Biz GAFP-EGFP ve CX3CR1-EGFP fare suşları sağlamak için Dr Frank Kirchhoff derinden müteşekkiriz. Iş Finlandiya Uluslararası Hareketlilik Merkezi, Tekes, Neuroscience Fin Enstitüsü (FGSN) ve Finlandiya Akademisi hibe tarafından desteklenmiştir.

Burada sunulan tüm prosedürleri hayvan bakımı (Hayvan Deneyleri 62/2006 tarihinde Finlandiya Yasası) için yerel rehberlik göre yapılmıştır. Hayvan lisans (ESAVI/2857/04.10.03/2012) yerel otorite (ELÄINKOELAUTAKUNTA-Ella) elde edilmiştir. 1-3 aylık yaş arasında Yetişkin fareler, ağırlığı 24-38 g, sertifikalı Üniversitesi&#39;nin hayvan tesisinde ayrı kafeslerde tutulur ve yiyecek ve su ad libitum sağlandı. 1.. Bir Kraniyal Pencere sayesinde Beyin Hasarı Görüntüleme <ol><li> Hayvanlara anestezi ve işlem alanı hazırlanması <ol><li> Filtre ile sterilize edilmiş fosfat tamponlu salin (PBS), pH 7.4 içinde çözüldü ketamin (Ketalar, 80 mg / kg) ve ksilazin (Rompun, 10 mg / kg) bir karışımı peritoneal enjeksiyonu ile farelerin anestezisi. Anestezi derinliği doğrulamak için fare refleksleri düzenli (kuyruk ve ayak tutam prob) kontrol edin. Uygun zaman, uygun anestezi korumak için, dozu artırın ama overd önlemekose. </li><li> Anestezi kurtarma sonra cerrahi işlem, görüntüleme oturumu ve ilk bir saat içinde bir ısıtma pedi kullanarak 37.0 ° C&#39;de hayvan koruyun. </li><li> Kurumasını fare gözleri korumak için, göz yağ uygulayın. </li><li> Inflamasyon ve serebral ödemi azaltmak için deri altına enjeksiyon ile deksametazon (Rapidexon veteriner, 2 mg / kg) yönetmek. </li><li> Önce ya da hemen cerrahi sonrası 30 dakika kadar (Ketoprophene periton örneğin) bir analjezik yönetmek. Hayvan gibi, hareket yemek veya içmek, kilo kaybı ya isteksizlik gibi herhangi bir ağrı belirtileri, sergiler, tükürük, piloerection veya anormal solunum ameliyattan sonra, analjezik enjeksiyonu tekrar geliyor. </li><li> Bir tıraş makinesi (Malzeme ve Ekipmanları bakınız) ile mouse &#39;başını tıraş. Bıyıklarını zarar kaçının. </li><li> Traş alanını temizlemek için% 70 etanol çözeltisi ile fare kafasına cilt davranın. </li><li> Cerrahi makas kullanma (Malzeme veEkipman) ve forseps (Malzeme ve Ekipmanları bakınız), alnına kulak arasındaki orta hattan keseceksiniz. </li><li> Yavaşça künt mikrocerrahi bıçak ile kafatasına bağlı bağ dokusu kazınması. </li><li> Yanlara cilt sınırları kaydırın ve hafifçe baş ve deri fiksasyonu için kafatasının işitsel deliklerinin içine kulak çubukları çekin. </li><li> Steril PBS ile kafatası temizleyin ve% 0.5 klorheksidin ile fare kafasına ameliyat siteyi tedavi, daha sonra steril pamuklu ve basınçlı hava bir arada kullanarak kafatası yüzeyi kurulayın. </li></ol></li><li> Hıyar yaralanma eziyeti <ol><li> Bir hayvan sahibinin küçük bir hayvan stereotaksik aleti (Malzeme ve Ekipmanları bakınız) yerleştirin. </li><li> Hayvanın kafatası yüzeyi üzerinde odaklanmak yanında stereotaksik enstrümana binoküler mikroskop konumunu ayarlayın. </li><li> Binoküler mikroskop kullanarak, kafatası üzerinde Bregma noktasını bulun. </li><li> Regio tespitstereotaksik koordinatları kullanarak ilgi n. NOT: Doğrudan yüzeyel kortikal damarları üzerinde bulunan ilgi bu alanlardan kaçının. Bu imha şiddetle travma ilerlemesini etkileyebilir. </li><li> Seçilen bölgenin üstüne 30 G iğne yerleştirin ve kafatası yüzeyi çizilmeye tarafından hedef siteyi işaretleyin. </li><li> Etkilenen kemik yüzey alanının gereksiz derinleşmesini önlemek için mümkün olan tüm önlemleri ile kafatası delin. Mikroskop altında bir yüksek hız cerrahi matkap (Malzeme ve Ekipmanları bakınız) kullanın. Sıvı delinmiş alanında görünür yoksa delme işlemini durdurun. </li><li> Iğne ile delinmiş kuyunun alt dokunun. </li><li> Hıyar uygulama sitenin koordinatlarına göre 0.5-2.0 mm derinliğe kadar, beyin (ekleme hızı 5-10 mm / dk) içine düzgün bir iğne batırın. </li><li> Hemen istenen derinliği (geri çekilme hızı 5-10 mm / dk) ulaştıktan sonra iğneyi çıkarın ve küçük bir tampon ile dikmek sonra ortaya kan silin (see Malzeme ve ekipman). </li><li> Bir mikroenjektör pompa (WPI) ve 10 ul Hamilton şırıngası cam pipet ile monte kullanarak lezyonun siteye 100 uM sülforodamin 101 mikroenjeksiyon veya ilgi duyulan bir başka bileşik yapın. Not: borosilikat cam kılcal cam pipet hazırlanması sırasında, 10-20 um&#39;lik bir çapa ucu netleştirmek. </li><li> 2-5 nl / sn &#39;lik bir oranda enjeksiyon çözeltisi 250-1,500 nl infüze. NOT: Beyin parankiminde en az 5 dakika boyunca infüzyon bitiminden sonra pipet bırakın, ardından çözüm çıkışlarını engellemek için yavaşça ve nazikçe çıkarın. </li></ol></li><li> Kronik kafatası pencere için kraniotomi <ol><li> Yaralanma sitenin etrafında bir daire pencere yapmak için yavaşça ve dikkatle kafatası matkap. 3-3.5 mm pencere çapı kullanın. </li><li> Wi kapsayacak şekilde korteks tampon bir damla (125 mM NaCl, 5 mM KCI, 10 mM glükoz, 10 mM HEPES, damıtık H 2 O 2 mM CaCl2 ve 2 mM MgSO 4) uygulayınndow. </li><li> Kranial pencerede bir yuvarlak cam lamel (# 1.5 kalınlık) yerleştirin. </li><li> Coverslip etrafında korteks tampon aşırı çıkarın. </li><li> Poliakrilik yapıştırıcı ile lamel kenarları mühür (Malzeme ve Ekipmanları bakınız). Not: tutkal lamel üst yüzeyine uygulanmaz emin olun. Cam kapak yapıştırıcı ile kirlenmiş ise, daha sonra dikkatlice bir MicroBlade ile kirlenmesine tutkal kaldırmak, cam stabil kafatasına yapıştırılmış kadar bekleyin ve cam yüzeyi üzerindeki tutkal kuruduktan. </li><li> 5 dk tutkal kadar kuruması için bekleyin. </li><li> Metal tutucu yerleştirilebilir böylece kulak çubuğu yükseklik vidalarını kullanarak, kafa konumunu ayarlayın. </li><li> Çelik tutucu halka (Malzeme ve Ekipmanları bakınız) poliakrilik tutkal küçük bir miktar uygulayın. </li><li> Geriye yönlendirilmiş metal tutucu saplı cam lamel çelik sahibinin halka Tutkal. </li><li> 5 dk tutkal kadar kuruması için bekleyin. </li><li> Mviskoz koşullarına ulaşmak için 3,5 cm Petri (ya da analog) olarak poliakrilik tutkal ile ix diş çimento (Malzeme ve ekipman bakınız). </li><li> Çimento + tutkal karışımı ile kafatası pencerenin sınırları Seal ve cilt sınırına kadar aynı karışımı ile kafatası yüzeyi maruz kapsamaktadır. </li><li> 15 dk çimento + tutkal karışımı kurumaya bırakın ve daha sonra kulak çubuklarını kaldırmak için bekleyin. </li><li> Protokol 3 de tarif edildiği gibi ilgili bölge ve bir kontrol alanı için iki foton uyarma mikroskopik (TPEM) görüntüleme yapın. </li><li> Görüntüleme sonra, hayvan bir ısıtma yastığı anestezi kurtarmak ve tam iyileşme kadar gözlem altında ayrı bir kafes içinde tutmak için izin verir. Islak gıda çiğneme ve hidrasyon kolaylaştırmak için verilebilir. </li></ol></li></ol> 2. Beyin Hasarı Görüntüleme İnceltilen Skull Through <ol><li> Anestezi yapılmasını ve işlem alanı hazırlanması <ol><li> Fare anestezisi ve travma indüksiyon için hazırlamakAdım 1.1 &#39;de tarif edildiği gibi. </li></ol></li><li> Kafatası incelmesi ve prick yaralanma eziyeti <ol><li> Hayvan sahibinin küçük bir hayvan stereotaksik aleti (Malzeme ve ekipman bakınız) yerleştirin. </li><li> Hayvan kafatası yüzeyi üzerinde odaklanmak yanında stereotaksik alet bir binoküler mikroskop konumunu ayarlayın. </li><li> Binoküler mikroskop kullanılarak kafatası Bregma noktasını bulun, stereotaktik koordinatlarına göre yansıması için beyin alanlarını belirlemek ve tırmalama ile işaretleyin. NOT: kafatası istikrar bu alanlarda tehlikeye gibi Kafatası inceltme pozisyon, kraniyal sütür üzerinde veya yakınında yer olmamalıdır. Ayrıca, büyük kortikal veya meningeal gemiler ve kafatası dikişler altında bulunan Meninksler görüntüleme eserler neden muhtemeldir. </li><li> Hayvanın kafatası ilgi alanı üzerinde yapıştırıcı ile kaplanmış metal tutucu yerleştirin, hafif baskı uygulamak ve metal tutucu sıkıca kafatasına yapıştırılmış kadar 5 dakika bekleyin. </li&gt; <li> Viskoz koşullarına ulaşmak için 3,5 cm Petri (ya da analog) olarak poliakrilik tutkal ile diş çimento (Malzeme ve ekipman bakınız) karıştırın. </li><li> Çimento + tutkal karışımı ile metal tutucunun sınırları Seal ve cilt sınırına kadar aynı karışımı ile kafatası yüzeyi maruz kapsamaktadır. </li><li> 15 dk çimento ve tutkal karışımı kuruması için bekleyin. </li><li> Nonpolymerized tutkal kalıntıları, yıkanır, böylece, inceltilmiş kafatası bölge ve PBS ile metal tutucunun parça çevreleyen birkaç kez yıkayın. NOT: Bu sahibine kafatası istikrarlı eki sağlamak için çok önemlidir. Bu görüntüleme sırasında preparat kararlılığı sağlar. </li><li> Binoküler mikroskop yüksek büyütme modunu kullanarak, çapı ~ 0.5-1.5 mm inceltilmiş kafatası alanı oluşturmak için bir yüksek hızlı mikro-matkap ile kafatası kemiğinin üst katmanlarını kaldırmak. Kemik enkaz kaldırmak için sondaj sırasında basınçlı hava kullanın. Sondaj intermittentl gerçekleştirinsürtünme kaynaklı aşırı ısınmasını önlemek için, inceltme işlemi sırasında y. Oda sıcaklığı çözeltisi kullanılarak matkap ucu soğutun ve düzenli ısı emmek için inceltilmiş bölgeye tampon uygulanır. NOT: korteks zarar görmesini önlemek için, ince bir tabaka (&lt;50 mikron) kadar geniş bölgeleri (&gt; 1.5 mm) üzerinde matkap yok. NOT: kemirgen kafatası kemik yapısı süngerimsi kemiğin kalın bir tabaka ile ayrılmış kompakt kemiğin iki ince katmanlardan oluşur. Kan damarlarını içeren süngerimsi kemik formu konsantrik daireler ve kanalcıklan minik boşluklar. Dış yoğun kemik tabakası ve süngerimsi katmanın en ortadan kaldırmak için mikrotur kullanın. Süngersi kemik içinde kan damarlarının bozulması kanamaya neden olabilir. Bu kanamayı durdurmak için hemostaz kollajen sünger kullanın. </li><li> , Süngersi kemiğin çoğunluğu kaldırıldı olup olmadığını incelemek için, ikinci harmonik oluşumu (SHG) görüntüleme kullanın. Kalan kemik inci olduğundan emin olun, aşırı incelmesi önlemek için dikkatli olunBu hazırlama aşamasında 50 um daha icker. </li><li> Inceltilmiş bölgenin üstüne sıcak tampon bir damla (35-37 ° C) koyun. Ayrıca kemik katmanları kaldırmak ve ~ 20 mikron kalınlığında kemik çapı ~ 700 mikron düzgün bir alan oluşturmak için Bur Terbiye mikrocerrahi bıçak veya Micro kullanın. Bu adım sırasında, tekrarlayan SHG görüntüleme gerçekleştirmek ve düzenli kemik kalınlığını ölçmek için yararlıdır. </li><li> Ilgi bölge ve bir kontrol alanı için TPEM görüntüleme gerçekleştirin. </li><li> Bölge kesinlikle yatay konumlandırılmış inceltilmiş şekilde kulak çubuğu yükseklik vidaları kullanarak kafa konumunu ayarlayın. Inceltilmiş bölgenin üstüne iğne yerleştirin ve hedeflenen sitenin altında hiçbir büyük gemiler var olduğundan emin olun. </li><li> Inceltilmiş kafatası yüzeyinden 0.5-2.0 mm derinliğine, beyin içine iğne batırma ve pislik uygulama mevkii koordinatlarına göre bir lezyon yapın. </li><li> İğneyi çıkarın ve t sonra ortaya çıkan kanama bastırmakO hemostatik tampon (Malzeme ve ekipman bakınız) ile beyin hasarı akut. Yaralanma yerinde kan pıhtıları formu ve damar nabız durana kadar bekleyin. </li><li> Bölüm 1.2.10 de yukarıda tarif edildiği gibi, 100 uM sülforodamin 101 veya lezyon siteye ilgi bir bileşiğinin mikroenjeksiyon yapın. </li><li> Protokol 3 de tarif edildiği gibi yaralanma ilerlemesini ve kurtarma izlemek için görüntüleme TPEM yapın. </li><li> Görüntüleme sonra, hayvan bir ısıtma yastığı anestezi bilinç kazanmak için izin verir. Gözetimsiz hayvan bırakın ve sadece tam fiziksel iyileşme sonra evde kafes iade etmeyin. </li></ol></li></ol> 3. Görüntüleme <ol><li> Özel inşa çerçeveye metal tutucu takarak mikroskop altında hayvan yerleştirin. </li><li> Görüntüleme için, Mai Tai DeepSee lazer ve in vivo iki foton için optimize XLPLN 25X 1.05 NA suya daldırma hedefi ile donatılmış, örneğin FV1000MPE iki foton mikroskop kullanımıgörüntüleme. </li><li> Geniş alan floresan modunu kullanarak mikroskop altında lezyon sitesini tanımlamak. Beyin damarlarını görselleştirmek ve kan damarlarının gözlenen desenine göre kontrol alanını seçmek için uzun bir pas filtreleri kullanın. </li><li> Görüntü ikinci harmonik üretimi (SHG) sinyali, 800 nm dalga boyuna ayar femtosaniye lazer ve 380-410 nm bypass filtresi kullanılarak yayılan ışığı toplamak. Flüoresan görüntüleme için, yayılan ışığı toplamak için bant geçiş filtresi (515-560 nm) kullanarak ve aşağıdaki dalga floresan uyarmak için kullanılır: GFP-860 nm, 950 nm-YFP. </li><li> Görüntü alımı için Fluoview yazılımı kullanın. </li><li> Mağaza sonraki tekrarlayan görüntüleme için her ROI koordinatları. Görüntü zamanla aynı İB&#39;leri ve Koordinatları görüntü örtüşme maksimize etmek için her zaman ayarlayın. </li><li> Uygun yazılım (örn.. İmageJ) ile görüntüleri analiz. Burada yer yeniden düzenlemesi Imaris yazılımı kullanılarak yapıldı. </li></ol>

<ol>
	<li>Lighthall, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cortical+impact:+A+new+experimental+brain+injury+model.">Controlled cortical impact: A new experimental brain injury model.</a> J. Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).</li><li>Lindgren, S., Rinder, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+studies+in+head+injury.">Experimental studies in head injury.</a> Biophysik. 2 (5), 320-329 (1965).</li><li>Shreiber, D. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+investigation+of+cerebral+contusion:+histopathological+and+immunohistochemical+evaluation+of+dynamic+cortical+deformation.">Experimental investigation of cerebral contusion: histopathological and immunohistochemical evaluation of dynamic cortical deformation.</a> J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58 (2), 153-164 (1999).</li><li>Feeney, D. M., Boyeson, M. G., Linn, R. T., Murray, H. M., Dail, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+cortical+injury:+I.+Methodology+and+local+effects+of+contusions+in+the+rat.">Responses to cortical injury: I. Methodology and local effects of contusions in the rat.</a> Brain Res. 211 (1), 67-77 (1981).</li><li>Bardehle, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+astrocyte+responses+to+acute+injury+reveals+selective+juxtavascular+proliferation.">Live imaging of astrocyte responses to acute injury reveals selective juxtavascular proliferation.</a> Nat. Neurosci. 16 (5), 580-586 (2013).</li><li>Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+neuronal+and+astroglial+disruption+in+the+peri-contusional+cortex+of+mice+revealed+by+in+vivo+two-photon+imaging.">Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging.</a> Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).</li><li>Feng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neuronal+subsets+in+transgenic+mice+expressing+multiple+spectral+variants+of+GFP.">Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP.</a> Neuron. 28, 41-51 (2000).</li><li>Nolte, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GFAP+promoter-controlled+EGFP-expressing+transgenic+mice:+a+tool+to+visualize+astrocytes+and+astrogliosis+in+living+brain+tissue.">GFAP promoter-controlled EGFP-expressing transgenic mice: a tool to visualize astrocytes and astrogliosis in living brain tissue.</a> Glia. 33 (1), 72-86 (2001).</li><li>Jung, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+fractalkine+receptor+CX(3)CR1+function+by+targeted+deletion+and+green+fluorescent+protein+reporter+gene+insertion.">Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion.</a> Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).</li><li>Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Kerr, J. N. D., Helmchen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sulforhodamine+101+as+a+specific+marker+of+astroglia+in+the+neocortex+in+vivo.">Sulforhodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo.</a> Nat. Methods. 1 (1), 31-37 (2004).</li><li>Carr&#233;, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technical+aspects+of+an+impact+acceleration+traumatic+brain+injury+rat+model+with+potential+suitability+for+both+microdialysis+and+PtiO2+monitoring.">Technical aspects of an impact acceleration traumatic brain injury rat model with potential suitability for both microdialysis and PtiO2 monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 140, 23-28 (2004).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).</li><li>Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-evoked+calcium+transients+in+somatosensory+cortex+are+temporarily+inhibited+by+a+nearby+microhemorrhage.">Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage.</a> PloS one. 8 (5), (2013).</li><li>Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+polished+and+reinforced+thinned-skull+window+for+long-term+imaging+of+the+mouse+brain.">A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain.</a> J. Vis. Exp. 61, (2012).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Beyin travması ani, öngörülemeyen bir olay. Burada, örneğin nörodejenerasyon, dendrit eliminasyonu, beyin ödemi, glial yara izi, fokal subaraknoid kanama ile birleştiğinde serebral korteks kanamalar ve artan geçirgenliği gibi beyin hasarı sonrası insan hastalarda gözlenen patolojik değişikliklerin bir spektrumunu üretir hayvan modeli tanımlamak Kan-beyin bariyeri. Birincil ve ikincil patogenezi yanı sıra, travma sonrası iyileşme incelemek için, bu yaralanma modeli iyi nöronal ve glial yapıları...

Akut beyin hasarı, motorlu araç kazalarında yaralanma insidansı yüksek olan önemli bir halk sağlığı sorunudur düşer ya da saldırılar ve müteakip kronik sakatlık yüksek yaygınlık. Beyin hasarının tedavisine terapötik yaklaşımlar, böylece, hastane öncesi cerrahi ve yoğun bakım etkililiğini sınırlayan, tamamen semptomatik kalır. Bu beyin hasarı, sosyal ve ekonomik etkisi özellikle şiddetli hale getirir. Çeşitli nedenlerle için, klinik çalışmaların en yeni tedavi yaklaşımları kullanarak beyin hasarı sonrası iyileşme iyileşme göstermek için başarısız oldu. Hayvan modelleri ilaç etkinliği beyin hasarı olan hastalarda tahmin edilebilir bir aşamaya yönelik yeni tedavi stratejilerinin geliştirilmesi için çok önemlidir. Şu anda, kafa travması birkaç iyi kurulmuş hayvan modelleri kontrollü kortikal etkisi 1, sıvı perküsyon yaralanma 2, dinamik kortikal deformasyon 3, ağırlık düşmesi gibi, mevcut4, ve fotoğraf yaralanma 5. Deneysel modellerin bir dizi kafa travması ile ilişkili patoloji bazı morfolojik, moleküler ve davranışsal yönlerini incelemek için kullanılır olmuştur. Ancak, tek bir hayvan modeli, yeni tedavi stratejileri doğrulayarak tamamen başarılıdır. Beyin hasarı, güvenilir, tekrar üretilebilir ve kontrollü hayvan modellerinin geliştirilmesi karmaşık patolojik durumun değerlendirilmesi için gereklidir. Son mikroskopik görüntüleme teknolojileri ve genetik olarak kodlanmış floresan gazetecilere yeni kombinasyonu birincil yaralanma, ikincil yaralanma ve rejenerasyon yayılması, birincil travması beyin hasarı tüm aşamalarını, araştırmak için benzersiz bir fırsat sunuyor. Özel olarak, in vivo iki foton mikroskopi kemirgen beyin derin katmanlarında kortikal hücre ve hatta hücre içi yapıların gerçek zamanlı görselleştirme sağlayan eşsiz bir doğrusal olmayan optik bir teknolojidir. Hücre ve organizasyonu çeşitli türleriNelles farklı floresan belirteçleri birleştirerek aynı anda görüntülü olabilir. Bu güçlü aracını kullanarak, posttravmatik koşullar altında beyin yaşayan dinamik morfolojik ve fonksiyonel değişiklikler oluşturulabiliyor. Beyin hasarı okuyan in vivo iki foton mikroskopi avantajları son zamanlarda Kirov ve meslektaşları 6 tarafından gösterildi. Hafif fokal kortikal kontüzyon modeli kullanılarak, bu yazarlar pericontusional kortekste akut dendritik yaralanma lokal kan akışında düşüş kapılı olduğunu gösterdi. Ayrıca, çürük site çevresinde metabolik tehlikeye korteks daha da yayılmasını depolarizasyon hasar olduğunu gösterdi. Bu ikincil hasar travmatik beyin hasarının sonuçları daha şiddetli hale sinaptik devreyi etkiler. Burada, lokal beyin için gelişmiş bir model olarak eş zamanlı, topikal ilaç uygulamasıyla kombine edilebilir bir şırınga iğnesi ile stereotaksik dikmek bir yöntem önerilmektediryaralanması ve in vivo memeli beyninde akut travma patofizyolojik sonuçlarını incelemek için bir araç olarak.

<table><tbody><tr><td>2A-sa dumb Tweezers, 115 mm</td><td>XYtronic</td><td>XY-2A-SA</td><td></td></tr><tr><td>30 G &amp;frac12; in needle</td><td>BD</td><td>REF 304000</td><td></td></tr><tr><td>Animal trimmer, shaving machine</td><td>Aesculap</td><td>Isis GT420</td><td></td></tr><tr><td>Binocular Microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad</td><td>Supertech</td><td>TMP-5b</td><td></td></tr><tr><td>Blunt microsurgical blade</td><td>BD</td><td>REF 374769</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate tube with filament</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF120-69-10</td><td>For glass pipette production</td></tr><tr><td>Carprofene</td><td>Pfizer</td><td>Rimadyl vet</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine digluconate</td><td>Sigma</td><td>C9394</td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>DrguDent, Dentsply</td><td>REF 640 200 271</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethasone</td><td>FaunaPharma</td><td>Rapidexon vet</td><td></td></tr><tr><td>Disposable drills</td><td>Meisinger</td><td>HP 310 104 001 001 008</td><td></td></tr><tr><td>Dulbeco&amp;rsquo;s PBS 10x</td><td>Sigma</td><td>D1408</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps, 110 mm</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Ealing microelectrode puller</td><td>Ealing</td><td>50-2013</td><td>Vertical puller for glass pipette production</td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Novartis</td><td>Viscotears</td><td></td></tr><tr><td>Foredom drill control</td><td>Foredom</td><td>FM3545</td><td></td></tr><tr><td>Foredom micromotor handpiece</td><td>Foredom</td><td>MH-145</td><td></td></tr><tr><td>Gas anesthesia platform for mice</td><td>Stoelting</td><td>50264</td><td>Assembled on stereotaxic instrument</td></tr><tr><td>Hemostasis Collagen Sponge</td><td>Avitene, Ultrafoam BARD</td><td>Ref 1050050</td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Intervet</td><td>Ketaminol vet</td><td></td></tr><tr><td>Mai Tai DeepSee laser</td><td>Spectra-Physics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metal holder</td><td>Neurotar</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microdressing forceps, 105 mm</td><td>Aesculap</td><td>BD302R</td><td></td></tr><tr><td>Microfil</td><td>WPI</td><td>MF34G-5</td><td>Micro syringe filling capillaries</td></tr><tr><td>Mineral oil</td><td>Sigma</td><td>M8410</td><td></td></tr><tr><td>Multiphoton Laser Scanning Microscope</td><td>Olympus</td><td>FV1000MPE</td><td></td></tr><tr><td>NanoFil Syringe 10 &amp;mu;l</td><td>WPI</td><td>NANOFIL</td><td>Hamilton syringe</td></tr><tr><td>Nonwoven swabs 5 x 5</td><td>Molnlycke Health Care</td><td>Mesoft</td><td>Surgical tampons</td></tr><tr><td>Polyacrylic glue</td><td>Henkel</td><td>Loctite 401</td><td></td></tr><tr><td>Round glass coverslip&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 thickness&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small animal stereotaxic instrument</td><td>David Kopf Instruments</td><td>900</td><td></td></tr><tr><td>Stoelting mouse and neonatal rat adaptor</td><td>Stoelting</td><td>51625</td><td>Assembled on stereotaxic instrument.</td></tr><tr><td>Student iris scissors, straight 11.5 cm</td><td>FST</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>Sulforhodamine 101</td><td>Molecular Probes</td><td>S-359</td><td></td></tr><tr><td>UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller</td><td>WPI</td><td>UMP3-1</td><td>Microinjector and controller</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer Health Care</td><td>Rompun vet</td><td></td></tr></tbody></table>

acute brain trauma in mice followed by longitudinal two-photon imaging

Akut beyin travması genellikle farklı kazalarında baş hasar sonuçları ve nüfusun önemli bir kısmını etkiler de, bunun için etkin bir tedavisi henüz yoktur. Şu anda kullanılan hayvan modellerinin Sınırlamalar patoloji mekanizmasının anlaşılmasını engellemektedir. Multiphoton mikroskopi uzunlamasına fizyolojik ve patolojik koşullar altında sağlam hayvan beyin içinde hücreleri ve dokuları inceleyerek sağlar. Burada, biz posttravmatik koşullar altında beyin hücre davranışı iki foton görüntüleme ile incelenmiştir akut beyin hasarı iki model tarif. Seçilen bir beyin bölgesi beyin parankiminde kontrollü bir genişlik ve derinlikte bir travma üretmek için keskin bir iğne ile yaralandı. Önerilen yöntem, aynı anda, ilaç uygulaması ile kombine edilebilir bir şırınga iğnesi ile stereotaksik dikmek kullanır. Bu yöntem, memeli beyin, akut travma patofizyolojik hücresel mekanizmaları incelemek için bir gelişmiş araç olarak kullanılabilir öneriyoruz <em&gt; In vivo. Kafa penceresi ve kafatası inceltme: Bu videoda, biz iki hazırlıkları ile akut beyin hasarı birleştirir. Biz de travma sonrası beyin rejenerasyon çok oturumlu görüntüleme için hem de hazırlıklar avantajları ve sınırlamaları tartışmak.

Transgenik farelerin posttravmatik beyin görüntüleme için 1), kronik kafa penceresi ve 2) kafatası incelme,: Biz iki operasyon prosedürlerini optimize ettik. Deney preparatların şematik görünümü, Şekil 1 &#39;de sunulmuştur. 0.3 mm OD (30 G) çelik iğne ile delme travmatik delinmiş de (Şekil 1A) uygulanır. Kafatası inceltme yaklaşık 300 mikron (Şekil 1C) bir sınırı empoze eğilimi ise başarılı bir kafa penceresi hazırlık Thy1-YFP-3D rekonst...

Watch this Scientific Journal Video about Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging at JoVE.com

Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Akut beyin travması bugüne kadar yeterli bir tedavisi olmayan ciddi bir yaralanma olduğunu. Multiphoton mikroskopi uzunlamasına akut beyin travması gelişim sürecini inceleyerek ve kemirgenlerde terapötik stratejiler sondalama sağlar. Beynin in vivo iki foton görüntüleme ile incelenmiştir akut beyin travması iki model bu protokolde gösterilmiştir.

Boyuna İki foton görüntüleme ile takip Farelerde Akut Beyin Travma

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

acute-brain-trauma-in-mice-followed-by-longitudinal-two-photon-imaging

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K Görüntüleme.  University of Helsinki.  Akut beyin travması bugüne kadar yeterli bir tedavisi olmayan ciddi bir yaralanma olduğunu. Multiphoton mikroskopi uzunlamasına akut beyin travması gelişim sürecini inceleyerek ve kemirgenlerde terapötik stratejiler sondalama sağlar. Beynin in vivo iki foton görüntüleme ile incelenmiştir akut beyin travması iki model bu protokolde gösterilmiştir. 

Video: Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

Fare Visual Cortex İnceltilen kafatası Hazırlık Kronik Görüntüleme

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

Nörobilim

Longitudinal Two-Photon Imaging of Dorsal Hippocampal CA1 in Live Mice

Two-photon microscopy is a fundamental tool for neuroscience as it permits investigation of the brain of live animals at spatial scales ranging from subcellular to network levels and at temporal scales from milliseconds to weeks. In addition, two-photon imaging can be combined with a variety of behavioral tasks to explore the causal relationships between brain function and behavior. However, in mammals, limited penetration and scattering of light have limited two-photon intravital imaging mostly to superficial brain regions, thus precluding longitudinal investigation of deep-brain areas such as the hippocampus. The hippocampus is involved in spatial navigation and episodic memory and is a long-standing model used to study cellular as well as cognitive processes important for learning and recall, both in health and disease. Here, a preparation that enables chronic optical access to the dorsal hippocampus in living mice is detailed. This preparation can be combined with two-photon optical imaging at cellular and subcellular resolution in head fixed, anesthetized live mice over several weeks. These techniques enable repeated imaging of neuronal structure or activity-evoked plasticity in tens to hundreds of neurons in the dorsal hippocampal CA1. Furthermore, this chronic preparation can be used in combination with other techniques such as micro-endoscopy, head-mounted wide field microscopy or three-photon microscopy, thus greatly expanding the toolbox to study cellular and network processes involved in learning and memory.

This method describes a chronic preparation that allows optical access to the hippocampus of living mice. This preparation can be used to perform longitudinal optical imaging of neuronal structural plasticity and activity-evoked cellular plasticity over a period of several weeks.

Canlı fareler içinde dorsal hipokampal CA1 uzunlamasına Iki foton görüntüleme

Two-photon microscopy is a fundamental tool for neuroscience as it permits investigation of the brain of live animals at spatial scales ranging from ...

Davranış

A Mouse Model of Single and Repetitive Mild Traumatic Brain Injury

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal neurological deficits and even amnesia. Athletes participating in contact sports are at high risk of exposure to large number of mTBIs. In terms of the level of injury in a sporting athlete, a mTBI is defined as a mild injury that does not cause gross pathological changes, but does cause short-term neurological deficits that are spontaneously resolved. Despite previous attempts to model mTBI in mice and rats, many have reported gross adverse effects including skull fractures, intracerebral bleeding, axonal injury and neuronal cell death. Herein, we describe our highly reproducible animal model of mTBI that reproduces clinically relevant symptoms. This model uses a custom made pneumatic impactor device to deliver a closed-head trauma. This impact is made under precise velocity and deformation parameters, creating a reliable and reproducible model to examine the mechanisms that contribute to effects of single or repetitive concussive mTBI.

Athletes absorb several hundred mild traumatic brain injuries (mTBI)/concussions every year; however, the consequence of these on the brain is poorly understood. Therefore, an animal model of single and repetitive mTBI that consistently replicates clinically relevant symptoms provides the means to advance the study of mTBI and concussion.

Tek ve Tekrarlayan Hafif Travmatik Beyin Hasarı İçin Bir Fare Modeli

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal ...

Tıp

Precise Brain Mapping to Perform Repetitive In Vivo Imaging of Neuro-Immune Dynamics in Mice

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. Although studying these cells in isolation in vitro or together ex vivo provides useful physiological information; salient features of neural cell physiology will be missed in such contexts. Therefore, there is a need for studying neural cells in their native in vivo environment. The protocol detailed here describes repetitive in vivo two-photon imaging of neural cells in the rodent cortex as a tool to visualize and study specific cells over extended periods of time from hours to months. We describe in detail the use of the grossly stable brain vasculature as a coarse map or fluorescently labeled dendrites as a fine map of select brain regions of interest. Using these maps as a visual key, we show how neural cells can be precisely relocated for subsequent repetitive in vivo imaging. Using examples of in vivo imaging of fluorescently-labeled microglia, neurons, and NG2+ cells, this protocol demonstrates the ability of this technique to allow repetitive visualization of cellular dynamics in the same brain location over extended time periods, that can further aid in understanding the structural and functional responses of these cells in normal physiology or following pathological insults. Where necessary, this approach can be coupled to functional imaging of neural cells, e.g., with calcium imaging. This approach is especially a powerful technique to visualize the physical interaction between different cell types of the CNS in vivo when genetic mouse models or specific dyes with distinct fluorescent tags to label the cells of interest are available.

This protocol describes a chronic cranial window implantation technique that can be used for longitudinal imaging of neuro-glio-vascular structures, interactions, and function in both healthy and diseased conditions. It serves as a complementary alternative to the transcranial imaging approach that, while often preferred, possesses some critical limitations.

Farelerde Nöro-İmmün Dinamiğin Vivo Görüntülemesinde Tekrarlayan Performans için Hassas Beyin Haritalaması

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Travmatik Beyin Hasarı İndüksiyonu için Kontrollü Kortikal Etki Murine Modeli

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.

İn Vivo Fare Hipokampüsünde Mikroglia'nın Kronik İki Foton Görüntülemesi

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal ...

Simultaneous Imaging of Microglial Dynamics and Neuronal Activity in Awake Mice

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in the brain sense various biological conditions in the periphery and transmit the signals to neurons. Microglia, immune cells in the brain, are involved in synaptic development and plasticity. Therefore, the contribution of microglia to neural circuit construction in response to the internal state of the body should be tested critically by intravital imaging of the relationship between microglial dynamics and neuronal activity.
Here, we describe a technique for the simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice. Adeno-associated virus encoding R-CaMP, a gene-encoded calcium indicator of red fluorescence protein, was injected into layer 2/3 of the primary visual cortex in CX3CR1-EGFP transgenic mice expressing EGFP in microglia. After viral injection, a cranial window was installed onto the brain surface of the injected region. In vivo two-photon imaging in awake mice 4 weeks after the surgery demonstrated that neural activity and microglial dynamics could be recorded simultaneously at the sub-second temporal resolution. This technique can uncover the coordination between microglial dynamics and neuronal activity, with the former responding to peripheral immunological states and the latter encoding the internal brain states.

Here, we describe a protocol combining adeno-associated virus injection with cranial window implantation for simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice.

Uyanık Farelerde Mikroglial Dinamiğin ve Nöronal Aktivitenin Eşzamanlı Görüntülenmesi

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in ...

Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and understanding the mechanisms of how a TBI alters brain function. The availability of multiple animal models of TBI is necessary to model the different aspects and severities of TBI seen in people. This manuscript describes the use of a midline closed head injury (CHI) to develop a mouse model of mild TBI. The model is considered mild because it does not produce structural brain lesions based on neuroimaging or gross neuronal loss. However, a single impact creates enough pathology that cognitive impairment is measurable at least 1 month after injury. A step-by-step protocol to induce a CHI in mice using a stereotaxically guided electromagnetic impactor is defined in the paper. The benefits of the mild midline CHI model include the reproducibility of the injury-induced changes with low mortality. The model has been temporally characterized up to 1 year after the injury for neuroimaging, neurochemical, neuropathological, and behavioral changes. The model is complementary to open skull models of controlled cortical impact using the same impactor device. Thus, labs can model both mild diffuse TBI and focal moderate-to-severe TBI with the same impactor.

The protocol describes mild traumatic brain injury in a mouse model. In particular, a step-by-step protocol to induce a mild midline closed head injury and the characterization of the animal model is fully explained.

Farelerde Hafif Travmatik Beyin Hasarının Elektromanyetik Kontrollü Kapalı Kafa Modeli

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

Intravital Imaging of Fluorescent Protein Expression in Mice with a Closed-Skull Traumatic Brain Injury and Cranial Window Using a Two-Photon Microscope

The goal of this protocol is to demonstrate how to longitudinally visualize the expression and localization of a protein of interest within specific cell types of an animal's brain, upon exposure to exogenous stimuli. Here, the administration of a closed-skull traumatic brain injury (TBI) and simultaneous implantation of a cranial window for subsequent longitudinal intravital imaging in mice is shown. Mice are intracranially injected with an adeno-associated virus (AAV) expressing enhanced green fluorescent protein (EGFP) under a neuronal specific promoter. After 2 to 4 weeks, the mice are subjected to a repetitive TBI using a weight drop device over the AAV injection location. Within the same surgical session, the mice are implanted with a metal headpost and then a glass cranial window over the TBI impacting site. The expression and cellular localization of EGFP is examined using a two-photon microscope in the same brain region exposed to trauma over the course of months.

This study demonstrates delivery of a repetitive traumatic brain injury to mice and simultaneous implantation of a cranial window for subsequent intravital imaging of a neuron-expressed EGFP using two-photon microscopy.

Kapalı Kafatası Travmatik Beyin Hasarı ve Kraniyal Penceresi Olan Farelerde Floresan Protein Ekspresyonunun İki Foton Mikroskobu Kullanılarak İntravital Görüntülenmesi

The goal of this protocol is to demonstrate how to longitudinally visualize the expression and localization of a protein of interest within specific cell ...

Kapalı Kafa Travması Yöntemiyle Farelerde rmTBI İndüksiyonu

Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models with well-defined pathologies are urgently needed for studying the mechanisms of neuropathology after mild TBI and testing therapeutics. Replicating the entire sequelae of TBI in animal models has proven to be a challenge. Therefore, the availability of multiple animal models of TBI is necessary to account for the diverse aspects and severities seen in TBI patients. CHI is one of the most common methods for fabricating rodent models of rmTBI. However, this method is susceptible to many factors, including the impact method used, the thickness and shape of the skull bone, animal apnea, and the type of head support and immobilization utilized. The aim of this protocol is to demonstrate a combination of the thinned-skull window and fluid percussion injury (FPI) methods to produce a precise mouse model of CHI-associated rmTBI. The primary objective of this protocol is to minimize factors that could impact the accuracy and consistency of CHI and FPI modeling, including skull bone thickness, shape, and head support. By utilizing a thinned-skull window method, potential inflammation due to craniotomy and FPI is minimized, resulting in an improved mouse model that replicates the clinical features observed in patients with mild TBI. Results from behavior and histological analysis using hematoxylin and eosin (HE) staining suggest that rmTBI can lead to a cumulative injury that produces changes in both behavior and gross morphology of the brain. Overall, the modified CHI-associated rmTBI presents a useful tool for researchers to explore the underlying mechanisms that contribute to focal and diffuse pathophysiological changes in rmTBI.

Yazar Spotlight: Tekrarlanan Hafif Travmatik Beyin Hasarında Mekanizmaların ve Rehabilitasyonun Araştırılması için Kemirgen Modellerinin Optimize Edilmesi

This protocol presents a modified mouse model of repetitive mild traumatic brain injury (rmTBI) induced via a closed-head injury (CHI) method. The approach features a thinned-skull window and fluid percussion to reduce the inflammation commonly caused by meninges exposure, along with improved reproducibility and accuracy in modeling rmTBI in rodents.

İnceltilmiş kafatası penceresi ve sıvı perküsyonu içeren tekrarlayan hafif travmatik beyin hasarının modifiye edilmiş fare modeli

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models ...