We thank Dr. Daniel Bumbarger for the predation behavior picture. This work was funded by the Max-Planck Society.

1. 입 양식 표현형 <ol><li> 아가로 오스 패드에 입 양식 확인 참고 : 선충 입 모프를 시각화 아가로 오스 패드에 가벼운 마취 치료 벌레를 고정하고 다음과 같이 관찰하기 위해. <ol><li> 성장 및 P. 같은 선충 문화를 유지 pacificus에 6cm 표준 선충류 성장 미디어 (NGM) 접시와 E.의 세균 잔디밭에 공급 대장균 OP50 19. </li><li> 처음 3 ml의 2 % 아가로 오스 솔루션을 만들기 위해 15 ML 튜브에 3 ㎖의 H 2 O 0.06 g 아가로 오스를 추가하여 아가로 오스 패드를 확인합니다. 이 4 ℃에서 1 년까지 저장할 수 있습니다 </li><li> 믹스와 전자 레인지에서 철저하게 아가로 오스를 용융 또는 대안&gt; 88 ° C로 설정 열 블록을 사용 </li><li> 완전히 녹인 후, 아가 로스 10 % 아 지드 화 나트륨 용액 10 μl를 첨가하고 잘 혼합한다. 주의 : 드라이 아 지드 화 나트륨은 반응성이 모든 형태의 독성. </li><li> 1 ml에 사용마이크로 피펫을 표준 유리 현미경 슬라이드의 중간에 액상 아가 지드 믹스만큼이나 300 μL 방울을 놓는다. </li><li> 한천은 냉각하기 전에 신속하게 냉각시 패드를 형성하는 아가로 오스를 평평하게하기 위해 드롭의 상단에 두 번째 현미경 슬라이드를 놓습니다. 필요한만큼 패드에 대해 반복합니다. </li><li> 서로 떨어져 그들을 밀어, 껍질 떨어져 유리 현미경 슬라이드를 사용하기 직전에. 참고 : 아가로 오스 패드가 사전에 너무 멀리 준비하는 경우가 너무 건조 할 수 있고, 선충에 손상을 줄 수 있습니다. </li><li> 패드의 중심에 - (3 μL 2) 마취 아가로 오스 패드에 웜을 전송하려면, M9 버퍼의 드롭 놓습니다. 선택 2-3 젊은 P. 패드를 통해 신중하게 커버 슬립을 배치하기 전에 M9의 드롭로 pacificus 성인. P. pacificus의 선충은 아가로 오스에 고정하고 시각화 할 준비가 될 것입니다. </li><li> 적절한 현미경 A를 마취 된 웜을 포함하는 현미경 슬라이드 이동차 63X 노멀 스키 광학에서 관찰한다. 다음과 같은 기능을 기반으로 모프 ID를 분류 : 추가 하위 복부 치아, 확대 등의 치아와 넓은 입 구멍의 존재하는 eurystomatous 입 모프 동물 나타내는 하나의 지느러미 치아와 좁은 입 개방의 존재가 stenostomatous을 표시하면서 동물 (그림 1). 주 : 동물의 건강을 유지하기 위해, 웜 더 이상 5 분 이상 한천 패드 상에 유지되어야한다. </li><li> 입 모프 식별 한 후, 부드럽게 아가로 오스 패드 떨어져 그것을 밀어 커버 슬립을 제거하여 필요에 따라 eurystomatous 또는 stenostomatous 중 하나 선충을 복구 할 수 있습니다. 조심스럽게 아가로 오스 패드에서 선택한 동물을 선택 신선한 NGM 플레이트에 (대장균 OP50가 밀착 될 수 있도록 도움이되는 선택 사용할 수 있습니다). 정상적인 운동성 행동이 동물이 더 약탈 적 분석에 대한 준비가되어있는에 재개 될 때까지 마취에서 회복을 허용합니다. </li></ol></li> &lt;리&gt; 빠른 입 표현형 주 : 대안 적으로, 더 많은 경험 입 폼 타입 높은 배율 (150X)을 통해 임의의 실체 마취제 치료를 필요로하지 않고 분석 할 수있다. <ol><li> E.의 세균 잔디와 표준 NGM 플레이트에 배치 선충 현미경보기 영역 상에 대장균 OP50. </li><li> 입 크기와 폭의 차이를 검출한다. 참고 : 구조와 같은 더 치아 때문에 입 모프 식별이 단독으로 좁은 입 대 넓은 입 기반으로 관찰 할 수없는이 배율에서. </li></ol></li></ol> 2. 물린 분석 참고 : 물고 분석의 상세한 약탈 행동 분석을 허용합니다. <ol><li> 성장과 표준 NGM 플레이트 (6cm)에 선충 문화를 유지하고 E.의 세균 잔디밭에 공급 대장균 OP50 19. </li><li> 이러한 C.로 선정 먹이 선충 유충의 대량 증가로 분석 번호판을 확인 엘레 또는 알대체적으로 적절한 생태 학적으로 중요한 먹이. 참고 : 성인 C.를 애벌레 단계를 사용하는 것이 중요하므로 간스 적합한 먹이하기에는 너무 크다. <ol><li> C. 유지 엘레 또는 E.