This research was supported by Basic Science Research Program through the NRF funded by the Ministry of Education, Science and Technology (2010-0022362) and (2012R1A2A2A02046812).

Etik Beyanı: Bu deney Kyungpook Ulusal Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylandı ve Bakımı ve Kullanımı Laboratuvar Hayvanları (Ulusal Sağlık Enstitüsü, 1996) Kılavuzu göre yapıldı. Deneyden sonra, karbon dioksit ötenazi altında kurban edilmiştir. Sıçanlar için başlıklar tespit Bar 1. Tasarım NOT: Bu adım, bir tespit çubuğu tasarımı için genel bir kılavuzdur. Boyut ve malzeme ile ilgili herhangi bir değişiklik hayvanlar veya implantlar bağlı mümkündür. CAD yazılımı kullanarak bir kafa sabitleme çubuğunu Tasarımı önerilir, ancak gerekli değildir. <ol><li> Bir tespit çubuğu tasarlamak için CAD yazılımı kullanın. <ol><li> Bir dikdörtgen şeklinde (123 × 35 × 6 mm) (Şekil 1A) bir tespit çubuğu tasarlayın. Tespit çubuğunun ortasında, dikdörtgen bir çentik (port 16 × 20 mm) emin olun. Yamaçlarında ya da girintileri ekle yüklenebileceğinih (Şekil 1B -arrows Şekil 1A-) liman sınırları üzerinde kılavuz rayı olarak hizmet vermektedir. NOT: limanın alan kraniotomi yoluyla beyin bölgelerinin çoğunda bir stereotaksik manipülatör kullanarak dikey erişimlerini sağlamak için beynin üzerine sıçan kafatası tahmini dikdörtgen kapsar emin olun. </li><li> Sabitleme çubuğunun her iki tarafta iki uzatılmış sabitleme delikleri (50 x 20 x 6 mm) plakaları takın. Bu delikler 6 mm çaplı (Şekil 1A-d) vidalarını geçmesi emin olun. Bir kilitleme kancası (Şekil 1A-B) bağlantı noktasının önünde çapı 3 mm bir delik açın. </li><li> Bir kutu bir zemin (135 x 305 mm) ve yan duvarları (305 x 76 mm) sahip olun. Şekil 1A (ek) &#39;de gösterildiği gibi, iki 6 mm çaplı delik delin. Sabitleme bar (Şekil 1A-e) destek duvarları ekleyin. </li></ol></li><li> Tasarlanmış bir bar imalatı ve kutu gibi siyanoakrilat kullanılarak her biri bir arayaŞekil 1A (ek) gösterilmiştir. 6 mm çapında vidalar kullanılarak kutusunu çubuğu birleştirin. Ergonomik kafa sabitleme (Şekil 1A-ek) için çubuğun vidalı pozisyonunu ayarlayarak eğimi uygulayın. NOT: Fare için, sabitleme çubuğunun boyutu (2 mm kalınlığında akrilik paneller iki katmandan oluşan), 60 x 20 x 4 mm &#39;dir. Port 8 mm genişliğinde (üst) ve Şekil 1C &#39;de gösterildiği gibi 9 x 10 mm (alt) kare olduğunu. Ankraj plakaları fareler &#39;aynı boyuttadır. Kutu plaka ve yan duvarlar sırasıyla 100 × 72 mm ve 100 × 50 mm, vardır. </li></ol> İmplantasyon Cerrahisi sırasında 2. Başkanı Mounter İnşaat DİKKAT: Diş akrilik reçine ile uğraşırken dikkatli olun. Sıvı cilt tahrişine neden olabilir. Bir maske koyun ve eldiven giyin. Iyi havalandırılan bir alanda çalışın. <ol><li> Ameliyattan önce hazırlık <ol><li> Sıkıca tespit çubuğu kullanarak ap limanı sınır sarınbara uygulanan akrilik reçine yapışmasını önlemek için araffin film (Şekil 1B ve Şekil 2A &#39;ya bakınız). Kat akrilik reçine ince bir tabaka ile parafin film kaplı portun yatılı. </li><li> Sterilize cerrahi aletler kullanın. İyice stereotaksik çerçeve dezenfekte ve onun% 70 etil alkol kullanarak çevredeki. </li></ol></li><li> Stereotaksik implantasyon ameliyatı <ol><li> Intraperitonal ketamin 10 ml kokteyl karışımının enjeksiyonu (2 ml / kg) (50 mg / ml), ksilazin hidroklorür 1.5 ml (23.32 mg / ml) ve tuzlu su 2.5 mi, bir hayvan anestezisi. Hayvan tamamen uyuşturulduktan ve kuyruk ve ayak tutam yanıt vermiyor emin olun. Gerektiğinde, ameliyat sırasında, 1 ml / kg bir kokteyl karışımı enjekte edilir. </li><li> Stereotaksik aparat hayvan sabitleyin. Ameliyat sırasında kuruluğunu önlemek için gözleri oftalmik merhem sürün. Tıraş ve% 70 etanol ile kafa derisi temizleyin. % 2 lidokain subkutan enjeksiyon vermek ve SCA insizyonKafatasının orta hat boyunca lp. Tamamen periost kazıyın. Tuzlu birkaç kez durulayın. </li><li> Kafatasının kenarına yakın Burr-hole sondaj yapın. İmplant vidaları kafatası yüzeyinden 4-5 tur (1 mm kadar derinlik) dura mater ihlal önlemek için. Vida implantasyon sonrası kafatası yüzeyinde CSF ve kan emin hiçbir sızıntı olun. Tuzlu su ile durulayın ve özellikle vida etrafında, hava puf kullanarak kafatası yüzeyi kurulayın. </li><li> &quot;Dental yapıştırıcı (Süper Bond C &amp; B)&quot; ince bir tabaka ile kaplayın kafatası yüzeyi. Tamamen ek elektrot implantasyonu planlanan eğer bregma dahil kafatasının yüzeyini örtmeyin. Kraniyotomi koordinatları işaretleme için bregma kullanın. İmplant elektrotlar ve / veya Microdrive ve çevresinde akrilik reçine uygulayarak kafatası sabitleyin. </li><li> Diş çimentosu en ek akrilik reçine uygulanır. Bar kaplı reçine arasında yeterli