Biz Profs teşekkür etmek istiyorum. Kapsamlı destek için Huibert Mansvelder ve Bert Sakmann, verimli tartışmalar ve teknik yardım için nöronal izleme ve Brendan Lodder sağlamak için Dr Marcel Oberlaender. Veri cömertçe R. Bruno (Columbia Üniv., NY, ABD) tarafından sağlanan LabView için ntrode VI, kullanılarak elde edilmiştir. Bu araştırma Max Planck Derneği ve Hesaplamalı Sinirbilim, Tübingen için Bernstein Merkezi tarafından desteklenmiştir (Eğitim ve Araştırma Federal Bakanlığı (Bmbf tarafından finanse; FKZ: 01GQ1002)) (RTN), Neurogenomics ve Bilişsel Araştırma Merkezi (CNCR) , Neuroscience Kampüs Amsterdam (NKA), CPJdK (NWO-ALW # 822.02.013 ve ENC-Ağ # p3-c3) ve VU Üniversitesi Amsterdam fon.

1.. Animal hazırlanması Tüm deneysel prosedürleri VU Üniversitesi Amsterdam, Hollanda&#39;da yerel etik komite tarafından Hollanda yasaları uyarınca ve değerlendirilmesinden sonra yapılır. <ol><li> Intraperitoneal enjeksiyon ile (% 0.9 NaCI, 1.6-1.7 g / kg &#39;de% 20) üretan ile izofluran (oksijen içinde% 2-3) ile ve daha sonra bir Wistar sıçan (P25-P45, ♂ / ♀) anestezisi. Tutam çekilmesi, göz kapağı refleksleri ve burun kılı hareketlerini izleyerek anestezi derinliğini değerlendirin. </li><li> Halinde üretan ek bir doz (başlangıç ​​dozunun% 10) yönetmek hayvanın yeterli anestezi derinliği ulaşamazsa ya da burun kılı twitches deney süresince gözlenir zaman. </li><li> Bir ısıtma yastığı ile donatılmış stereotaksik çerçeve üzerine anestezi hayvan koyun, rektal sıcaklık probu eklemek ve bir ısıtma yastığı ile 37.5 ± 0.5 ° C &#39;de, hayvanın vücut ısısını korumak. </li><li&gt; stereotaktik çerçeve içinde hayvanın kafasını yerleştirin; görünen cildi işlemek için makas kullanarak başının üstüne saç kesme. </li><li> Operasyon yerinde lokal anestezi için 100 ul% 1 lidokain, deri altı (% 0.9 NaCl) enjekte edilir ve 3-5 dakika bekleyin. Kuyruk-to-rostral yönde keserek kafatası yüzeyi kaplayan deri çıkarın ve geri kalan doku temizleyin. </li><li> % 0.9 NaCl ve emici bezlerden ile yoğun kafatası temizleyin. </li><li> (: 2.5 mm posterior ve bregmaya yanal 5,5 mm birincil somatosensoriyel korteks (S1)) sol yarımkürede hedef alan koordinatlarını belirlemek. Bir cerrahi cilt marker kalem ile kafatası üzerinde konumunu işaretlemek. </li><li> Kemik şeffaf hale gelir ve kan damarları açıkça görülebilir kadar ilgi bölgesinden bir diş matkap yavaşça kemik kazıyın. </li><li> Dura mater zarar kaçınarak, bir neşter (# 11) ile inceltilmiş kafatasında bir pencere keserek 0.5 mm x 0.5 mm kraniotomiye olunve kan damarları. İsteğe bağlı: görünürlüğünü artırmak için cerrahi bir cilt işaretleyici kalem kullanılarak kraniotomi kenarlarını işaretleyin. </li><li> Kraniotomi kuşatan bir banyo (yani kayıt odası) oluşturmak için kuru kafatası ve daha sonra diş çimento üzerinde superglue ince bir tabaka uygulayın. </li><li> Bıyık folikül tam 5 mm kontralateral tarafta bıyıkları kırpmak. İsteğe bağlı: siyah maskara ile kesilmiş bıyıkları vurgulayın. </li></ol> 2. Juxtasomal Kayıtlar ve Biocytin Etiketleme <ol><li> 3-5 MQ direnci ile elektrotlar elde etmek ~ 1 mikron iç ucu çapı ile borosilikat cam yama pipetler olun. Not: juxtasomal kayıt için ideal bir pipet morfoloji kademeli sivrilik, düşük koni açısı ve bir ~ 1 mikron ucu (Şekil 1). </li><li> (Pial yüzeyine göre) kayıt derinliğine bağlı olarak, kayıt elektrot şev boyutları ayarlanmalıdır. Önem bu to çap kayıt alanının mekanik hasar veya stresi önlemek için beyinde giriş noktada en az 75 mikron olmalıdır konik. Nispeten derin kortikal katmanları kayıtları maksimum dış yine, 1,500-1,800 um daha uzun bir konik gerektirir ise bu yüzeysel kortikal kayıtları için, maksimum 75 um&#39;lik bir dış çapı 300-500 um&#39;lik bir şev (Şekil 1A) gerekli olduğunu gösterir (elektrot ucundan 1.800 mikron olarak) 75 mikron çapı. </li><li> Normal sıçan zil (NRR) ile yama pipet yükleyin 2% biocytin ile desteklenmiş (çözümleri ve reaktifler için bakınız Tablo 1) ve bir micromanipulator sabit bir kafa sahnede yama pipet montaj. </li><li> Özellikle sıçan S1 D2 sütun hedeflemek için sagital düzleme göre 34 ° &#39;ye kadar, elektrot tutucu açısını ayarlayın. </li><li> Köprü modunda bir amplifikatör (yani şimdiki kelepçe) için kafa sahne bağlayın. </li><li> Yama yerleştirinkraniotomi yakın pipetle. % 0.9 NaCl ile banyo doldurmak ve pozitif akım enjeksiyon (1 nA, on / off 200 msn) ile bir kare darbe uygulayarak değerlendirilen 3-5 MQ arasında olmalıdır elektrot direncini belirlemek. </li><li> Kare bakliyat (1 nA, on / off 200 msn) gibi pozitif akımı uygulanması sırasında 100-150 mbar aşırı basınç kurmak ve 1 mikron adımlarla yama pipet ilerlemek. Dura mater ile temas kurarak üzerine sağlam direnç değişimi izleyin. Bu noktada, doğru derinlik ölçümü izin vermek için &quot;sıfır&quot; için mikromanipülatör koordinatlarını ayarlayın. </li><li> Yama pipet elektrot direnci ani bir düşüş ile gösterilen dura mater girinceye kadar 1 mikron adım modunda ilerlemek. Pipet tutma basıncını çıkarın. </li><li> 1 mikron adımlarla ilerleyen süre tek birimler arayın. / Kapama bakliyat 200 msn&#39;den uygulayarak sürekli elektrot direnci izleyin. Elektrot direnci Typic bir artışmüttefiki tek bir nöron yakınlığını gösterir. Pozitif hareket potansiyelini (AP) ~ 2 mV dalga formu (Şekil 2A ve 2B) kaydedilir kadar elektrodu ilerletin. </li><li> İsteğe bağlı: nöronun kendiliğinden engelleyici desen kaydedin ve tespit bıyık-uyarılmış kaudal bir piezoelektrik cihaz 18 kullanılarak 3.3 ° &#39;lik bir açı ile 200 msn için