li> Çıkarmayı tamamlamak için diseksiyon çanağını döndürün ve kaplamalı spatula&#39;yı ventral hipokampüsün altına yerleştirin. Hafifçe kortikal katın iç kısmını spatula ile tutun ve mikro spatulaya karşı dilim hareketi kullanarak entorinal bağlantıları kesin. NOT: Bütün septohipokampal kompleks, kaplanmış spatülün tüm hipokampüsün altına yerleştirilmesi ve geri kalan beyin dokusunun altından çıkarılmasıyla çıkarılabilir. </li><li> İzolasyon tamamlandıktan sonra, hipokampüsü yemeğin üzerinde tutun ve soğuk tutmak için bir damla buz soğuk sakaroz çözeltisi ekleyin. Kalan tüm korteksi ve lifleri dikkatlice kesin ve forniks içerisine hafifçe bir traş bıçağı uygulayarak hipokampusu septumdan ayırın. NOT: Yama tutturma kayıtları piramidal hücrelerden gerçekleştirilecekse (bkz. Kısım 4.6 Optogenetik kontrol), izole edilmiş hipokampus, CA1&#39;in piramidal tabakasını açığa çıkarmak için 45 ° açıyla çapraz olarak kesilebilir (&quot;anglE-cut &quot;hazırlığı), hipokampüsün geri kalan kısmındaki yerel ağ devresinden ödün vermeden. </li><li> Preparat oda sıcaklığında sükroz çözeltisine aktarın ve kayıt odasına aktarılmadan önce 15-30 dakika geri kazmasına izin verin. </li></ol></li></ol> 3. İzole Hipokampusu Kaydetmek İçin Hızlı Perfüzyon Kurma <ol><li> 20 - 25 mL / dak&#39;da oksijenli aCSF&#39;nin sürekli yüksek hızlı girmesini sağlamak için yerçekimi beslemeli perfüzyon sistemini kurun. <ol><li> Önceden bir CSF (1X) şişeler hazırlayın ve deney başlamadan önce en az 15 dakika boyunca onları ısıtma banyosuna (~ 30 ° C) daldırın. Hat çözümü ısıtıcı sistemini açın (30 ° C). </li><li> Deney boyunca aCSF oksijen ve [mM 2], önceki perfüzyonun başlamasından CaCl2 eklemek için bir karbojen tankına bağlanan akvaryum kabarcık oluşturucu ve boru hatları kullanın. </li><li> ACSF akışını durdurun ve hipokampüsünü geniş kullanarak kayıt odasına aktarınBir cam pipetin ucunda. Sakaroz doymuş preparatın batmasına ve altına yerleşmesine izin verin. </li><li> Hazırlama yüzeyini CA1 ve SUB düz yüzeyleri üstte olacak şekilde kayıt odasının merkezine yerleştirin (giriş-çıkış ekseni doğrultusunda). Septal ve temporal ekstremitelerde küçük ağırlıklarla hipokampusu dengeleyin ve aCSF akışını yeniden başlatın. </li></ol></li></ol> 4. İzole Hipokampusta Elektrofizyoloji <ol><li> İn vitro hippokampal teta salınımlarının ekstraselüler kayıtları <ol><li> Lokal Alan Potansiyelinin (LFP) hücre dışı izlenmesi veya in vitro izole edilmiş hipokampüsten alınan tekli ünite aktivitesi için aCSF ile dolu cam mikropipetler (1 - 3 MΩ) kullanın. Kazanç x1000, çevrimiçi bant geçiren filtreleme 0.1-500 Hz ve örnekleme hızı 5-20 kHz olan bir patch clamp amplifikatör ile düşük gürültülü AC-bağlı alan potansiyel sinyallerini kaydedin. NOT: Bu protokolde kullanılan özel yapılı mikroskopHipokampüsün düşük büyütme görüntüsü için düşük (2,5X) ve yüksek büyütme (40X) hedefleri ile birlikte tek hücreli tanıma için kızılötesi video mikroskopisi ve epifloresans ile donatılmıştır. Bu sistemin bileşenleri dik flüoresan mikroskop, flüoresan filtre küpleri, analog video kamera ve görüntüleme yazılımı olan dijital çerçeve kaptör, nöronal kayıtlar için yüksek performanslı mikromanipülatörler ve sahne özel perfüzyon odası ( Şekil 2A , inset i) Optik fiber yerleşimi. </li><li> Hipokampal preparatın düşük büyütme (2.5X) altında incelenmesi için mikroskopta monte edilen kamerayı bir bilgisayar ekranına bağlayın ve dış yüzeye herhangi bir alttan kesik veya hasar olmadığını hızla kontrol edin. Alfabe elyaflarının CA1&#39;in pürüzsüz yüzeyi boyunca diyagonal olarak yönlendirilmesi, iletilen ışığı hipokamdan parlattığında görülebilir olmalıdır ( Şekil 2A , ekteki ii)irin. </li><li> İzole edilmiş hipokampüsün ve LFP elektrotlarının belirli kayıt konumlarına yerleştirilmesini görüntülemek için düşük büyütmeli geniş alan hedefini kullanın. NOT: Şekil 2A&#39;da , farklı kayıt yerlerine yerleştirilmiş çok elektrotlu izole hipokampal preparatın bir düzeni gösterilmiştir. </li><li> Bir LFP elektrotunu CA1 alanının yüzeyine (alveus) dokunana kadar banyoya indirin. NOT: Bu, genellikle, AC birleşimli kayıtta, elektrot kayıt ortamıyla temasa geldiğinde olana benzer şekilde hızlı bir geçiş üretir. Bir ses