이 프로젝트는 중국 국가 자연 과학 재단 (NSFC)에 의해 지원되었다 : 31301950 및 31671288입니다.

현재의 방법은 확립 수확하고 실험실에서 조직 학적 염색법 1,000 근육 샘플들을 저장하는 검증되었다. 동물의 관리 및 사용과 관련된 모든 절차는 중국의 농업의 교육부에 의해 설립 된 지침을 따랐다. 샘플 수집 1. 장비 <ol><li> 각 극저온 유리 병에 샘플 ID를 레이블. 참고 : 극저온 병은 특별히 동결 절단 (Cryosections) 절차 (그림 1A)에 대한 신선한 조직 샘플을 동결하도록 설계되었습니다. 바이알 금형 공장 (도 1C)에 폴리 프로필렌으로 제조된다. </li><li> 적절한 액체 질소 탱크에 액체 질소, 보안경 또는 안면 쉴드, 냉동기 장갑 10 개 cm 집게 25 개 cm 핀셋, 스티로폼 쿨러 (내부 치수 : 길이 20cm × 12 cm x 세로 135 cm 높이 아래의 장비를 구하는 ; 외형 치수 : 폭 X 15cm 상위 24 cm × 16 cm 길이), 플라스틱 필름 (폭 0.1 mm 두께 X 2.5 cm X 0.8 cm 길이)메스와 A4 PVC 바인딩 커버 (21cm X 29.5 cm) (도 1b). </li></ol> 근육 샘플의 제조 2 <ol><li> 앞서 시료 채취의 액체 질소로 5 분 스티로폼 쿨러를 채운다. 참고 : 액체 질소의 일부가 떨어져 종기와 신선한 샘플을 터치하면 가스로 전환하기 때문에 액체 질소의 큰 열이 필수적이다. 손실을 보충하기 위해 액체 질소의 전송의 빈도를 감소시키기 위해, 적절한 크기의 스티로폼 냉각기 샘플의 수에 따라 미리 획득해야한다. </li><li> 검체가 획득되면, 부드럽게 A4 PVC 결합 덮개의 부분에 배치하고, 근육 섬유의 방향을 관찰한다. 참고 : 여기, 우리는 돼지의 마지막 허리 뼈에 처음부터 등심의 도리스 근육의 단면을 사용했다. 시편은 약 12cm, 길이 8cm, 폭과 5cm 높다. </li><li> 시편 난을 통해 두 개의 평행 한 절개를 만들기 위해 메스를 사용하여N 근육 섬유의 방향, 길이 약 3 cm 및 0.6 cm 이격. 약 0.6 cm x 세로 0.6 cm X 1.5 cm 높이 긴 사각형으로 절개 근육 낸다. 주 : 근육 섬유의 단면적을 측정의 신뢰도는 주로 근육 절개의 섬유 배향에 의존한다. </li><li> 부드럽게 막 (도 2A)의 긴 에지에 평행 한 절개 근육의 종축과, 플라스틱 필름의 조각에 시료를 넣어 10cm 집게를 사용한다. 주 : 근육 섬유의 배향 인해 급속 동결을 시료에 균열을 방지하는 접착 기능을 고정하는 데 도움이 유지 기능 : 플라스틱 필름은 두 가지 기능을 갖는다. </li><li> 집게를 사용하여, 단지 미소 구멍 사이 표지 저온 바이알의하면 중앙으로 근육 조직을 배치하고 단단히 바이알 (도 2B)를 모자. </li></ol> 3. 냉동 및 보관 근육 샘플에스 <ol><li> 25cm 핀셋을 사용하여, 신속하게 액체 질소 (약 10-20 S)를 비등하지 않을 때까지 기다리고, 예비 냉각 스티로폼 쿨러에서 액체 질소의 전체 저온 바이알 잠수함. 참고 : 액체 질소가 끓는 때 cryovial이 너무 신중하게 10 ~ 20 초 동안 끓는 액체 질소의 병을 담가 떠. </li><li> 액체 질소 저장 탱크 또는 장기간 저장을 위해 -80 ° C에 냉동 근육 시료를 옮긴다. </li></ol> 4. 슬라이드 제조 <ol><li> -20 ℃ 및 -22 ° C의 사이에 저온 유지 장치를 사전 냉각. </li><li> 제거 이전 마이크로톰 블레이드 폐기의 저온 유지 장치에서 나이프 홀더 티롤 판을 닦아 저온 유지 장치에서 새 마이크로톰 블레이드를 설치하고, 8 μm의 절삭 두께를 설정. </li><li> 액체 질소 저장 탱크로부터 저온 바이알에서 근육 샘플을 전송 또는 -80 ° C에 냉동 저온 유지 장치로, 액체 질소 나 드라이 아이스에 반송. </리&gt; <li> 시료는 저온 유지 장치의 온도와 평형화 30 분을 기다린다. 참고 : 높은 온도가 시편에서 얼음 결정의 형성을 일으킬 수 있기 때문에 표본을 만지지 수있는 장비는 사전 냉각해야합니다. </li><li> 수용성 글리콜 및 수지 OCT ()의 최적 절단 온도 제제 하에서 시험편 홀더에 샘플을 탑재. 8 μm의 단면을 절단. 주 : CSAF 근육 섬유의 단면적이기 때문에, 근육 섬유의 방향에 대해 수직으로 절단 각도를 조정한다. </li><li> 방 온도하는 마이크로의 중심을 향해 절을 마운트합니다. 즉시 -80 ° C 냉장고에 슬라이드 상자에 슬라이드를 놓습니다. 슬라이드 RT에서 건조하는 것을 허용하지 않습니다. </li></ol>

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관심 없음 충돌은 금융 또는 다른 저자에 의해 선언되지 않습니다.

여기서는 동결 근육 기능의 조직 학적 평가를 수행하는 근육 조직을 저장하는 새로운 다공 cryovial을 설명한다. 이 프로토콜의 핵심 변성 단계는 다공 cryovial의 샘플은 직접 액체 질소에 침지된다는 점이다. 우리의 지식에, 이것은 기존의 동결 방법 중 근육의 냉동 절편 우수한 냉동 샘플 (대표 결과를 참조)를 얻을 수있는 간단하고 rapidest 방법입니다. 근육 연구자들이 직면 한...

골격 근육은보기의 영양 및 처리 지점에서 고기를 생산하는 동물의 가장 중요한 구성 요소입니다. 근육 성장의 효율성과 결과 고기의 품질 : 육류 산업에서,이 개 특히 중요한 측면이있다. 근육의 주성분으로, 근육 섬유 성장 성능과 동물 1 신선한 고기의 품질에 직접적으로 관련이 있습니다. 예를 들어, 섬유의 총 수 (TNF)와 섬유의 단면적 (CSAF)은 주로 근육 질량과 고기의 품질을 결정; 또한, 섬유 유형 구성 (FTC)가 강하게 신선한 고기의 품질이 영향을 미칩니다. 따라서, 동물의 근육 섬유 특성의 조작은 코어 수익성 농장 1의 경쟁력을 높이기 위해 매우 효과적인 방법이다. 지금까지 여러 가지 고유 및 외부 요인은 근육 섬유 characterist를 조작 확인 된ICS 1. 이 조작은 돼지 5 소 3 미오 스타틴 유전자 양 4의 Callipyge 유전자 및 RYR1 IGF2 유전자와 같은 특정 유전자와 동물의 대상 선택을 통해 달성 될 수있다. 또한, 다이어트 제어 및 특정 호르몬 치료는 근육 섬유의 특성 (6)에 중요한 역할을한다. 따라서, 유전 및 영양 요소를 결합하는 방법은 살코기의 내용과 고기의 품질을 향상시킬 수 있습니다. 근육 섬유의 구조의 해명은 여전히 ​​도전이기 때문에, 근육 섬유에 대한 연구는 육류 산업에 제한됩니다. 근섬유 특성 등 미오신 triphosphatase 아데노신 (ATP 아제) 조직 화학 분석과 같은 방법을 사용하여 식별된다. 이 방법의 냉동 (6-8 μm의) 얇은 섹션에있는 효소는 사실에 의존근육 섬유는 화학적으로 특정 제품에 반응 할 수있다. 단, 근육의 수분 함량은 위치에 관계없이 (즉, 뒤, 복부 또는 뒷다리) (7), 돼지, 토끼, 마우스 및 인간의 75 % 이상이다. 이전에 8, 9를 설명한 바와 같이, 저온부의 준비 과정 - 유물을 동결 - 근육의 높은 수분 함량은 일반적으로 발생하는 문제가 발생합니다. 대부분의 경우, 적절하게 우리의 경험에 따르면, 도살장 생산 라인에서 근육 조직을 동결하는 것은 거의 불가능하다. 여기에 제시된 프로토콜은 높은 처리량 방식으로 냉동 절편을 위해 근육 조직을 동결하기 위해 실험실에서 사용 간단하고 효율적인 방법을 설명합니다. 이 방법의 하이라이트는 액체 질소에 냉동 플래시 근육 조직 용으로 설계된 새로운 cryovial이다. 현재 워크 플로우 동시에 조직을 용이하게 할 수명확하게 표시 함과 세포질 주변 조직에 꽉 근섬유의 동격으로 우수한 근육 동결 절단 (Cryosections)에 대한 동결 처리. 액체 질소가 조직과 혼합되지 않기 때문에, 또한,이 프로토콜은 조직 분석 옵션의 다양한 배열에 적용될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Cryostat Microtome</td><td>&amp;nbsp;Leica</td><td>Leica CM1950</td><td></td></tr><tr><td>Digital Microscope&amp;nbsp;</td><td>Nikon</td><td>Nikon DS-U3</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Cryogenic Vial&amp;nbsp;&amp;nbsp; Plastic film</td><td></td><td></td><td>Designed by ourself</td></tr><tr><td>Liquid Nitrogen</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr><tr><td>10 cm forceps</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr><tr><td>25 cm tweezer</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr><tr><td>Safety glass</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr><tr><td>Freezer gloves</td><td></td><td></td><td>Commomly-used</td></tr></tbody></table>

a multi-hole cryovial eliminates freezing artifacts when muscle tissues are directly immersed in liquid nitrogen

골격 근육의 생리에 대한 연구는 적절하게 명확하게 볼 세포질 구획으로 섹션을 얻기 위해 표본을 처리하는 기술적 과제에 직면 해있다. 또 다른 장애물은 주위 조직에 근섬유의 꽉 동격이다. 조직 고정 및 파라핀 매립 처리는 근섬유의 수축을 초래하기 때문에, 동결 절편을 위해 근육 조직 강화의 최적의 방법이다. 그러나, 일반적으로 발생하는 문제, 얼음 결정의 형성은, 때문에 근육의 높은 수분 함량의 동결 절편의 준비 기간 동안 발생합니다. 여기에 제시된 프로토콜은 제 적절히 액체 질소에 침지하여 그 근육 조직을 동결하는 간단하고 효율적인 방법을 설명한다. 단독으로 액체 질소를 사용의 문제점은 다음 절연체로서 작용하고 조직의 냉각을 저해 조직에 질소 가스 배리어의 형성을 유발한다는 것이다. 하는 네브라스카이 &quot;증기 담요 &#39;효과를 방지하려면w cryovial은 조직 표면 주위의 액체 흐름 속도를 증가하기 위해 설계되었다. 이것은 병의 벽 (14 개)에 유입 구멍의 총 펀칭에 의해 달성 하였다. 버블 역학에 따르면, 작은 거품 적은 가능성의 액체 흐름의 결과의 높은 속도는 가스 배리어를 형성한다. 액체 질소가 유입 관통 구멍 cryovial로 유입되면, 조직 주변의 유속 가스 배리어를 제거하기에 충분히 빠르다. 미리 냉각 펜탄을 이용하여 근육 조직을 동결하는 방법에 비해,이 프로토콜은보다 간단하고 효율적이며 처리량하게 근육을 고정하기 위해 사용될 수있다. 또한,이 방법은 실온에서 가연성이 매우 이소 펜탄에 액세스 할 수없는 기관에 최적입니다.

cryovial 그림 및 동결 절편의 준비 기간 동안 근육을 동결에 대한 일반적인 실험실 장비는 그림 1에 나타내었다. 크리오 바이알 (cryovial)는 금형 공장에서 폴리 프로필렌으로 만들어진다. 각 바이알은 입구 구멍 (14)의 총이있다 : 하나는 캡이고; 또 하단이고; 나머지 12 형태 4 개 개의 병렬 라인, 서로 90 °의 4 개 개의 구멍 각각. 이러한 흡입 구멍 때 &quot;증기 블?...