ayrı bir bıyık saptırma, örneğin, ile spike. </li><li> Direnci 25-35 MQ ve sivri juxtasomal dolum en uygun koşulları elde etmek için 3-8 mV&#39;luk genlikleri kadar elektrot ilerlemek. Pozitif akım (1 nA, on / off 200 msn) kare bakliyat uygulayarak juxtasomal dolum başlatın. AP dalga biçimi ve frekans (Şekil 2A ve 2B) ve izleme sırasında yavaş yavaş yavaş 0.1 nA aşamaları mevcut artar. </li><li> Blok darbesi (Şekil 2C-on aşamasında AP frekans belirgin bir artış gibi, zar açıklığı Monitör </strong&gt;). Dolum sırasında başak dalga artan bir genişliğe ve indirgenmiş sonrası hiperpolarizasyonuna (Şekiller 2C ve 2D) göstermektedir. Ek parametreler artan gürültü ya da bir küçük (1-5 mV) negatif DC vardiya içerir. </li><li> Artırın veya stabil biocytin infüzyon korumak için dolum esnasında (1 nA) akımı azalır. Azaltmak veya sodyum iyonları gibi iyonların hücre dışı, aşırı akışı ile toksisite önlemek için AP frekans ani artışı üzerine akım darbeleri durdurun. Not: Her nöron etiketleme parametreleri ayrı kayıt koşullarına bağlı olarak ayarlanması gerekir akım enjeksiyon ve juxtasomal farklı yanıt olacaktır. </li><li> Yakından mevcut enjeksiyon durdurduktan sonra sinyalini izlemek. Bir dolum oturumundan sonra başak dalga genellikle genişletmiş ve güçlü bir hiperpolarizasyonuna sonra azalır gösterir. Başak dalga (orijinal özelliklerine yani varlığını döndüğünde açıktır nöron, kurtarılması için bekleyinNormal sonrası hiperpolarizasyonuna, Şekil 2). </li><li> Gelişmiş boyama kalitesi için biocytin yükünü artırmak için nöron tam iyileşme sonra oturumları doldurarak biocytin tekrarlayın. </li><li> Başak genlik hücreye herhangi bir mekanik stresi azaltmak düşene kadar 1 mikron adımlarla yama pipet geri çekin. Yakından ilgili hayvanın vücut sıcaklığının izlenmesi ve solunum sırasında hücre yayılması için biocytin için en az 1 saat bekleyin. </li></ol> 3. Hayvan perfüze ve Beyin Çıkarma <ol><li> , Perfüzyon kurulum hazırlayın durulayın, ve% 0.9 NaCl ile boru preload. </li><li> Cerrahi bir tepsi üzerinde hayvan yerleştirin ve standart etiketleme bant ile sabitleyin. Anestezi yeterli derinliği sağlamak; ayak tutam ve göz kapağı refleksleri olmalıdır. </li><li> Sadece göğüs kafesinin altında karın duvarından kesi (5-6 cm) yanal ve sternum maruz posterior-anterior yönde devam etmek için bir orta yapmak.Öne sternum çekin ve dikkatlice diyaframdan karaciğer ayrı. </li><li> Alt kaburga kesti diyafram küçük bir kesi, yapın ve kalp açığa çıkarmak için karın boşluğunun tüm uzunluğu boyunca kesik devam etmektedir. </li><li> Perikard çıkarın. </li><li> Sol ventrikül içine iğne takın ve sağ atrium bir kesi yapmak. Karaciğer soldurması tamamlanana kadar% 0.9 NaCl (~ 8 ml / dak) ile serpmek. </li><li> Ön ayaklarında tutukluk kadar% 4 paraformaldehid (PFA) için infüzyon geçin ve alt çene belirgindir. </li><li> Bir makas kullanılarak sıçan başını kesmek </li><li> Kalan boyun kaslarını kaldırmak ve tamamen kafatası maruz. </li><li> Sırt tarafında beyin sapındaki makas yerleştirin ve dorsal konumunu koruyarak, sagital sütür boyunca dikkatle kemiği kesti. </li><li> Forseps kullanarak beyin maruz sutur iki taraftan kemikleri çıkarın. Dikkatle d önlemek için dura kaldırmakermeden. </li><li> Dikkatli beynin ventral tarafında künt spatula yerleştirin ve yavaşça beyin kaldırmak. </li><li> 4 ° C&#39;de PFA tüm beyin gecede Post-fix 0.05 M fosfat tampon maddesi (PB) için beyin geçiş ve 4 ° C&#39;de saklayın </li></ol> 4. Teğet bölümlerinde Beyin dilimleme <ol><li> 0.05 M PB dışında beyin almak ve anterior bakan bir filtre kağıdı üzerine koydu. Koronal düzlem boyunca beyincik kesti ve orta sagital düzlemi boyunca keserek yarımküresini ayırmak için keskin bir jilet kullanın. </li><li> Montaj platformda superglue uygulayın ve ön sağ bakan ile sagital düzlemde sol yarımkürede monte edin. Bir vibratome üzerinde 45 ° &#39;lik bir açı ile monte platformu elde edin ve 0.05 M PB beyin daldırın. </li><li> Vibratome bir jilet güvenli ve beyin yüzeyi ile ilk temas yarımkürenin ön-arka düzlemin ortasında olduğundan emin olun. 24 100 mikron kestibölümleri ve 0.05 M PB ihtiva eden bir 24-çukurlu plaka içinde toplarlar. </li></ol> 5. Histolojik Prosedürleri <ol><li> Daha önce tarif edilen yöntemlere uygun olarak 25, sitokrom oksidaz boyama 24 ve avidin-biotin-peroksidaz yöntemi için histolojik protokolleri gerçekleştirir. İsteğe bağlı: floresan avidin / streptavidin-Alexa birleşimleri kullanılarak biocytin görselleştirmek. Bu ayrıca retrograd veya antegrad izleme teknikleri ile çift boyanmasını sağlar. </li><li> 0.05 M PB ve 3-3&#39;-diaminobenzidin tetrahidroklorid (DAB) çözümleri için bakınız Tablo 2 (katman 4 S1 (L4) in varil görselleştirmek üzere, sitokrom oksidaz boyanması için çözelti içeren hazırlanması ile yıkayın bölümleri 5 x 5 dakika reaktif). 37 ° C de 30-45 dakika için önceden ısıtılmış çözeltide pia kesitler 6-12 inkübe </li><li> 6 x 5 dakika süreyle 0.05 M PB bölümleri ile yıkayın ve% 3 H 2&#39;deki tüm bölümleri inkübe edilerek bir endojen peroksidaz etkinliğini gidermek </sub&gt; O, oda sıcaklığında (RT) 20 dakika süreyle 0.05 M PB 2. </li><li> 5 x 10 dakika için 0.05 M PB bölümleri ile yıkayın. 4 ° C de bir gece (çözümler ve reaktifler için bakınız Tablo 3) ABC-çözeltisi içinde bölümleri inkübe </li><li> 5 x 10 dakika için 0.05 M PB bölümleri ile yıkayın ve (çözümleri ve reaktifler için Tablo 4) biocytin doldurulmuş nöron görselleştirmek için DAB-solüsyon hazırlanır. Oda sıcaklığında 45-60 dakika boyunca filtre edilmiş çözelti içinde bölümleri inkübe edin. </li><li> 5 x 10 dakika için 0.05 M PB bölümleri ile yıkayın. Mikroskop slaytlar ve Mowiol ile kapak kayma (çözümleri ve reaktifler için bkz. Tablo 5) Mount bölümleri. </li><li> Işık mikroskobu kullanılarak etiketleme kalitesini belirler. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, S. P., Hestrin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-type+identity:+a+key+to+unlocking+the+function+of+neocortical+circuits.">Cell-type identity: a key to unlocking the function of neocortical circuits.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 19 (4), 415-421 (2009).</li><li>DeFelipe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+insights+into+the+classification+and+nomenclature+of+cortical+GABAergic+interneurons.">New insights into the classification and nomenclature of cortical GABAergic interneurons.</a> Nat. Rev. Neurosci. 14 (3), 202-216 (2013).</li><li>Dean, P., Porrill, J., Ekerot, C. F., Jorntell, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cerebellar+microcircuit+as+an+adaptive+filter:+experimental+and+computational+evidence.">The cerebellar microcircuit as an adaptive filter: experimental and computational evidence.</a> Nat. Rev. Neurosci. 11 (1), 30-43 (2010).</li><li>Oberlaender, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+type-specific+three-dimensional+structure+of+thalamocortical+circuits+in+a+column+of+rat+vibrissal+cortex.">Cell type-specific three-dimensional structure of thalamocortical circuits in a column of rat vibrissal cortex.</a> Cereb. Cortex. 22 (10), 2375-2391 (2012).</li><li>Dyer, M. A., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulating+proliferation+during+retinal+development.">Regulating proliferation during retinal development.</a> Nat. Rev. Neurosci. 2 (5), 333-342 (2001).</li><li>Klausberger, T., Somogyi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+diversity+and+temporal+dynamics:+the+unity+of+hippocampal+circuit+operations.">Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations.</a> Science. 321 (5885), 53-57 (2008).</li><li>Urban, N., Tripathy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroscience:+Circuits+drive+cell+diversity.">Neuroscience: Circuits drive cell diversity.</a> Nature. 488 (7411), 289-290 (2012).</li><li>Gentet, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unique+functional+properties+of+somatostatin-expressing+GABAergic+neurons+in+mouse+barrel+cortex.">Unique functional properties of somatostatin-expressing GABAergic neurons in mouse barrel cortex.</a> Nat. Neurosci. 15 (4), 607-612 (2012).</li><li>Burgalossi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcircuits+of+functionally+identified+neurons+in+the+rat+medial+entorhinal+cortex.">Microcircuits of functionally identified neurons in the rat medial entorhinal cortex.</a> Neuron. 70 (4), 773-786 (2011).</li><li>Bock, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+anatomy+and+in+vivo+physiology+of+visual+cortical+neurons.">Network anatomy and in vivo physiology of visual cortical neurons.</a> Nature. 471 (7337), 177-182 (2011).</li><li>Briggman, K. L., Helmstaedter, M., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wiring+specificity+in+the+direction-selectivity+circuit+of+the+retina.">Wiring specificity in the direction-selectivity circuit of the retina.</a> Nature. 471 (7337), 183-188 (2011).</li><li>Herfst, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Friction-based+stabilization+of+juxtacellular+recordings+in+freely+moving+rats.">Friction-based stabilization of juxtacellular recordings in freely moving rats.</a> J. Neurophysiol. 108 (2), 697-707 (2012).</li><li>Marx, M., Gunter, R. H., Hucko, W., Radnikow, G., Feldmeyer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+biocytin+labeling+and+neuronal+3D+reconstruction.">Improved biocytin labeling and neuronal 3D reconstruction.</a> Nat. Protoc. 7 (2), 394-407 (2012).</li><li>Bruno, R. M., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortex+is+driven+by+weak+but+synchronously+active+thalamocortical+synapses.">Cortex is driven by weak but synchronously active thalamocortical synapses.</a> Science. 312 (5780), 1622-1627 (2006).</li><li>Oberlaender, M., Ramirez, A., Bruno, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+experience+restructures+thalamocortical+axons+during+adulthood.">Sensory experience restructures thalamocortical axons during adulthood.</a> Neuron. 74 (4), 648-655 (2012).</li><li>Joshi, S., Hawken, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loose-patch-juxtacellular+recording+in+vivo-a+method+for+functional+characterization+and+labeling+of+neurons+in+macaque+V1.">Loose-patch-juxtacellular recording in vivo-a method for functional characterization and labeling of neurons in macaque V1.</a> J. Neurosci. Methods. 156 (1-2), 37-49 (2006).</li><li>Pinault, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+single-cell+staining+procedure+performed+in+vivo+under+electrophysiological+control:+morpho-functional+features+of+juxtacellularly+labeled+thalamic+cells+and+other+central+neurons+with+biocytin+or+Neurobiotin.">A novel single-cell staining procedure performed in vivo under electrophysiological control: morpho-functional features of juxtacellularly labeled thalamic cells and other central neurons with biocytin or Neurobiotin.</a> J. Neurosci. Methods. 65 (2), 113-136 (1996).