monitörü, bu adımdan sonra LFP kanal sinyalini dinlemek için yararlı olabilir. NOT: Genellikle, erken aktivite belirtileri yalnızca 10-15 dakika sonra ortaya çıkacaktır, bu nedenle hazırlığın hızla ilerlememesi önemlidir. Yüzey LFP elektrodu hala bu aktiviteyi takip edemezse, stratum oriensleri boyunca biraz ilerletinVe ana hücre katmanına yaklaşırken herhangi bir etkinlik biçiminin olup olmadığını görmek için periyodik olarak duraklatın. Başka bir şey 5-10 dakika sonra algılanmazsa, elektrodu dikkatli bir şekilde geri çekin ve aynı bölge boyunca başka bir yere yerleştirin. </li><li> LFP elektrodunu piramit tabakası boyunca ilerletin. Münferit nöronlardan (çoğunlukla piramidal ve inhibitör sepet hücrelerinden) tek birimli deşarj bulunursa, hücre dışı spor aktivitesinin başlangıçta arttığını gözlemleyin. Elektrotu daha da alçaltın ve ucu radyasyona geçerken yayılma tekrar solmaya başlar. Kayıt mevkisi radyasyon yoluyla düştüğü için, teta frekans aralığında (4 - 12 Hz) açıkça görülebilen ağ salınımının belirginleştiğini ve maksimum genliğe (~ 100 - 300 μV) ulaştığını gözlemleyin. </li></ol></li><li> Tek bir bölgede teta salınımları <ol><li> CA1 bölgesi boyunca spontan teta salınımlarının mekansal özelliklerini test etmek için, ucunFa referans LFP elektrodunu medial CA1 bölgesinde (medialde uzunlamasına septo-temporal eksende bulunur) ve daha önce tarif edildiği gibi radyasyona indirgemektir. </li><li> İkinci bir LFP elektrodu bir CA1 alanına (200 - 800 um septal veya ilk LFP&#39;den temporal) yerleştirin ve CA1 teta salınımlarının nispeten geniş mesafelerde senkronize olabileceğini gözlemleyin. </li></ol></li><li> Katlar arası teta salınımları <ol><li> Hipokampal tabakalardaki teta salınımlarının özelliklerini test etmek için bir CA1 radyasyon sitesinde bir referans LFP elektrodu bırakın. Tabaka oriflerinin hemen üstünden başlayarak ikinci bir elektrotu piramidal hücre katmanına ve radyasyon yoluyla indirgeyin. Piramit katman boyunca LFP sinyalinin kademeli olarak tersine çevrilmesini (bağıl faz tersine çevirme) izleyin. NOT: Bu tür aktivitelerin temsili örnekleri için bkz. Şekil 2B . Laminer / derinlik profilleri ve Akım Kaynak Yoğunluğu (CSD) analizlerine örneklerIzole hipokampusta faz geçişi yerini göstermekte olup daha önce 23 , 24 , 25 yayınlanmıştır. </li></ol></li><li> Sağlam hipokampusta gam osilasyonları ve teta-gama kuplajı <ol><li> CA1 / SUB kenarlığına bir alan elektrod yerleştirin ve piramidal ve molekül katmanları arasındaki ara yüze oturuncaya kadar aşağı indirin. Bu seviyede, genlikte değişikliklerle birlikte açık gama titreşimleri sergileyen bir alan potansiyeli, yerel teta ritmine faz kilidi kaydedilebilir 24 . Teta-gama bağlantının yavaş zaman ölçeğini gözlemlemek için ölçeklemeyi ayarlayın. Gama patlamaları, yavaş (25-50 Hz) ve hızlı gamma (150-250 Hz) aralığında devam eden LFP sinyalini bant geçiren filtreleme ile ortaya çıkartabilen iki farklı frekans bandında ortaya çıkar. (Temsil edilen filtreleme için Şekil 2C&#39;ye bakın. izleri). </li></ol></li><li> In vitro hipokampal teta salınımlarında tüm hücre yaması kelepçesi kaydı NOT: Protokolün bu bölümünde, PV destekleyicisinin kontrolü altındaki floresan proteini, tdTomato&#39;yu eksprese eden transjenik PV-TOM farelerinden izole edilmiş hipokampideki belirlenmiş internöronlardan, görsel olarak yönlendirilen tüm hücre yaması tutam kayıtlarını elde etmek amaçlanmıştır (for Daha fazla bilgi için bkz. Malzemeler ve Ref. 26 ). <ol><li> Bir PV-TOM faresinden alınan bir hipokampal preparatın yüzeyinin yakınında bulunan tdTomato pozitif internöronlarını görselleştirmek için düşük (2.5X) ve yüksek güç (40X) büyütme ile floresan video-mikroskopi kullanın ( Şekil 3 ). PV-TOM nöronları alveus yoluyla (100 μm&#39;ye kadar) yama için başarıyla görselleştirilebilir ve hedeflenebilirken, hipokampus açılı kesim tekniği ile hazırlandığında floresan olmayan piramidal hücrelere nispeten kolayca ulaşılabilir (bkz. Bölüm 2.2.14 notu).