Yazarlar Charles Nehri Almanya CD-1 farelere sağlamak için teşekkür etmek istiyorum. Ayrıca Robin Schneider ve konut farelerde destek merkezi biyolojik laboratuvar personeli teşekkür ederim. Biz nazik cömertçe araştırma imkanları ve kaynakları sağlamak için mükemmel teknik destek ve Profesör Kurt Burki Flora Nicholls teşekkür ederim.

Hayvan deneyi Kanton Veteriner Ofisi (Zürih, İsviçre) tarafından onaylandı. Konut ve deneysel işlemler İsviçre Hayvanları Koruma Kanunu uyarınca, Bilimsel Amaçlar (22 Eylül 2010 KONSEYİ AVRUPA PARLAMENTOSU VE DİREKTİFİ 2010/63/EU) İçin Kullanılan Hayvanların Korunmasına İlişkin Avrupa Direktifi ile uyumlu. 1. Pre-operatif değerlendirmeler 1.1 Fare: konut gereksinimleri, genel durumu ve sağlık izleme Bu satıcılardan teslim veya dış kemirgen koloniler transfer farelerin ameliyattan en az iki hafta önce konut tesiste gelmesi gerektiğini tavsiye edilir. Bu dönem, yeni bir çevre ve tesis özel konut koşullarına uyum sağlamak için hayvanların izin vermelidir. Fare, sosyal hayat hayvan olarak, bu adaptasyon döneminde uyumlu gruplar halinde muhafaza edilmelidir. Bireyin düzeyini izlemek içingıda ve su tüketimi, 10 gün sonra cerrahi verici implantasyonu kadar her fare 3 gün önce ameliyat tek başına ev sahipliği yapmaktadır. Telemetrik verici taşıyan farelerin kurmak için zaman çizgisi Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Bu hayvanların sağlık durumuna ve cerrahi geldiği çok önemlidir. Bu nedenle, ameliyat öncesi, hayvanlar genel durumu ile ilgili 2-3 gün boyunca günde bir kere izlenir (görünüş, duruş, spontan davranış) yanı sıra vücut ağırlığı, gıda ve su tüketimi olmalıdır. Bu veriler, genel durumu ve genel sağlık ve refah bireysel başlangıç ​​seviyelerine kurmak için bir tıbbi kayıt (genel durumu ve sağlık izleme verileri sayfasına, Tablo 1) belgelenmiştir. Hastalık ya da ameliyat öncesi genel durum bozukluğu belirtileri gösteren herhangi bir hayvan deneyi dışında olmalıdır. Ameliyattan bir gün önce 1.2 Saç kırpma Implantasyon öncesinde anim tıraş için gün,cerrahi için als, fareler saf oksijen (600 ml / dak) sevofluran (% 8) veya izofluran (% 5) küçük (8x8x8cm) Perspex bölmeye anestezi kısaca. Düzeltilmesi refleks kaybından sonra, fare odasının dışına alınır ve ön boyun ve karın saç dorsal recumbence yatan hayvan kırpılır; anestezi sevofluran% 3-4 ya da bir burun maskesi ile yaklaşık 5 dakika tutulur 600 ml / dk akış hızında saf oksijen izofluran% 1.5-3. Saç kırpma sonra, hayvanların uyandırmak için izin verilir ve daha sonra evlerine kafesine geri getirdi. 2. İmplantasyonu 2.1 Çalışma ortamı, telemetrik verici hazırlanması Implantasyonu günü verici hazırlanması ve cerrahi ile ilgili tüm prosedürleri bir cerrahi mikroskop ile donatılmış bir laminer akış kukuleta ile bir iş tezgahı üzerinde yürütülmektedir. Aseptik koşullarda otoklavlanmış aletler tarafından güvence altına alınmışveliler ve steril malzemeler ve çalışma tezgahı 7 dezenfekte. Implantasyon öncesinde, telemetrik vericileri (ETA-F10, Data Sciences International, St Paul, MN, ABD) ilk olarak hazırlanır. Kendi steril paketinden çıkardıktan sonra, vericinin yol açar implante edilebilir fare boyutu için uygun bir uzunluğu kısalır. Outbred veya kendilenmiş yetişkin farelerin çoğunda, kırmızı elektrot yaklaşık 42 mm ve yaklaşık 55 mm uzunluğunda beyaz / renksiz elektrot kısalabilir. Yalıtım tüp yol açar (duyusal) distal parçası çıkarılır: yaklaşık 20 mm boru kırmızı elektrot çıkarılır, yaklaşık 10 mm boru, beyaz / renksiz elektrot çıkarılır. Sonunda ince ipek dikişlerle (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Almanya) ile düzeltilerek her elektrot distal kısmı (boru olmadan) bir döngü oluşur. Elektrotlar hazırladıktan sonra, verici wa yerleştirilirrm steril tuzlu hayvan anestezi ve cerrahi hazırlanmış zaman implante edilebilir hazır. 2.2 Anestezi 5-10 dakika önce inhalasyon anestezi indüksiyonu midazolam (4 mg / kg) ve fentanil (0.04 mg / kg) oluşan bir karışım dolayısıyla sedasyon ve rüçhan analjezi, premedikasyon olarak subkutan yönetilmektedir. Genel inhalasyon anestezi indüksiyonu odasında hayvan yerleştirme ve uçucu anestezik ajan (% 8 veya% 5 izofluran sevofluran saf oksijen 600 ml / dak) tanıtan indüklenir. Hayvan çalışma tezgahı laminer akış kaputunun altında ve dorsal recumbence bir burun maskesi ve tüp anestezi cihazı ile donatılmış, özel olarak tasarlanmış metal plaka yerleştirilir düzeltilmesi refleks kaybı gösterir. Anestezi spontan solunum (600 ml / dk akış hızında sevofluran% 3-4 veya saf oksijen izofluran% 1.5-3) tarafından yapılmaktadır. Anestezi, hayvanın göz sırasındas merhem (A vitamini, Baush &amp; Lomb, Steinhausen, İsviçre) ile korunmaktadır. Metal plaka üzerinde yatarken hayvan, su banyosunda ısıtılmış yüzey tarafından ısıtılır (39 ° C + / -1) çalışma tezgahı. 