dolgu-out boşluk bırakmak için akrilik reçine uygun miktarda kullanınd İlk montaj reçine vida ve / veya elektrotların (Şekil 2A) sabitleme zaman. </li></ol></li><li> Baş-sabitleme çubuğunu kafatası yüzeyi üzerinde 5 mm veya daha fazla koyun ve merkezi (Şekil 2A -Sol) hizalayın. </li><li> Kafa tabanı ve ilk montaj reçineler arasındaki boşluğa akrilik reçine uygulayın. (Şekil 2A -Center). Sert olmak reçine kadar bekleyin. </li><li> Kulak-bar çıkarın ve sabitleme çubuğu liman dışında kalıp Mounter çekin. (Şekil 2A -Sağ). Dikkatle kalıplanmış mounter gerektiğinde kenar rayları etrafında ek bir akrilik reçine uygulanır. </li><li> Steril serum fizyolojik ile kafa derisi yara yüzeyini durulayın. Ameliyattan hemen sonra bir antibiyotik (enrofloksasin, 5 mg / kg sc) ve bir analjezik (butorfanol tartrat, 2 mg / kg sc) enjekte edilir. Tek bir kafeste tek hayvan barındıracak. </li></ol> 3. alıştırmak Hayvanlar Baş-tespit etmek Not: Bu adım DEYazarların ampirik başarılı değerlendirmelere dayalı alışkanlık programları scribes. Baş-sabitleme için alışkanlık prosedürünün genel bir bakış için, Schwartz&#39;ın 10 veya Guo&#39;nun 11 iş görmek. <ol><li> Hayvanlara yeterli iyileşme süresini (bir hafta veya daha fazla) verin. Gün 1, sık sık bölünmüş kısa oturumlarında hayvanları taşıyınız. </li><li> Ertesi gün (Gün 2) üzerinde sabitleme ortamı (kutu) hayvan maruz bırakmaktadır. Tespit çubuğunun portuna onların baş Mounter takmayın. Çevreye alışması için hayvanları bırakın. Güvenli 1 ila 2 saniye elinizi kullanarak kafa Mounter kapmak ve hemen bırakın. El-kapmak birkaç kez kısa süreli fiksasyon tekrarlayın. </li><li> Gün 3, baş-tespitin hayvanları alıştırarak. <ol><li> Ev kafeslerden hayvanları getirin ve sabitleme çubuğu limanına doğru başlarını yönetmenlik kutuya yerleşmek. Baş Mounter tut ve tespit çubuğunun bağlantı noktasına takın. </li><li> Hayvan en (Mounter Bindbir lastik bant kullanarak tespit çubuğunun kilitleme kancasına baş). 5 dakika bekleyin. NOT: gıcırtı ve hayvanın strese artan mücadele hayvan açar tespit sonrasında hayvanın gövde veya kuyruk dokunmayın. Hayvan fazla 1 dk mücadele devam ederse, bırakın ve daha sonra tekrar deneyin. Tespit kafa maruz ancak bu yavaş yavaş alışkanlık ilerledikçe azaltılmış olur zaman bu adımı itibaren, hayvanlar idrar ve dışkı atılımı göstermektedir. </li><li> Kilitleme lastik bant alın ve liman dışında Mounter çıkarın. Eve kafesine hayvan koyun ve tahıl bir parça veya bir ödül olarak ev kafesin içine bir ayçiçeği tohumu sağlamaktadır. Bir sonraki duruşma 30 dakika başlar. Bir gün içinde 3.4.1 beş 3.4.4 ya da daha fazla tekrarlayın. </li></ol></li><li> 7 Gün 4, Protokolün 3.4 anlatıldığı gibi tespit kafa hayvan maruz. Yavaş yavaş (10 dk, 20 dk, 30 dk, ve alışkanlık ilerledikçe 50 dakika) baş sabitleme süresini artırır. NOT: Hayvanlar yaparsanız hiçbirt stres düzeyi yüksek bir işareti olabilir, gıda ödül yem. Fiksasyon süresini artırmak etmeyin. Hayvanlar davranışı mücadele tekrarlanan göstermek ise, daha uzun bir süre onları alıştırmak. </li><li> Günlük hayvanın vücut ağırlığını kontrol edin. Vücut ağırlığı azalıyor başarısız alışkanlık düşünün. Başarılı alışkanlık sonra baş sabitleme ile davranışsal görevlere devam edin. NOT: Başarılı alışkanlık sonraki davranış eğitimi (Şekil 3E ve F) kolaylaştırır. </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li>
<li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li>
<li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li>
<li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9(2010).</li>
<li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake%2C+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li>
<li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcing+operandum%3A+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li>
<li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+neurology%22%5BJournal%5D)">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li>
<li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+motor+research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li>
<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol demonstrates a simple and convenient head fixation method using materials at hand. For physically successful head fixation, the first critical steps during surgery is to rinse and dry the skull surface clearly before applying the dental adhesive resin cement. Second, this method does not uses screws implanting under temporal muscles and only depends on the screws on the skull, their perpendicular implantation against the surface of skull rim is crucial10. This reduces the possibility of accidenta...