</li><li> Hipokampusun düşük büyütme görüntüsünde, patch clamp deneyleri hazırlanırken teta salınımlarını izlemek için CA1 / SUB&#39;da bir LFP elektrodu yerleştirin. </li><li> 40X büyütme moduna geçin ve hedefi hedef bölge üzerine daldırın; Üst katmanlar görünene kadar indirin. Karşı taraftan yama pipet yaklaşımı için yeterli açık erişim sağlamak için mikroskopun konumunu değiştirin. </li><li> Floresan mikroskopi altında, bir floresan PV-TOM hücresi seçin ve standart hücre içi çözüm ile dolu bir yama pipet (2 - 3 MΩ) ile yaklaşın. </li><li> Pipete hafif pozitif basınç uygulamak için bir ağızlık kullanın ve elektrot hücreye indirildiğinde direnci izleyin. İpucu hedef hücre ile karşılaştığında, pipet direnci artar ve pozitif basınç membran üzerine itildiğinde net bir çukur belirir. Basıncı tahliye edin ve bir mühür oluşmaya başlarken akım darbesinin düzgünleştiğini kontrol edin. Hemen clAmplifikatör ile hiperpolarize bir potansa (-70 mV) getirin ve bir kez GΩ mühür elde edildikten sonra, hücre zarını pipet tutucu yoluyla uygulanan küçük miktarda negatif basınç ile parçalayın. </li><li> Tam hücre konfigürasyonuna girdikten sonra, spontan hipokampal salınımlar sırasında tanımlanan PV hücrenin fizyolojik özelliklerini inceleyin ( Şekil 3B ). </li><li> PV hücrelerinden alınan hücre içi membran potansiyel kayıtlarının hızlı yayılma davranışı ve devam eden CA1 / SUB teta ritmine senkronize edilen aksiyon potansiyelleri patlaması ile karakterize edildiğini gözlemleyin. </li><li> Voltaj kelepçesine geçin ve intrinsik ritmik aktivite tarafından üretilen inhibitör sinaptik akımlara karşı eksitatörün oranını karakterize etmek için hücreyi farklı zar potansiyellerinde tutun. Piramidal bir hücreden yama kelepçesi kaydı örneği, karşılaştırma için Şekil 3A&#39;da gösterilmiştir. </li></ol></li><li> İzole edilmiş hipokampusta optogenetik kontrol </strong&gt; Not: Bu hücreler izole hipokampus 25 ana hücre popülasyonları senkronize önemli bir rol oynadıkları gösterilmiştir olarak hipokampal ağ etkinliğinin Optogenetic kontrolü için, PV içeren GABAerjik hücrelerinin ritmik aktivasyonunu kapsayan bir hücre tipi özel stratejisi burada kullanılır. PV hücrelerinde eksitatör kanalı rhodopsin-2&#39;nin (ChR2) seçici ifadesi, PV-Cre fare hattını, ChR2 Cre&#39;ye bağlı olarak ifade eden farelerle (Ai32) çaprazlamak, böylece PV-ChY fareleri üretmek sureti ile elde edilir. Alternatif olarak, viral vektör yapıları ( örneğin , AAVdj-ChETA-eYFP), CA1 / SUB internöronlarında eksitatör opsin ekspresyonunu yönlendirmek için PV-Cre veya PV-TOM farelerinin hipokampusuna (P15-16) enjekte edilebilir ( Şekil 4A ). NOT: Bu strateji daha önce 25 açıklanmıştır. <ol><li> CA1 / SUB alanına bir LFP elektrod yerleştirin ve izole edilmiş hipokoda yakınlardaki bir piramidal hücreyi yamalayınAmpulü fotovoltaj hücrelerinde mavi ışığa duyarlı eksitatör opsin ChR2&#39;yi ifade etti. </li><li> Hipokampal preparatın üzerine bir optik fiber ışık kılavuzu (0,2-1 mm çap) yerleştirin ve kaydedilen bölgenin üzerine ortalayın. Optogenetik uyarımı için bir LED kaynağından mavi ışık (473 nm) kullanın; ışık darbelerinden (10- 20 ms, bir transistör-transistör mantık sinyali tarafından tetiklenir) veya sinir dalga voltaj komutlarını teta frekanslarında (4-12 Hz) teslim edin. NOT: Özel LED tabanlı ışık uyarı tertibatı başka bir yerde tarif edilmiştir 25 . </li><li> Kendiliğinden teta salınımları sırasında piramidin aktivitesini karakterize etmek için mevcut kelepçeye geçin. </li><li> Uyarılma protokolünü başlatın ve ışık tepkilerini kaydedin. Kaydedilen nörondaki alan salınımlarının ve sinaptik aktivitenin optogenetik uyarılma esnasında gittikçe senkronize edildiğini ve PV hücrelerinin ritmik hızlanmasının hem frekansın sağlam bir kontrolü sağladığını gözlemleyinSaya ve salınımların gücü ( Şekil 4 ). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theta+rhythm+of+navigation:+link+between+path+integration+and+landmark+navigation,+episodic+and+semantic+memory.">Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory.</a> Hippocampus. 15 (7), 827-840 (2005).</li><li>Sanders, H., Renno-Costa, C., Idiart, M., Lisman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grid+Cells+and+Place+Cells:+An+Integrated+View+of+their+Navigational+and+Memory+Function.">Grid Cells and Place Cells: An Integrated View of their Navigational and Memory Function.</a> Trends Neurosci. 38 (12), 763-775 (2015).