We thank Dr. M. Rosenberg for her advice and help with anatomical sectioning. We also thank D. Eisler for his technical assistance. This research was supported by grants from FP7-PEOPLE-IRG-2008, Binational Agriculture research and Development (BARD; IS-4246-09), and Israel Science Foundation (ISF; 592/13).

1. 식물 성장 <ol><li> 표면 씨앗을 소독. <ol><li> 습식 또는 건식 방법으로 (30 밀리그램까지) 종자를 소독. 예를 들어, 건조 멸균 방법에 대해, 적어도 4 시간 동안 밤새까지 폐쇄 데시 케이 터 내에서 유리 비이커에서 50 ml의 표백제에 1 ml의 빙 염산 37 %를 추가한다. 화학 후드에서이 단계를 수행합니다. </li></ol></li><li> 0.5 배 무라 시게 및 스쿡 (MS) 배지에서 0.8 % 공장 한천와 접시에 멸균 씨앗을 확산. 파라 필름 또는 다공성 테이프로 번호판을 랩과 알루미늄 호일로 커버. </li><li> 균일 한 발아를 촉진하기 위해 4 일 - 1 4 ° C에서 접시를 저장합니다. </li><li> 애기 모종 재배에 적합한 성장 챔버에 접시를 전송합니다. 한천 배지 위에 뿌리 성장을 유지하고 침투를 방지하기 위해 수직으로 판을 놓습니다. </li><li> 전송 모종은 발아 (DAG) 후 7 일 정착액합니다. </li></ol> 2. 고정 <ol><li> 50 ㎖ 리처드슨 Solutio 준비이중 증류수에 1 %의 붕사 (완충제), 1 % 메틸렌 블루와 1 % 하늘빛 (조직 학적 염료)의 동일한 볼륨을 결합하여 N. 사용하기 전에 0.22 μm의 PVDF 필터 장치를 구동 주사기를 통해 필터링합니다. </li><li> 0.05 M 나트륨 Cacodylate (완충제)에 1.25 %의 글루 타르 알데히드 : 정착액의 50 ㎖를 준비합니다. 참고 :이 물질은 독성 및 화학 후드에서 처리해야합니다. </li><li> 최종 정착 용액을 얻었다 정착 용액 리차드슨 용액 100 ㎕을 (2.1 참조) (2.2 참조)를 추가한다. </li><li> 마크 해당 샘플 이름으로 6 웰 플레이트의 각 웰. </li><li> 묘목, 한 번 전송이 완전히 액체로 덮여 될 수 있도록, 우물에 (2.3 참조) 3 ㎖ 최종 고정 솔루션을 - 2를 넣습니다. </li><li> 조심스럽게 각 웰에 10 모종까지, 집게를 사용하여 전송합니다. 파라 필름을 사용하여 번호판을 밀봉합니다. 적어도 하나의 밤, 최대 일주에 어둠 속에서 4 ° C에서 보관,. </li></ol> 3. 탈수 <ol> &lt;리&gt; 모종을 탈수. 여기에 열거 된 에탄올의 농도를 증가 함유 신규 6- 웰 플레이트의 웰간에 전송 : 10 %의 에탄올을 15 분 동안; 15 분 동안 30 %의 에탄올; 15 분 동안 50 %의 에탄올; 15 분 동안 70 % 에탄올; 15 분 동안 85 %의 에탄올; 15 분 동안 95 %의 에탄올; 하룻밤, 최소 4 ° C, 95 % 에탄올. 조심스럽게 플라스틱 집게로 바람직 자신의 자엽에 의해 그들을 잡고 모종을 처리합니다. </li></ol> 4. 침투 <ol><li> 침투 매체를 준비합니다. 작은 유리 병에 50ml의 기본 수지 액 키트와 historesin 키트 활성제 한 백의 내용물을 혼합한다. 20 분 동안 자석 교반한다. 침투 매체는 몇 주 동안 4 ℃에서 유지 될 수있다. </li><li> 마크 각 해당 샘플 이름으로 새 6 웰 플레이트의 잘 2 채우기 - 침투 매체의 3 ㎖. </li><li> 집게를 사용하여 침투 배지에 95 % 에탄올 용액에서 묘를 옮긴다. 묘목은 쿵푸 있는지 확인에서야 베드로 매체에 의해 덮여. </li><li> 식물 조직으로 최대 침투를 위해 적어도 4 일 동안 4 ℃에서 보관. </li></ol> 5. 블록 준비 <ol><li> 작은 라벨, 금형을 삽입의 각 웰 내부에 샘플 이름을 연필로 표시를 놓습니다. </li><li> 15 ml의 침투 매체 (4.1 참조)에 1 ml의 경화제를 추가하여 매체를 삽입 준비합니다. 중합 문제를 방지하기 위해 볼륨을보다 작은 15 ml를 준비하지 마십시오. </li><li> 도 200 μL 매립 매체 몰드의 각 절반을 채워 몰드 형상으로 절단 탑정 필름 조각을 포함하지만, 양쪽 1mm 더 큰 크기이다. 중합 가능하도록 적어도 2 시간 동안 실온에서 인큐베이션. 5 시간을 초과하지 마십시오. </li><li> 매립 매체의 추가 배치를 준비한다 (5.2 참조) 뿌리 끝 몰드 내에 배치되는 동안 중합을 방지하기 위해 얼음에 보관. </li><li> 메스를 사용하여 해부 범위에서 각 루트의 끝 부분을 잘라 매우 신중하게 나는 위치t : 수직 횡단면 또는 가로 세로 섹션, 약 2에서 - 금형 주변에서 3mm. 오버 헤드 필름 솔루션 및 덮개를 차단 완전히 금형을 입력합니다. 이 중합되면 차단 솔루션은 약간 축소 않습니다. </li><li> 최소한 2 시간 동안 실온에서 유지한다. </li><li> 블록을 건조, 건조 실리카 젤 상자에 배치하고 최소한 실온에서 하룻밤 둡니다. </li></ol> 6. 단면 <ol><li> 칼 메이커 유리 봉에서 유리 칼을 준비합니다. 조직 절편의 유리 칼을 사용합니다. 정사각형으로 유리로드를 절단하고 채점 다이아몬드 공구를 사용하여 두 개의 나이프를 제조 대각선 사각형을 잘라. </li><li> 절편 기계를 사용하여 3 μm의 폭 조각 - 2로 섹션 블록. 물이 증발 할 때까지 - (60 ° C 50), 장소 증류수 방울의 상단에 유리 슬라이드에 조각, 낮은 열 설정 열 블록에 슬라이드를 배치합니다. </li></ol><ol><li> 원래 솔루션의 0.2 %에 리처드슨 솔루션 (2.1 참조) 희석과 조각을 포함 할 1 ㎖를 사용합니다. 5 초 동안 열 블록에 위치하게 한 후, 증류수로 세척한다. </li><li> 핫 플레이트에 슬라이드를 건조시킵니다. 관심있는 조각의 위치를​​ 나타내는 현미경 그 이후 식별을 용이하게하기 위해 해부 범위에 관찰 마커 슬라이드의 뒷면을 표시한다. </li><li> 커버 슬립에 장착 매체와 커버의 100 μl를 추가합니다. </li></ol> 8. 이미지 인식 <ol><li> 난연성 정보 편광자 / 광학 간섭 필터 (도 1 AD)를 얻었다 Polscope 적합한 장치를 구비 한 광학 현미경 루트 부 함유 커버 슬라이드를 놓는다. </li><li> 전체 샘플의 명확한 시각화 할 수 있습니다 선택 배율 (예를 들어,이 연구에서 40X)와 현미경을 집중블록 섹션 있지만 루트 섹션을 포함하는 빈 필드에 전자. 아무 결점과 깨끗한 지역을 찾아보십시오. 배경을 설정하려면이 영역을 사용합니다. </li><li> 이미징 시스템 및 소프트웨어 매개 변수를 설정 : 설정 범위를 17 nm의. (8.2 참조) &quot;자동 노출&quot;을 적용하고 빈 필드에서 배경 이미지를 얻을 수 있습니다. 하나의 배경 이미지는 실험에 따라 사용됩니다. </li></ol> 셀룰로오스 마이크로 피 브릴 방향의 9 Polscope 분석 <ol><li> 세로 섹션의 분석. <ol><li> 현미경 종단면을 포함하는 슬라이드를 배치하고 난연성의 이미지를 얻었다. 관심의 루트 섹션에 현미경 초점을 맞 춥니 다. 새 파일 이름을 입력합니다. </li><li> &quot;라이브 Abrio&quot;창을 통해 abrio 이미지 (지연 정보와 이미지)를 캡처합니다. 도 2c에 도시 된 바와 같이, 상기 셀의 주변을 따라 실행 염색 셀룰로오스에 의해 식별 될 수있는 셀 벽들을 포함하는 부분을 캡쳐하여주십시오.</li></ol></li><li> 이미지 분석. <ol><li> 이미지 스택에서 관련 이미지를 더블 클릭합니다. &quot;디스플레이 설정&quot;탭에서 &quot;방향 의사 컬러&quot;를 선택합니다. </li><li> 셀룰로오스 마이크로 피 브릴의 각도를 추정하기 위해, 컬러 휠에서와 칸막이 벽의 대응 그늘 일치. 참고 :도 2c의 컬러 휠을 미세 섬유의 장축을 따르는 방향을 나타내는 마이크로 피 브릴을 따라 누워 광의 저속 축 반영한다. 셀룰로오스 마이크로 피 브릴의 각 색 셀의 장축에 의해 지시 된 각도이다. 예를 들어, 삽입의 연신 셀은 셀의 장축에 대해 90 ° 기울어 시안 색을 나타낸다. </li><li> 셀 벽의 평균 마이크로 피 브릴 각도를 정량화하기 위해, 소프트웨어의 도구 모음에서 &quot;난연성 및 방위각 스탬프&quot;도구를 사용합니다. 도구, 포인트를 선택하면서 얻어진 이미지의 관심 영역을 클릭합니다. 참고 :이 줘야 해도에서 각도 (방위각) (그림 2C)의 디스플레이 리터 결과. </li><li> 플러그인 메뉴에서 다른 오픈 액세스 편광 이미지 분석 소프트웨어에서, 점심, &quot;폴 - 분석기&quot;플러그인. 새로운 열린 창에서 &quot;복굴절&quot;탭 열기를 선택하고 배경 파일과 이미지 파일을 저장합니다. </li><li> 이미지 창에서 &quot;사양&quot;을 선택합니다. (이 연구에 사용 5 픽셀)를 &#39;투자 수익 (ROI)의 픽셀 크기를&#39;조정합니다. 은 &quot;사양.&quot;에서 창 선택 &quot;결과 테이블의 값을 표시합니다.&quot; </li><li> 이미지 창에 대한 관심의 영역을 표시하는 다각형 도구를 사용합니다. 셀룰로오스 마이크로 피 브릴의 방향을 얻기 위해 &quot;방향 라인&quot;을 선택합니다. 참고 :이 정도의 각도 (방위각)의 표시가 발생합니다. 주 :이 두 방법 중 하나에 의해 계산 된 평균 각도는 다음 슬라이드를 따라 루트 부의 위치로 정규화한다. 에서 편차를 해결하려면슬라이드 따라 전체 루트 부의 수평 위치에서 (즉, 단면에 수직 루트 성장축도 2C를 따라있다)의 장축을 따라 상기 셀의 측면에 칸막이 벽의 평균 마이크로 피 브릴 각도를 수치화. 루트 부 정확하게 슬라이드를 따라 위치 될 때의 각도는 180 °이다. 마이크로 피 브릴 각 계산의 경우, 180에서 측면 칸막이 벽의 마​​이크로 피 브릴의 평균을 측정 각도를 뺀다. 슬라이드에 평평 셀 벽의 평균 측정 마이크로 피 브릴 각도로 결과의 차이를 추가합니다. </li></ol></li></ol> 결정 셀룰로오스 축적의 10 Polscope 분석 <ol><li> 가로 (크로스) 섹션을 사용합니다. 자신의 셀룰로오스 마이크로 피 브릴이 비슷한 각도로 정렬 될 때 (9 결정) 그 결정 셀룰로오스 축적은 세포 사이에 비교 될 수 있습니다. </li><li> 이미지 스택에서 관련 이미지를 더블 클릭합니다. 선택 &quot;P디스플레이 설정 &quot;탭&quot;에서 &quot;색을 seudo. </li><li> 지연도를 측정합니다. 확대 된 이미지. &quot;지역&quot;을 선택하고 관심있는 모든 지역을 표시합니다. 모든 값을 &quot;클립 보드에 복사&quot;를 &quot;측정&quot;탭으로 이동합니다. <ol><li> Excel로 데이터를 전송하고 필요한 정보를 (난연성의 영역을 의미한다) 압축을 풉니 다. 데이터를 정규화한다. 주 : 조각 사이의 두께 차이를 설명 슬라이드의 특정 셀 벽의 가장자리를 기준으로 한 값을 표현한다. 정상화, 동일한 이미지의 다른 셀 벽의 평균 지연도가 관심 칸막이 벽에 대응하는 평균 지연도를 나눈다. 예를 들어, 외부 표피 세포벽이 연구에서 내부 피질 세포벽로 정규화 하였다. </li></ol></li><li> 샘플 당 3 뿌리의 최소, 루트 당 적어도 3 섹션에 대한 측정을 반복합니다. </li></ol>

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	<li>Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+of+the+plant+cell+wall.">Growth of the plant cell wall.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 850-861 (2005).</li><li>Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control+and+cell+wall+signaling+in+plants.">Growth control and cell wall signaling in plants.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).</li><li>Mazeau, K., Heux, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+Dynamics+Simulations+of+Bulk+Native+Crystalline+and+Amorphous+Structures+of+Cellulose.">Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose.</a> J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).</li><li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+cellulose+fiber+structure+by+SEM,+XRD,+NMR+and+acid+hydrolysis.">Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis.</a> Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).</li><li>Fujita, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+microtubules+optimize+cell-wall+crystallinity+to+drive+unidirectional+growth+in+Arabidopsis.">Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis.</a> Plant J. 66, 915-928 (2011).</li><li>Peng, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fractional+separation+and+structural+features+of+hemicelluloses+from+sweet+sorghum+leaves.">Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves.</a> Bioresources. 7, (2012).</li><li>Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+leucine-rich+repeat+receptor+kinases+mediate+signaling,+linking+cell+wall+biosynthesis+and+ACC+synthase+in+Arabidopsis.">Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).</li><li>Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-Time+Imaging+of+Cellulose+Reorientation+during+Cell+Wall+Expansion+in+Arabidopsis+Roots.">Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots.</a> Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).</li><li>Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disorganization+of+cortical+microtubules+stimulates+tangential+expansion+and+reduces+the+uniformity+of+cellulose+microfibril+alignment+among+cells+in+the+root+of+Arabidopsis.">Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis.</a> Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).</li><li>Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Birefringence+of+native+cellulosic+fibers.+I.+Untreated+cotton+and+ramie.">Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie.</a> J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).</li><li>Abraham, Y., Elbaum, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+microfibril+angle+in+secondary+cell+walls+at+subcellular+resolution+by+means+of+polarized+light+microscopy.">Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy.</a> New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).</li><li>Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+Arabidopsis+root+development.">Control of Arabidopsis root development.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 563-590 (2012).</li><li>Vanstraelen, M., Benkova, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+Interactions+in+the+Regulation+of+Plant+Development.">Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).</li><li>Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+control:+brassinosteroid+activity+gets+context.">Growth control: brassinosteroid activity gets context.</a> J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).</li><li>Fridman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Root+growth+is+modulated+by+differential+hormonal+sensitivity+in+neighboring+cells.">Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells.</a> Genes Dev. 28, 912-920 (2014).</li><li>Vragovic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translatome+analyses+capture+of+opposing+tissue-specific+brassinosteroid+signals+orchestrating+root+meristem+differentiation.">Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).</li><li>Hacham, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brassinosteroid+perception+in+the+epidermis+controls+root+meristem+size.">Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size.</a> Development. 138, 839-848 (2011).</li><li>Gu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cellulose+synthase-associated+protein+required+for+cellulose+biosynthesis.">Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).</li><li>Fendrych, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmed+cell+death+controlled+by+ANAC033/SOMBRERO+determines+root+cap+organ+size+in+Arabidopsis.">Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis.</a> Curr Biol. 24, 931-940 (2014).</li></ol>

The authors have no conflicts of interest.

해부학 적 정보를 유지하면서, 여기에, 우리는 애기 장대의 뿌리를 구성하는 여러 조직에서의 결정 성 셀룰로오스의 축적을 결정하는 방법을 제시한다. 이와 같이, 셀룰러 해상도 식물 성장 과정을 이해 향해 추가 단계를 제공한다. 이 방법은 추가의 식물 종 및 기관의 연구에 적용 할 수있다. 상기 방법을 적용 할 때 포인트의 수는 고려되어야한다. 소정의 루트 부에?...

식물 세포벽 동적 구조이다. 성장하는 세포는 세포를 확장 할 수있는 조직의 주요 세포벽에 의해 둘러싸여있다. 예금에게 공장의 기계적인 지원을 강화하는 더 엄격한 보조 벽 성장을 중지 세포. 두 셀 벽은 다양한 발달 단계에 걸쳐 다양하며 1,2 어떤 조직이 다른 구조 (예를 들면, 펙틴 및 헤미셀룰로오스)의 다당류 매트릭스에 포함 된 마이크로 피 브릴 셀룰로오스로 구성된다. 셀룰로오스 단단히 결정 구조의 마이크로 피 브릴을 형성하도록 정렬된다 (1,4) -β-D 글루칸 체인을 합성한다. 비정질 셀룰로오스는 글루칸 체인이 덜 정렬 영역을 의미한다. 결정질과 비결정질 영역 사이의 비율은, 기계적 강도 및 점탄성 특성은 각각 3을 제공함으로써 세포벽의 기계적 특성에 영향을 미치는 것으로 생각 하나의 파라미터이다. 여러 가지 방법이 있었다X 선 회절 및 교차 편광 / 고체 NMR 4 매직 회전 각도를 검출하고 그 중에서도 셀룰로오스 장치의 두 가지 형태를 정량화하기 위해 개발. X 선 회절 시료 5 비정질 셀룰로오스 도메인 대 결정의 비율을 결정하기 위해 사용될 수있다. 다른 방법은 각각 결정형 및 비정질 셀룰로스 또는 다른 중합체를 구별 할 수 불용성 산 및 산 - 가용성 물질로 세포벽 콘텐츠 분류를 사용한다. 이 접근법에서, 표지 된 글루코스 ([14 C] 포도당)의 혼입 셀룰로오스 -6,7-를 정량화하는데 사용된다. 이러한 방법은 기껏 전체 장기 분석 용 식물 물질 대량 필요하며, 따라서, 세포벽 구조의 조직 - 특이 적 변화에 민감 부적절하다. 셀룰러 해상도의 셀룰로오스 마이크로 피 브릴의 가시화의 변화를 식별 할 수있는, 형광 염료 8,9 결합 라이브 영상 연구에서 달성 될 수있다셀룰로오스 마이크로 피 브릴의 방향. 그러나, 이들 염료는 정량을 위해 사용되지 않으며, 이들은 셀룰로오스 결정질 특정되지 않고 칸막이 벽 (8)의 일반적인 구조를 방해 할 수있다. Polscope은 광속 분할 광 (10)의 일부를 지연하는 결정질 셀룰로오스의 능력에 의존하여 이미징 기술이다. 빛 지연은 빛의 전파 방향에 수직으로 놓여 미세 섬유에 대한 강한입니다. 유사한 방향으로 미세 섬유의 경우, 광 지연도 11 클수록 결정 성 (결정도)이 높아진다. 따라서, polscope는 상대적 수준과 셀룰로오스 미세 섬유의 방향 모두를 연구하는 데 사용됩니다. 들이 빠르게 (12)을 확장하기 전에 뿌리는 세포 분열의 시리즈를 거쳐 세포 루트의 끝에서, 줄기 세포의 틈새에서 발생하는 동안의 선형 증가를 나타낸다. 루트를 포함하는 세포는 방향성 (이방성)에 확대같이, 칸막이 벽 (13)의 특성에 영향 소분자 시그널링 호르몬에 의해 지시있다. 호르몬 차동 응답 시간과 공간의 균형 장기 성장 14을 보장하는 수단을 제공한다. 따라서, 세포벽 구조의 고해상도 분석 나은 전체 장기 성장 세포 유형 특이 반응 사이의 연결을 이해하는데 필요한 중요 정보를 제공 할 수있다. 여기서는 높은 품질의 해부학 적 부분에서 관찰 된 바와 같이, 애기 뿌리 결정 셀룰로오스의 조직 - 특이 적 축적을 연구 polscope의 구현을보고한다. 이 방법은 최근에 호르몬 활성 공간 (15)의 섭동에 응답하여 결정 셀룰로오스 세포 유형 특이 적 축적을 발견.

<table><tbody><tr><td>Murashige &amp;amp; Skoog (MS)</td><td>Duchefa</td><td>M0221</td><td></td></tr><tr><td>Borax</td><td>LOBA CHEMIE&amp;nbsp;</td><td>6038</td><td></td></tr><tr><td>Methylene blue</td><td>Sigma</td><td>M-9140</td><td></td></tr><tr><td>Azure</td><td>Sigma</td><td>861065</td><td></td></tr><tr><td>Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter&amp;nbsp;</td><td>MILLEX-GV</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>EMS</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Cacodylate</td><td>Sigma</td><td>C-0250</td><td></td></tr><tr><td>Leica kit historesin&amp;nbsp;</td><td>Leica</td><td>7022 18 500</td><td></td></tr><tr><td>embedding molds</td><td>Agar Scientific</td><td>AGG3530</td><td></td></tr><tr><td>film 100 &amp;micro; P.P.C.&amp;nbsp;</td><td>www.Jolybar.com</td><td></td><td>overhead film</td></tr><tr><td>Knivemaker</td><td>LKB</td><td>7800</td><td></td></tr><tr><td>Ultratome III</td><td>LKB</td><td>8800</td><td>Ultratome</td></tr><tr><td>Shandon immumount&amp;nbsp;</td><td>Thermo</td><td>9990402</td><td>mounting medium</td></tr><tr><td>light microscope</td><td>Nikon</td><td>Eclipse 80i</td><td></td></tr><tr><td>Abrio imaging system</td><td>CRI</td><td>Abrio imaging system</td><td></td></tr><tr><td>Abrio V2.2 software</td><td>CRI</td><td>Abrio V2.2 software</td><td></td></tr><tr><td>Open access polarized light image analysis software &amp;nbsp;</td><td>OPS</td><td>OpenPolScope</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.openpolscope.org/&quot;&gt;http://www.openpolscope.org/&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

high resolution quantification of crystalline cellulose accumulation in arabidopsis roots to monitor tissue-specific cell wall modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

우리 모델 기관 15-17로 애기 루트를 사용 brassinosteroids (BR들)을 세포 형 특정 반응의 효과를 연구한다. BR 수용체 BRI1 타겟팅되는 경우, 비 모세포라고 표피 세포의 서브 세트 (도 2A, B)는 단방향 인접 셀들의 셀 확장, 전체 루트 성장 (15)을 억제하는 bri1 돌연변이의 배경이다. Polscope 분석은이 억제를 기본 메커니즘을 공개 하였다. 야?...

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High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

에서 결정 셀룰로오스 축적의 높은 해상도 정량<em&gt; 애기 장대</em&gt; 뿌리 조직 특이 세포 벽 수정을 모니터링하는

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

8.1K 조회수.  Technion-Israel Institute of Technology. Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

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Comprehensive Compositional Analysis of Plant Cell Walls (Lignocellulosic biomass) Part II: Carbohydrates

The need for renewable, carbon neutral, and sustainable raw materials for industry and society has become one of the most pressing issues for the 21st century. This has rekindled interest in the use of plant products as industrial raw materials for the production of liquid fuels for transportation2 and other products such as biocomposite materials6. Plant biomass remains one of the greatest untapped reserves on the planet4. It is mostly comprised of cell walls that are composed of energy rich polymers including cellulose, various hemicelluloses, and the polyphenol lignin5 and thus sometimes termed lignocellulosics. However, plant cell walls have evolved to be recalcitrant to degradation as walls contribute extensively to the strength and structural integrity of the entire plant. Despite its necessary rigidity, the cell wall is a highly dynamic entity that is metabolically active and plays crucial roles in numerous cell activities such as plant growth and differentiation5. Due to the various functions of walls, there is an immense structural diversity within the walls of different plant species and cell types within a single plant4. Hence, depending of what crop species, crop variety, or plant tissue is used for a biorefinery, the processing steps for depolymerisation by chemical/enzymatic processes and subsequent fermentation of the various sugars to liquid biofuels need to be adjusted and optimized. This fact underpins the need for a thorough characterization of plant biomass feedstocks. Here we describe a comprehensive analytical methodology that enables the determination of the composition of lignocellulosics and is amenable to a medium to high-throughput analysis (Figure 1). The method starts of with preparing destarched cell wall material. The resulting lignocellulosics are then split up to determine its monosaccharide composition of the hemicelluloses and other matrix polysaccharides1, and its content of crystalline cellulose7. The protocol for analyzing the lignin components in lignocellulosic biomass is discussed in Part I3.

Comprehensive Compositional Analysis of Plant Cell Walls Lignocellulosic biomass Part II: Carbohydrates

Plant biomass is a major carbon-neutral renewable resource that could be used for the production of biofuels. Plant biomass consists mainly of cell walls, a structurally complex composite material termed lignocellulosics. Here we describe a protocol for a comprehensive analysis of the content and composition of wall derived carbohydrates.

식물 세포 벽의 종합 작곡 분석 (리그노셀룰로오스성 바이오 매스) 2 부 : 탄수화물

The need for renewable, carbon neutral, and sustainable raw materials for industry and society has become one of the most pressing issues for the 21st ...

연구

생물학

Label-free in situ Imaging of Lignification in Plant Cell Walls

Meeting growing energy demands safely and efficiently is a pressing global challenge. Therefore, research into biofuels production that seeks to find cost-effective and sustainable solutions has become a topical and critical task. Lignocellulosic biomass is poised to become the primary source of biomass for the conversion to liquid biofuels1-6. However, the recalcitrance of these plant cell wall materials to cost-effective and efficient degradation presents a major impediment for their use in the production of biofuels and chemicals4. In particular, lignin, a complex and irregular poly-phenylpropanoid heteropolymer, becomes problematic to the postharvest deconstruction of lignocellulosic biomass. For example in biomass conversion for biofuels, it inhibits saccharification in processes aimed at producing simple sugars for fermentation7. The effective use of plant biomass for industrial purposes is in fact largely dependent on the extent to which the plant cell wall is lignified. The removal of lignin is a costly and limiting factor8 and lignin has therefore become a key plant breeding and genetic engineering target in order to improve cell wall conversion.
Analytical tools that permit the accurate rapid characterization of lignification of plant cell walls become increasingly important for evaluating a large number of breeding populations. Extractive procedures for the isolation of native components such as lignin are inevitably destructive, bringing about significant chemical and structural modifications9-11. Analytical chemical in situ methods are thus invaluable tools for the compositional and structural characterization of lignocellulosic materials. Raman microscopy is a technique that relies on inelastic or Raman scattering of monochromatic light, like that from a laser, where the shift in energy of the laser photons is related to molecular vibrations and presents an intrinsic label-free molecular "fingerprint" of the sample. Raman microscopy can afford non-destructive and comparatively inexpensive measurements with minimal sample preparation, giving insights into chemical composition and molecular structure in a close to native state. Chemical imaging by confocal Raman microscopy has been previously used for the visualization of the spatial distribution of cellulose and lignin in wood cell walls12-14. Based on these earlier results, we have recently adopted this method to compare lignification in wild type and lignin-deficient transgenic Populus trichocarpa (black cottonwood) stem wood15. Analyzing the lignin Raman bands16,17 in the spectral region between 1,600 and 1,700 cm-1, lignin signal intensity and localization were mapped in situ. Our approach visualized differences in lignin content, localization, and chemical composition. Most recently, we demonstrated Raman imaging of cell wall polymers in Arabidopsis thaliana with lateral resolution that is sub-&mu;m18. Here, this method is presented affording visualization of lignin in plant cell walls and comparison of lignification in different tissues, samples or species without staining or labeling of the tissues.

Label-free in situ Imaging of Lignification in Plant Cell Walls

A method based on confocal Raman microscopy is presented that affords label-free visualization of lignin in plant cell walls and comparison of lignification in different tissues, samples or species.

라벨 - 무료 현장에서</em식물 세포 벽 Lignification의> 이미징

Meeting growing energy demands safely and efficiently is a pressing global challenge. Therefore, research into biofuels production that seeks to find ...

Atomic Force Microscopy to Study the Physical Properties of Epidermal Cells of Live Arabidopsis Roots

A method is described here to characterize the physical properties of the cell wall of epidermal cells of living Arabidopsis roots through nanoindentations with an atomic force microscope (AFM) coupled with an optical inverted fluorescence microscope. The method consists of applying controlled forces to the sample while measuring its deformation, allowing quantifying parameters such as the apparent Young's modulus of cell walls at subcellular resolutions. It requires a careful mechanical immobilization of the sample and correct selection of indenters and indentation depths. Although it can be used only in external tissues, this method allows characterizing mechanical changes in plant cell walls during development and enables the correlation of these microscopic changes with the growth of an entire organ.

Atomic Force Microscopy to Study the Physical Properties of Epidermal Cells of Live Arabidopsis Roots

The atomic force microscopy indentation protocol offers the possibility to dissect the role of the physical properties of the cell wall of a particular cell of a tissue or organ during normal or constrained growth (i.e., under water deficit).

살아있는 애기장대 뿌리의 표피 세포의 물리적 특성을 연구하기 위한 원자력 현미경

A method is described here to characterize the physical properties of the cell wall of epidermal cells of living Arabidopsis roots through ...

발생학

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상<em&gt; Arabidopsis 떡잎</em발아시&gt; 표피

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Using Flatbed Scanners to Collect High-resolution Time-lapsed Images of the Arabidopsis Root Gravitropic Response

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories can face is the development and attainment of these methods. Observation of phenotypes in a process of interest is a typical objective of research labs studying gene function and this is often achieved through image capture. A particular process that is amenable to observation using imaging approaches is the corrective growth of a seedling root that has been displaced from alignment with the gravity vector. Imaging platforms used to measure the root gravitropic response can be expensive, relatively low in throughput, and/or labor intensive. These issues have been addressed by developing a high-throughput image capture method using inexpensive, yet high-resolution, flatbed scanners. Using this method, images can be captured every few minutes at 4,800 dpi. The current setup enables collection of 216 individual responses per day. The image data collected is of ample quality for image analysis applications.

This protocol describes a process for rapid collection of images of Arabidopsis seedlings responding to a gravity stimulus using commercially-available flatbed scanners. The method allows for inexpensive, high-volume capture of high-resolution images amenable for downstream analysis algorithms.

애기 장대 루트 Gravitropic 응답의 고해상도 시간 경과 이미지를 수집하는 평판 스캐너를 사용하여

Research efforts in biology increasingly require use of methodologies that enable high-volume collection of high-resolution data. A challenge laboratories ...

AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) micro/nano-indentations, for a JPK&#160;AFM. Specifically, in this protocol we measure the apparent Young&#8217;s modulus of cell walls at subcellular resolutions across regions of up to 100 &#181;m&#160;x 100 &#181;m in floral meristems, hypocotyls, and roots. This requires careful preparation of the sample, the correct selection of micro-indenters and indentation depths. To account for cell wall properties only, measurements are performed in highly concentrated solutions of mannitol in order to plasmolyze the cells and thus remove the contribution of cell turgor pressure.
In contrast to other extant techniques, by using different indenters and indentation depths, this method allows simultaneous multiscale measurements, i.e. at subcellular resolutions and across hundreds of cells comprising a tissue. This means that it is now possible&#160;to spatially-temporally characterize the changes that take place in the mechanical properties of cell walls during development, enabling these changes to be correlated with growth and differentiation. This represents a key step to understand how coordinated microscopic cellular changes bring about macroscopic morphogenetic events.
However, several limitations remain: the method can only be used on fairly small samples (around 100 &#181;m in diameter) and only on external tissues; the method is sensitive to tissue topography; it measures only certain aspects of the tissue&#8217;s complex mechanical properties. The technique is being developed rapidly and it is likely that most of these limitations will be resolved in the near future.

We describe a method to map mechanical properties of plant tissues using an atomic force microscope (AFM). We focus on how to record mechanical changes that take place in cell walls during plant development at wide-field mesoscale, enabling these changes to be correlated with growth and morphogenesis.

셀 벽의 탄성 특성의 AFM 기반의 매핑 : 조직, 세포 및 세포 이하의 해상도에서

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

의 조직 화학 염색<em&gt; 애기 장대</em&gt; 차 전지 벽 요소

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the adult plant. The female SMC (megaspore mother cell, MMC) differentiates in the ovule primordium and undergoes meiosis. The selected haploid megaspore then undergoes mitosis to form the multicellular female gametophyte, which will give rise to the gametes, the egg cell and central cell, together with accessory cells. The limited accessibility of the MMC, meiocyte and female gametophyte inside the ovule is technically challenging for cytological and cytogenetic analyses at single cell level. Particularly, direct or indirect immunodetection of cellular or nuclear epitopes is impaired by poor penetration of the reagents inside the plant cell and single-cell imaging is demised by the lack of optical clarity in whole-mount tissues.
Thus, we developed an efficient method to analyze the nuclear organization and chromatin modification at high resolution of single cell in whole-mount embedded Arabidopsis ovules. It is based on dissection and embedding of fixed ovules in a thin layer of acrylamide gel on a microscopic slide. The embedded ovules are subjected to chemical and enzymatic treatments aiming at improving tissue clarity and permeability to the immunostaining reagents. Those treatments preserve cellular and chromatin organization, DNA and protein epitopes. The samples can be used for different downstream cytological analyses, including chromatin immunostaining, fluorescence in situ hybridization (FISH), and DNA staining for heterochromatin analysis. Confocal laser scanning microscopy (CLSM) imaging, with high resolution, followed by 3D reconstruction allows for quantitative measurements at single-cell resolution.

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

We provide here an efficient and reliable protocol for immunostaining, Fluorescence in&#160;situ Hybridization, DNA staining followed by quantitative, high-resolution imaging in whole-mount Arabidopsis thaliana ovules. This method was successfully used to analyze chromatin modifications and nuclear architecture.

전체 마운트 난자에있는 염색질 수정 및 핵 구조의 정량, 단일 세포 분석을위한 효율적인 방법<em&gt; 애기 장대</em

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the ...

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. Upon wounding of a leaf, an increase in cytosolic calcium ion concentration (Ca2+ signal) occurs at the wound site. This signal is rapidly transmitted to undamaged leaves, where defense responses are activated. Our recent research revealed that glutamate leaking from the wounded cells of the leaf into the apoplast around them serves as a wound signal. This glutamate activates glutamate receptor-like Ca2+ permeable channels, which then leads to long-distance Ca2+ signal propagation throughout the plant. The spatial and temporal characteristics of these events can be captured with real-time imaging of living plants expressing genetically encoded fluorescent biosensors. Here we introduce a plant-wide, real-time imaging method to monitor the dynamics of both the Ca2+ signals and changes in apoplastic glutamate that occur in response to wounding. This approach uses a wide-field fluorescence microscope and transgenic Arabidopsis plants expressing Green Fluorescent Protein (GFP)-based Ca2+ and glutamate biosensors. In addition, we present methodology to easily elicit wound-induced, glutamate-triggered rapid and long-distance Ca2+ signal propagation. This protocol can also be applied to studies on other plant stresses to help investigate how plant systemic signaling might be involved in their signaling and response networks.

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Extracellular glutamate-triggered systemic calcium signaling is critical for the induction of plant defense responses to mechanical wounding and herbivore attack in plants. This article describes a method to visualize the spatial and temporal dynamics of both these factors using Arabidopsis thaliana plants expressing calcium- and glutamate-sensitive fluorescent biosensors.

아라비도시스에서 지역 및 전신 상처 신호의 넓은 필드, 실시간 이미징

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. ...

Arabidopsis 묘목에서 엽록소 생합성의 고해상도 이미징

Non-invasive Assay for Chlorophyll Biosynthesis Kinetics Determination during Early Stages of Arabidopsis De-etiolation

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly dynamic process of chlorophyll biosynthesis is triggered during the shift from the dark to the light in flowering plants. At the moment when etiolated seedlings are exposed to the first traces of sunlight, rapid (in order of seconds) conversion of protochlorophyllide into chlorophyllide is mediated by unique light-accepting protein complexes, leading via subsequent metabolic steps to the production of fully functional chlorophyll. Standard techniques for chlorophyll content analysis include pigment extraction from detached plant tissues, which does not apply to studying such fast processes. To investigate chlorophyll kinetics in vivo with high accuracy and spatiotemporal resolution in the first hours after light-induced de-etiolation, an instrument and protocol were developed. Here, we present a detailed procedure designed for statistically robust quantification of chlorophyll in the early stages of Arabidopsis de-etiolation.

저자 스포트라이트: De-etiolation 중 엽록소 합성의 비침습적 고분해능 측정

Here, we describe an advanced tool designed for chlorophyll biosynthesis monitoring during the early stages of Arabidopsis seedling de-etiolation. The novel methodology provides non-invasive real-time chlorophyll fluorescence imaging at high spatial and temporal resolution.

애기장대 탈에티올화의 초기 단계 동안 엽록소 생합성 역학 측정을 위한 비침습적 분석

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly ...

에서 결정 셀룰로오스 축적의 높은 해상도 정량

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의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상

애기 장대 루트 Gravitropic 응답의 고해상도 시간 경과 이미지를 수집하는 평판 스캐너를 사용하여

셀 벽의 탄성 특성의 AFM 기반의 매핑 : 조직, 세포 및 세포 이하의 해상도에서

의 조직 화학 염색

전체 마운트 난자에있는 염색질 수정 및 핵 구조의 정량, 단일 세포 분석을위한 효율적인 방법

아라비도시스에서 지역 및 전신 상처 신호의 넓은 필드, 실시간 이미징

애기장대 탈에티올화의 초기 단계 동안 엽록소 생합성 역학 측정을 위한 비침습적 분석