Kafa tespit veya kafa kısıtlama sert sıkma için kafatası üzerinde bir çerçeve ya da plaka takarak hayvanın başını hareketsizleştirir bir tekniktir. Teknik, hassas duyusal stimülasyon, ya da uyanık hayvanlarda 1-3 nöral kayıt olmadan ve uyku-uyanıklık döngüsü 4 sırasında juxtacellular etiketleme için davranışsal algılama için kabul edilmiştir. Aynı zamanda, in vivo beyin görüntüleme 5,6 kullanılır. Şimdi kafa sabitleme tekniği nörobilim ve davranışsal araştırmalarda yaygın olarak kullanılan bir araçtır. Temelde, geleneksel kafa sabitleme kafatası 6-8 üstündeki metal baş mesajların cerrahi eki gerektirir. Ek parça daha sonra baş immobilizasyonu ile sonuçlanan sabit bir platforma kenetlenir. Böyle nöral ve / veya optik kayıt, beyin devreleri müdahale olarak uyanık hayvanlarda nörofizyolojik araştırma, beyin görüntüleme diş akrilik kullanarak implantasyon cerrahisi eşlik ediyor. Bu nedenle,o deneysel gerektiğinde bu laboratuvarlarda kafa tespiti uygulamak için basit bir görev gibi görünüyor. Çerçeve evlerinde kafeslerde hayvanın doğal davranışlarını rahatsız değil, hafif ve yeterince küçük olması dizayn edilmelidir. Sabit platforma kenetlenmiş zaman da mekanik sertlik sağlar. Ayrıca deneysel amaçlarla bağlı biyouyumluluk vardır. Bu nedenle, tasarım ve genel laboratuar ekipmanları gibi baş mesajları imal etmek teknik olarak zordur. Bu çalışmada, yeni bir baş tespit yöntemi, metal kafa Mesajları kullanmadan uygun sıkıştırma yoluyla mekanik sertlik sağlarken, tarif edilmektedir. Yöntemi kullanarak, kafa sabitleme implantasyonu genellikle beyin çalışma için kemirgenlerde gerçekleştirilen genel laboratuar koşulları altında yapılabilir. Metal baş mesajlar implan sırasında yapılan bir ısmarlama kafa sabitleme çubuğu ve kalıplama işlemi kısmen kalıplı akrilik reçine çimento ile değiştirilirtation cerrahisi. Sabitleme çubuğu gibi nöral kayıt sondaları, stimülasyon elektrotları gibi diğer implantlar, yüksek uzaysal uyumluluk sağlar. Ayrıca vidalı bağlama kaldırarak sabitleme platformunda hayvanın kafasını sıkma adımlarını kolaylaştırır. Biz önceki davranışsal çalışmada bu yöntem kullanılır ve bu yöntem pratik deneyler 9 uygulamak kolay ve rahat olduğu sonucuna varıldı.