</li><li>O'Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li><li>Winson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+hippocampal+theta+rhythm+results+in+spatial+memory+deficit+in+the+rat.">Loss of hippocampal theta rhythm results in spatial memory deficit in the rat.</a> Science. 201 (4351), 160-163 (1978).</li><li>M'Harzi, M., Jarrard, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategy+selection+in+a+task+with+spatial+and+nonspatial+components:+effects+of+fimbria-fornix+lesions+in+rats.">Strategy selection in a task with spatial and nonspatial components: effects of fimbria-fornix lesions in rats.</a> Behav Neural Biol. 58 (3), 171-179 (1992).</li><li>Osipova, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theta+and+gamma+oscillations+predict+encoding+and+retrieval+of+declarative+memory.">Theta and gamma oscillations predict encoding and retrieval of declarative memory.</a> J Neurosci. 26 (28), 7523-7531 (2006).</li><li>Stumpf, C., Petsche, H., Gogolak, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+significance+of+the+rabbit's+septum+as+a+relay+station+between+the+midbrain+and+the+hippocampus.+II.+The+differential+influence+of+drugs+upon+both+the+septal+cell+firing+pattern+and+the+hippocampus+theta+activity.">The significance of the rabbit's septum as a relay station between the midbrain and the hippocampus. II. The differential influence of drugs upon both the septal cell firing pattern and the hippocampus theta activity.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 212-219 (1962).</li><li>Mitchell, S. J., Ranck, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+theta+rhythm+in+medial+entorhinal+cortex+of+freely+moving+rats.">Generation of theta rhythm in medial entorhinal cortex of freely moving rats.</a> Brain Res. 189 (1), 49-66 (1980).</li><li>Alonso, A., Garcia-Austt, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+sources+of+theta+rhythm+in+the+entorhinal+cortex+of+the+rat.+I.+Laminar+distribution+of+theta+field+potentials.">Neuronal sources of theta rhythm in the entorhinal cortex of the rat. I. Laminar distribution of theta field potentials.</a> Exp Brain Res. 67 (3), 493-501 (1987).</li><li>Vertes, R. P., Kocsis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brainstem-diencephalo-septohippocampal+systems+controlling+the+theta+rhythm+of+the+hippocampus.">Brainstem-diencephalo-septohippocampal systems controlling the theta rhythm of the hippocampus.</a> Neuroscience. 81 (4), 893-926 (1997).</li><li>Bland, B. H., Colom, L. V., Konopacki, J., Roth, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+records+of+carbachol-induced+theta+rhythm+in+hippocampal+slices.">Intracellular records of carbachol-induced theta rhythm in hippocampal slices.</a> Brain Res. 447 (2), 364-368 (1988).</li><li>Cobb, S. R., Buhl, E. H., Halasy, K., Paulsen, O., Somogyi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchronization+of+neuronal+activity+in+hippocampus+by+individual+GABAergic+interneurons.">Synchronization of neuronal activity in hippocampus by individual GABAergic interneurons.</a> Nature. 378 (6552), 75-78 (1995).</li><li>Williams, J. H., Kauer, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+carbachol-induced+oscillatory+activity+in+rat+hippocampus.">Properties of carbachol-induced oscillatory activity in rat hippocampus.</a> J Neurophysiol. 78 (5), 2631-2640 (1997).</li><li>Chapman, C. A., Lacaille, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+induction+of+theta-frequency+oscillations+in+hippocampal+inhibitory+interneurons+and+pacing+of+pyramidal+cell+firing.">Cholinergic induction of theta-frequency oscillations in hippocampal inhibitory interneurons and pacing of pyramidal cell firing.</a> J Neurosci. 19 (19), 8637-8645 (1999).</li><li>Strata, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+oscillations+in+CA3+hippocampal+pyramids:+physiological+relevance+to+theta+rhythm+generation.">Intrinsic oscillations in CA3 hippocampal pyramids: physiological relevance to theta rhythm generation.</a> Hippocampus. 8 (6), 666-679 (1998).</li><li>Kocsis, B., Bragin, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interdependence+of+multiple+theta+generators+in+the+hippocampus:+a+partial+coherence+analysis.">Interdependence of multiple theta generators in the hippocampus: a partial coherence analysis.</a> J Neurosci. 19 (14), 6200-6212 (1999).</li><li>Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+induction+of+oscillations+in+the+hippocampal+slice+in+the+slow+(0.5-2+Hz),+theta+(5-12+Hz),+and+gamma+(35-70+Hz)+bands.">Cholinergic induction of oscillations in the hippocampal slice in the slow (0.5-2 Hz), theta (5-12 Hz), and gamma (35-70 Hz) bands.</a> Hippocampus. 10 (2), 187-197 (2000).</li><li>Gillies, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+atropine-resistant+theta+oscillations+in+rat+hippocampal+area+CA1.">A model of atropine-resistant theta oscillations in rat hippocampal area CA1.</a> J Physiol. 543 (Pt 3), 779-793 (2002).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Konopacki, J., Eckersdorf, B., Kowalczyk, T., Golebiewski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firing+cell+repertoire+during+carbachol-induced+theta+rhythm+in+rat+hippocampal+formation+slices.">Firing cell repertoire during carbachol-induced theta rhythm in rat hippocampal formation slices.</a> Eur J Neurosci. 23 (7), 1811-1818 (2006).</li><li>Hajos, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintaining+network+activity+in+submerged+hippocampal+slices:+importance+of+oxygen+supply.">Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply.</a> Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).</li><li>Manseau, F., Goutagny, R., Danik, M., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hippocamposeptal+pathway+generates+rhythmic+firing+of+GABAergic+neurons+in+the+medial+septum+and+diagonal+bands:+an+investigation+using+a+complete+septohippocampal+preparation+in+vitro.">The hippocamposeptal pathway generates rhythmic firing of GABAergic neurons in the medial septum and diagonal bands: an investigation using a complete septohippocampal preparation in vitro.</a> J Neurosci. 28 (15), 4096-4107 (2008).</li><li>Goutagny, R., Jackson, J., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-generated+theta+oscillations+in+the+hippocampus.">Self-generated theta oscillations in the hippocampus.</a> Nat Neurosci. 12 (12), 1491-1493 (2009).</li><li>Jackson, J., Goutagny, R., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+and+slow+gamma+rhythms+are+intrinsically+and+independently+generated+in+the+subiculum.">Fast and slow gamma rhythms are intrinsically and independently generated in the subiculum.</a> J Neurosci. 31 (34), 12104-12117 (2011).</li><li>Amilhon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parvalbumin+Interneurons+of+Hippocampus+Tune+Population+Activity+at+Theta+Frequency.">Parvalbumin Interneurons of Hippocampus Tune Population Activity at Theta Frequency.</a> Neuron. 86 (5), 1277-1289 (2015).</li><li>Huh, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+Inputs+Determine+Phase-Locking+Strength+and+Spike-Timing+of+CA1+Stratum+Oriens/Alveus+Parvalbumin+and+Somatostatin+Interneurons+during+Intrinsically+Generated+Hippocampal+Theta+Rhythm.">Excitatory Inputs Determine Phase-Locking Strength and Spike-Timing of CA1 Stratum Oriens/Alveus Parvalbumin and Somatostatin Interneurons during Intrinsically Generated Hippocampal Theta Rhythm.</a> J Neurosci. 36 (25), 6605-6622 (2016).</li><li>Gu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA-dependent+phase+synchronization+between+septal+and+temporal+CA3+hippocampal+networks.">NMDA-dependent phase synchronization between septal and temporal CA3 hippocampal networks.</a> J Neurosci. 33 (19), 8276-8287 (2013).</li><li>Jackson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+theta+rhythm+flow+through+intact+hippocampal+circuits.">Reversal of theta rhythm flow through intact hippocampal circuits.</a> Nat Neurosci. 17 (10), 1362-1370 (2014).</li><li>Gonzalez-Burgos, G., Lewis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA+neurons+and+the+mechanisms+of+network+oscillations:+implications+for+understanding+cortical+dysfunction+in+schizophrenia.">GABA neurons and the mechanisms of network oscillations: implications for understanding cortical dysfunction in schizophrenia.</a> Schizophr Bull. 34 (5), 944-961 (2008).</li></ol>