2.3 Cerrahi Anterior boyun ve karın bölgesinde cilt% 70 etanol ile dezenfekte edilir. Alt toraks, karın orta hat boyunca bir cilt 1 - 1.5 cm uzunluğunda bir kesi yapılır. Negatif (renksiz / beyaz) kurşun küçük bir kesi (≤ 0.5 cm) boyuna yapılan boyun, toraks subkutan tünel. Cilt ve cilt altındaki dokuların elektrot tel döngü fiksasyon için alan sağlamak amacıyla hazırlanmıştır. Trakeanın sağ tarafında bulunan kaslar arasındaki tel döngü iki ince ipek dikişlerle kullanarak (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Almanya), sabittir. Boyun yara sonra (6-0 Vicryl, Ethicon, Norderstedt emilebilir dikişlerle kapatılır, Almanya) katmanlar halinde. Daha sonra karın duvarı linea alba açılır ve telemetrik vericinin vücut farenin karın boşluğuna yerleştirilir. Tel döngü pozitif elektrot (kırmızı), karaciğer ve sol üst karın bölgesi (Şekil 2) diyafram arasında bir yerde olduğunu, böyle bir şekilde ipek dikişlerle kılıç şeklinde sürecine sütüre edilir. Daha sonra, karın bölgesi, kas tabakaları, emilebilir dikişler (6-0 Vicryl, Ethicon, Norderstedt, Almanya) ile kapatılır. Karın duvarı, Sulfadoxin ve Trimethoprim bir karışımı kapatmadan önce son olarak [(sırasıyla 30 mg / kg ve 6 mg / kg; çözünmüş 1 ml serum fizyolojik (% 0.9) ve yaklaşık olarak vücut ısısı (38-39 ° C)] anti-enfektif profilaksi amaçlı karın boşluğuna enjekte edilir ve sıvı homeostazı destek olarak, karın bölgesi, cilt zımba (Hassas, 3 M Health Care, St Paul, MN, USA) ile restore. 3. Post-operatif bakım Cerrahi ve anestezi tamamlanmasından sonra, 0.1 mg / kg Buprenorfin (Temgesic Essex Chemie AG, Lucerne, İsviçre) ve 5 mg / kg meloksikam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, İsviçre), ağrı tedavisi için subkutan ve hayvanlar üzerinde sol sıcak (39 ° C + / -1) yaklaşık 2 saat kurtarmak için çalışma tezgahı yüzey. 300 mcL glikoz (% 5) ve vücut sıcaklığı ısınmış 300 mcL serum fizyolojik (% 0.9) içeren destekleyici tedavi, ağrı kesici (günde iki kez: buprenorfin, 0.1 mg / kg ve meloksikam 5 mg / kg) ile birlikte, subkutan iki kez uygulanır 4 gün için günlük. Daha fazla kurtarma desteği için,% 15 glukoz çözeltisi içeren ek bir içki şişesi ile hayvanlar sağlayarak faydalı olacaktır. Iyileşme süresi 4-10 gün boyunca, bu hayvanlar sıcak tutulması önerilir. Bu nedenle, bizim durumumuzda, farelerin bir ısınma kabine yerleştirilmiştir (30 ° C + / - 1). Gibi, genel durumu ve vücut ağırlığının izlenmesigıda ve su tüketimi gibi, ameliyat sonrası 10 gün süreyle genel sağlık durumu ve izleme veri sayfası (Tablo 1) göre, günde bir kez yapılır. İnsani uç noktaları, kurtarma ilerleme tatmin edici olmadığını, gereksiz acı ve ağrıyı önlemek için yani bir hayvanın kurban aşağıdaki koşullarda gerçekleştirilmektedir: <ol class="lroman"><li> Genel durumu kötü, hayvan (dokunulmaz / itiliyor sonra hiçbir hareket) büyük ölçüde kayıtsız ve yani kendi vücut yüzey ısınma rağmen soğuk hissediyor, hayvan hemen euthanatized olmalıdır. </li><li> 4. günde verici implantasyon sonra, hayvan, apati açık belirtileri gösteriyorsa, son derece agresif ya da herhangi bir gıda alımı göstermez, hemen euthanatized olmalıdır. </li><li> 8. günde verici implantasyonu sonrası, hayvanın vücut ağırlığı, post-operatif önceki gün kıyasla belirgin bir artış görüntülemek için vardır . Ayrıca, l tüketmek zorundadoğu, pre-operatif günlük besin alımının% 80. Eğer bu koşullardan biri karşılanmazsa, hayvan hemen euthanatized olmalıdır. </li></ol> 10 gün sonra implantasyon, hayvan, standart konut koşullar altında hayvan odasına geri aktarılır. Fare, sosyal etkileşim izin ve salt sonraki deneyler 8, 9 önemli etkileri vardır, bireysel konut, uzun vadeli olumsuz etkilerini önlemek için uyumlu gruplar içinde yer olmalıdır. Fare verici implantasyon sonrası ilk deney yapılmış ve veri toplama başlar önce, en az 4 hafta nekahat dönemi olmalıdır. 4. Veri toplama Veri toplama vericisi açık durumda bunun üzerine, bir mıknatıs ile hayvan dokunarak başlatılır. Dataquest ART Yazılım (Data Sciences International, St Paul, MN, ABD), tespiti, toplanması, analizi ve gr koordinatlarıbir veya daha fazla hayvan sinyalleri aphical sunum (dalga formları şeklinde). Toplama programı dönüştürücüler ve alıcıları bir Veri Değişimi Matrix (Veri Bilimler International) aracılığıyla bilgisayara gönderilen veri sinyalleri toplar. Bu program ya sürekli, düzenli aralıklarla veya örnek zaman belirli bir süre için veri toplamak ve bilgisayarın sabit disk üzerindeki verileri kaydetmek. Yaydığı sinyal aralığı ve kaliteli malzeme kafes yapısı ve çevre ekipmanları (örneğin, metal vs, plastik) güçlü bir şekilde bağlı olarak, örneğin altında, alıcı plaka, mümkün olduğu kadar hayvan yakın olarak yerleştirilir. hayvanların kafes veya deneysel alanda, örneğin, laboratuar tezgah ya da koşu bandı üzerinde. Bu kayıt ve veri iletim sisteminin doğru yapılandırma sürekli örnekleme modunda gerçek zamanlı ölçümler kısa bir inceleme yaparak kontrol edilmesi tavsiye edilir. Veriler toplanmış ve kaydedildikten sonra, bunlar komplo olabilirTed, listelenen ve farklı parametreler analiz programını kullanarak çeşitli için analiz. Kayıt sistemi (örneğin örnekleme modus tanımlayan) ve analiz yazılımı (örneğin kalp hızı değişkenliği parametreleri, EKG / biyopotansiyel eğrileri kurulan PQ aralığı ve QT aralığı) yapılandırma Detayları üreticinin kılavuzları bulunabilir. Telemetrik veri toplama ve yorumlama için yararlı biyometrik planlama ve istatistik yöntemleri için değerli ipuçları başka 3 yayınlanır. 5. Temsilcisi Sonuçlar: Açıklanan prosedür genel bir şeması Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Kalp Biyopotansiyellerin (tek-EKG) elde etmek için elektrot konumu da dahil olmak üzere implante vericinin konumu, Şekil 2&#39;de gösterilmiştir. Kısa vadeli biyopotansiyel eğrileri (tek-lead EKG) ve uzun vadeli kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve bireysel lokomotor aktivite kayıtları ham veri örneklerifareler, sırasıyla Şekil 3 ve Şekil 4 de verilmiştir. Şekil 5, bir deney sonucunda farelerin gruplar halinde uzun süreli ölçümler yayınlanan veri bir örnek verir. Birçok diğer parametreler Biyopotansiyellerin eğrileri kurulabilir. Kalp hızı değişkenliği parametreleri 5, QT aralığı ve PQ aralığı 10 sunum örnekleri, 11 yerde yayımlanmamış. Tablo 1. Genel durum ve sağlık izleme verileri sac <a href="http://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/3260/3260ConditionMonitoringDataSheet.doc">levha indirmek için buraya tıklayın.</a> Bu şablon, bireysel bir fare genel sağlık durumu ve izlenmesini kolaylaştırır . 3 gün boyunca günde bir kere bir hayvan görünüşü, duruşu, ve spontan davranışlar yanı sıra, vücut ağırlığının belirlenmesi, ve yiyecek ve su tüketimi Temel muayene implantasyon cerrahisinde önce kurulmuş olmalıdır. Elde edilen başlangıçtaki tayin Karşılaştırılmasıameliyattan sonra 10 gün boyunca günlük post-operatif iyileşme ilerleyişini değerlendirmek için hizmet vermektedir. Buna ek olarak, post-operatif bakım ve ağrı tedavisi iyi bir tıbbi kayıt formunda belgelenmiştir. Insani uç noktaları ile ilgili talimatlar, bir fare, hayvan, implantasyon sonrası hızlı iyileşme için kriterlere uymuyorsa, gereksiz ağrı ve acı önlemek için kurban gerekip gerekmediğini kararları kolaylaştırmak amacıyla verilmiştir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig1.jpg" /> Şekil 1: telemetrik verici taşıyan farelerin oluşturulması için programlayın. Kronolojik sırayla bir fare deneyleri ve veri toplama için kullanılabilir olduğu zaman noktalarını gösteren bir verici implantasyon ilişkin usul. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig2.jpg" /> Şekil 2 implante telemet Radyografi / kroki gösteren konumury verici. Vericinin vücut, karın boşluğuna yerleştirilmiş. Olumlu kurşun tel bir halka haline getirilir ve kılıç şeklinde dikişlerle süreci için sabittir. Negatif kurşun boyun toraks subkutan tünelli ve kaslar arasında doğrudan trakea sonraki bir tel döngü olarak sabittir. Grafisinde Laboratuvar Hayvanları 9 yazarların önceki yayın alınır. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig3.jpg" /> Şekil 3 Biyopotansiyel eğrileri. Bilinçli bir fare ve sevofluran ile inhalasyon anestezi altında aynı hayvanın tek-EKG eğrilerinin ham çıktısı. Kalp hızı telemetri sistemi tarafından otomatik olarak hesaplanır. Anestezi altında kaydedilen 3-ikinci sıra kalp hızı 440 bpm gösterir. Bilinçli fare kaydedilen eğrisi modu sırasında kalp hızı için beklenen aralık içinde düşer 660 bpm, kalp oranını gösterir, damat ya da yemek gibi oranı fiziksel aktiviteler. Biyopotansiyel / tek-lead EKG eğrileri, kalp hızı değişkenliği parametreleri, interbeat aralık ve PQ ve QT aralıkları itibaren üretici yazılım kullanımı ile kurulabilir. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig4.jpg" /> Şekil 4, sağlıklı ve hastalıklı farelerde uzun süreli ölçümler Ham veri . Fareler, erkek ya da deneysel prosedürleri herhangi bir rahatsızlık olmadan, tek tek evlerine kafes yerleştirilmiştir kalp hızı (atım), çekirdek vücut ısısı (° C) ve lokomotor aktivite (sayısı) olarak ölçülür. Kalp hızı 30 saniye (örnekleme frekansı 1000 Hz) her 5 dakikada bir kaydedilir. Çekirdek vücut ısısı, her 5 dakika 10 saniye için örneklenir. Lokomotor aktivite sürekli olarak 5 dakikalık aralıklarla kaydedilir ve saklanır. Beş dakikalık bir veri noktaları, 6,5 gün boyunca izlenmektedir. Telemetrik ölçümler farklı üç fareler kaydedilir.bedensel koşulları. Sağlıklı fare fizyolojik değerleri ve karanlık (gece) aşamasında lokomotor aktivite davranış normal bir artış ile net bir sirkadiyen ritim gösterir. Buna karşılık, majör cerrahi girişim sonrasında, kalp hızı özellikle gün ışığı aşamasında artar ve lokomotor aktivite depresif. Üçüncü fare basık görünen kronik tümör hastalığı, kalp hızı ve çekirdek vücut ısısı, sirkadiyen ritim muzdaripti ve lokomotor aktivite azalır. , Kalp atım hızı ölçümleri Temsilcisi veri (normal değerler ve majör cerrahi sonrası) 12 ALTEX yazarların önceki yayın alınır . <img alt="Şekil 5" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig5.jpg" /> Şekil 5. Örnek bir deney sonrası uzun dönem telemetri ölçümleri sonuçlarının sunumu. Rakam 1 Laboratuvar Hayvanları yazarların önceki yayın alınır. Örnek bir deney, 50 dakika isofl olarakurane veya sevofluran anestezi yapıldı. Hayvanların sonra kalp atış hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite anesteziklerin uzun vadeli etkileri uyanık karşılaştırıldı. Kullanarak 16 verici implante hayvanlar tek ev sahipliği yapmaktadır ve evlerinde kafeslerde özgürce dolaşmak için izin iken fareler, telemetri verileri anestezi başına sekiz fare kaydedildi. , Uzun vadeli postanesthetic etkileri analizi için, fareler özellikle geceleri aktif olan değerler 24 saatlik döngüsü sırasında büyük ölçüde değişebilir dikkate aldı. Bu nedenle, her bir hayvan için telemetrik değerleri araçlarının gece (12 saat karanlık) ve gün (12 saat ışık) aşamaları için ayrı ayrı hesaplandı. Bireyin normal değerlerin üç gün önce anestezi anlamına gelir hesaplanırken kuruldu. Anestezi sonrası her gün için, koyu ve açık faz ortalama delta değerleri bireyin normal değerleri ile karşılaştırıldı. Bu nedenle, delta değerleri (önceden kurulmuş normal değerlerden sapma temsililgili 12 saat gece ve gündüz süresi) anestezi. Sütunlar sekiz farelerden alınan ortalama temsil eder; barlar standart sapma gösterir. Asteriskler önemi göstermektedir P ≤ 0.05 (normal değerleri ile anestezi sonrası dört gün her grup ortalamalarının karşılaştırılması için tek yönlü varyans analizi).

<ol>
	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Radiotelemetry geleneksel yöntemlerle biyomedikal araştırma fizyolojik parametrelerin ölçümü için güçlü bir alternatif. Implante edilebilir vericiler, alıcılar ve veri toplama ve analizi, donanım ve yazılım oluşan Yüksek kaliteli telemetri sistemleri, fare gibi küçük hayvanlar için bile, artık ticari olarak mevcuttur. Telemetri dizginlenmemiş bir veri toplama için şu anda sadece teknik, serbestçe hareket eden fareler temsil eder. Bu yöntemi kullanarak, bu verileri sürekli ve / veya daha uzun süre için böylece hayvanların ve buna bağlı olarak deneysel eserler için stresi en aza indirerek, kendi tanıdık bir ortamda yaşayan hayvanlardan elde toplamak mümkündür. Yol açar formu ve konumunu bile hızlı hareketler sırasında (örneğin, mücadele eden, çalışan, mücadele) ya da dik bir duruş 9 sinyalleri elde etmek için optimize edilmiştir. Böylece, hassas ölçümler, örneğin anestezi, stres sırasında, deney sırasında elde edilebilircuttur, enfeksiyon deneyler, ve diğer birçok deneysel durumlar sırasında, davranışsal deneyler sırasında, bir koşu bandı üzerinde çalışırken. Ancak, güvenilir, tekrarlanabilir ve artifakı ücretsiz veri elde etmek amacıyla, çevresel etkiler dışlamak için çok önemli ve biz standart koşulların önemine özellikle dikkat çekmek. Bu farelerin özellikle hassas olan ultrasonik ses de dahil olmak üzere elektronik ve akustik gürültü, oda izole olduğunu tavsiye edilir. Ölçümleri yaparken ek olarak, ziyaretçi ya da ilgisiz deneysel yöntemler gibi bozuklukları, izin olmalıdır. Etkiler (özellikle de ev kafes ölçümleri durumda) girişimi önlemek için, gerekli tüm hayvancılık prosedürleri her bir ölçüm başlamadan önce oda tamamlanmış olmalıdır. Buna ek olarak, konut fareler özellikle erkek grupları içinde kullanılır veya ayrı ayrı ölçümler üzerinde bir etkisi olabilir ve ne zaman pla dikkate alınmalıdırnning deneyler 9. Ayrıca, farelerin gizli ya da belirgin enfeksiyonları gibi hastalıkları veya herhangi bir diğer sağlık bozuklukları beri, fizyolojik parametreleri ve aktivite davranışı üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir, fare patojenler sağlıklı ve ücretsiz olmalıdır. Buna göre, fare, implantasyon sonrası tamamen iyileşir ve herhangi bir deney başlamadan önce vericiyi taşıyan uyum için yeterli zaman verilmelidir. Farelerde radiotelemetry veri toplama, telemetri vericisi ön cerrahi implantasyon gerektirir. Bu doku travması ve sonraki ağrı ve rahatsızlığı en aza indirmek için sadece cerrahi becerilere sahip eğitilmiş personel tarafından yapılmalıdır. (Mikro) temel ya da gelişmiş bir cerrahi beceri tutarak deneyciler için prosedürler oluşturmalı ve özelliklerini aşina olmak için eğitim implantlar (örneğin, üretici tarafından sağlanan taklitleri) kullanarak taze fare kadavra ilk denemeler yapılması tavsiye edilir Bu türameliyat. Böyle bir eğitimden sonra, en deneyci başarı ile vericilerin bu tip implant ve birkaç implantasyonu sonra faydalı bir yeterlik ulaşacağını yeteneğine sahip olacaktır. Mikrobiyolojik yükü ve düşük enfeksiyonları riskini tutmak için ameliyat sırasında aseptik koşullarda muhafaza edilmelidir. Ancak, özel, bazı farelerde kısırlık çatışan koşulları (örneğin, aşırı saç kırpma ve dezenfeksiyon soğutma etkisi, yaraları bandaj korumak için pratik olmama) nedeniyle tam kısırlıktan sağlanabilir. Bu nedenle, anti-enfektif profilaksi implantasyonu sırasında yönetilmektedir. Peki analjezik tedavi ve açıkça tanımlanmış bir izleme planının yanı sıra önemli bir rol oynamak yeterli post-operatif bakım, deney tatmin edici bir sonuç uyarlanmıştır. Genel olarak, farelerde telemetrik verici cerrahi implantasyon hayvan için stresli olacak. Özellikle, eğer spec genetik modifikasyonIFIC fare hatları fenotipi etkiler ve sonra implantasyon bir risk olabilir hayvanların bedensel durumu, peri-operatif zaman çerçevesi komplikasyonlar ve artan ölüm oranları bozar. Gereksiz acı önlemek için, deney yetersiz kurtarma veya uzun süreli nekahat dönemi sergileyen bireyler yayımlanan ve can çekişen bir sahne ulaşan önce kurban olmalıdır. Bu amaçla, bir veri sayfası (Tablo 1: genel sağlık durumu ve izleme veri sayfası) kritik semptomların sistematik olarak izlenmesi kolaylaştırmak ve insani uç noktaları önerilerde bulunmak kurulmuştur. Böylece, geri kazanımı, ilgili makamlara ve hayvan deneyleri ile (örneğin sorumlu hayvan refahı organları şeffaf bu metodoloji (yani implantasyon prosedürü ve ameliyat sonrası iyileşme) yürütülmesi yapan bir tıbbi kayıt veya bir laboratuar dergi, stil belgelenmiştir IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

Laboratuvar faresi, akademik alanda ve ilaç endüstrisi hem de en biyomedikal araştırmalar için tercih hayvan türleri,. Fareler ve evi nispeten kolay yönetilebilir bir boyutu vardır. Bu faktörler, kendiliğinden ve deneysel olarak mutant bir zenginlik durumu ile birlikte, ideal araştırma alanlarında geniş bir yelpazede uygun laboratuar farelerine olun. Laboratuvar hayvanlarında dolaşım sistemi ile ilgili parametrelerin doğru ölçümü, kalp-damar, farmakolojik ve toksikolojik araştırma, genellikle gereklidir. Elektrokardiyogram (EKG) kayıtları, kalp hızı, kalp hızı değişkenliğini ve PQ ve QT süresi belirlenmesi dayanmaktadır. Ancak, bile ölçülü, gergin ya da sensörleri ve kurşun telleri bağlamak gerektiren geleneksel ölçüm teknikleri kullanarak, güvenilir EKG eğrileri yanı sıra farelerde çekirdek vücut sıcaklığı gibi fizyolojik verilerin elde edilmesi zor olabiliraesthetized hayvan. Bu şekilde elde edilen veriler, kısıtlama ve anestezi, fizyolojik parametrelere 1, 2 büyük bir artefakt etkisi olduğu bilinmektedir olarak dikkatle yorumlanması gerekir . Radiotelemetry bilinçli ve zincirlenmemiş hayvanların alınacak veri sağlar. Ölçümler bile serbestçe hareket eden hayvanlar olarak yapılan hayvan yakınlığı araştırmacı gerektirmeden olabilir. Böylece, bilinen eserler kaynakları kaçınılması, doğru ve güvenilir ölçümler emin. Bu metodoloji de böylece laboratuvar hayvanlarında 3, 4, fizyolojik parametrelerin izlenmesi en insancıl bir yöntem, bu teknoloji render kullanılan hayvanların sayısını azaltarak, interanimal değişkenliği azaltır. Sabit gelişmeler veri toplama teknolojisi ve implant minyatürleştirme uzun p üzerinde sürekli ve gerçek zamanlı olarak fizyolojik parametreleri ve lokomotor aktivite kaydetmek için artık mümkün olduğu anlamınasaat, gün ya da hafta 3, 5 gibi eriods. İşte, biz çekirdek vücut ısısı, kalp hızı, kalp hızı değişkenliği, ve PQ ve QT aralıkları olabilir, lokomotor aktivite ve biyopotansiyel (yani onelead EKG), sürekli ölçümler için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericisi implantasyonu için cerrahi teknik tarif freeroaming, zincirlenmemiş farelerde kurulmuştur. Ayrıca ameliyat öncesi prosedürler ve post-operatif yoğun bakım ve ağrı tedavisi kurtarma geliştirmek için protokolleri mevcut, refah ve implante edilen farelerde 5, 6 sağkalım oranları.

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Biyopotansiyel sürekli ölçümü için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericileri implantasyonu için cerrahi tekniği (tek-lead EKG), serbestçe hareket eden farelerde kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite gösterilmiştir. Öneriler ve kurtarma iyileştirilmesi, post-operatif bakım ve ağrı kesici protokolleri, refahı ve hayatta kalma oranı da sunulmaktadır.

EKG, Nabız, Core Vücut Sıcaklığı ve Serbest hareket eden Laboratuar Fare Etkinlik Veri Verimli Radiotelemetry Vericiler implantasyonu

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

implantation-radiotelemetry-transmitters-yielding-data-on-ecg-heart

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

40.5K Görüntüleme.  University Hospital Zurich. Biyopotansiyel sürekli ölçümü için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericileri implantasyonu için cerrahi tekniği (tek-lead EKG), serbestçe hareket eden farelerde kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite gösterilmiştir. Öneriler ve kurtarma iyileştirilmesi, post-operatif bakım ve ağrı kesici protokolleri, refahı ve hayatta kalma oranı da sunulmaktadır.

Video: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable electroencephalography (EEG) radiotelemetry or tether system approaches. Pharmacologically, hippocampal theta is heterogeneous (see dualistic theory) and can be differentiated into type I and type II theta. These individual EEG subtypes are related to specific cognitive and behavioral states, such as arousal, exploration, learning and memory, higher integrative functions, etc. In neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#39;s, structural and functional alterations of the septohippocampal system can result in impaired theta activity/oscillations. A standard quantitative analysis of the hippocampal EEG includes a Fast-Fourier-Transformation (FFT)-based frequency analysis. However, this procedure does not provide details about theta activity in general and highly-organized theta oscillations in particular. In order to obtain detailed information on highly-organized theta oscillations in the hippocampus, we have developed a new analytical approach. This approach allows for time- and cost-effective quantification of the duration of highly-organized theta oscillations and their frequency characteristics.

Theta activity in the hippocampus is related to specific cognitive and behavioral stages. Here, we describe an analytical method to detect highly-organized theta oscillations within the hippocampus using a time-frequency (i.e., wavelet analysis)-based approach.

Fare EEG yüksek Organize Teta Titreşim Otomatik Algılama

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable ...

Davranış

Automated, Long-term Behavioral Assay for Cognitive Functions in Multiple Genetic Models of Alzheimer's Disease, Using IntelliCage

Multiple factors&#8212;such as aging and genes&#8212;are frequently associated with cognitive decline. Genetically modified mouse models of cognitive decline, such as Alzheimer&#39;s disease (AD), have become a promising tool to elucidate the underlying mechanisms and promote the therapeutic advances. An important step is the validation and characterization of expected behavioral abnormality in the models, in the case of AD, cognitive decline. The long-term behavioral investigations of laboratory animals to study the effect of aging demand substantial efforts from researchers. The IntelliCage system is a high-throughput and cost-effective test battery for mice that eliminates the need for daily human handling. Here, we describe how the system is utilized in the long-term phenotyping of a genetic Alzheimer&#39;s disease model, specifically focusing on the cognitive functions. The experiment employs repeated battery of tests that assess spatial learning and executive functions. This cost-effective age-dependent phenotyping allows us to identify the transient and/or permanent effects of genes on various cognitive aspects.

This paper describes a protocol for cognitive assessments for genetic models of the Alzheimer&#39;s disease using the IntelliCage system, which is a high throughput automated behavioral monitoring system with operant conditioning.

Otomatik, Alzheimer hastalığının IntelliCage kullanarak, birden çok genetik modellerinde bilişsel işlevler için uzun vadeli davranış tahlil

Multiple factors&#8212;such as aging and genes&#8212;are frequently associated with cognitive decline. Genetically modified mouse models of cognitive ...

Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although the surface ECG is utilized for short-term measurements of waveform intervals, it is not practical for long-term studies of heart rate variability or the capture of rare episodes of arrhythmias. Implantable ECG telemeters offer the advantages of simple surgical implantation, long-term recording of electrograms in ambulatory mice, and scalability with simultaneous recordings of multiple animals. Here, we present a step-by-step guide to the implantation of telemeters for ambulatory ECG recording in mice. Careful adherence to aseptic technique is required for favorable survival results with the possibility of implantation and recording from weeks to months. Thus, implantable ECG telemetry is a valuable tool for detection of critical information on cardiac electrophysiology in ambulatory animal models such as the mouse. 

Telemetric ECG has emerged as an essential tool in evaluating animal models for cardiac arrhythmias and sudden cardiac death. Here, we present a stepwise guide to telemetric ECG recordings for application in long-term ambulatory ECG monitoring in mice.

Farelerde ambulatuvar EKG Kaydı

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Biyoloji

Measuring Skeletal Muscle Thermogenesis in Mice and Rats

Skeletal muscle thermogenesis provides a potential avenue for better understanding metabolic homeostasis and the mechanisms underlying energy expenditure. Surprisingly little evidence is available to link the neural, myocellular, and molecular mechanisms of thermogenesis directly to measurable changes in muscle temperature. This paper describes a method in which temperature transponders are utilized to retrieve direct measurements of mouse and rat skeletal muscle temperature.
Remote transponders are surgically implanted within the muscle of mice and rats, and the animals are given time to recover. Mice and rats must then be repeatedly habituated to the testing environment and procedure. Changes in muscle temperature are measured in response to pharmacological or contextual stimuli in the home cage. Muscle temperature can also be measured during prescribed physical activity (i.e., treadmill walking at a constant speed) to factor out changes in activity as contributors to the changes in muscle temperature induced by these stimuli.
This method has been successfully used to elucidate mechanisms underlying muscle thermogenic control at the level of the brain, sympathetic nervous system, and skeletal muscle. Provided are demonstrations of this success using predator odor (PO; ferret odor) as a contextual stimulus and injections of oxytocin (Oxt) as a pharmacological stimulus, where predator odor induces muscle thermogenesis, and Oxt suppresses muscle temperature. Thus, these datasets display the efficacy of this method in detecting rapid changes in muscle temperature.

Mice and rats are surgically implanted with remote temperature transponders and then habituated to the testing environment and procedure. Changes in muscle temperature are measured in response to pharmacological or contextual stimuli in the home cage or during prescribed physical activity (i.e., treadmill walking at a constant speed).

Farelerde ve Sıçanlarda İskelet Kas Termogenezinin Ölçülmesi

Skeletal muscle thermogenesis provides a potential avenue for better understanding metabolic homeostasis and the mechanisms underlying energy expenditure. ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Rahim içi Telemetri Fare Kontraktil Basıncını Ölçmek<em&gt; İn Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Tıp

Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Many progressive neurologic diseases in humans, such as epilepsy, require pre-clinical animal models that slowly develop the disease in order to test interventions at various stages of the disease process. These animal models are particularly difficult to implement in immature rodents, a classic model organism for laboratory study of these disorders. Recording continuous EEG in young animal models of seizures and other neurological disorders presents a technical challenge due to the small physical size of young rodents and their dependence on the dam prior to weaning. Therefore, there is not only a clear need for improving pre-clinical research that will better identify those therapies suitable for translation to the clinic but also a need for new devices capable of recording continuous EEG in immature rodents. Here, we describe the technology behind and demonstrate the use of a novel miniature telemetry system, specifically engineered for use in immature rats or mice, which is also effective for use in adult animals.

Here we demonstrate the use of a wireless enabling technology for electroencephalogram (EEG) in neonatal rodent models of human disease. With telemetry, there are no encumbering connections, thus allowing natural behaviors.

Epoch Kablosuz Verici Sisteminin Kullanılması İnsan Hastalığı Küçük Kemirgen Modelleri Uzun süreli Sürekli EEG İzleme

Many progressive neurologic diseases in humans, such as epilepsy, require pre-clinical animal models that slowly develop the disease in order to test ...

Nörobilim

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Sigara frenleyici EEG Radiotelemetry: Epidural ve Derin İntraserebral Stereotaksik EEG Elektrot Yerleştirme

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. Indeed, research focusing on the discovery of new potential therapeutic targets using genetically altered mice requires a reliable, long-term assessment of the systemic arterial pressure variation. Currently, the gold standard for obtaining long-term measurements of blood pressure in ambulatory mice uses implantable radio-transmitters, which require&#160;artery cannulation. This technique eliminates the need for tethering, restraining, or anesthetizing the animals which introduce stress and artifacts during data sampling. However, arterial blood pressure monitoring in mice via catheterization can be rather challenging due to the small size of the arteries. Here we present a step-by-step guide to illustrate the crucial key passages for a successful subcutaneous implantation of radio-transmitters and carotid artery cannulation in mice. We also include examples of long-term blood pressure activity taken from freely moving mice after a period of post-surgery recovery. Following this procedure will allow reliable direct blood pressure recordings from multiple animals simultaneously.

The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

Telemetri kullanarak Serbestçe Hareketli Fare Uzun süreli Tansiyon Ölçümü

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status epilepticus (SE) is frequently selected to recapitulate spontaneous recurrent seizures (SRS). Here we present a protocol of SE induction by intraperitoneal (i.p.) injection of pilocarpine and monitoring of chronic recurring seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram (EEG) system. We demonstrated notable behavioral changes that need attention after pilocarpine injection and their correlation with hippocampal neuronal loss at 7 days and 6 weeks post-pilocarpine. We also describe the experimental procedures of electrode implantation for video and EEG recording, and analysis of the frequency and duration of chronic recurrent seizures. Finally, we discuss the possible reasons why the expected results are not achieved in each case. This provides a basic overview of modeling chronic epilepsy in mice and guidelines for troubleshooting. We believe this protocol can serve as a baseline for suitable models of chronic epilepsy and epileptogenesis.

This manuscript describes a method of inducing status epilepticus by systemic pilocarpine injection and of monitoring spontaneous recurrent seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram system. This protocol can be utilized for studying the pathophysiologic mechanisms of chronic epilepsy, epileptogenesis, and acute seizures.

Temporal LOB epilepsi ve EEG farelerde Radiotelemetry sistemini kullanarak izleme Pilokarpin modeli

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...

Real-Time Electrocardiogram Monitoring During Treadmill Training in Mice

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. However, in certain cardiac diseases such as inherited arrhythmia syndromes, e.g., arrhythmogenic cardiomyopathy (ACM) or myocarditis, physical exercise may have negative effects on the heart leading to a proarrhythmogenic substrate production. Currently, the underlying molecular mechanisms of exercise-related proarrhythmogenic remodeling are largely unknown, thus it remains unclear which frequency, duration, and intensity of exercise can be considered safe in the context of disease(s).
The proposed method allows to study proarrhythmic/antiarrhythmic effects of physical exercise by combining treadmill training with real-time monitoring of the ECG. Implantable telemetry devices are used to continuously record the ECG of freely moving mice over a period of up to 3 months both at rest and during treadmill training. Data acquisition software with its analysis modules is used to analyze basic ECG parameters such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration at rest, during and after training. Furthermore, heart rate variability (HRV) parameters and occurrence of arrhythmias are evaluated. In brief, this manuscript describes a step-by-step approach to experimentally explore exercise induced effects on cardiac electrophysiology, including potential proarrhythmogenic remodeling in mouse models.

Electrocardiogram (ECG) is the key variable to understanding cardiac electrophysiology. Physical exercise has beneficial effects but may also be harmful in the context of cardiovascular diseases. This manuscript provides a method of recording real-time ECG during exercise, which can serve to investigate its effects on cardiac electrophysiology in mice.

Farelerde koşu bandı eğitimi sırasında gerçek zamanlı elektrokardiyogram izleme

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. ...