Name: foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae
Uploaded: 2016-04-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae at JoVE.com

The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1. Prepare placas de uvas e garrafas Dadas para a coleção de larvas <ol><li> Para fazer garrafas segurando, cortar buracos em um lado do 6 oz garrafas de cultura mosca, grandes o suficiente para caber um plug frasco da mosca para a alimentação de ar (Fig. 1D). </li><li> Para fazer placas de uva, preparar 250 ml de meio de sumo de uva (1,8% de agar, 45% de sumo de uva, 2,5% de ácido acético, 2,5% de etanol) à ebulição, o agar, sumo de uva e a maior parte da água, arrefecer a 70 ° C ( agitar durante o resfriamento), em seguida, adicionar ácido acético e etanol e completar o volume com água. </li><li> Utilize uma seringa (sem agulha) para encher 35 x 10 mm de Petri tampas prato até que a superfície do meio de sumo de uva faz uma cúpula acima do lábio da tampa (Fig. 1A). </li><li> placas de uva armazenar em um recipiente hermético úmido e a 4 ºC até à sua utilização (até um máximo de 2 semanas). </li></ol> 2. Preparação de placas Food <ol><li> Prepare receita mosca padrão alimentos. Nota: a TEst efeitos da qualidade da criação de alimentos no caminho de comprimento foi utilizado alimentar com baixo teor de nutrientes mosca: 10% de sacarose, 1,3% de ágar, 0,8% de tartarato de sódio e potássio, fosfato monopotássico 0,1%, cloreto de sódio 0,05%, 0,05% de cloreto de cálcio, cloreto de magnésio a 0,05%, 0,05% de sulfato férrico, 5% de levedura e 0,5% de ácido propiónico em água; e altos níveis de nutrientes alimentos mosca: 1,5% de sacarose, 1,4% de ágar, 3% de glucose, 1,5% de farinha de milho, 1% de germe de trigo, 1% de farinha de soja, 3% de melaço, 3,5% de levedura, 0,5% de ácido propiónico, 0,2% Tegosept e 1 % de etanol em água. Para ambos os alimentos autoclave a solução e arrefecer a 50 ° C antes de adicionar o ácido propiônico, Tegosept e etanol. </li><li> Despeje 40 ml de alimentos mosca em 100 x 15mm placas de Petri. </li><li> placas de alimentos armazenar em um recipiente hermético úmido e a 4 ºC até à sua utilização (até um máximo de 2 semanas). </li></ol> 3. Prepare placas de teste <ol><li> Prepare 58 x 25 cm, 6 mm de espessura placas de acrílico preto com 10, 1 mm poços circulares de profundidade, 10 cm de diâmetro e dispostos de 2 x 5 design (Fig. 1C) para testar em larvas. Nota: até 30 larvas podem ser testados em um momento se três ou mais das placas de Plexiglas acima estão disponíveis. Alternativamente, as larvas podem ser testadas em placas de Petri, de 10 cm de diâmetro. Esta opção é muito mais laboriosa e permite menor número de larvas a serem testados. </li><li> Obter um preto 39 x 8 cm, 6 milímetros de espessura Plexiglas espalhador para espalhar a pasta de leveduras sobre as placas de teste de Plexiglas. </li><li> Prepare 100 x 15 mm tampas placa de Petri para a gravação de larvas de caminho-comprimentos, separando tampas de fundos com antecedência. </li></ol> 4. Criação de populações parentais <ol><li> Mantenha condições de criação constante durante todo o ensaio (por exemplo, 25 ºC, 60% de umidade e luz 00:12: ciclo escuro em alimentos mosca standard). </li><li> Levante população parental em condições mesmas de criação. </li><li> Colete 100 - 150 do sexo feminino e 50 - 75 do sexo masculino e idade-los por 5 ± 1 dias para fecundidade ideal. </li><li> permitir females e machos para acasalar durante a noite em uma garrafa de cultura mosca 6 oz com alimentos mosca padrão. </li><li> Transferência de moscas em uma garrafa de exploração e garantir uma placa de uva (uma pequena quantidade de pasta de levedura fresca na placa de uva irá promover a postura de ovos; A Fig. 1B) sobre a parte superior com fita adesiva (Fig. 1E). </li><li> Deixar garrafas em pé de cabeça para baixo (Fig. 1F), com a placa de uva na parte inferior para permitir que os adultos para colocar ovos na placa de uva. </li><li> Rejeitar a primeira placa de uva depois de 24 horas e colocar uma nova placa de uva na garrafa exploração. Esta será a placa de uva a partir do qual as larvas são recolhidas no dia seguinte. Nota: placas de uvas terão de ser apuradas de larvas de 22 horas depois de ser criada, configurar as placas de modo que possam ser apuradas início dia seguinte (. Por exemplo, configurar placa às 12 horas e clara às 10 horas do dia seguinte). É aconselhável descartar a primeira placa de uva para evitar todos os ovos que as fêmeas poderiam ter sido retido na fonte e thaT pode ser avançada em desenvolvimento. </li></ol> 5. Recolher L1 (primeiro estádio) Larvas de placas de uva <ol><li> Remover placas de uva de garrafas de 22 horas depois de terem sido criados e coloque em um 60 x 15 mm placa de Petri. </li><li> Colocar uma nova placa de uva com pasta de fermento fresco no frasco exploração. </li><li> Limpar e descartar todas as larvas a partir da placa de uva sem sementes, utilizando uma sonda de dissecação. </li><li> Incubar apagada placas de uva durante 4 horas em condições normais. </li><li> Após 4 horas, escolher 100 L1 larvas por tensão das placas de uva e coloque em pratos de comida. <ol><li> Coloque as larvas no alimento com cuidado (sem perfurar a comida e enterrando as larvas) e evitar aglomeração, distribuindo as larvas ao longo da placa de alimentos. </li></ol></li><li> Incubar as placas de comida até animais de teste são aproximadamente 10 horas antes do início do errante. Nota: A 25 ºC, 10 horas antes de passear geralmente corresponde a 72-96 horas após a eclosão. o EXACt quantidade de tempo de incubação deve ser determinado antes do início do experimento através da recolha de um conjunto inicial de larvas para cada estirpe e gravar o número de horas até o início da vagando (larvas vagando irá se mover para fora do alimento para os lados e tampa do alimento pratos). Nota: Se for necessário, os mesmos pais podem ser usadas para recolher larvas durante 3 - 4 dias de testes, repetindo os passos 4,7-5,5. Alterar a ordem em que as estirpes são criados e testados através dias para evitar um efeito de ordem de teste no caminho de comprimento. Teste a mesma estirpe &quot;controle&quot; / cepas cada dia de testes para controlar os efeitos dia. </li><li> Se muitas estirpes são testadas, escalonar os definidos acima e recolha vezes das larvas para permitir o teste de cada estirpe no ponto de tempo apropriado mais tarde. </li></ol> 6. Teste de passagem de comprimento larval <ol><li> Dissolva o fermento de padeiro seca-activo em água numa proporção de 1: 2 proporção (em peso por volume). A pasta de levedura terminou deve ser mais fino do que pancake massa, de uma maneira que ao levantar uma colher para fora da pasta, goteja e deixa para trás fitas sobre a superfície da pasta que rapidamente derreter. Nota: A consistência da pasta de levedura é importante e deve ser constante ao longo da experiência. A exata de levedura: proporção de água pode ter que ser ajustado, dependendo da marca e lote de levedura. </li><li> Suavemente escolher larvas da primeira estirpe a ser testado a partir da placa de alimentos usando um pincel. </li><li> Recolhe larvas numa placa de Petri e lavar cuidadosamente com água para remover todos os alimentos. <ol><li> lavar rapidamente larvas com 1 - 2 ml de água e delicadamente dab larvas seco com um laboratório wipe para evitar a transferência de toda a água ao colocar as larvas na placa de teste. Para evitar o estresse, manter larvas úmido, mas não submerso em água. </li></ol></li><li> Organizar três placas de teste lado a lado e definir a 5 min temporizador para cada placa de teste. </li><li> Aplicar pasta de levedura para o topo das placas de teste usando o espalhador e, se espalhar um leigo finaer de pasta de levedura em cada placa de ensaio de modo que todos os poços tem uma camada uniforme de levedura. </li><li> Suavemente colocar uma larva no centro de cada poço, a partir do temporizador 5 min após a colocação do primeiro larvas em cada placa. Nota: Três pratos pode ser feito ao mesmo tempo, obtendo-se um tamanho de amostra de 30 dias / estirpe / teste, até um total de 500 larvas. </li><li> Colocar uma tampa de placa de Petri por cima de cada poço. </li><li> Quando o tempo se esgota, sem necessidade de remover as larvas a partir da placa, inicie traçando o caminho de comprimentos deixados para trás na levedura usando um marcador permanente. Rastrear caminho de comprimentos na mesma ordem que as larvas foram colocadas sobre as placas de teste. <ol><li> Executar o rastreio com a mesma velocidade como larvas foram colocadas nas placas. Para consistência na análise de dados posteriormente, use o mesmo marcador para todos os caminho de comprimentos. marcador permanente é recomendado. </li></ol></li><li> Repita os passos 6.2 a 6.8.1 para cada estirpe a ser testado. Escolha cada cepa do alimento imediatamente antes do teste para evitar os efeitos de fome no paTH-comprimento. </li></ol> 7. Food Privação <ol><li> Se as larvas estão a ser privados de alimentos antes do teste, recolher larvas, tal como descrito nas etapas 6.2 e 6.3, mas a quantidade desejada de tempo de privação alimentar anterior (por exemplo., Se larvas devem ser privados de alimentos durante 4 horas, recolher larvas de 4 h antes de tempo de ensaio). </li><li> Divide larvas lavado em dois grupos e colocar o grupo privados de alimentos em uma placa de Petri de 60 x 15 mm com 5 ml de agar a 1% e o grupo de controlo numa placa de Petri com 5 ml de comida padrão. </li><li> Coloque um peso em cima da tampa invertida das placas de Petri (caso contrário, as larvas são capazes de arrastar para fora na busca de alimento). </li><li> Incubar durante o período de privação de alimento previamente estabelecido e prosseguir com ensaios, tal como descrito nas etapas 6.2 a 6.9. </li><li> Se muitas estirpes estão a ser testados, escalonar a privação de alimento começam vezes para permitir o teste de cada estirpe no ponto de tempo apropriado. </li></ol> Análise 8. Dados Nota: Esta secção descreve um método para a análise dos dados utilizando o ImageJ 7 ou 8 Fiji para processamento de caminho de comprimentos, apesar de outro software pode ser utilizado. <ol><li> Use uma mesa de luz para transferir todas as caminho de comprimentos rastreados desde o tampas prato de Petri com papel branco (tampas podem ser lavados com etanol e reutilizados para outras gravações caminho de comprimento). </li><li> Seguir a uma linha de referência direita 50 mm em uma das folhas de papel. </li><li> Digitalizar o trajeto de comprimentos com uma resolução de 300 dpi e salvar como arquivos de imagem bitmap ou tiff. </li><li> Abra o arquivo de imagem, selecione a guia &quot;Processo&quot;&gt; &quot;Binary&quot;&gt; &quot;Fazer binário&quot;. Em seguida, na guia &quot;Processos&quot;, selecione &quot;Binary&quot;&gt; &quot;esqueletizar&quot;. Isso produz uma linha de largura de um pixel, independentemente da espessura do traço. </li><li> Certifique-se de cada caminho de comprimento aparece como uma única linha contínua, sem cruzamentos. </li><li> Separar quaisquer cruzamentos usando o &quot;li Heterone ferramenta &quot;e colorindo a linha branca (a continuidade do caminho pode ser verificado com o&quot; (rastreamento Wand Tool &quot;), todo o caminho deve ser destacado amarelo (Fig. 2). </li><li> Selecione a opção &quot;Analisar&quot; guia&gt; medições Definir e selecione &quot;Perímetro&quot; e &quot;etiqueta Display&quot;. </li><li> Selecione a aba &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;Definir escala&quot; e selecione &quot;Remover escala&quot;. </li><li> Na imagem, selecione a linha de referência única, selecione a guia &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;partículas Analisar&quot; e selecione &quot;Mostrar: Contornos&quot;, &quot;Mostrar resultados&quot; e &quot;table Limpar resultados&quot;. Nota: A saída irá mostrar o número de pixels correspondente à linha de escala de 50 mm. </li><li> Selecione &quot;Analyse&quot; tab&gt; &quot;escala de Ajuste&quot; e preencha o número de pixels em &quot;Distância em pixels&quot; e a distância correspondente (50 mm) em &quot;distância conhecida&quot;. </li><li> Por fim, selecione todos os desenhos caminho de comprimento de um genótipo de umtempo ta, selecione a guia &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;partículas Analisar&quot; e selecione &quot;Mostrar: contornos&quot;, &quot;Mostrar resultados&quot; e &quot;table Limpar resultados&quot;. <ol><li> Remova as eventuais etiquetas escritas ou marcações estranhas óbvias (que será reconhecido como caminho-comprimentos) dentro da área selecionada, selecionando a área e enchendo-a de branco. </li></ol></li><li> inspecionar visualmente o arquivo de saída &quot;Esboços&quot; para garantir os perímetros foram correctamente apurado. A saída irá mostrar um caminho de comprimento em mm para cada desenho caminho de comprimento na selecção. Isso pode ser facilmente exportados para uma planilha e analisados ​​com qualquer software estatístico. </li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+the+foraging+microregion+of+Drosophila+melanogaster.">Genetic analysis of the foraging microregion of Drosophila melanogaster.</a> Genome. 36, 94-101 (1993).</li><li>Sokolowski, M. B., Pereira, H. S., Hughes, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+foraging+behavior+in+Drosophila+by+density+dependent+selection.">Evolution of foraging behavior in Drosophila by density dependent selection.</a> PNAS. 94, 7373-7377 (1997).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

O ensaio caminho de comprimento descrito aqui oferece uma medida robusta e simples de comportamento de forrageamento de larvas de Drosophila. O protocolo segue a metodologia geral descrita no Sokolowski 2, mas desde que foi melhorada no que diz respeito à eficiência e controles experimentais. Para o melhor de nosso conhecimento, este método é o único método disponível para medir a caminho de comprimento larval. A versão original do protocolo 2, 3, 15, 16 larvas testadas em placas d...

Desde a descoberta do gene branco no laboratório de Thomas Hunt Morgan em 1910, a mosca da fruta, Drosophila melanogaster (D. melanogaster), tem sido utilizada como um modelo para o estudo dos fundamentos moleculares e fisiológicos de diversos processos biológicos. A popularidade de D. melanogaster em grande parte decorre da considerável quantidade e variedade de ferramentas genéticas. pequeno tamanho da Drosophila, relativa facilidade de manuseio e de geração curto tempo torná-lo um modelo ideal para estudos de genética. Igualmente importante é a capacidade de Drosophila para demonstrar muitos dos fenótipos expressas pelos organismos mais complexos, incluindo mamíferos. Isto inclui os fenótipos complexos, tais como o comportamento que se na interface entre o organismo e o seu ambiente. Como tais estudos, comportamentais sobre a mosca da fruta, têm contribuído significativamente para a nossa compreensão de como os genes eo ambiente mediar comportamento1. Um dos primeiros estudos de D. comportamento larval melanogaster investigou as diferenças individuais nas estratégias de forrageamento larvais através da medição do trajeto de comprimentos de larvas 2, enquanto a alimentação. Caminho de comprimento foi definido como a distância total percorrida por uma única larva em leveduras, dentro de um período de cinco minutos. Ambas as estirpes laboratoriais e moscas de uma população natural em Toronto variou em seus comportamentos de forrageamento e havia um componente genético para as diferenças individuais no caminho de comprimento. Duas formas de forrageamento larvas foram descritas a partir das distribuições caminho de comprimento quantitativos e eles foram chamados rover e sitter. Rovers exibem caminho mais longo de comprimentos ao atravessar uma área maior, enquanto em um substrato de alimentos do que sitters. Usando este ensaio caminho de comprimento, de Belle et al. 3 mapeou o (a) gene forrageamento subjacente a estas diferenças comportamentais individuais para um local discreto em chromosome- 2 (24A3-24C5). O D. melanogaster para o gene foi depois clonado 4 e revelou ser uma proteína quinase dependente de cGMP 5, um modulador de fisiologia e comportamento em Drosophila e outros organismos 6. Aqui destacamos o protocolo atual para o ensaio de caminho de comprimento larval originalmente desenvolvido na Sokolowski 2. Embora alguns aspectos do ensaio mudaram ao longo dos anos, o conceito por trás do projeto não tem. Nós também fornecemos dados para ilustrar o potencial do ensaio para avaliar contribuições genéticas e ambientais para as diferenças individuais no comportamento de forrageamento de larvas de Drosophila. O ensaio caminho de comprimento larval é simples, eficiente, e ainda assim robusto. Uma única pessoa pode testar-se a 500 larvas com facilidade em quatro horas e os resultados podem ser obtidos com um elevado grau de reprodutibilidade. Desenvolvida originalmente para localizar, ele pode ser utilizado em rastreios genéticos, mapeamento locus da característica quantitativa, e em estudosde gene-a-ambiente (GxE) interações. Além disso, sua simplicidade e reprodutibilidade torná-lo um grande recurso para o ensino de graduação.

<table><tbody><tr><td>6 oz&amp;nbsp;fly culture bottles&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>AS355&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Fly vial plugs</td><td>Droso-Plugs</td><td>59-201</td><td></td></tr><tr><td>35 x 10 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>875712</td><td></td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-168&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting probes</td><td>Almedic</td><td>2325-58-5300&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Lab Scientific</td><td>FLY-8040-20F</td><td></td></tr></tbody></table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

A Drosophila melanogaster larval fenótipo caminho de comprimento é uma medida estabelecida usada para estudar as contribuições genéticas e ambientais para a variação comportamental. O ensaio de caminho de comprimento das larvas foi desenvolvido para medir as diferenças individuais em comportamento de forragem que foram depois ligados ao gene A alimentar. Larval caminho de comprimento é uma característica facilmente marcado que facilita a coleta de grandes tamanhos de amostra, a um custo mínimo, para telas genéticos. Aqui nós fornecemos uma descrição detalhada do actual protocolo para o ensaio caminho de comprimento larval utilizado pela primeira vez por Sokolowski. Os detalhes do protocolo como lidar com os animais de teste de forma reprodutível, realizar o ensaio comportamental e analisar os dados. Um exemplo de como o ensaio pode ser utilizado para medir a plasticidade comportamental em resposta às alterações do ambiente, através da manipulação de alimentação ambiente antes de realizar o ensaio, também é fornecido. Finalmente, o design de teste adequado, bem como fatores ambientais que podem modificarlarval caminho de comprimento, tais como a qualidade dos alimentos, idade de desenvolvimento e os efeitos dia são discutidas.

<html> As diferenças de caminho de comprimento da sonda e acompanhante para as estirpes e o efeito de privação de alimento no caminho de comprimento são ilustrados na Fig. . 3 Os dados recolhidos ao longo de três dias consecutivos de testes mostraram um efeito significativo tensão (F (1,421) = 351,89, p &lt;2,20 x 10 -16; A Fig. 3A), com rovers viajar mais longe do que sitters. Além disso para o efeit...

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Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Forrageamento Protocolo Caminho de comprimento para<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvas

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

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Neuroscience

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

9.2K visualizações.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

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High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

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De alta resolução de Medição do Comportamento Odor-Driven em larvas de Drosophila

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Biologia

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Aprendizagem associativa apetitiva olfativa em<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Neurociência

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

A Single-fly Ensaio para comportamento de forrageamento em<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Análise Funcional do circuito de alimentação das larvas em Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Comportamento

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Usando Canais Linear de agarose para o Estudo<em&gt; Drosophila</em&gt; Comportamento larval Crawling

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Rastreamento do comportamento larval de Drosophila em resposta à estimulação optogenética de neurônios olfativos

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Ensaio Light Spot-Based para análise de Drosophila larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Lifespan Protocol for Drosophila melanogaster: Generating Survival Curves to Identify Differences in Fly Longevity

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan protocol to measure how different experimental conditions affect flies&#39; longevity and generate survival curves in the process to quantify the experimental outcomes. The sample protocol features the assay being applied to study the effects on longevity from exposure to varying concentrations of endocrine disruptor chemicals, or EDCs, such as 17-&#945;-ethinylestradiol (EE2).

Protocolo de vida útil para Drosophila melanogaster: gerando curvas de sobrevivência para identificar diferenças na longevidade da mosca

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Drosophila melanogaster (mosca da fruta)

Adulto

Tracking Freely Walking Flies: A Method to Assess Locomotion in Drosophila

Source: Sun, M. and Chen, L. L. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/55602/" target="_blank">A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to track freely walking flies to assess their general locomotion ability. The featured protocol demonstrates the assay&#39;s setup and data analysis using video tracking software.

Rastreando moscas que andam livremente: um método para avaliar a locomoção em Drosophila

Source: Sun, M. and Chen, L. L. A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes how to ...

Forrageamento Protocolo Caminho de comprimento para

Resumo

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Capítulos neste vídeo

De alta resolução de Medição do Comportamento Odor-Driven em larvas de Drosophila

Aprendizagem associativa apetitiva olfativa em

A Single-fly Ensaio para comportamento de forrageamento em

Análise Funcional do circuito de alimentação das larvas em Drosophila

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

Usando Canais Linear de agarose para o Estudo

Rastreamento do comportamento larval de Drosophila em resposta à estimulação optogenética de neurônios olfativos

Ensaio Light Spot-Based para análise de Drosophila larval Phototaxis

Protocolo de vida útil para Drosophila melanogaster: gerando curvas de sobrevivência para identificar diferenças na longevidade da mosca

Rastreando moscas que andam livremente: um método para avaliar a locomoção em Drosophila