Yazarlar rakip ticari veya finansal çıkarların olmadığını beyan ettiler.

Akut hipokampal dilimlerden gelen elektrofizyolojik kayıtlar standart bir in vitro teknik oluştururken, burada sunulan yöntemler klasik yaklaşımı önemli ölçüde farklılık göstermektedir. Belirli hücre katmanlarının yüzeyde görünür olduğu ve doğrudan incelenebilen ince dilim preparatlarının aksine, bozulmamış hipokampal müstahzarlar, elektrotlar, tek tek katmanlardan geçerken hedeflenen beyin bölgelerine indirildiği in vivo konfigürasyonlara daha yakındır. Hipokampusun b?...

Hipokampal teta salınımları (4 - 12 Hz), memeli beyinde ritmik aktivitenin en baskın formları arasındadır ve spatiotemporal bilginin işlenmesi ve episodik hatıraların oluşturulması gibi bilişsel işlevlerde anahtar rol oynadığı düşünülmektedir 1 , 2 , 3 . Theta modülasyonlu yer-hücrelerinin uzamsal seyrüsefer ve lezyon çalışmaları ile ilişkisini vurgulayan bazı in vivo çalışmalar ve klinik bulgular, hipokampal teta salınımlarının bellek oluşumu 4 , 5 , 6&#39;da yer aldığı görüşünü desteklemekle birlikte, ilişkili mekanizmalar Hipokampal teta salınımlarının oluşumu hala tam olarak anlaşılamamıştır. İn vivo erken araştırmalar, teta aktivitesinin esas olarak dışsal salınımcılara, özellikle de ritmik girdiye dayandığını ileri sürdüSeptum ve entorinal korteks 7 , 8 , 9 , 10 gibi aferent beyin yapılarından. Hipokampal sinir ağlarının iç bağlantısının hipokampal nöronların özellikleri ile birlikte intrensek faktörlerin rolü aynı zamanda in vitro gözlemlere dayanılarak 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 varsayımıyla da ileri sürülmüştür. Bununla birlikte, 19 , 20 , 21 numaralı birkaç dönüm noktası çalışmasının yanı sıra, basit in vitro dilim hazırlamada fizyolojik olarak gerçekçi popülasyon aktivitelerini çoğaltabilen yaklaşım geliştirme zorluklarıUzun süredir hipokampüsün ve ilgili alanların kendi kendine teta salınımlarını üretme yeteneklerinin daha ayrıntılı olarak deneysel olarak incelenmesini geciktirdi. Standart in vitro ince dilim deney ortamının önemli bir dezavantajı, beyin yapılarının 3D hücresel ve sinaptik organizasyonunun tehlikeye girmesidir. Bu, lokalize gruplardan (≤1 mm yarıçapı) bir veya daha fazla beyn alanına (&gt; 1 mm) yayılmış nöron popülasyonlarına kadar uzanan uzaysal olarak dağıtılan hücre gruplarına dayanan uyumlu ağ faaliyetlerinin birçok formunun desteklenemediği anlamına gelir. Bu düşünceler göz önüne alındığında, otonom titreşimlerin hipokampusta nasıl ortaya çıktığı ve ilgili kortikal ve subkortikal çıkış yapılarına nasıl yayılacağı üzerinde farklı bir yaklaşım gerekiyordu. Son yıllarda, çift yönlü intera incelemek için &quot;komple septo-hipokampal&quot; preparatın ilk gelişimiiki yapı 22 ve &quot;izole edilmiş hipokampus&quot; preparasyon ardından gelen evrimin seksiyonlar, içsel teta salınımlar dış ritmik girişi 23 eksik hipokamp spontan olarak meydana çıkarmıştır. Bu yaklaşımların değeri, in vitro 22&#39;de bir teta ritm jeneratörü olarak işlev görmek için bu bölgelerin tüm fonksiyonel yapısının korunması gereken ilk anlayışa dayanmaktadır.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; - sodium phosphate monobasic</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Ascorbate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631-25G</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Dissecting Scissors</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-951-25</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Scalpel Handle #4, 14 cm</td><td>WPI</td><td>500237</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Filter forceps, flat jaws, straight (11 cm)</td><td>WPI</td><td>500456</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Paragon Stainless Steel Scalpel Blades #20</td><td>Ultident</td><td>02-90010-20</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Fine Point Curved Dissecting Scissors</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>711999</td><td>brain extraction</td></tr><tr><td>Teflon (PTFE) -coated thin spatula</td><td>VWR</td><td>82027-534</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Hayman Style Microspatula</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-401-25A</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Lab spoon</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-375-20</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Pasteur Pipets</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Droper</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Razor blades Single edged</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Lens paper (4 x 6&quot;)</td><td>VWR</td><td>52846-001</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Glass petri dishes (100 x 20 mm)</td><td>VWR</td><td>25354-080</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Plastic tray for ice; size 30 x 20 x 5 cm</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>hippocampal preparation</td></tr><tr><td>Single Inline Solution Heater</td><td>Warner Instruments</td><td>SH-27B</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Aquarium air stones for bubbling</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Tygon E-3603 tubing (ID 1/16 OD 1/8)</td><td>Fisherbrand</td><td>14-171-129</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Electric Skillet</td><td>Black &amp;amp; Decker</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>95% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; gas mixture (carbogen)&amp;nbsp;</td><td>Vitalaire</td><td>SG466204A</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Glass bottles/flasks (4 x 1 L)</td><td>n.a.</td><td>n.a.</td><td>perfusion system</td></tr><tr><td>Submerged recording Chamber</td><td>custom design (FM)</td><td>n.a.</td><td>Commercial alternative may be used</td></tr><tr><td>Glass pipettes (1.5/0.84 OD/ID (mm) )</td><td>WPI</td><td>1B150F-4</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Hum Bug 50/60 Hz Noise Eliminator</td><td>Quest Scientific</td><td>Q-Humbug</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B patch-clamp amplifier</td><td>Molecular devices</td><td>MULTICLAMP</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B Commander Program</td><td>Molecular devices</td><td>MULTICLAMP</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Digital/Analogue converter</td><td>Molecular devices</td><td>DDI440</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>PCLAMP10</td><td>Molecular devices</td><td>PCLAMP10</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Vibration isolation table&amp;nbsp;</td><td>Newport</td><td>n.a.</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Micromanipulators (manually operated )</td><td>Siskiyou&amp;nbsp;</td><td>MX130</td><td>electrophysiology (LFP)</td></tr><tr><td>Micromanipulators (automated)</td><td>Siskiyou&amp;nbsp;</td><td>MC1000e</td><td>electrophysiology (patch)</td></tr><tr><td>Audio monitor&amp;nbsp;</td><td>A-M Systems</td><td>Model 3300</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Micropipette/Patch pipette puller</td><td>Sutter</td><td>P-97</td><td>electrophysiology</td></tr><tr><td>Custom-built upright fluorescence microscope</td><td>Siskiyou</td><td>n.a.</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Analogue video camera</td><td>COHU</td><td>4912-2000/0000</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Digital frame grabber with imaging software</td><td>EPIX, Inc</td><td>PIXCI-SV7</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Olympus 2.5X objective</td><td>Olympus</td><td>MPLFLN</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Olympus 40X water immersion objective</td><td>Olympus</td><td>UIS2 LUMPLFLN</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Custom-made Light-Emitting Diode (LED) system&amp;nbsp;</td><td>custom</td><td>n.a.</td><td>optogenetic stimulation (Amhilon et al., 2015)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Animals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PV::Cre (KI) mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock number 008069</td><td>Allow&amp;nbsp; Cre-directed gene expression in PV interneurons</td></tr><tr><td>Constitutive-conditional Ai9 mice (R26-lox-stop-lox-tdTomato (KI))</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock number 007905</td><td>Express TdTomato following Cre-mediated recombination</td></tr><tr><td>Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock&lt;br/&gt; number 012569</td><td>Express the improved channelrhodopsin-2/EYFP fusion protein following exposure to Cre recombinase</td></tr><tr><td>PVChY mice</td><td>In house breeding</td><td>n.a.</td><td>Offspring obtained from cross-breeding the PV-Cre line with Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td></tr></tbody></table>

tuning in the hippocampal theta band in vitro: methodologies for recording from the isolated rodent septohippocampal circuit

Bu protokol, teta salınımlarının incelenmesi için metodolojilerdeki ve uygulamalardaki son gelişmelerle birlikte, izole edilmiş bütün hipokampüs, WT ve transjenik farelerin hazırlanması ve kaydedilmesi için prosedürleri özetlemektedir. İzole edilmiş hipokampal preparatın basit bir karakterizasyonu sunulmuştur; burada iç hippokampal teta osilatörleri arasındaki ilişki, cornu ammonis-1 (CA1) ve subikülüm (SUB) bölgelerinin piramidal hücrelerin aktivitesi ve GABAergik internöronlarla birlikte incelenmiştir. Genel olarak, izole hipokampusun in vitro intrinsik teta salınımları üretebildiğini ve hipokampusta üretilen ritmozitenin, parvalbümin pozitif (PV) internöronların optogenetik uyarımıyla tam olarak manipüle edilebileceğini göstermektedir. İn vitro izole edilmiş hipokampal preparat, görsel olarak tanımlanmış nor&#39;den eşzamanlı alan ve hücre içi yama tutma kayıtlarını kullanmak için benzersiz bir fırsat sunarTheta ritim üretiminin altında yatan mekanizmaları daha iyi anlamak için rons.