의 세균 잔디밭에 표준 NGM 접시와 공급의 다른 잠재적 인 먹이 종 대장균 OP50은 인구 갓 젊은 L1 유충의 풍부 결과, 공복 때까지. 참고 : 기아에 대한 시간 문화를 시작하는 데 사용 선충의 수, E.의 양 등 다양한 환경 및 실험 요인에 따라 달라집니다 콜라이 OP50 첨가하고 상온. </li></ol></li><li> M9 4 개의 이상의 갓 굶주린 먹이 접시를 씻고 15 ML 튜브에 수집하기 전에 모든 큰 동물과 나머지 계란을 제거하기 위해 두 개의 20 μm의 필터를 통해 웜 솔루션을 전달합니다. 만 작은 유충은 용액에 남아 있어야한다. </li><li> 유생 펠렛 1 분 동안 377 XG에서 필터링 된 먹이를 원심 분리 형성한다. </li><li&gt; 더 E.와 6cm의 NGM 플레이트 상에 순수 웜 펠릿의 피펫 3 μL 대장균 OP50 현재와 애벌레는 분석 플레이트를 생성하기 위해 충분히 확산을 위해 적어도 30 분을 기다립니다. 참고 : 표준 분석 플레이트에 순수한 웜 펠릿의 3 μL가&gt; 3,000 먹이 유충이 포함되어 있습니다. 이 포식자와 먹이 사이의 빈번한 접촉을 생성하기에 충분하다. </li><li> 필요한 입 모프 (프로토콜 1)에 대한 화면 약탈 선충. </li><li> 분석 플레이트에서 제대로 분류 육식 동물을 전송, 표준 웜 따기 기술 및 광 실체 현미경 (19)를 사용하여. 세균 오염을 최소화하기 위해 포식자를 전송할 때 분석 플레이트에 가능한 한 적은 OP50 박테리아 전송주의한다. 웜이 전송되는 스트레스 복구 및 웜이 전송에서 손상되지 않은 보장하기 위해 야생 형 운동성 행동을 확인 할 수 있도록 15 분을 기다립니다. 참고 : P.을 굶어 할 필요가 없습니다 PACificus, 그들은 잘 박테리아에 공급하는 동안에도 다른 선충 유충의 고효율 포식자가있다. </li><li> 복구 후, 10 분 동안 빛 실체 현미경을 사용하여 육식 동물을 관찰한다. 이 장비로, 관찰 및 먹이의 움직임을 제한하는 포식자 특징으로, 물고과 같은 별개의 공급 이벤트의 특성, 위치 검출되는 먹이 표피의 개방에 의해 살해을; 및 공급, 먹이 내장 (그림 2A, B 및 영화 1)의 관찰 소비로 분류. </li><li> 검사 및 정확도를 보장하기 위해 10 개인 육 선충 최소 관찰하여 분석을 반복한다. </li></ol> 3. 시체 분석 참고 : 시체 분석이 약탈 행동의보다 신속한 정량을 용이하게한다. <ol><li> 성장과 표준 NGM 플레이트에 선충 문화를 유지하고 세균 리터에 공급E.의 까끄라기 대장균 OP50 19. 앞서 언급 한 분석 플레이트 (- 2.5 프로토콜 2.1)의 삼중를 생성합니다. </li><li> 필요한 입 모프에 대한 화면 약탈 선충은 같은 표준 웜 따기 기술과 각 분석 플레이트에 필요한 입 모프와 빛 실체 전송 5 약탈 선충을 사용하여 프로토콜 1에서 설명했다. 2 시간 동안 먹이와 함께 포식자를 남겨주세요. </li><li> 2 시간 화면 비워 사체 (도 2B와 C)의 존재에 대한 분석 플레이트 후. 웜 조각을 내장 누출 또는 누락을 포함 분명한 형태 학적 결함과 함께 운동의 부재에 의해 시체를 확인합니다. </li></ol> 인두와 치아 운동 4. 분석 <ol><li> 성장과 표준 NGM 플레이트에 선충 문화를 유지하고 E.의 세균 잔디밭에 공급 대장균 OP50 19. 이전에 (- 2.5 프로토콜 2.1) 언급 한 바와 같이 분석 플레이트를 생성합니다. 표준 6cm 경우NGM 판은 적절한 대안으로 2 ml의 NGM을 포함하는 작은 35mm 배양 접시의 뚜껑을 사용하여 객관적이고 현미경 단계 사이에 적합하지 않다. </li><li> 필요한 입 모프에 대한 화면 약탈 선충 기술을 따기 표준 웜 및 광 실체 현미경을 사용하여 프로토콜 1에서 설명한 바와 같이, 분석 플레이트에 하나 제대로 분류 육식 동물을 전송합니다. 웜이 전송되는 스트레스로부터 복구 할 수 있도록 15 분을 기다립니다. </li><li> 고속 카메라 (영화 2 및 3)와, 63X Normaski - 40 현미경에 육식 동물을 관찰한다. 적어도 20 동물의 50 Hz에서 녹음 인두 펌핑 15 초 이상 치아 운동은, 정확한 정량을 보장합니다. 재생 개별 펌프와 치아 이벤트를 계산하기 위해 원하는 속도로 동영상을 기록했다. 참고 : 치아 이동이 입 구멍에 검출 할 만 산부인과 동안 펌핑는 인두의 중간에있는 코퍼스에서 관찰된다지느러미 치아에서 제공. </li></ol>