</li><li>de Kock, C. P., Bruno, R. M., Spors, H., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer+and+cell+type+specific+suprathreshold+stimulus+representation+in+primary+somatosensory+cortex.">Layer and cell type specific suprathreshold stimulus representation in primary somatosensory cortex.</a> J. Physiol. 581 (1), 139-154 (2007).</li><li>Egger, R., Narayanan, R. T., Helmstaedter, M., de Kock, C. P., Oberlaender, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+reconstruction+and+standardization+of+the+rat+vibrissal+cortex+for+precise+registration+of+single+neuron+morphology.">3D reconstruction and standardization of the rat vibrissal cortex for precise registration of single neuron morphology.</a> PLoS Comput. Biol. 8 (12), (2012).</li><li>Oberlaender, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+axon+morphologies+of+individual+layer+5+neurons+indicate+cell+type-specific+intracortical+pathways+for+whisker+motion+and.">Three-dimensional axon morphologies of individual layer 5 neurons indicate cell type-specific intracortical pathways for whisker motion and.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (10), 4188-4193 (2011).</li><li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex.">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).</li><li>de Kock, C. P., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+frequency+action+potential+bursts+(&gt;or=+100+Hz)+in+L2/3+and+L5B+thick+tufted+neurons+in+anaesthetized+and+awake+rat+primary+somatosensory+cortex.">High frequency action potential bursts (&gt;or= 100 Hz) in L2/3 and L5B thick tufted neurons in anaesthetized and awake rat primary somatosensory cortex.</a> J. Physiol. 586 (14), 3353-3364 (2008).</li><li>de Kock, C. P., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spiking+in+primary+somatosensory+cortex+during+natural+whisking+in+awake+head-restrained+rats+is+cell-type+specific.">Spiking in primary somatosensory cortex during natural whisking in awake head-restrained rats is cell-type specific.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (38), 16446-16450 (2009).</li><li>Wong-Riley, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+the+visual+system+of+monocularly+sutured+or+enucleated+cats+demonstrable+with+cytochrome+oxidase+histochemistry.">Changes in the visual system of monocularly sutured or enucleated cats demonstrable with cytochrome oxidase histochemistry.</a> Brain Res. 171 (1), 11-28 (1979).</li><li>Horikawa, K., Armstrong, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+means+of+intracellular+labeling:+injection+of+biocytin+and+its+detection+with+avidin+conjugates.">A versatile means of intracellular labeling: injection of biocytin and its detection with avidin conjugates.</a> J. Neurosci. Methods. 25 (1), 1-11 (1988).</li><li>O'Connor, D. H., Peron, S. P., Huber, D., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+barrel+cortex+underlying+vibrissa-based+object+localization+in+mice.">Neural activity in barrel cortex underlying vibrissa-based object localization in mice.</a> Neuron. 67 (6), 1048-1061 (2010).</li><li>Veinante, P., Deschenes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+study+of+motor+cortex+projections+to+the+barrel+field+in+rats.">Single-cell study of motor cortex projections to the barrel field in rats.</a> J. Comp. Neurol. 464 (1), 98-103 (2003).</li><li>Boudewijns, Z. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+high-frequency+action+potential+spiking+in+the+prefrontal+cortex+of+awake+rats.">Layer-specific high-frequency action potential spiking in the prefrontal cortex of awake rats.</a> Front. Cell. Neurosci. 7, 99 (2013).</li><li>Oberlaender, M., Bruno, R. M., Sakmann, B., Broser, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmitted+light+brightfield+mosaic+microscopy+for+three-dimensional+tracing+of+single+neuron+morphology.">Transmitted light brightfield mosaic microscopy for three-dimensional tracing of single neuron morphology.</a> J. Biomed. Opt. 12 (6), 064029 (2007).</li><li>Boudewijns, Z. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Semi-automated+three-dimensional+reconstructions+of+individual+neurons+reveal+cell+type-specific+circuits+in+cortex.">Semi-automated three-dimensional reconstructions of individual neurons reveal cell type-specific circuits in cortex.</a> Commun. Integr. Biol. 4 (4), 486-488 (2011).</li><li>Bruno, R. M., Hahn, T. T., Wallace, D. J., de Kock, C. P., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+experience+alters+specific+branches+of+individual+corticocortical+axons+during+development.">Sensory experience alters specific branches of individual corticocortical axons during development.</a> J. Neurosci. 29 (10), 3172-3181 (2009).</li><li>Schubert, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observing+without+disturbing:+how+different+cortical+neuron+classes+represent+tactile+stimuli.">Observing without disturbing: how different cortical neuron classes represent tactile stimuli.</a> J. Physiol. 581 (1), 5 (2007).</li><li>Neumann, E., Kakorin, S., Toensing, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fundamentals+of+electroporative+delivery+of+drugs+and+genes).">Fundamentals of electroporative delivery of drugs and genes).</a> Bioelectrochem. Bioenerg. 48 (1), 3-16 (1999).</li><li>Haas, K., Sin, W. C., Javaherian, A., Li, Z., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+electroporation+for+gene+transfer+in+vivo.">Single-cell electroporation for gene transfer in vivo.</a> Neuron. 29 (3), 583-591 (2001).</li></ol>

Authros ifşa hiçbir şey yok.

Juxtasomal yöntem davranışsal koşulları karşısında tek birimlerden vivo aksiyon potansiyeli çivilenmesi kayıt sağlar (anestezi, uyanık baş-sabit veya serbestçe hareket) biocytin-etiketleme post hoc hücre tipi sınıflandırma ve / veya 3D rekonstrüksiyon için kaydedilen nöron seçeneği ile. Büyük avantajı dışı (böylece noninvaziv) yapılandırmada fizyolojik parametrelerini elde etmek için, henüz biocytin 16,17,32 ile hücre nöron etiketlemek edememek. E...

Nöronal ağ oldukça spesifik morfolojik ve fizyolojik özellikleri 1-7, özelliği çok sayıda hücre türleri, oluşur. Bunun bir sonucu olarak, tek tek hücre tipleri (bakınız örneğin Gentet et al. 8 ve Burgalossi et al. 9) ağ içinde özel görevleri yerine getirir. Biz sadece nöronal ağlarda hücre tipine özel işlevleri anlamaya başlıyor ve çok keşfedilmeyi hala. Bu amaçla, çok sayıda laboratuarlar fizyolojik parametre 1,10-15 elde edilmiş olan aynı nöronal nüfusun morfolojik özelliklerinin analizine izin deneysel yaklaşımlar uygulamaktadır. Burada, biocytin ile kaydedilen nöronun elektroporasyon ile kombinasyon halinde hücre dışı (böylece invazif olmayan) bir yapılandırmada geleneksel kumanda pipetler kullanılarak elektrofizyolojik kayıtları içerir juxtasomal etiketleme tekniği 16,17 gösterir.Bu yaklaşımın önemli bir avantajı, invaziv olmayan doğası tek nöronların aksiyon potansiyeli spike (örneğin diyaliz) hücrenin hücre içeriği değiştirmeden kaydedilir sağlar olmasıdır. Elektroporasyon ardından, juxtasomal yaklaşım yapısı (morfoloji) fonksiyonu (fizyoloji) bağlamak için post hoc hücre tanımlaması ve rekonstrüksiyon seçeneği sağlar. Tipik olarak, morfolojik yeniden omurga ve / veya bouton yoğunlukları miktarının veya elektron mikroskobu kullanılarak nm çözünürlükte nöronal morfoloji da yeniden genişletilebilir dendritik ve aksonal morfolojisi yeniden içerir. Çalışmaların çoğu, örneğin, fare ya da sıçan gibi küçük kemirgenlerde tekniği uygulanır olmasına rağmen juxtasomal kayıt tekniği, kortikal katmanları arasında türler ya da bir dizi alt kortikal bölgelerinde çeşitli hücre tiplerinin in vivo kayıtları için kullanılabilir. Bizim araştırma nöronlar kayıt ve etiketleme odaklanmıştırsıçan primer somatosensori korteks (S1) dan ve kayıtlı nöronların 18 görsel bir kimlik içerir, standart bir referans çerçevesi içinde kesin kayıt ile kombinasyon dendritik rekonstrüksiyonlar hücre tipine özel yerel karakterize etmek için kortikal ağları 4,19 ve aksonal mimarisi ayrıntılı yeniden tersine mühendislik ve uzun menzilli projeksiyon 20. hedefliyor. Uyanık baş sabit 23, ya da serbest hareket eden hayvanlar 9, alternatif bir in vivo kayıt teknikleri (hücre içi ya da bütün hücre) ile karşılaştırıldığında, juxtasomal kayıtları nispeten kararlı olan ve bu yüzden anestezi 21,22 dahil olmak üzere davranış eyalette uygulanabilir, 14, sedasyon . Biz seçim birçok preparatlar için bu tekniğin genel uygulanabilirliğe vurgulamak rağmen Burada, bir üretan ile anestezi uygulanmış sıçan S1 juxtasomal etiketleme göstermektedir.