<html> Bu bölüm , in vitro fare izole hipokampal preparatta teta salınımlarını inceleyerek elde edilebilecek sonuç örneklerini göstermektedir. İzole edilmiş hipokampüsün çıkarılması için diseksiyon prosedürü Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Bu preparatı kullanarak intrensek teta salınımları, çoklu alan elektrodlarının yerleştirilmesi sırasında incelenebilir, izole edilmiş hipokampüsün farklı bölgelerindeki ve katla...

Watch this Scientific Journal Video about Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit at JoVE.com

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Burada, izole edilmiş bir tüm hipokampal preparattan ritmik nöronal ağ teta ve gama titreşimleri kaydetmek için bir protokol sunuyoruz. Hipokampusun çıkarılmasından teta ritminin optogenetik pacinginin yanı sıra alan, üniter ve tüm hücre yama klemp kayıtlarının ayrıntılarına kadar olan deneysel adımları açıklıyoruz.

Hipokampal Theta Bandında Tuning<em&gt; In vitro</em&gt;: İzole edilmiş Kemirgen Protokokal Circüse Kayıt için Metodolojiler

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

tuning-hippocampal-theta-band-vitro-methodologies-for-recording-from

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

9.7K Görüntüleme.  McGill University.  Burada, izole edilmiş bir tüm hipokampal preparattan ritmik nöronal ağ teta ve gama titreşimleri kaydetmek için bir protokol sunuyoruz. Hipokampusun çıkarılmasından teta ritminin optogenetik pacinginin yanı sıra alan, üniter ve tüm hücre yama klemp kayıtlarının ayrıntılarına kadar olan deneysel adımları açıklıyoruz. 

Video: Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable electroencephalography (EEG) radiotelemetry or tether system approaches. Pharmacologically, hippocampal theta is heterogeneous (see dualistic theory) and can be differentiated into type I and type II theta. These individual EEG subtypes are related to specific cognitive and behavioral states, such as arousal, exploration, learning and memory, higher integrative functions, etc. In neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#39;s, structural and functional alterations of the septohippocampal system can result in impaired theta activity/oscillations. A standard quantitative analysis of the hippocampal EEG includes a Fast-Fourier-Transformation (FFT)-based frequency analysis. However, this procedure does not provide details about theta activity in general and highly-organized theta oscillations in particular. In order to obtain detailed information on highly-organized theta oscillations in the hippocampus, we have developed a new analytical approach. This approach allows for time- and cost-effective quantification of the duration of highly-organized theta oscillations and their frequency characteristics.

Theta activity in the hippocampus is related to specific cognitive and behavioral stages. Here, we describe an analytical method to detect highly-organized theta oscillations within the hippocampus using a time-frequency (i.e., wavelet analysis)-based approach.

Fare EEG yüksek Organize Teta Titreşim Otomatik Algılama

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable ...

Davranış

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Kemirgenler davranmak yılında Hareketli Silikon Problar tarafından Nöronlar Büyük ölçekli Kaydı

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Nörobilim

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Morphologically- ve nörokimyasal tanımlanan hipokampal internöronlardan gelen tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Hipokampal teta salınımlarını fareler davranışlar içinde Optogenetic sürüklenme

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Kayıt ve modülasyon Epileptiform aktivite elektrot dizilerin birleştiğinde kemirgen beyin dilimleri içinde

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Dağınık şekilde kayıt sınırlı salınım oluşur içinde fareler davranmak

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Selective Manipulation of Theta Oscillations in a Mouse Model

Source: Bender, F. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57349">Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice.</a> J. Vis. Exp (2018)
This video demonstrates a protocol to modulate theta oscillations in a genetically engineered mouse model with light-sensitive ion channels in its GABAergic medial septum neurons. By delivering light pulses to the hippocampus, the protocol aims to synchronize neuronal activity and generate theta oscillations, which are recorded as local field potentials.

Bir fare modelinde teta salınımlarının seçici manipülasyonu

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
PV-Cre ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Implanting an Electrode Array and Optic Fiber into the Mouse Hippocampus

Source: Bender, F., et. al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57349">Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates the stereotactic implantation of a wire electrode array and an optic fiber in the hippocampus of a mouse model.

Fare Hipokampusuna Bir Elektrot Dizisi ve Optik Fiber İmplante Edilmesi

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Optogenetic Control of Hippocampal Network Dynamics

Source: Manseau, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the method to use optogenetics to modulate hippocampal network dynamics by activating genetically modified light-sensitive interneurons in a mouse brain slice, enhancing theta oscillation synchronization and studying neural circuit behavior.

Hipokampal Ağ Dinamiğinin Optogenetik Kontrolü

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.

	Optogenetic control in the ...

In Vitro Recording of Theta Oscillations in the Mouse Hippocampus

Source: Manseau, F., et.al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the recording of rhythmic neuronal network activity, also known as theta oscillations, in an isolated hippocampus. Electrodes are inserted into various layers and spatial positions to detect and analyze theta oscillations. This shows the unique neuronal compositions and the connectivity of the neuronal network across different layers of the hippocampus.

Hipokampal Theta Bandında Tuning

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler