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Todos os estudos foram concluídos em conformidade com diretrizes regulatórias e institucionais. Os aspectos animais deste estudo foram avaliados pelo Programa de Uso de Animais Kent Scientific Corporation, aprovado pelo Comitê de Cuidado e Uso da Purdue Animal (PACUC), e realizada de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório 22. Nota: O sistema de anestesia digital de baixo fluxo utilizado neste protocolo é equipado com um oxímetro de pulso integrado. 1. Configuração do Sistema de anestesia com baixo fluxo com Oxímetro de Pulso Integrado <ol><li> Para entrega isoflurano <ol><li> Selecione uma fonte de gás de transporte. Para utilizar a bomba de ar interna, desapertar Inlet Porto na parte traseira, permitindo que a bomba interna ao ar ambiente ingestão. </li><li> Ligue canister de carvão vegetal para esgotar porto. </li><li> Ligue o adaptador Y à frente do baixo fluxo, sistema de anestesia digital. Use os clipes codificados por cores para conectar os ramos brancos para tele cone do nariz, e ramos azuis à câmara de indução. </li><li> Fechar grampos clipe branco e clip azul aberto grampos para direcionar o fluxo de ar para a câmara. </li><li> Escolha de 2 ml de uma seringa. </li></ol></li><li> Para o monitoramento fisiológico, Usando o Oxímetro de Pulso Integrado <ol><li> Ligue o sensor pata oxímetro de pulso à porta na parte de trás do sistema de anestesia com baixo fluxo, identificado como &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Definir as configurações <ol><li> para anestesia <ol><li> Ligue o sistema de anestesia, e acessar o menu Set Up. Prima SET UP para aceder a Menu Principal&gt; Anestesia&gt; Configuração em vermelho. </li><li> Escolha do agente anestésico. Prima Set Up para realçar Tipo Anest em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar isoflurano. </li><li> Defina o tamanho da seringa. Prima SET UP para destacar Syr Size. Use as setas para cima e para baixo para selecionar uma seringa de 2 ml. </li><li> Defina a posição vazia. Prima SET UP para highlight conjunto vazio no vermelho. Garantir seringa de vidro vazio, totalmente pressionado na seringa de retenção do bloco, colocando a seringa de modo que a seringa exploração braçadeira está assentado sobre o colar de metal da seringa. Pressione as setas para cima ou para baixo para mover o Pusher Bloco de modo que o Pusher Bloco faz contato leve com a parte superior do êmbolo da seringa. Pressione SELECT para definir a posição vazia. </li><li> Prima SET UP para destacar Remover em vermelho. Retire a seringa e encher a seringa com isoflurano usando o adaptador parte superior do frasco. </li><li> Ligar a seringa ao sistema de anestesia. </li><li> Primeiro o tubo anestésico. Prima SET UP para destacar Tubo Prime em vermelho. Pressione para baixo até o anestésico viaja através da seringa e para dentro do acessório preto no bloco vaporizador. </li><li> Ativar anestesia. Prima SET UP para destacar Ativar em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Sim. Imprensa Run / Voltar para voltar ao menu principal. </li><li> Seleccione a umafornecimento de ir e volume minuto. Prima Set Up para destacar Air Supply em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Bomba interna. Prima SET UP para destacar Vol Minuto em