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A Multi-hole Cryovial Eliminates Freezing Artifacts when Muscle Tissues are Directly Immersed in Liquid Nitrogen

이 프로토콜은 액체 질소에 직접 급락으로 근육 조직을 동결하는 절차를 설명합니다. 이 프로토콜은 또한 질소 가스의 &quot;블랭킷 효과&quot;를 방지 할 수있는 새로운 cryovial를 강조 할 때, 액체 질소 연락처 검체의 조직 표면.

근육 조직이 직접 액체 질소에 몰입 할 때 이슈 결빙 멀티 홀 Cryovial 제거

Studies on skeletal muscle physiology face the technical challenge of appropriately processing the specimens to obtain sections with clearly visible ...

a-multi-hole-cryovial-eliminates-freezing-artifacts-when-muscle

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

11.2K 조회수.  Jiangxi Agricultural University.  이 프로토콜은 액체 질소에 직접 급락으로 근육 조직을 동결하는 절차를 설명합니다. 이 프로토콜은 또한 질소 가스의 "블랭킷 효과"를 방지 할 수있는 새로운 cryovial를 강조 할 때, 액체 질소 연락처 검체의 조직 표면. 

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Manual Blot-and-Plunge Freezing of Biological Specimens for Single-Particle Cryogenic Electron Microscopy

Imaging biological specimens with electrons for high-resolution structure determination by single-particle cryogenic electron microscopy (cryoEM) requires a thin layer of vitreous ice containing the biomolecules of interest. Despite numerous technological advances in recent years that have propelled single-particle cryoEM to the forefront of structural biology, the methods by which specimens are vitrified for high-resolution imaging often remain the rate-limiting step. Although numerous recent efforts have provided means to overcome hurdles frequently encountered during specimen vitrification, including the development of novel sample supports and innovative vitrification instrumentation, the traditional manually operated plunger remains a staple in the cryoEM community due to the low cost to purchase and ease of operation. Here, we provide detailed methods for using a standard, guillotine-style manually operated blot-and-plunge device for the vitrification of biological specimens for high-resolution imaging by single-particle cryoEM. Additionally, commonly encountered issues and troubleshooting recommendations for when a standard preparation fails to yield a suitable specimen are also described.

This manuscript outlines the blot-and-plunge method to manually freeze biological specimens for single-particle cryogenic electron microscopy.

단일 입자 극저온 전자 현미경 검사법을 위한 생물학적 표본의 수동 블롯 및 플런지 동결

Imaging biological specimens with electrons for high-resolution structure determination by single-particle cryogenic electron microscopy (cryoEM) requires ...

연구

생화학

Electron Cryotomography of Bacterial Cells

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for instance how they generate and maintain specific cell shapes, establish polarity, segregate their genomes, and divide. In order to understand these phenomena, imaging technologies are needed that bridge the resolution gap between fluorescence light microscopy and higher-resolution methods such as X-ray crystallography and NMR spectroscopy.
Electron cryotomography (ECT) is an emerging technology that does just this, allowing the ultrastructure of cells to be visualized in a near-native state, in three dimensions (3D), with "macromolecular" resolution (~4nm).1, 2 In ECT, cells are imaged in a vitreous, "frozen-hydrated" state in a cryo transmission electron microscope (cryoTEM) at low temperature (&lt; -180&deg;C). For slender cells (up to ~500 nm in thickness3), intact cells are plunge-frozen within media across EM grids in cryogens such as ethane or ethane/propane mixtures. Thicker cells and biofilms can also be imaged in a vitreous state by first "high-pressure freezing" and then, "cryo-sectioning" them. A series of two-dimensional projection images are then collected through the sample as it is incrementally tilted along one or two axes. A three-dimensional reconstruction, or "tomogram" can then be calculated from the images. While ECT requires expensive instrumentation, in recent years, it has been used in a few labs to reveal the structures of various external appendages, the structures of different cell envelopes, the positions and structures of cytoskeletal filaments, and the locations and architectures of large macromolecular assemblies such as flagellar motors, internal compartments and chemoreceptor arrays.1, 2
In this video article we illustrate how to image cells with ECT, including the processes of sample preparation, data collection, tomogram reconstruction, and interpretation of the results through segmentation and in some cases correlation with light microscopy.

We illustrate here how to use electron cryotomography (ECT) to study the ultrastructure of bacterial cells in near-native states, to "macromolecular" (~4 nm) resolution.

세균성 세포의 전자 Cryotomography

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for ...

생물학

Tissue Triage and Freezing for Models of Skeletal Muscle Disease

Skeletal muscle is a unique tissue because of its structure and function, which requires specific protocols for tissue collection to obtain optimal results from functional, cellular, molecular, and pathological evaluations. Due to the subtlety of some pathological abnormalities seen in congenital muscle disorders and the potential for fixation to interfere with the recognition of these features, pathological evaluation of frozen muscle is preferable to fixed muscle when evaluating skeletal muscle for congenital muscle disease. Additionally, the potential to produce severe freezing artifacts in muscle requires specific precautions when freezing skeletal muscle for histological examination that are not commonly used when freezing other tissues. This manuscript describes a protocol for rapid freezing of skeletal muscle using isopentane (2-methylbutane) cooled with liquid nitrogen to preserve optimal skeletal muscle morphology. This procedure is also effective for freezing tissue intended for genetic or protein expression studies. Furthermore, we have integrated our freezing protocol into a broader procedure that also describes preferred methods for the short term triage of tissue for (1) single fiber functional studies and (2) myoblast cell culture, with a focus on the minimum effort necessary to collect tissue and transport it to specialized research or reference labs to complete these studies. Overall, this manuscript provides an outline of how fresh tissue can be effectively distributed for a variety of phenotypic studies and thereby provides standard operating procedures (SOPs) for pathological studies related to congenital muscle disease.

The analysis of skeletal muscle tissues to determine structural, functional, and biochemical properties is greatly facilitated by appropriate preparation. This protocol describes appropriate methods to prepare skeletal muscle tissue for a broad range of phenotyping studies.

조직의 우선 순위 구분과 골격근 질환 모델에 대한 동결

Skeletal muscle is a unique tissue because of its structure and function, which requires specific protocols for tissue collection to obtain optimal ...

Tandem High-pressure Freezing and Quick Freeze Substitution of Plant Tissues for Transmission Electron Microscopy

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, because of laborious and time-consuming protocols that also demand experience in preparation of artifact-free samples, TEM is not considered a user-friendly technique. Traditional sample preparation for TEM used chemical fixatives to preserve cellular structures. High-pressure freezing is the cryofixation of biological samples under high pressures to produce very fast cooling rates, thereby restricting ice formation, which is detrimental to the integrity of cellular ultrastructure. High-pressure freezing and freeze substitution are currently the methods of choice for producing the highest quality morphology in resin sections for TEM. These methods minimize the artifacts normally associated with conventional processing for TEM of thin sections. After cryofixation the frozen water in the sample is replaced with liquid organic solvent at low temperatures, a process called freeze substitution. Freeze substitution is typically carried out over several days in dedicated, costly equipment. A recent innovation allows the process to be completed in three hours, instead of the usual two days. This is typically followed by several more days of sample preparation that includes infiltration and embedding in epoxy resins before sectioning. Here we present a protocol combining high-pressure freezing and quick freeze substitution that enables plant sample fixation to be accomplished within hours. The protocol can readily be adapted for working with other tissues or organisms. Plant tissues are of special concern because of the presence of aerated spaces and water-filled vacuoles that impede ice-free freezing of water. In addition, the process of chemical fixation is especially long in plants due to cell walls impeding the penetration of the chemicals to deep within the tissues. Plant tissues are therefore particularly challenging, but this protocol is reliable and produces samples of the highest quality.

Obtaining high-quality transmission electron microscopy images is challenging, especially in the case of plant cells, which have abundant large water-filled vacuoles and aerated spaces. Tandem high-pressure freezing and quick freeze substitution greatly reduce preparation time of plant samples for TEM while producing samples with excellent ultrastructural preservation.

탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, ...

Fiber Type and Subcellular-Specific Analysis of Lipid Droplet Content in Skeletal Muscle

Skeletal muscle lipid infiltration, known as myosteatosis, increases with obesity and ageing. Myosteatosis has also recently been discovered as a negative prognostic factor for several other disorders such as cardiovascular disease and cancer. Excessive lipid infiltration decreases muscle mass and strength. It also results in lipotoxicity and insulin resistance depending on total intramyocellular lipid content, lipid droplet (LD) morphology, and subcellular distribution. Fiber type (oxidative vs glycolytic) is also important, since oxidative fibers have a greater capacity to utilize lipids. Because of their crucial implications in pathophysiology, in-depth studies on LD dynamics and function in a fiber type-specific manner are warranted.
Herein, a complete protocol is presented for the quantification of intramyocellular lipid content and analysis of LD morphology and subcellular distribution in a fiber type-specific manner. To this end, serial muscle cryosections were stained with the fluorescent dye Bodipy and antibodies against myosin heavy chain isoforms. This protocol enables the simultaneous processing of different muscles, saving time and avoiding possible artifacts and, thanks to a personalized macro created in Fiji, the automatization of LD analysis is also possible.

Increasing evidence indicates that excessive infiltration of lipids inside skeletal muscle results in lipotoxicity and diabetes. Here, we present a complete protocol, including tissue processing, staining with Bodipy, image acquisition, and analysis, to quantify the size, density, and subcellular distribution of lipid droplets in a fiber-type specific manner.

골격근의 지질 액적 함량의 섬유 유형 및 세포내 특이적 분석

Skeletal muscle lipid infiltration, known as myosteatosis, increases with obesity and ageing. Myosteatosis has also recently been discovered as a negative ...

의학

Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize macromolecular complexes at very high resolution. However, to get as close as possible to the native state, perfect sample preservation is required. Conventional electron microscopy (EM) fixation with aldehydes, for instance, does not provide good ultrastructural preservation. The slow penetration of fixatives induces cell reorganization and loss of various cell components. Therefore, conventional EM fixation does not allow for an instantaneous stabilization and preservation of structures and antigenicity. The best choice for examining intracellular events is to use cryofixation followed by the freeze-substitution fixation method that keeps cells in their native state. High-pressure freezing/freeze-substitution, which preserves the integrity of cellular ultrastructure, is the most commonly used method, but requires expensive equipment. Here, an easy-to-use and low-cost freeze fixation method followed by freeze-substitution for suspension cell cultures is presented.

This manuscript describes an easy-to-use and low-cost cryofixation method for visualizing suspension cells by transmission electron microscopy.

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 ​​라이 제이션 연구를위한 도구

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

Cryosectioning of Contiguous Regions of a Single Mouse Skeletal Muscle for Gene Expression and Histological Analyses

With this method, consecutive cryosections are collected to enable both microscopy applications for tissue histology and enrichment of RNA for gene expression using adjacent regions from a single mouse skeletal muscle. Typically, it is challenging to achieve adequate homogenization of small skeletal muscle samples because buffer volumes may be too low for efficient grinding applications, yet without sufficient mechanical disruption, the dense tissue architecture of muscle limits penetration of buffer reagents, ultimately causing low RNA yield. By following the protocol reported here, 30 &#956;m sections are collected and pooled allowing cryosectioning and subsequent needle homogenization to mechanically disrupt the muscle, increasing the surface area exposed for buffer penetration. The primary limitations of the technique are that it requires a cryostat, and it is relatively low throughput. However, high-quality RNA can be obtained from small samples of pooled muscle cryosections, making this method accessible for many different skeletal muscles and other tissues. Furthermore, this technique enables matched analyses (e.g., tissue histopathology and gene expression) from adjacent regions of a single skeletal muscle so that measurements can be directly compared across applications to reduce experimental uncertainty and to reduce replicative animal experiments necessary to source a small tissue for multiple applications.

Consecutive cryo-sections are collected to enable histological applications and enrichment of RNA for gene expression measurements using adjacent regions from a single mouse skeletal muscle. High-quality RNA is obtained from 20 - 30 mg of pooled cryosections and measurements are directly compared across applications.

유전자 발현 및 조직 학적 분석을위한 단일 마우스 골격근의 연속 지역의 냉동 절편

With this method, consecutive cryosections are collected to enable both microscopy applications for tissue histology and enrichment of RNA for gene ...

Cryogenic Sample Loading into a Magic Angle Spinning Nuclear Magnetic Resonance Spectrometer that Preserves Cellular Viability

Dynamic nuclear polarization (DNP) can dramatically increase the sensitivity of magic angle spinning (MAS) nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy. These sensitivity gains increase as temperatures decrease and are large enough to enable the study of molecules at very low concentrations at the operating temperatures (~100 K) of most commercial DNP-equipped NMR spectrometers. This leads to the possibility of in-cell structural biology on cryopreserved cells for macromolecules at their endogenous levels in their native environments. However, the freezing rates required for cellular cryopreservation are exceeded during typical sample handling for DNP MAS NMR and this results in loss of cellular integrity and viability. This article describes a detailed protocol for the preparation and cryogenic transfer of a frozen sample of mammalian cells into a MAS NMR spectrometer.

Presented here is a protocol for cryogenic transfer of frozen samples into the dynamic nuclear polarization (DNP) magic angle spinning (MAS) nuclear magnetic resonance (NMR) probe. The protocol includes directions for rotor storage prior to the experiment and directions for viability measurements before and after the experiment.

셀룰러 생존력을 보존하는 마법의 각도 회전 핵 자기 공명 분광기에 극저온 샘플 로딩

Dynamic nuclear polarization (DNP) can dramatically increase the sensitivity of magic angle spinning (MAS) nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy. ...

Regulating Temperature in the Lab: Preserving Samples Using Cold

Preservation of laboratory samples, specimens, and reagents using extreme cold is routinely performed in biomedical research labs. This video will discuss some of the methods for keeping laboratory samples cold and will explain the correct cooling method to use for each experimental requirement.
For example, cooling agents, such as ice and dry ice, are typically used when keeping samples cold during experiments. This video discusses the physical properties of the most commonly used cooling agents, as well as safety precautions for working with them.
When it comes to keeping samples cold in between experiments, cooling equipment, including laboratory grade refrigerators and freezers can be used to preserve samples for extended period of time. Also discussed in this video are types of samples and reagents that can be stored in the commonly-available laboratory cooling equipment.
Finally, the concept of cryopreservation is introduced as a process through which tissues, cells, and biomolecules are cooled to sub-zero temperatures, thereby effectively stopping all sample-degrading biological activity. Several methods of cryopreservation are discussed that minimize or eliminate the formation of damaging ice crystals.

Preserving Samples Using Cold: Cooling Agents and Instruments, and Cryopreservation

샘플의 보존 : 냉장고,냉동고, 극저온 냉동고의 이용

Preservation of laboratory samples, specimens, and reagents using extreme cold is routinely performed in biomedical research labs.  This video will ...

교육

JoVE Science Education

기초 생물학

일반 실험실 기술

Snap Freezing of Muscle Tissue for Sectioning: A Protocol to Obtain Ultrathin Sections of Rapidly Frozen Murine Muscle Tissue

Source: Bonetto, A. et al. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/video/54893" target="_blank">The Colon-26 Carcinoma Tumor-bearing Mouse as a Model for the Study of Cancer Cachexia.</a> J. Vis. Exp. (2016)
This video describes the procedure for snap freezing muscle tissue and obtaining its thin sections. The technique can help study cancer-related cachexia in colon cancer mouse models.

근육 조직이 직접 액체 질소에 몰입 할 때 이슈 결빙 멀티 홀 Cryovial 제거

요약

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탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

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유전자 발현 및 조직 학적 분석을위한 단일 마우스 골격근의 연속 지역의 냉동 절편

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절편을 위한 근육 조직의 스냅 동결: 급속 동결된 쥐 근육 조직의 초박형 절편을 얻기 위한 프로토콜

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