<table><tbody><tr><td>Dental acrylic resin</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>to make molded mounter</td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>to prevent adhesion of acrylic resin to the bar</td></tr><tr><td>Dental adhesive</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C&amp;amp;B</td><td>to bond between acrylic resin and skull</td></tr><tr><td>Plexglass or other acrylic plate</td><td></td><td></td><td>to make fixation bar and box platform</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate</td><td></td><td></td><td>to bond acrylic plates</td></tr></tbody></table>

acrylic resin molding based head fixation technique in rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

Bu kafa sabitleme yöntemi, farelerde ve sıçanlarda da uygulanabilir. Toplam sekiz sıçan medyal ön beyin demetine uyarıcı elektrot bilateral implante aldı. Bunların dördünde için özelleştirilmiş tungsten tel elektrotlar (Microdrives) ek M1 ön ayakları alanına (Şekil 2C) implante edildi. Fareler (n = 2), dört adet paslanmaz çelik tel elektrot frontal / Oksipital kortikal alanlara implante edildi. Ameliyattan çıktıktan sonra Protokol bölümünde 2. tarif olarak Ameliyat sırasınd...

Watch this Scientific Journal Video about Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents at JoVE.com

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Kemirgenler Akrilik Reçine Kalıp Esaslı Başkanı Fixation Tekniği

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

acrylic-resin-molding-based-head-fixation-technique-in-rodents

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.7K Görüntüleme.  Kyungpook National University. Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

Video: Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

Kronik Deneyleri Montaj Elektrotlar veya mikrodiyaliz Problar Işık tedavi Diş Yapıştırıcı Reçine Uygulama

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

Biyoloji

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Fare Beyin Uzun vadeli Görüntüleme için Parlak ve Takviyeli inceltilmiş-kafatası Pencere

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Nörobilim

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays to be performed in head-fixed mice. This enables precise behavioral recordings while incorporating various neurophysiological techniques that require head-fixation to minimize movement-related signal noise during neural recordings. However, despite the growing use of VR, there is little published data on the detailed methodology of how to implement it. In this study, a training protocol is developed whereby male and female C57B16/J mice are trained to run down a virtual linear corridor, the length of which is increased from 1-3 m over multiple training sessions. Building upon this foundation, this study investigated the feasibility of mice performing complex behaviors within VR using a Y-maze paradigm. The task required navigating to the arm with black walls from the choice point in the Y-maze. After reaching a criterion of two consecutive days equal to or greater than 70% correct, the mice progressed to increasingly difficult sensory discrimination. The findings provide important details on the methodologies useful for the successful training of mice in VR and demonstrate that mice exhibit learning capabilities in navigating the Y-maze. The methodology presented not only offers insights into training duration in VR-based assays but also underscores the potential for probing intricate behaviors in mice, opening avenues for more comprehensive neuroscience investigations.

The article describes the experimental procedures for the commonly used linear track virtual reality (VR) paradigm in mice as well as determining the feasibility of running complex VR tasks by testing a Y-shaped signal discrimination task.

Farelerde Kafaya Sabit Sanal Gerçeklik için Davranışsal Eğitim Prosedürleri

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays ...

Davranış

Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the identification of the neuronal type in in vivo electrophysiological experiments in broad brain regions. In optogenetics experiments, it is critical to deliver the light to the recording site. However, it is often hard to deliver the stimulation light to the deep brain regions from the brain&#39;s surface. Especially, it is difficult for the stimulation light to reach the deep brain regions when the optical transparency of the brain surface is low, as is often the case with recordings from awake animals. Here, we describe a method to record spike responses to the light from an awake mouse using a custom-made glass optrode. In this method, the light is delivered through the recording glass electrode so that it is possible to reliably stimulate the recorded neuron with light in the deep brain regions. This custom-made optrode system consists of accessible and inexpensive materials and is easy to assemble.

This work introduces a method to perform an optogenetic single-unit recording reliably from an awake mouse using a custom-made glass optrode.

Bir cam Optrode uyanık farelerde nöronal türüyle Optogenetics tanımlaması

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

Fareler serbestçe davranıyor uzun vadeli duyusal çatışma

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

Çoklu Esnek Polimer Elektrot Dizilerinin Kronik İmplantasyonu

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Successful In vivo Calcium Imaging with a Head-Mount Miniaturized Microscope in the Amygdala of Freely Behaving Mouse

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this purpose, an in vivo imaging technique that detects calcium transients in neurons using genetically encoded calcium indicators (GECIs), a miniaturized fluorescence microscope, and a gradient refractive index (GRIN) lens has been developed and successfully applied to many brain structures1,2,3,4,5,6. This imaging technique is particularly powerful because it enables chronic simultaneous imaging of genetically defined cell populations for a long-term period up to several weeks. Although useful, this imaging technique has not been easily applied to brain structures that locate deep within the brain such as amygdala, an essential brain structure for emotional processing and associative fear memory7. There are several factors that make it difficult to apply the imaging technique to the amygdala. For instance, motion artifacts usually occur more frequently during the imaging conducted in the deeper brain regions because a head-mount microscope implanted deep in the brain is relatively unstable. Another problem is that the lateral ventricle is positioned close to the implanted GRIN lens and its movement during respiration may cause highly irregular motion artifacts that cannot be easily corrected, which makes it difficult to form a stable imaging view. Furthermore, because cells in the amygdala are usually quiet at a resting or anesthetized state, it is hard to find and focus the target cells expressing GECI in the amygdala during baseplating procedure for later imaging. This protocol provides a helpful guideline for how to efficiently target cells expressing GECI in the amygdala with head-mount miniaturized microscope for successful in vivo calcium imaging in such a deeper brain region. It is noted that this protocol is based on a particular system (e.g., Inscopix) but not restricted to it.

In vivo microendoscopic calcium imaging is an invaluable tool that enables real-time monitoring of neuronal activities in freely behaving animals. However, applying this technique to the amygdala has been difficult. This protocol aims to provide a useful guideline for successfully targeting amygdala cells with a miniaturized microscope in mice.

Özgürce Davranan Farenin Amigdalasında Kafaya Monte Minyatür Mikroskop ile Başarılı In vivo Kalsiyum Görüntüleme

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Uyanık, Kafaya Sabitlenmiş Sıçanların Nörogörüntülemesi için Kafa İmplantları

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Farelerde Elektrofizyoloji için Uygun Maliyetli, Çok Yönlü Bir Prob İmplant Sistemi

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. However, current methods for chronically implanting probes present steep trade-offs between cost, ease of use, size, adaptability, and long-term stability.
This protocol introduces a novel chronic probe implant system for mice called the DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), designed to overcome the trade-offs associated with currently available options. The system provides a lightweight, modular and cost-effective solution with standardized hardware elements that can be combined and implanted in straightforward steps and explanted safely for recovery and multiple reuse of probes, significantly reducing experimental costs.
The DREAM implant system integrates three hardware modules: (1) a microdrive that can carry all standard silicon probes, allowing experimenters to adjust recording depth across a travel distance of up to 7 mm; (2) a three-dimensional (3D)-printable, open-source design for a wearable Faraday cage covered in copper mesh for electrical shielding, impact protection, and connector placement, and (3) a miniaturized head-fixation system for improved animal welfare and ease of use. The corresponding surgery protocol was optimized for speed (total duration: 2 h), probe safety, and animal welfare.
The implants had minimal impact on animals&#39; behavioral repertoire, were easily applicable in freely moving and head-fixed contexts, and delivered clearly identifiable spike waveforms and healthy neuronal responses for weeks of post-implant data collection. Infections and other surgery complications were extremely rare.
As such, the DREAM implant system is a versatile, cost-effective solution for chronic electrophysiology in mice, enhancing animal well-being, and enabling more ethologically sound experiments. Its design simplifies experimental procedures across various research needs, increasing accessibility of chronic electrophysiology in rodents to a wide range of research labs.

Yazar Spotlight: Hayvanlarda Sanal Gerçeklik ve Elektrofizyoloji Yoluyla Doğal Nöronal Hesaplamayı Anlamak

Here, we introduce a lightweight, cost-effective probe implant system for chronic electrophysiology in rodents optimized for ease of use, probe recovery, experimental versatility, and compatibility with behavior.

DREAM implant: Başa sabitlenmiş ve serbest hareket eden farelerde kronik elektrofizyoloji için hafif, modüler ve uygun maliyetli bir implant sistemi

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

Kemirgenler Akrilik Reçine Kalıp Esaslı Başkanı Fixation Tekniği

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Kronik Deneyleri Montaj Elektrotlar veya mikrodiyaliz Problar Işık tedavi Diş Yapıştırıcı Reçine Uygulama

Fare Beyin Uzun vadeli Görüntüleme için Parlak ve Takviyeli inceltilmiş-kafatası Pencere

Farelerde Kafaya Sabit Sanal Gerçeklik için Davranışsal Eğitim Prosedürleri

Bir cam Optrode uyanık farelerde nöronal türüyle Optogenetics tanımlaması

Fareler serbestçe davranıyor uzun vadeli duyusal çatışma

Çoklu Esnek Polimer Elektrot Dizilerinin Kronik İmplantasyonu

Özgürce Davranan Farenin Amigdalasında Kafaya Monte Minyatür Mikroskop ile Başarılı In vivo Kalsiyum Görüntüleme

Uyanık, Kafaya Sabitlenmiş Sıçanların Nörogörüntülemesi için Kafa İmplantları

DREAM implant: Başa sabitlenmiş ve serbest hareket eden farelerde kronik elektrofizyoloji için hafif, modüler ve uygun maliyetli bir implant sistemi

DREAM implant: Başa sabitlenmiş ve serbest hareket eden farelerde kronik elektrofizyoloji için hafif, modüler ve uygun maliyetli bir implant sistemi