<ol>
	<li>Wilecki, M., Lightfoot, J. W., Susoy, V., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predatory+feeding+behaviour+in+Pristionchus+nematodes+is+dependent+on+phenotypic+plasticity+and+induced+by+serotonin.">Predatory feeding behaviour in Pristionchus nematodes is dependent on phenotypic plasticity and induced by serotonin.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 9), 1306-1313 (2015).</li><li>Ragsdale, E. J., Muller, M. R., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Developmental+Switch+Coupled+to+the+Evolution+of+Plasticity+Acts+through+a+Sulfatase.">A Developmental Switch Coupled to the Evolution of Plasticity Acts through a Sulfatase.</a> Cell. 155 (4), 922-933 (2013).</li><li>Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensation.">Mechanosensation.</a> WormBook. , 1-14 (2006).</li><li>Rankin, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+behavior:+the+taste+of+success,+the+smell+of+danger!.">Nematode behavior: the taste of success, the smell of danger!.</a> Curr Biol. 16 (3), R89-R91 (2006).</li><li>Beverly, M., Anbil, S., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneracy+and+neuromodulation+among+thermosensory+neurons+contribute+to+robust+thermosensory+behaviors+in+Caenorhabditis+elegans.">Degeneracy and neuromodulation among thermosensory neurons contribute to robust thermosensory behaviors in Caenorhabditis elegans.</a> J Neurosci. 31 (32), 11718-11727 (2011).</li><li>Kimata, T., Sasakura, H., Ohnishi, N., Nishio, N., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermotaxis+of+C.+elegans+as+a+model+for+temperature+perception,+neural+information+processing+and+neural+plasticity.">Thermotaxis of C. elegans as a model for temperature perception, neural information processing and neural plasticity.</a> Worm. 1 (1), 31-41 (2012).</li><li>Vidal-Gadea, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetosensitive+neurons+mediate+geomagnetic+orientation+in+Caenorhabditis+elegans.">Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans.</a> Elife. 4, (2015).</li><li>Chute, C. D., Srinivasan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+mating+cues+in+C.+elegans.">Chemical mating cues in C. elegans.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).</li><li>Sherlekar, A. L., Lints, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+Tango+Milonguero+-+the+C.+elegans+male's+search+for+the+hermaphrodite+vulva.">Nematode Tango Milonguero - the C. elegans male's search for the hermaphrodite vulva.</a> Semin Cell Dev Biol. 33, 34-41 (2014).</li><li>Sasakura, H., Mori, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+plasticity,+learning,+and+memory+in+C.+elegans.">Behavioral plasticity, learning, and memory in C. elegans.</a> Curr Opin Neurobiol. 23 (1), 92-99 (2013).</li><li>Avery, L., You, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+feeding.">C. elegans feeding.</a> WormBook. , 1-23 (2012).</li><li>Bumbarger, D. J., Riebesell, M., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=System-wide+Rewiring+Underlies+Behavioral+Differences+in+Predatory+and+Bacterial-Feeding+Nematodes.">System-wide Rewiring Underlies Behavioral Differences in Predatory and Bacterial-Feeding Nematodes.</a> Cell. 152 (1-2), 109-119 (2013).</li><li>Dieterich, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Pristionchus+pacificus+genome+provides+a+unique+perspective+on+nematode+lifestyle+and+parasitism.">The Pristionchus pacificus genome provides a unique perspective on nematode lifestyle and parasitism.</a> Nature Genetics. 40 (10), 1193-1198 (2008).</li><li>Schlager, B., Wang, X. Y., Braach, G., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Cloning+of+a+Dominant+Roller+Mutant+and+Establishment+of+DNA-Mediated+Transformation+in+the+Nematode+Pristionchus+pacificus.">Molecular Cloning of a Dominant Roller Mutant and Establishment of DNA-Mediated Transformation in the Nematode Pristionchus pacificus.</a> Genesis. 47 (5), 300-304 (2009).</li><li>Witte, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+inactivation+using+the+CRISPR/Cas9+system+in+the+nematode+Pristionchus+pacificus.">Gene inactivation using the CRISPR/Cas9 system in the nematode Pristionchus pacificus.</a> Dev Genes Evol. 225 (1), 55-62 (2015).</li><li>Lo, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precise+and+Heritable+Genome+Editing+in+Evolutionarily+Diverse+Nematodes+Using+TALENs+and+CRISPR/Cas9+to+Engineer+Insertions+and+Deletions.">Precise and Heritable Genome Editing in Evolutionarily Diverse Nematodes Using TALENs and CRISPR/Cas9 to Engineer Insertions and Deletions.</a> Genetics. 195 (2), 331-348 (2013).</li><li>Sommer, R. J., McGaughran, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+as+a+model+system+for+integrative+studies+in+evolutionary+biology.">The nematode Pristionchus pacificus as a model system for integrative studies in evolutionary biology.</a> Molecular Ecology. 22 (9), 2380-2393 (2013).</li><li>Herrmann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nematode+Pristionchus+pacificus+(Nematoda+:+Diplogastridae)+is+associated+with+the+oriental+beetle+Exomala+orientalis+(Coleoptera:Scarabaeidae)+in+Japan.">The nematode Pristionchus pacificus (Nematoda : Diplogastridae) is associated with the oriental beetle Exomala orientalis (Coleoptera:Scarabaeidae) in Japan.</a> Zoological Science. 24 (9), 883-889 (2007).</li><li>Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Introduction+to+Worm+Lab:+from+Culturing+Worms+to+Mutagenesis.">An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis.</a> J Vis Exp. (47), e2293 (2011).</li><li>Serobyan, V., Ragsdale, E. J., Sommer, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+value+of+a+predatory+mouth-form+in+a+dimorphic+nematode.">Adaptive value of a predatory mouth-form in a dimorphic nematode.</a> Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 281, 20141334 (2014).</li><li>Albrecht, D. R., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-content+behavioral+analysis+of+Caenorhabditis+elegans+in+precise+spatiotemporal+chemical+environments.">High-content behavioral analysis of Caenorhabditis elegans in precise spatiotemporal chemical environments.</a> Nat Methods. 8 (7), 599-605 (2011).</li><li>Yeminin, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes.">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nat Methods. 9 (10), 877-879 (2013).</li><li>Raizen, D. M., Lee, R. Y. N., Avery, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interacting+Genes+Required+for+Pharyngeal+Excitation+by+Motor+Neuron+MC+in+Caenorhabditis+elegans.">Interacting Genes Required for Pharyngeal Excitation by Motor Neuron MC in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 141 (4), 1365-1382 (1995).</li></ol>

The authors declare no financial or competing interests.

선충은 C.에 신경 생물학 및 행동을 이해하기위한 강력한 시스템을 제공 엘레은 지금까지 기본 도구 인. P.를 포함하지만, 많은 선충 종 결석 또는 모델 생물의 C.에서 복잡 다양 pacificus 표시 행위, 엘레 따라서는 이러한 행동의 진화 및 규제에 관한 흥미로운 질문을 제기. P. 포함하여 많은 다른 선충 종에서 발견 한 같은 추가 행동 pacificus이 약탈 공급 (1), (20)에 결합하여 세균의 식단을 보완 할 수있는 능력이다. 따라서 우리는 개발 및 선충에서 이러한 이전에 unanalyzed 약탈 행위의 쉽고 빠른 특성에 대한 상세한 프로토콜을 설명했다. 첫째, 우리는 선충 구강 내 장치를 공급 변동을 선별하는 방법을 제공하고 있습니다. 정확한 입 타입의 식별은 필수적인 제 s의만 eurystomatous 동물이 육식 공급 할 수있는 최소한 Pristionchus 속에서, 같은 성공적인 포식 분석을 위해 TEP. 그것은 훨씬 덜 침습적 인 입이 방법으로 프로토콜 1.2에 기술 된 &quot;빠른 입 표현형&quot;프로토콜로 변경해 파악하는 것이 가장 좋습니다 따라서는 약탈 행위가 교란 될 수 있다는 가능성이 적습니다. 그러나, 첫 번째 한천 패드에 마취 된 동물 (프로토콜 1.1)을 식별하여 다른 입 구조에 익숙해지는 것이 좋습니다. 원하는 입 모프의 식별에 따라, 우리는 약탈 먹이를 정량화이 분석을 설명했다. 이들은 (프로토콜 2)은 &quot;물린 분석&quot;을 통해하지만 더 깊이있는 행동 분석을 소모 빠른, 높은 처리량 &quot;시체 분석&quot;(프로토콜 3)과 더 많은 시간이다. 이러한 프로토콜 모두 experimen에 따라 분석을 최적화하기 위하여 여러 가지 변형을 허용 매우 유연탈 요구 사항. P.를 사용하여 물린 분석을위한 C.에 pacificus의 포식자 엘레 먹이 10 분의 시간 창에 대한 상호 육 행동 관찰은 다른 공급 이벤트와 함께 물기 상당한 양을 정량화하기에 충분했다. 다시 P.를 이용하여 &quot;시체 분석&quot;에 대한 C.에 pacificus의 포식자 엘레 먹이은 2 시간 5 육식 동물은 빠른 행동 분석을 가능하게 쉽게 정량화하고 일관된 시체 번호를 생산했다. 그러나, 다른 속도로 이동 육 선충의 종을 주목해야한다 다른 속도 먹고 일반적으로 다른 행동 한 큰 다양성을 증명한다. 또한, 다른 먹이 종은 비슷한 이유로 다른 속도로 먹을 수있다. 이는 그러므로 환경 조건에 차이에도 포식자 먹이로 모두 테스트 선충 종에 기초하여 분석을 최적화 할 것을 권장하고있다. 모두 &quot;입&quot;과 &quot;군단 중스트레스 또는 부상 포식자 효율적으로 죽이지 않을 것 같은 먹이와 포식자 모두가 건강한 것이 중요합니다 전자 &quot;분석은. 또한, 신선한 분석 플레이트에 악영향 오류로 이어지는 선충의 건강에 영향을 알아 건조 될 수 있습니다 이전 판과 같은 필수 분석법. 또한 많은 C. 관찰 행동 간스 (21, 22)를 조사하는 완성되었다 이러한 육 분석법 미래 반복이 많은 분석을 자동화 할 수 있도록 기술의 최근 발전을 활용할 수있을 것으로 기대된다. 현재 그들은 약탈 먹이를 폐지 할 가능성이 미세 유체 실에 격리와 고정을 훨씬 더 민감 문의하기 나타나는 문제는 P.의 pacificus와 같은 선충에서 발생할 가능성이 있습니다.이 도전 증명할 수 있지만 개별 선충을 용이하게 할 극복은 미묘한 약탈에 대한 검사한다 행동. 마지막으로, 우리는 또한 FO 방법을 제공 한R 고속 카메라 (4 프로토콜)를 사용하여 치아와 인두 펌핑 동역학을 정량함으로써 육 세균 공급 모드 사이의 비교를 용이하게 선충 공급 장치 자체 검사. C.에서 인두 펌핑 속도의 정량화 엘레은 C. 그러나 여러 해 23 먹이를 모니터링하기 위해 이용되고있다 엘레는 입 작은이 어떤 형태의 부족도 약탈 행동이 부족하다. 치아 활동의 펌핑 인두의 정량을 조합 통해 포식 특정 치아의 모든 신경 분포는 또한 관찰 될 수있다. 때문에 동물은 종종 초점면에서 이동 치아 이동을 관찰하는 데 필요한 배율에 따라서는 짧은 시간 창을위한 치아를 관찰하는 것이에만 가능합니다. 또한, C. 달리 엘레, P.의 인두 pacificus는 지속적으로 오히려 펌프와 공급의 주문에 종사, 펌프하지 않습니다. 따라서, 정확한 인두 PUM에 대한공급하면서 핑 속도는 연속 공급의 15 초를 기록하는 것이 중요하다 결정되어야한다. 여기에 제시된 이러한 방법은 따라서 선충 시스템에서 약탈 행위를 조사하기위한 첫 번째 프레임 워크를 제공한다. 또한, 그들은 또한 미생물, 곰팡이 및 진드기를 포함하여 포식에 추가 생태 학적으로 중요한 생물의 영향을 포함하여 선충 생태계 내의 다른 상호 작용을 조사에 사용하기 위해 적용 할 수있다 . 따라서 그들은 또한 자신의 생태 학적 의미를이 약탈 행위가 규제 그들이 어떻게 진화 수있는 방법과 해부 할 수있는 수단을 제공한다.