vermelho. Ajustar a taxa de fluxo de 250 ml / min. </li></ol></li><li> Para Monitoring Physiological <ol><li> Defina a frequência cardíaca mínima detectada para Mouse (240). Prima SET UP para aceder a Menu Principal&gt; MouseStat. Use cima e para baixo setas para definir a frequência cardíaca mínima. </li></ol></li></ol> 3. Comece a entrega de Anestesia <ol><li> Induzir o Rato <ol><li> Imprensa Run / Voltar duas vezes para entrar no modo de funcionamento e começar o fluxo de ar. </li><li> Posicione o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o botão Concentração anestésico Agent para 3%. </li><li> Monitor até que o rato atingiu o plano desejado da anestesia, determinada pela perda do reflexo de endireitamento. Ajustar a concentração de anestésico Agent conforme necessário. </li><li> Uma vez que o animal perde o seu reflexo de endireitamento umnd está suficientemente anestesiados, gire o dial de concentração Anestesia para 0%. Os autores descobriram anteriormente que permitir o fluxo de ar para limpar a câmara de indução de 30-60 segundos é suficiente para purgar a câmara sem inverter a profundidade da anestesia 1. </li><li> abrir rapidamente as braçadeiras branco para dirigir o ar para a máscara, e feche os grampos azuis que conduzem à câmara de indução. </li><li> Abra a câmara longe do pesquisador, remova o rato, e se encaixam de imediato o cone do nariz. </li><li> O centro do animal numa almofada de aquecimento por infravermelhos, regulado para manter a temperatura corporal a 37 ° C por meio de uma sonda rectal de um circuito fechado de realimentação. </li><li> Quando o mouse é estável sobre o cone do nariz, ajustar a concentração de isoflurano a 1,5% ou conforme necessário para a manutenção girando o botão Concentração anestésico Agent. </li><li> Reduzir o volume minuto para manutenção. A taxa de fluxo mínima para suportar o animal é igual a 1,5-2,2 vezes o volume do animal minutos (para um rato de 30 g,um mínimo de 52 ml / min). Consulte as instruções do fabricante para um caudal recomendado configuração específica para o estilo cone do nariz e ajustar conforme necessário. Prima SET UP para aceder ao menu principal, e depois prima Set Até Vol Minuto é destacado em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para ajustar o fluxo de destino. Imprensa Run / Voltar para voltar à tela principal. </li><li> Confirmar profundidade de anestesia, como determinado por uma falta de reflexo de retirada durante uma pitada interdigital. Aplicar pomada oftálmica para os olhos para evitar a secura durante a anestesia. </li></ol></li></ol> 4. Iniciar a monitorização fisiológica <ol><li> Coloque sensor sobre almofada de pata traseira. Posicione o sensor de modo que a luz vermelha está debaixo da pata e ilumina a pata. Use as setas acima e abaixo da tela para exibir o oxiwave. O animal está agora anestesiados com segurança usando um fluxo baixo, impulsionado por seringa, vaporizador digital. </li></ol> 5. Retire o animal <ol><li> Desligue oEntrega anestesia. <ol><li> Para interromper a entrega de anestésico, vire anestésico Agente botão de Concentração de Min (ou 0%) e remover animais da máscara. </li><li> Monitorar o mouse durante a recuperação da anestesia. Uma vez que o mouse se tornou totalmente ambulatorial, devolvê-lo para a jaula. </li></ol></li></ol>

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Este projecto foi apoiado com equipamentos e financiamento por Kent Scientific Corporation, a American Heart Association para CJ Goergen (SDG18220010), e da Universidade de Purdue. Os autores Krista Bigiarelli e Irina Toore são funcionários de Kent Scientific Corporation, que produz equipamentos utilizados neste artigo. Abra a publicação em acesso deste artigo é patrocinado pela Kent Scientific Corporation.

O sistema de anestesia com baixo fluxo digital permite ao utilizador para anestesiar ratos eficazmente a taxas de fluxo muito baixas sem a utilização de qualquer gás comprimido. Isto difere significativamente de vaporizadores passivas padrão, a maioria das quais requerem uma fonte de gás comprimido a taxas de fluxo mínimo de cerca de 500 ml / min. vaporizadores padrão utilizam mostradores que carecem de precisão entre gradações, e eles devem ser atendidos anualmente para manter a precisão. Um sistema de anestésico conduzido seringa pode proporcionar uma concentração específica de anestésico no caudal regulado para calcular a velocidade exacta necessária da bomba de seringa. calibrações de rotina são desnecessárias, resultando em economia de custos e tempo adicionais. O caudal mínimo recomendado para manter um animal em um circuito não-reinalação é 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal. A taxa de fluxo de 100 ml / min utilizada neste estudo excedeu este valor mínimo para fornecer anestésico suficiente para os animais. O settin caudalGS são críticos para esta técnica de fornecimento de anestésico, tal como a taxa de fluxo está directamente relacionada com a quantidade de isoflurano utilizada para um dado período de tempo. Quando utilizado a taxas de fluxo baixas, esta técnica pode reduzir grandemente a quantidade de isoflurano necessária durante a utilização, enquanto o animal ainda é eficazmente anestesiados 1,19-21. Novos custos de equipamento entre vaporizadores tradicionais e vaporizadores digitais de baixo fluxo são comparáveis. No entanto, o sistema de anestesia com baixo fluxo digital tem a capacidade de entregar ou isoflurano ou sevoflurano. Isso elimina a necessidade de isoflurano designado e vaporizadores de precisão sevoflurano, reduzindo os custos dos equipamentos iniciais para grupos usando os dois agentes anestésicos. Comparações recentemente publicados entre tecnologias vaporizador têm sugerido redução de custos ao longo do tempo quando se utiliza um baixo fluxo de vaporizador digital 1,19,20. Os resultados destas comparações pode ser usada para aproximar potenciais economias de custos ao longo de um ano. Comosuming definições de utilização típicos realizados em incrementos de 2 horas, 5 dias por semana, durante 52 semanas, um vaporizador isoflurano tradicional vai consumir 3,8 L de isoflurano, ou doze 250 ml garrafas. Um vaporizador digital de baixo fluxo utilizado com a mesma frequência que consomem apenas 0,32 L, ou dois frascos de 250 ml. o consumo de carvão recipiente é também reduzida. Assumindo que cada recipiente contém 50 g de gás residual eliminado, um vaporizador tradicional vai encher latas de carvão, aproximadamente, 21 ao longo de um ano. Em comparação, um vaporizador digital de baixo fluxo vai exigir 6 ou menos. Um vaporizador tradicional exigiria cerca de 5 grandes cilindros de gás por ano, cada um com uma capacidade de 9.500 L. A bomba de ar interna, disponível em alguns modelos de vaporizadores de baixo fluxo digitais, elimina a necessidade de gás comprimido. Se o gás comprimido eram para ser utilizado, o sistema poderia utilizar apenas um cilindro por ano 1. A técnica pode ser modificado com base na necessidade. Baixo fluxo vaporiz digitaisers permitir que o usuário para ajustar a profundidade da anestesia com rapidez e precisão. Se a profundidade da anestesia deve ser aumentada ou diminuída, o utilizador pode aumentar a concentração de anestésico em incrementos de 0,1%, utilizando a ligação na parte superior do sistema. A taxa de fluxo pode também ser ajustada conforme necessário durante todo o procedimento. Esse protocolo utiliza uma seringa de 2 ml, embora tamanhos maiores de seringa estão disponíveis por procedimentos mais longos. A bomba de ar interna oferece aos usuários a opção para anestesiar animais sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Para procedimentos que requerem gases comprimidos ou oxigênio suplementar, o usuário tem a opção de ligar uma fonte de gás para o sistema de baixo fluxo, em vez de usar o ar circundante. O usuário pode continuar a entregar a fonte de ar selecionado durante todo o procedimento, ou pode alternar entre a bomba interna e uma fonte de gás comprimido, conforme necessário. Por exemplo, o usuário pode configurar o sistema para fornecer ar ambiente através da bomba interna durante a indução e manutenção, mas livra suplementar oxigen durante a recuperação. Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, existem limitações também. Porque uma válvula de descarga não está incluído, rubor manualmente a câmara com ar limpo antes da abertura é a única maneira de purgar a câmara de indução. Este sistema foi concebido para operar em apenas baixas taxas de fluxo e não proporcionar anestesia acima caudais de 800 mL / min, onde vaporizadores tradicionais podem ser utilizados com taxas de fluxo de até 10 L / min. Este sistema em particular é, por conseguinte, apenas adequado para espécies animais pequenos. Além disso, o sistema possui menos agente anestésico em relação a um vaporizador tradicional. Pode haver situações em que a seringa deve ser recarregados durante um procedimento. No entanto, atrasos durante o reabastecimento pode ser reduzida pela pré-encher uma seringa segundo próxima para substituir a seringa vazia. tamanhos de seringas até 10 ml estão disponíveis para reduzir a necessidade de encher seringas meados de procedimento. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, o baixo-FLvaporizador digital ow requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso nos casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de falta de energia. Estudos anteriores demonstraram que os sistemas digitais de baixo fluxo consumir menos isoflurano, gás de transporte, e latas de carvão em comparação com um sistema tradicional anestesia 1,19,20. A redução do gás anestésico scavenged também pode identificar uma redução de gás anestésico resíduos, embora seja necessário mais trabalho nessas áreas. espectroscopia de infravermelho de gás pode ser usado para monitorar a produção isoflurano resíduos e emblemas dosímetros pode ser usado para quantificar a exposição isoflurano para o pessoal de laboratório em comparações futuras. Em resumo, esta técnica para entrega anestésico vai ser benéfico para grupos que realizam a anestesia roedores devido à melhoria da segurança, eficácia, e a precisão em relação aos sistemas tradicionais.

Há muitos vaporizadores de precisão disponíveis para uso veterinário que operam entre as taxas de fluxo de 0,5-10 L / min 2. Estas velocidades de fluxo não são ideais para roedores, como o intervalo é elevado em comparação com o seu pequeno volume respiratório minutos. Velocidades de fluxo elevadas não são recomendadas na prática veterinária, devido à sua promoção de hipotermia e de secagem do tracto respiratório 3,4. Além disso, muitos manuais do fabricante vaporizador veterinários comuns avisar que as taxas de fluxo elevadas podem causar um aumento na ocorrência de flutuações de contrapressão. Também tem sido mostrado que muitas vaporizadores convencionais se tornam imprecisas abaixo taxas de fluxo de 500 ml / min, e esta taxa é considerado como um caudal mínimo no domínio veterinário 5-7. Um animal pode ser mantido em um circuito T-peça ou modificado circuito de bain usando um caudal tão baixo quanto volume minuto 1,5-2,2 vezes do animal 8-10. Estas taxas de fluxo são considerados sufficient para evitar a respiração de gases expirados e evitar um aumento das concentrações de dióxido de carbono no sangue 8. Usando esta recomendação taxa de fluxo, um rato de 30 g pode ser mantida a uma taxa de fluxo de tão baixo como 52 mL / min, cerca de dez vezes menos do que a aceite ml / min mínimo de um vaporizador 500 tradicional. Enquanto um vaporizador tradicional depende do fluxo de gás e a pressão atmosférica durante a vaporização anestésico passiva, um vaporizador de injecção directa mede o fluxo total de gás fresco e injecta directamente o vapor para dentro da corrente de gás 2. Alguns vaporizadores de injecção directa utilizar uma bomba de seringa para administrar o anestésico para dentro da corrente de gás. controlos computadorizados de permitir que estes sistemas para ajustar automaticamente a velocidade da bomba de seringa para injectar o volume de agente líquido necessária para alcançar a concentração desejada do anestésico. vaporizadores conduzido Seringa estão disponíveis e aprovados para uso clínico e pediátrica, e muitas configurações semelhantes são consideradas como umestética conservação dispositivos na prática clínica 11-16. Pouco tempo após a sua aprovação, os dispositivos Conserving anestésicos com vaporizadores bomba de seringa foram adaptados para o uso em estudos com animais 8,17,18. Ao contrário de um vaporizador tradicional, um sistema de injecção directa, utilizando uma bomba de seringa não está limitado por uma taxa de fluxo mínimo, a fim de manter a precisão. Por este motivo, esta tecnologia é ideal para utilização em anestesia roedores e outros casos em que as taxas de fluxo baixas são necessárias. Os benefícios e economia de custos potenciais associados com este projeto vaporizador inspirou o desenvolvimento de novos sistemas de anestesia projetados especificamente para roedores 1,19,20. Este novo sistema também incorpora um embutido bomba de ar, que permite ao utilizador administrar anestesia sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Como um benefício adicional, o sistema é pré-calibrada para uso com ambos isoflurano e sevoflurano. Com a introdução desta tecnologia vaporizador no campo de animais de laboratório, it é agora possível para anestesiar os animais pequenos de laboratório a taxas de fluxo mais perto de níveis recomendados, sem a necessidade de gás comprimido.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="873">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Anesthetic Equipment</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO</td>
			<td style="width:340px;">Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Pulse Oximeter &#38; Heart Rate Monitor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SS-MSTAT-Module</td>
			<td style="width:340px;">Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">MSTAT-MSE</td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">2mL Glass Syringe</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-2ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low-Cost Induction Chamber, 0.5L</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low Profile Facemask, x-small</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Animal Warming</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:283px;">PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">PS-RT</td>
			<td style="width:340px;">Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Anesthetic Agents 
			and Medications</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Isoflurane (250mL bottle)</td>
			<td style="width:131px;">Piramal Healthcare</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Puralube Opthalmic Ointment</td>
			<td style="width:131px;">Perrigo</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

animais foram anestesiados e mantida com 1,3-1,5% de isoflurano, enquanto a frequência cardíaca, saturação de oxigênio e freqüência respiratória foram monitorados; ratos 3 adulto C57 / BL6NTac fêmeas (peso de 15 +/- 1 g Taconic, idade 6-7 semanas). Todos os ratos foram Murino Pathogen Free conforme determinado pelo teste de fornecedor de rotina antes da chegada à instalação. Os animais estavam em gaiolas microisolation e forneceu-livre acesso a ração padrão para roedores e água por garrafa alojados em grupo. uso isoflurano O sistema de anestesia com baixo fluxo mede a quantidade de agente anestésico que permanece na seringa durante a utilização. O volume na seringa, tal como medido pelo sistema de anestesia, foi observado que o animal foi transferido para o cone de nariz, e novamente no final do período de manutenção. O volume final wcomo subtraído do volume inicial para quantificar a quantidade de anestésico consumida durante o período de manutenção (Figura 1). Parâmetros fisiológicos Frequência cardíaca, SpO2 e taxa de respiração foram monitorados durante a manutenção através de oximetria de pulso (Figuras 2 - 4). A temperatura do corpo foi mantida a 37,5 ° C através de uma almofada de aquecimento de infravermelhos. Cada rato foi mantido com sucesso em baixos caudais de 100 mL / min de ar ambiente sob um plano cirúrgico de anestesia durante 60 min, como determinado por uma falta de reflexo de retirada a partir de uma pitada interdigital. O mouse não acordou ou responder a pitadas interdigitais aplicadas de forma intermitente durante o período de manutenção. Batimentos cardíacos dos animais (Figura 2), de oxigênio no sangue (Figura 3) e frequência respiratória (Figura 4) permaneceu relatvamente estável durante todo o estudo. Devido ao posicionamento dos animais e sensor, o sinal da frequência respiratória de rato 1 e rato 3 foi intermitente e a medição foi interrompida. Quando o posicionamento do animal foi ajustado, o sinal melhorou ea taxa respiratória medida foi comparável a outros em momentos semelhantes. O sistema digital de baixo anestesia de fluxo usado uma média de 0,63 ml de isoflurano durante os 60 minutos do período de manutenção (Figura 1). <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figura 1:.. Uso isoflurano A quantidade de isoflurano utilizada em ml por três ratinhos diferentes ao longo de 1 hora da manutenção da anestesia utilizando o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 2:.. Heart Rate A taxa de coração de três ratos em batimentos por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figura 3:.. A saturação de oxigênio Os níveis de saturação de oxigênio no sangue (%) de três ratinhos 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 4:.. Respiração Rate A taxa de respiração de três ratos em respirações por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

O uso de um baixo fluxo Sistema de Anestesia Digital para camundongos e ratos

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K visualizações.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Vídeo: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A Novel Rescue Technique for Difficult Intubation and Difficult Ventilation

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which works especially well with poor mask fit.
Can not intubate, can not ventilate" (CICV) is a potentially life threatening situation. In this video we present a simulation of the technique we used in a case of CICV where oxygenation and ventilation were maintained by inserting an endotracheal tube (ETT) nasally down to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.
A 13 year old patient was taken to the operating room for incision and drainage of a neck abcess and direct laryngobronchoscopy. After preoxygenation, anesthesia was induced intravenously. Mask ventilation was found to be extremely difficult because of the swelling of the soft tissue. The face mask could not fit properly on the face due to significant facial swelling as well. A direct laryngoscopy was attempted with no visualization of the larynx. Oxygen saturation was difficult to maintain, with saturations falling to 80%. In order to oxygenate and ventilate the patient, an endotracheal tube was then inserted nasally after nasal spray with nasal decongestant and lubricant. The tube was pushed gently and blindly into the hypopharynx. The mouth and nose of the patient were sealed by hand and positive pressure ventilation was possible with 100% O2 with good oxygen saturation during that period of time. Once the patient was stable and well sedated, a rigid bronchoscope was introduced by the otolaryngologist showing extensive subglottic and epiglottic edema, and a mass effect from the abscess, contributing to the airway compromise. The airway was secured with an ETT tube by the otolaryngologist.This video will show a simulation of the technique on a patient undergoing general anesthesia for dental restorations.

We describe a technique to maintain oxygenation and ventilation using an endotracheal tube inserted nasally to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.

A Técnica de Resgate Novel para intubação difícil e Ventilação Difícil

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which ...

Medicina

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

Diretrizes para Intubação Pediátrica Eletiva Fiberoptic

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. Cardioprotection by ischemic preconditioning (IP) remains an area of intense investigation. To further elucidate its molecular basis, the use of knockout mouse studies is particularly important 7, 14, 30, 39. Despite the fact that previous studies have already successfully performed cardiac ischemia and reperfusion in mice, this model is technically very challenging. Particularly, visual identification of the coronary artery, placement of the suture around the vessel and coronary occlusion by tying off the vessel with a supported knot is technically difficult. In addition, re-opening the knot for intermittent reperfusion of the coronary artery during IP without causing surgical trauma adds additional challenge. Moreover, if the knot is not tied down strong enough, inadvertent reperfusion due to imperfect occlusion of the coronary may affect the results. In fact, this can easily occur due to the movement of the beating heart.
Based on potential problems associated with using a knotted coronary occlusion system, we adopted a previously published model of chronic cardiomyopathy based on a hanging weight system for intermittent coronary artery occlusion during IP 39. In fact, coronary artery occlusion can thus be achieved without having to occlude the coronary by a knot. Moreover, reperfusion of the vessel can be easily achieved by supporting the hanging weights which are in a remote localization from cardiac tissues.
We tested this system systematically, including variation of ischemia and reperfusion times, preconditioning regiments, body temperature and genetic backgrounds39. In addition to infarct staining, we tested cardiac troponin I (cTnI)
as a marker of myocardial infarction in this model. In fact, plasma levels of cTnI correlated with infarct sizes (R2=0.8). Finally, we could show in several studies that this technique yields highly reproducible infarct sizes during murine IP and myocardial infarction6, 8, 30, 40, 41. Therefore, this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in cardioprotection by IP using a genetic approach in mice with targeted gene deletion. Further studies on cardiac IP using transgenic mice may consider this technique.

A murine model for myocardial ischemia and ischemic preconditioning is an important tool study cardioprotective mechanisms in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for cardiac IP using a hanging-weight system for coronary artery occlusion.

Uso de um Sistema de Peso de suspensão para oclusão da artéria coronária em ratos

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. ...

Use of a Hanging-weight System for Isolated Renal Artery Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients revealed that only a mild increase in serum creatinine levels (0.3 to 0.4 mg/dl) is associated with a 70% greater risk of death than in persons without any increase 1. Along these lines, surgical procedures requiring cross-clamping of the aorta and renal vessels are associated with a renal failure rates of up to 30% 4. Similarly, AKI after cardiac surgery occurs in over 10% of patients under normal circumstances and is associated with dramatic increases in mortality. AKI are also common complications after liver transplantation. At least 8-17% of patients end up requiring renal replacement therapy 5. Moreover, delayed graft function due to tubule cell injury during kidney transplantation is frequently related to ischemia-associated AKI 6. Moreover, AKI occurs in approximately 20% of patients suffering from sepsis 6.The occurrence of AKI is associated with dramatic increases of morbidity and mortality 1. Therapeutic approaches are very limited and the majority of interventional trials in AKI have failed in humans. Therefore, additional therapeutic modalities to prevent renal injury from ischemia are urgently needed 3, 7-9. 
To elucidate mechanisms of renal injury due to ischemia and possible therapeutic strategies murine models are intensively required 7-13. Mouse models provide the possibility of utilizing different genetic models including gene-targeted mice and tissue specific gene-targeted mice (cre-flox system). However, murine renal ischemia is technically challenging and experimental details significantly influence results. We performed a systematic evaluation of a novel model for isolated renal artery occlusion in mice, which specifically avoids the use of clamping or suturing the renal pedicle 14. This model requires a nephrectomy of the right kidney since ischemia can be only performed in one kidney due to the experimental setting. In fact, by using a hanging-weight system, the renal artery is only instrumented once throughout the surgical procedure. In addition, no venous or urethral obstruction occurs with this technique. We could demonstrate time-dose-dependent and highly reproducible renal injury with ischemia by measuring serum creatinine. Moreover, when comparing this new model with conventional clamping of the whole pedicle, renal protection by ischemic preconditioning is more profound and more reliable. Therefore his new technique might be useful for other researchers who are working in the field of acute kidney injury.

A precise murine model for acute kidney injury (AKI) due to ischemia is an important tool to investigate acute kidney injury and possibly find therapeutic tools to treat renal injury. The hanging weight system offers a tool for immediate and reliable renal artery occlusion and reperfusion without causing renal congestion.

Uso de um sistema de suspensão de peso para oclusão da artéria renal isolada

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients ...

Use of a Hanging-weight System for Liver Ischemia in Mice

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and can result in liver failure which has a high mortality rate1-2. Therefore murine studies of hepatic ischemia have become an important field of research by providing the opportunity to utilize pharmacological and genetic studies3-9. Specifically, conditional mice with tissue specific deletion of a gene (cre, flox system) provide insights into the role of proteins in particular tissues10-13 . Because of the technical difficulty associated with manually clamping the portal triad in mice, we performed a systematic evaluation using a hanging-weight system for portal triad occlusion which has been previously described3. By using a hanging-weight system we place a suture around the left branch of the portal triad without causing any damage to the hepatic lobes, since also the finest clamps available can cause hepatic tissue damage because of the close location of liver tissue to the vessels. Furthermore, the right branch of the hepatic triad is still perfused thus no intestinal congestion occurs with this technique as blood flow to the right hepatic lobes is preserved. Furthermore, the portal triad is only manipulated once throughout the entire surgical procedure. As a result, procedures like pre-conditioning, with short times of ischemia and reperfusion, can be easily performed. Systematic evaluation of this model by performing different ischemia and reperfusion times revealed a close correlation of hepatic ischemia time with liver damage as measured by alanine (ALT) and aspartate (AST) aminotransferase serum levels3,9. Taken together, these studies confirm highly reproducible liver injury when using the hanging-weight system for hepatic ischemia and intermittent reperfusion. Thus, this technique might be useful for other investigators interested in liver ischemia studies in mice. Therefore the video clip provides a detailed step-by-step description of this technique.

We established a novel murine model of a hanging weight system for portal triad occlusion. This technique may be useful for future investigations of ischemia in murine hepatic models.

A utilização de uma suspensão do sistema de peso para isquemia hepática em ratos

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and ...

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Uso de Modelo Animal de Sepse para avaliar novas terapias à base de plantas

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Intraoperatória Detecção de Endometriose Sutil: um novo paradigma para a detecção e tratamento de dor pélvica associada com a perda de integridade Peritoneal

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Um modelo de Glaucoma induzido por sutura Circumlimbal em ratos e camundongos

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Um modelo pré-clínico porcino de transplante cardíaco ortotópico

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...