<table><tbody><tr><td>SM-6 control system</td><td>Luigs Neumann</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LN- Mini 23 XYZ</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LN- Mini 55 Manipulatorblock X2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lynx-8 amplifier</td><td>Neuralynx</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Axoclamp-2B amplifier</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Osada model EXL-M40</td><td>Osada, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Piezoelectric device</td><td>Physik Instrumente</td><td>PL140.10</td><td></td></tr><tr><td>LabView</td><td>National Instruments, Austin, TX, USA</td><td></td><td>LabView acquisition software</td></tr><tr><td>Ntrode Virtual Instrument&amp;nbsp;</td><td>R. Bruno, Columbia Univ., NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sugi absorbent swabs</td><td>Kettenbach</td><td>30601</td><td></td></tr><tr><td>Cytochrome C from equine heart</td><td>Sigma</td><td>C2506</td><td></td></tr><tr><td>Catalase from bovine liver</td><td>Sigma</td><td>C9322</td><td></td></tr><tr><td>DAB</td><td>Sigma</td><td>D5637</td><td></td></tr><tr><td>H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Boom</td><td>7047</td><td></td></tr><tr><td>Vectastain standard ABC-kit</td><td>Vector</td><td>PK6100</td><td></td></tr><tr><td>Triton X100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma</td><td>U2500</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmachemie</td><td>45.112.110</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine</td><td>Sigma</td><td>L5647</td><td></td></tr><tr><td>Simplex rapid dental cement</td><td>Kemdent</td><td>ACR308/ACR924</td><td></td></tr><tr><td>Biocytin</td><td>Molekula</td><td>36219518</td><td></td></tr><tr><td>PFA</td><td>Merck Millipore</td><td>8187151000</td><td></td></tr><tr><td>Trizma base</td><td>Sigma</td><td>T4661</td><td></td></tr><tr><td>Mowiol 4-88</td><td>Aldrich</td><td>81381</td><td></td></tr><tr><td>Analytical grade glycerol</td><td>Fluka</td><td>49767</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>31434</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60130</td><td></td></tr><tr><td>CaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>22,350-6</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Fluka</td><td>63072</td><td></td></tr></tbody></table>

juxtasomal biocytin labeling to study the structure-function relationship of individual cortical neurons

Beyin korteksi, birlikte bir ağ olarak karar verme, duyusal kılavuzlu davranış veya bellek dahil olmak üzere birçok yüksek bilişsel işlevler sorumludur çok katmanlı ve çok farklı hücre tipleri ile karakterize edilir. Böyle karmaşık nöronal ağlar gibi görevleri gerçekleştirmek nasıl anlamak için, çok önemli bir adımdır hayvan ilgili bir bilişsel görevi gerçekleştirirken zaman tercihen, ağ içinde tek tek hücre tiplerinin işlevini (veya elektriksel aktiviteyi) belirlemektir. Ayrıca, ters kortikal ağını sağlamak için bireysel nöronların ağ ve morfolojik mimarisinin anatomik yapısını belirlemek için eşit derecede önemlidir. Bugün mevcut teknik atılımlar kaydedildi nöronları belirlenmesi post hoc değerli seçeneği ile hayvanlar davranmak, uyanık hücresel aktiviteyi kayıt izin. Burada, biz kayıt eylem potenti içerir juxtasomal biocytin etiketleme tekniği, göstermekal geleneksel yama pipetler kullanılarak dışı (ya da gevşek-yama) konfigürasyonunda spike. Juxtasomal Kayıt konfigürasyon, anestezi sedasyon, uyanık kafa sabit, ve hatta serbestçe hareket hayvanda dahil, davranışsal koşulları karşısında nispeten istikrarlı ve uygulanabilir. Bu yüzden, bu yöntem, bireysel nöronlar ve sonuçta, tüm kortikal mikrodevre yeniden hayvan davranış sırasında hücre tipi özel aksiyon potansiyeli çapalama bağlama sağlar. Bu Video yazıda, juxtasomal yapılandırmada bireysel nöronların post hoc tanımlanması ve morfolojik yeniden inşası için üretan-anestezi sıçan biocytin ile etiketlenmiş nasıl göstermektedir.

Bireysel nöronların 3D yapısı hakkında detaylı bilgi nöronal ağların örgütsel ilkelerini aydınlatılması için çok önemlidir. Bizim yöntem ve böylece post hoc nöronal sınıflandırma ve dendritik ve yüksek çözünürlükte tek nöronların aksonal mimarisinin ayrıntılı yeniden izin, in vivo hazırlanmasında yüksek kaliteli biocytin etiketleme elde etmek için bir boru hattı içerir. Juxtasomal etiketleme kalitesine bağlı olarak, nöronlar soluk çok doğru bir şekilde kay?...

Watch this Scientific Journal Video about Juxtasomal Biocytin Labeling to Study the Structure-function Relationship of Individual Cortical Neurons at JoVE.com

Juxtasomal Biocytin Labeling to Study the Structure-function Relationship of Individual Cortical Neurons

Nöronal ağların yapısını anlamak için, bireysel nöronların fonksiyonel ve morfolojik karakterizasyon bir zorunluluktur. Burada, juxtasomal biocytin dışı yapılandırmada elektrofizyolojik kayıtları etiketleme izin verir, ama hücre içi dendritik ve aksonal mimari post hoc yeniden için nöron etiket yeteneğini muhafaza göstermektedir.

Juxtasomal Biocytin Etiketleme Bireysel Kortikal nöronlar yapı-fonksiyon ilişkisi Çalışması için

The cerebral cortex is characterized by multiple layers and many distinct cell-types that together as a network are responsible for many higher cognitive ...

juxtasomal-biocytin-labeling-to-study-structure-function-relationship

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.5K Görüntüleme.  VU University Amsterdam.  Nöronal ağların yapısını anlamak için, bireysel nöronların fonksiyonel ve morfolojik karakterizasyon bir zorunluluktur. Burada, juxtasomal biocytin dışı yapılandırmada elektrofizyolojik kayıtları etiketleme izin verir, ama hücre içi dendritik ve aksonal mimari post hoc yeniden için nöron etiket yeteneğini muhafaza göstermektedir. 

Video: Juxtasomal Biocytin Labeling to Study the Structure-function Relationship of Individual Cortical Neurons

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Nörobilim

Targeted Labeling of Neurons in a Specific Functional Micro-domain of the Neocortex by Combining Intrinsic Signal and Two-photon Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, direction5-7, ocular dominance8,9 and binocular disparity9. Orientation selectivity is the most widely studied feature and a continuous map with a quasi-periodic layout for preferred orientation is present across the entire primary visual cortex10,11. Integrating the synaptic, cellular and network contributions that lead to stimulus selective responses in these functional maps requires the hybridization of imaging techniques that span sub-micron to millimeter spatial scales. With conventional intrinsic signal optical imaging, the overall layout of functional maps across the entire surface of the visual cortex can be determined12. The development of in vivo two-photon microscopy using calcium sensitive dyes enables one to determine the synaptic input arriving at individual dendritic spines13 or record activity simultaneously from hundreds of individual neuronal cell bodies6,14. Consequently, combining intrinsic signal imaging with the sub-micron spatial resolution of two-photon microscopy offers the possibility of determining exactly which dendritic segments and cells contribute to the micro-domain of any functional map in the neocortex. Here we demonstrate a high-yield method for rapidly obtaining a cortical orientation map and targeting a specific micro-domain in this functional map for labeling neurons with fluorescent dyes in a non-rodent mammal. With the same microscope used for two-photon imaging, we first generate an orientation map using intrinsic signal optical imaging. Then we show how to target a micro-domain of interest using a micropipette loaded with dye to either label a population of neuronal cell bodies or label a single neuron such that dendrites, spines and axons are visible in vivo. Our refinements over previous methods facilitate an examination of neuronal structure-function relationships with sub-cellular resolution in the framework of neocortical functional architectures.

A method is described for labeling neurons with fluorescent dyes in predetermined functional micro-domains of the neocortex. First, intrinsic signal optical imaging is used to obtain a functional map. Then two-photon microscopy is used to label and image neurons within a micro-domain of the map.