그들의 작지만 복잡한 신경계와 선충 행동을 포함한 신경 생물학의 여러 측면을 이해하기위한 강력한 도구를 입증했다. 이 연구의 대부분은 모델 생물 다른 동작의 재산이 성공적으로 해부하고 분석되고있는 예쁜 꼬마 선충에 초점을 맞추고있다. 이들은 thermotactic 5, 6 및 magnetotactic 7에 영향을 미치는, 8, 9 짝짓기 (10) 학습 및 공급 (11)을 행동 4 화성, 3 mechanosensory을 포함한다. 그러나, 다른 더 멀리 관련 선충 종은 rhabditid C.에서 관찰되지 않는 행동을 표시 엘레 또는 대안은 진화 및 규제에 관한 관련 질문을 제기 복잡성의 추가 레벨을 보여줍니다. 이 중 하나 이러한 경우는 훨씬 더 복잡 공급 될 표시 먼 관련 diplogastrid 선충 Pristionchus pacificus에서 관찰 할 수있다haviors와 C에서 관찰 된 것보다 리듬 두 종 상동 인두 신경 (12)을 공유에도 불구하고 간스 1.입니다. 이러한 추가 공급 행동, P.과 일치 그들은 또한 다른 선충의 유충에 공급하여 세균 식단을 보완 할 수있는 탐욕스러운 육식 동물이다로 pacificus 또한, 확장 된식이 범위를 표시합니다. 다행히도, P. pacificus는 비교 및 통합 진화 생물학의 모델로 개발되었다 때문에 많은 분자 유전 도구를 사용할 수 있습니다. 이들은 완전히 시퀀스 및 주석 게놈 (13), 형질 전환 유전자 14 CRISPR / Cas9 (15, 16)뿐만 아니라 새로 발견 된 자매 종을 포함하여 25 밀접하게 관련 종 상세하고 잘 주석 계통 (17)를 포함하는 분자 유전 학적 도구가 포함되어 있습니다. 또한, 다수의 Pristionchus 종의 생태는 P. 등 pacificus 우리입니다많은 종으로 정의 게요 지금 풍뎅이 딱정벌레와 necromenic 협회, 그들은 자주 다른 선충 종 (18)와 공유 호스트를 공유 설명 된. P. pacificus 따라서 새로운 행동의 진화 및 생태 학적 중요성을 해부하기에 훌륭한 모델 시스템을 제공합니다. 이러한 P. 같은 선충 종의 약탈 먹이 행동을 분석하기 위해 pacificus 우리는 쉽게 관찰과 약탈 행위의 정량화에 대한 몇 가지 새로운 행동 분석을 개발했다. P.로 pacificus 강하게 올바른 morphotype의 식별이 필수적 1, 2 인, 약탈 행동에 영향을 미치는 동종 이형 입 구조를 표시합니다. 좁은 입 stenostomatous 모프는 하나의 무딘 등의 치아를 담고 있으며, 어떤 약탈 공급에 관여하지 않습니다. 또한, 넓은 입 eurystomatous 모프는 훨씬 더 큰 갈고리 모양의 지느러미 치아와 반대 추가를 포함함께 효율적으로 먹이의 표피를 열고 운영 서브 복부 치아. 비 약탈 stenostomatous 형태로 약탈 eurystomatous의 비율은 P. 내에 Pristionchus 종에 따라 다르며 pacificus 그러나 eurystomatous 입의 비율은 P.에 모프 90 % 2 - pacificus 야생형 균주 (PS312)는 일반적으로 70이다. 또한, 입 형태의 비율이 (모두 알려진 기아뿐만 아니라 알 수없는 요인으로 신호 몇 가지 작은 분자 포함) 환경의 영향을 다른 약탈 eurystomatous 입 양식, 따라서 정확한 식별 및 격리에 따라 변동될 수 있습니다 성공적인 약탈 분석을 위해 필수적이다. 약탈 입 양식에 대한 설명과 함께 우리가 직접 관찰하고, 물고 죽이고 이벤트를 먹이 포함 약탈 행위의 정량화를위한​​ &quot;물린 분석&quot;을 개발했습니다. 여기에 먹이 선충은 필터를 통해 분리된다새로 굶주린 문화의 보내고과 약탈 성인 P.에 노출 짧은 시간 범위 동안 함께 관찰된다 pacificus. 또한, 우리는 육 이벤트 간접적으로 관찰 육 동작의 신속한 선별을 용이하게하기 위해 고 스루풋 &quot;시체 세이&quot;를 개발 하였다. 이 포식을 선별하는 도구로 애벌레 시체의 존재 활용합니다. 두 분석은 관찰 및 P. 같은 선충 종에서 약탈 행위를 측정하기위한 간단하고 매우 반복적 인 방법을 제공 pacificus.

<table><tbody><tr><td>Nylon net filters (20 &amp;#181;m)</td><td>Merck Millipore Ltd</td><td>NY2004700</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>PP Funnel for filter (54 mm)</td><td>Duran</td><td>292215003</td><td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td></tr><tr><td>Small petri dish (35/10 mm)</td><td>Greiner Bio-One&amp;nbsp;</td><td>627102</td><td>For imaging on High speed camera</td></tr><tr><td>Zeiss SteREO Discovery V12</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Axio-Imager A1</td><td></td><td></td><td>For mouth form identificaton</td></tr><tr><td>Glass Slides</td><td>Roth</td><td>H869</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slips</td><td>Roth</td><td>657</td><td></td></tr><tr><td>Motion Scope M3 Highspeed camera</td><td>IDT</td><td></td><td>High speed camera</td></tr><tr><td>Video zoom 44 ENG 1/2&quot; 0.5X to 2.4X</td><td>Zeis</td><td>452984-0000-000</td><td>High speed camera zoom</td></tr><tr><td>Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Roth</td><td>5210.2</td><td>CAS-Nr. 9002-18-0</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr><tr><td>Bacto Tryptone</td><td>BD</td><td>211699</td><td>Lot 4316614</td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3306</td><td>CAS-Nr. 10035-04-8</td></tr><tr><td>Cholesterol from lanolin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F 26732 00050</td><td>CAS-Nr. 57-88-5</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Merck</td><td>1,058,861,000</td><td>CAS-Nr. 10034-99-8</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>6 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>628102</td><td></td></tr><tr><td>3.5 cm petri dish</td><td>Greiner Bio-One</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>M9 ingredients:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>ACROS organics</td><td>271080025</td><td>CAS-Nr. 7778-77-0</td></tr><tr><td>Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9390-500G-D</td><td>CAS-Nr. 7782-85-6</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Roth</td><td>3957</td><td>CAS-Nr. 7647-14-5</td></tr></tbody></table>

assaying predatory feeding behaviors in pristionchus and other nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

<html> P.에서 적절한 입 모프를 성공적으로 식별 다음 pacificus, eurystomatous과 stenostomatous 동물 사이에 명확한 차이는 동작을 죽이고에 참여 만 eurystomatous 동물 (그림 3)를 검출 할 수있다. stenostomatous 동물에서이 문제를 완전히 억제 할 것으로 보인다. 또한, 박테리아와 먹이에 eurystomatous 동물의 치아 활동과 인두 펌프의 차이 (그림 4 및 동영상 2, 3) 또한 분명하다. 육 공급하면서, 펌핑 속도는 박테리아 공급 및 치아 이동은 인두 펌핑 한 비율로 한 검출시 관찰 이하로 감소된다. 이 다이어트를 다른에 대한 행동 반응을 조절 키 규제 메커니즘의 가능성을 나타낸다. S / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg &quot;/&gt; 그림 1. P. pacificus 문제를 먹이에 영향을주는 입 이형 태성이 있습니다. (A)에 eurystomatous 입 형태 포식 할 수 있고, 큰 발톱 모양의 등쪽 티스 (FALSE 컬러 레드) 및 (B)가 큰 대향 훅 형상 부 복부 티스 (거짓 색 청색)와 넓은 입구 개구를 갖는다. (다) stenostomatous 입 양식이 박테리아에 먹이에만 수 있으며, 부싯돌 모양의 지느러미 치아 (거짓 색 빨간색)와 (D)없이 서브 복부 치아 (*)와 좁은 입 구멍이 있습니다. Normaski 이미지는 63X하고 스케일 바는 10 μm의를 나타냅니다. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig2.jpg" /> <str옹&gt; 그림 2. 포식 분석 실험. (A) P. pacificus는 물린 및 C. 다른 선충의 유충을 죽인다 팅 분석 용 간스. (B) bitesby 포식 (*)의 수는 광 입체 성공적인 살해하여도 기록 된 이벤트를 공급 관찰 될 수있다. 시체가 명확하게 또한 볼 (원)입니다. (C) 시체 분석의 경우, 애벌레 시체 (화살표)을 쉽게 유충 생활에 비해 식별 할 수 있습니다. 스케일 바는 1 B에서 mm와 C에서 150 μm의 표현 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하세요.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig3.jpg" /> C.에 이빨과 시체 분석 실험 3. 결과 그림 엘레 먹이. (A) 물기 동작은 분명<html> 이 문제와 eurystomatous 입 형태로 stenostomatous 동물에 표시되지 않습니다. 오류 바 10 복제의 표준 편차를 나타냅니다. (B) stenostomatous 동물의 알 수없는 무는 행동과 일치, 시체 분석도 만 eurystomatous 동물의 분석 접시에 시체를 알 수있다. 오류 바 5 복제의 표준 편차를 나타냅니다. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig4.jpg" /> eurystomatous 동물 약탈 공급에 종사하는 동안 그림 4. 약탈 수유하는 동안 속도와 치아 운동 펌핑 Eurystomatous. 치아의 움직임 만 관찰된다. 이것은 또한 인두 펌프의 감소와 일치한다. 오류 바는 10 복제의 표준 편차를 나타냅니다.<html> = &quot;https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg&quot;대상 = &quot;_ 빈&quot;HREF&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="영화 1" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie1.jpg" /> <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/Movie_1_Killing_behaviour.mp4">영화 가벼운 실체 현미경을 사용하여 물린 분석을위한 행동을 죽이는 1. 관측. (오른쪽 다운로드 클릭).</a> <img alt="영화 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie2.jpg" /> <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">P.의 영화 2. 고속 카메라 동영상 pacificus는 C. 사망 elegans의 애벌레. (오른쪽 다운로드 클릭).</a> 광고 / 54404 / 54404movie3.jpg &quot;/&gt; <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/54404/Movie_3_HS_pumping_and_tooth.mp4">영화 3. 포식하는 동안 치아 이동의 고속 카메라에 확대. (오른쪽 다운로드 클릭).</a>

Watch this Scientific Journal Video about Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes at JoVE.com

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

에서 약탈 먹이 행동을 분석<em&gt; Pristionchus</em&gt; 및 기타 선충

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

assaying-predatory-feeding-behaviors-pristionchus-other

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Environment

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

9.7K 조회수.  Max-Planck Institute for Developmental Biology. Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth. 

비디오: Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

토양 샘플링과 곤충 병원성 선충의 분리 (Steine​​rnematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

연구

환경과학

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection of the neural circuits underlying these behaviors, the development of robust and reproducible behavioral assays is necessary. Previous C. elegans behavioral studies have used variations of a "drop test", a "chemotaxis assay", and a "retention assay" to investigate the response of C. elegans to soluble compounds. The method described in this article seeks to combine the complementary strengths of the three aforementioned assays. Briefly, a small circle in the middle of each assay plate is divided into four quadrants with the control and experimental solutions alternately placed. After the addition of the worms, the assay plates are loaded into a behavior chamber where microscope cameras record the worms' encounters with the treated regions. Automated video analysis is then performed and a preference index (PI) value for each video is generated. The video acquisition and automated analysis features of this method minimizes the experimenter's involvement and any associated errors. Furthermore, minute amounts of the experimental compound are used per assay and the behavior chamber's multi-camera setup increases experimental throughput. This method is particularly useful for conducting behavioral screens of genetic mutants and novel chemical compounds. However, this method is not appropriate for studying stimulus gradient navigation due to the close proximity of the control and experimental solution regions. It should also not be used when only a small population of worms is available. While suitable for assaying responses only to soluble compounds in its current form, this method can be easily modified to accommodate multimodal sensory interaction and optogenetic studies. This method can also be adapted to assay the chemosensory responses of other nematode species.

We present a behavior recording setup and protocol that enables automated analysis of the nematode, Caenorhabditis elegans' preference for soluble compounds in a population-based assay. This article describes the construction of a behavior chamber, the behavioral assay protocol, and video analysis software usage.

선충 집단에 기반한 화학 감응도 선호 분석의 자동화 된 분석

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

행동분석학

Rapid Isolation of Wild Nematodes by Baermann Funnel

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild nematodes in their natural environments are valuable for understanding many aspects of biology, including the selective regimes in which distinctive genomic and phenotypic characters evolve, the genetic basis for complex trait variation, and the natural genetic diversity fundamental to all animal populations. This manuscript describes a simple and efficient method for extracting nematodes from their natural substrates, including rotting fruits, flowers, fungi, leaf litter, and soil. The Baermann funnel method, a classical nematology technique, selectively isolates active nematodes from their substrates. Because it recovers nearly all active worms from the sample, the Baermann funnel technique allows for the recovery of rare and slow-growing genotypes that co-occur with abundant and fast-growing genotypes, which might be missed in extraction methods that involve multiple generations of reproduction. The technique is also well suited to addressing metagenetic, population-genetic, and ecological questions. It captures the entire population in a sample simultaneously, allowing an unbiased view of the natural distribution of ages, sexes, and genotypes. The protocol allows for deployment at scale in the field, rapidly converting substrates into worm plates, and the authors have validated it through fieldwork on multiple continents.

This protocol outlines a method for efficiently extracting live nematodes from natural substrates in the field.

베어만 퍼널에 의해 야생 선충의 신속한 격리

Beyond being robust experimental model organisms, Caenorhabditis elegans and its relatives are also real animals that live in nature. Studies of wild ...

유전학

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

개발하고 성인 단계에서 중개 신진 대사 플럭스 안정 원소 프로파일 Caenorhabditis 엘레간스</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

생물학

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

에이<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; 영양 상태 기반 구리 혐오 검정

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

신경과학

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

파인 우드 선충의 관측 및 짝짓기 행동의 정량화,<em&gt; 소나무 재선충</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Laboratory Protocol for Genetic Gut Content Analyses of Aquatic Macroinvertebrates Using Group-specific rDNA Primers

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the invasion of non-indigenous species. However, an exact identification of field predator-prey interactions is difficult in many cases. These analyses are often based on a visual evaluation of gut content or the analysis of stable isotope ratios (&#948;15N and &#948;13C). Such methods require comprehensive knowledge about, respectively, morphologic diversity or isotopic signature from individual prey organisms, leading to obstacles in the exact identification of prey organisms. Visual gut content analyses especially underestimate soft bodied prey organisms, because maceration, ingestion and digestion of prey organisms make identification of specific species difficult. Hence, polymerase chain reaction (PCR) based strategies, for example the use of group-specific primer sets, provide a powerful tool for the investigation of food web interactions. Here, we describe detailed protocols to investigate the gut contents of macroinvertebrate consumers from the field using group-specific primer sets for nuclear ribosomal deoxyribonucleic acid (rDNA). DNA can be extracted either from whole specimens (in the case of small taxa) or out of gut contents of specimens collected in the field. Presence and functional efficiency of the DNA templates need to be confirmed directly from the tested individual using universal primer sets targeting the respective subunit of DNA. We also demonstrate that consumed prey can be determined further down to species level via PCR with unmodified group-specific primers combined with subsequent single strand conformation polymorphism (SSCP) analyses using polyacrylamide gels. Furthermore, we show that the use of different fluorescent dyes as labels enables parallel screening for DNA fragments of different prey groups from multiple gut content samples via automated fragment analysis.

Most common gut content analyses of macroinvertebrates are visual. Requiring intense knowledge about morphological diversity of prey organisms, they miss soft bodied prey and, due to strong comminution of prey, are nearly impossible for some organisms, including amphipods. We provide detailed, novel genetic approaches for macroinvertebrate prey identification in the diet of amphipods.

Macroinvertebrates 사용 하 여 그룹별 수생 rDNA 뇌관의 유전 직감 콘텐츠 분석을 위한 실험실 프로토콜

Analyzing food webs is essential for a better understanding of ecosystems. For example, food web interactions can undergo severe changes caused by the ...

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative sparsity of information about C. elegans in its natural context comes from the challenges involved in the identification of the small nematode in nature. Despite these challenges, an increasing focus on the ecology of C. elegans has caused a wealth of new information regarding its life outside of the laboratory. The intensified search for C. elegans in nature has contributed to the discovery of many new Caenorhabditis species and revealed that congeneric nematodes frequently cohabitate in the wild, where they feed on microbial blooms associated with rotting plant material. The identification of new species has also revealed that the androdioecious mating system of males and self-fertilizing hermaphrodites has evolved three times independently within Caenorhabditis. The other two selfing species, C. briggsae and C. tropicalis, share the experimental advantages of C. elegans and have enabled comparative studies into the mechanistic basis of important traits, including self-fertilization. Despite these advances, much remains to be learned about the ecology and natural diversity of these important species. For example, we still lack functional information for many of their genes, which might only be attained through an understanding of their natural ecology. To facilitate ecological research of selfing Caenorhabditis nematodes, we developed a highly scalable method to collect nematodes from the wild. Our method makes use of mobile data collection platforms, cloud-based databases, and the R software environment to enhance researchers&#39; ability to collect nematodes from the wild, record associated ecological data, and identify wild nematodes using molecular barcodes.

A Highly Scalable Approach to Perform Ecological Surveys of Selfing Caenorhabditis Nematodes

This protocol can be used to perform large-scale ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. The primary advantage of this method is the efficient organization and analysis of ecological and molecular data associated with the nematodes collected from nature.

Selfing caenorhabditis 선충류의 생태 조사를 수행하기위한 고도로 확장 가능한 접근법

Caenorhabditis elegans is one of the major model organisms in biology, but only recently have researchers focused on its natural ecology. The relative ...

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant matter, especially rotten fruits like apples or on compost heaps. It is also associated with certain invertebrate hosts such as slugs and woodlice. These habitats are rich in microbes, which serve as food for C. elegans and which can also persistently colonize the nematode gut. To date, the exact diversity and consistency of the native C. elegans microbiota across habitats and geographic locations is not fully understood. Here, we describe a suitable approach for isolating C. elegans from nature and characterizing the microbiota of worms. Nematodes can be easily isolated from compost material, rotting apples, slugs, or attracted by placing apples on compost heaps. The prime time for finding C. elegans in the Northern Hemisphere is from September until November. Worms can be washed out of collected substrate material by immersing the substrate in buffer solution, followed by the collection of nematodes and their transfer onto nematode growth medium or PCR buffer for subsequent analysis. We further illustrate how the samples can be used to isolate and purify the worm-associated microorganisms and to process worms for 16S ribosomal RNA analysis of microbiota community composition. Overall, the described methods may stimulate new research on the characterization of the C. elegans microbiota across habitats and geographic locations, thereby helping to obtain a comprehensive understanding of the diversity and stability of the nematode's microbiota as a basis for future functional research.

Isolation and Characterization of the Natural Microbiota of the Model Nematode Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is one of the main model species in biology, yet almost all research is performed in the absence of its naturally associated microbes. The methods described here will help to improve our understanding of the diversity of associated microbes as a basis for future functional C. elegans research.

모델 선충 Caenorhabditis elegans의 자연 미생물 총의 분리 및 특성화

The nematode Caenorhabditis elegans interacts with a large diversity of microorganisms in nature. In general, C. elegans is commonly found in rotten plant ...

Investigating Collective Behaviors in Nematodes Using Dog Food Agar Medium(개 사료 한천 배지를 사용한 선충의 집단 행동 조사)

The Large-Scale Cultivation of Nematodes to Study Their Collective Behaviors

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals have been investigated in the fields of both biology and physics. In the laboratory, researchers have used various model animals such as the fruit fly and zebrafish for approximately a century, but it has remained a major challenge to study large-scale complex collective behavior orchestrated by these genetically tractable model animals. This paper presents a protocol to create an experimental system of collective behaviors in Caenorhabditis elegans. The propagated worms climb on the lid of the Petri plate and show collective swarming behavior. The system also controls worm interactions and behaviors by changing the humidity and light stimulation. This system allows us to examine the mechanisms underlying collective behaviors by changing environmental conditions and examining the effects of individual-level locomotion on collective behaviors using mutants. Thus, the system is useful for future research in both physics and biology.

저자 스포트라이트: 예쁜꼬마선충, Caenorhabditis elegans의 집단 행동 분석

Here, a system is reported for studying the collective behaviors of nematodes by culturing them in bulk using dog food agar medium. This system allows researchers to propagate large numbers of dauer worms and can be applied to Caenorhabditis elegans and other related species.

선충의 집단 행동을 연구하기 위한 대규모 재배

Animals exhibit dynamic collective behaviors, as observed in flocks of birds, schools of fish, and crowds of humans. The collective behaviors of animals ...

에서 약탈 먹이 행동을 분석

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

토양 샘플링과 곤충 병원성 선충의 분리 (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

선충 집단에 기반한 화학 감응도 선호 분석의 자동화 된 분석

베어만 퍼널에 의해 야생 선충의 신속한 격리

개발하고 성인 단계에서 중개 신진 대사 플럭스 안정 원소 프로파일 Caenorhabditis 엘레간스

에이

파인 우드 선충의 관측 및 짝짓기 행동의 정량화,

Macroinvertebrates 사용 하 여 그룹별 수생 rDNA 뇌관의 유전 직감 콘텐츠 분석을 위한 실험실 프로토콜

Selfing caenorhabditis 선충류의 생태 조사를 수행하기위한 고도로 확장 가능한 접근법

모델 선충 Caenorhabditis elegans의 자연 미생물 총의 분리 및 특성화

선충의 집단 행동을 연구하기 위한 대규모 재배

에서 약탈 먹이 행동을 분석

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

토양 샘플링과 곤충 병원성 선충의 분리 (Steine​​rnematidae, Heterorhabditidae)

선충 집단에 기반한 화학 감응도 선호 분석의 자동화 된 분석

베어만 퍼널에 의해 야생 선충의 신속한 격리

개발하고 성인 단계에서 중개 신진 대사 플럭스 안정 원소 프로파일 Caenorhabditis 엘레간스

에이

파인 우드 선충의 관측 및 짝짓기 행동의 정량화,

Macroinvertebrates 사용 하 여 그룹별 수생 rDNA 뇌관의 유전 직감 콘텐츠 분석을 위한 실험실 프로토콜

Selfing caenorhabditis 선충류의 생태 조사를 수행하기위한 고도로 확장 가능한 접근법

모델 선충 Caenorhabditis elegans의 자연 미생물 총의 분리 및 특성화

선충의 집단 행동을 연구하기 위한 대규모 재배

토양 샘플링과 곤충 병원성 선충의 분리 (Steinernematidae, Heterorhabditidae)