Belirli Fonksiyonel İçsel Sinyal birleştiren tarafından neokorteks Mikro-etki ve İki foton Görüntüleme nöronlar Hedefli Etiketleme

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

Beyin Dilim Biyotinilasyonu: An<em&gt; Ex Vivo</emYetişkin Nöronlar Bölge özgü Plazma Membran Protein Ticaretiyle Tedbir&gt; Yaklaşım

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Uyarı, Baş-ölçülü Sıçanların Alt-kortikal Beyin Yapıları içinde Juxtacellular İzleme ve Yerelleştirme Single Nöronlar

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

İki-Foton<em&gt; In vivo</em&gt; Bir inceltilmiş-kafatası Hazırlık kullanarak Fare Cortex dendritik dikenler Görüntüleme

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Akut Beyin Dilimleri nöronal Mikro şemalar Elektrofizyolojik ve Morfolojik Karakterizasyonu Eşleştirilmiş Patch-Kelepçe Kayıtlar Kullanma

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Immunostaining of Biocytin-filled and Processed Sections for Neurochemical Markers

Electrophysiological recordings of cells using the patch clamp technique have allowed for the identification of different neuronal types based on firing patterns. The inclusion of biocytin/neurobiotin in the recording electrode permits post-hoc recovery of morphological details, which are necessary to determine the dendritic arborization and the regions targeted by the axons of the recorded neurons. However, given the presence of morphologically similar neurons with distinct neurochemical identities and functions, immunohistochemical staining for cell-type-specific proteins is essential to definitively identify neurons. To maintain network connectivity, brain sections for physiological recordings are prepared at a thickness of 300 &#181;m or greater. However, this thickness often hinders immunohistological postprocessing due to issues with antibody penetration, necessitating the resectioning of the tissue. Resectioning of slices is a challenging art, often resulting in the loss of tissue and morphology of the cells from which electrophysiological data was obtained, rendering the data unusable. Since recovery of morphology would limit data loss and guide in the selection of neuronal markers, we have adopted a strategy of recovering cell morphology first, followed by secondary immunostaining. We introduce a practical approach to biocytin filling during physiological recordings and subsequent serial immunostaining for the recovery of morphology, followed by the restaining of sections to determine the neurochemical identity. We report that sections that were filled with biocytin, fixed with paraformaldehyde (PFA), stained, and coverslipped can be removed and restained with a second primary antibody days later. This restaining involves the removal of the coverslip, the washing of sections in a buffer solution, and the incubation of primary and secondary antibodies to reveal the neurochemical identity. The method is advantageous for eliminating data loss due to an inability to recover morphology and for narrowing down the neurochemical markers to be tested based on morphology.

This protocol presents a method for the morphological recovery of neurons patched during electrophysiological recordings using biocytin filling and subsequent immunohistochemical postprocessing. We show that thick biocytin-filled sections that were stained and coverslipped can be restained with a second primary antibody days&#160;or months later.

Nörokimyasal markerleri Biocytin dolu ve İşlenmiş Bölümler immün

Electrophysiological recordings of cells using the patch clamp technique have allowed for the identification of different neuronal types based on firing ...

Visualization of Thalamocortical Axon Branching and Synapse Formation in Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) axons form branches and synapses in specific layers of the cerebral cortex. Despite the obvious spatial correlation between axon branching and synapse formation, the causal relationship between them is poorly understood. To address this issue, we recently developed a method for simultaneous imaging of branching and synapse formation of individual TC axons in organotypic cocultures.
This protocol describes a method which consists of a combination of an organotypic coculture and electroporation. Organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex facilitate gene manipulation and observation of axonal processes, preserving characteristic structures such as laminar configuration. Two distinct plasmids encoding DsRed and EGFP-tagged synaptophysin (SYP-EGFP) were co-transfected into a small number of thalamic neurons by an electroporation technique. This method allowed us to visualize individual axonal morphologies of TC neurons and their presynaptic sites simultaneously. The method also enabled long-term observation which revealed the causal relationship between axon branching and synapse formation.

This protocol describes a method for simultaneous imaging of thalamocortical axon branching and synapse formation in organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex. Individual thalamocortical axons and their presynaptic terminals are visualized by a single cell electroporation technique with DsRed and GFP-tagged synaptophysin.

Görselleştirme Thalamocortical Axon dallanma ve sinaps oluşumunda Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Hücresel Örgütü fare yeni korteksimiz yılında büyük ölçekli üç boyutlu görüntüleme

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Biocytin Recovery and 3D Reconstructions of Filled Hippocampal CA2 Interneurons

How cortical network activity processes information is of importance to a large number of basic and clinical scientific questions. The protocol described here identifies the basic building blocks of this circuitry. The in-depth studies of cortical regions will ultimately provide other scientists with the circuit components needed for an understanding of how the brain acquires, processes and stores information and what goes wrong in disease, while the electrophysiological and morphological data are widely used by computational neuroscientists in the construction of model networks that explore information processing. The protocol outlined here describes how biocytin-filled cells recorded in the CA2 region of the hippocampus are recovered and then reconstructed in&#160;3D. Additionally, the protocol describes the demonstration of calcium binding protein or peptide content in recorded interneurons.

The protocol outlined here describes the immunofluorescence analysis, biocytin recovery and high-quality reconstructions of hippocampal CA2 interneurons following the intracellular electrophysiological recordings in vitro, allowing neuronal characterization and ultimately fine neuronal anatomy to be studied.

Biocytin kurtarma ve dolgulu hipokampal CA2 Interneurons 3D rekonstrüksiyonu

How cortical network activity processes information is of importance to a large number of basic and clinical scientific questions. The protocol described ...

Juxtasomal Biocytin Etiketleme Bireysel Kortikal nöronlar yapı-fonksiyon ilişkisi Çalışması için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir