This work has been funded by the National Research Foundation grant NRF-CRP4-2008-02 (J.T.) and Tier 1 grant RG 51/13.

이 프로토콜은 자세한 내용과 특별한 고려 사항 3, 25 ~ 28에 대해 언급 할 수있는 다음 자원을 기반으로합니다. H 2 O 2와 세제 미셀 1. 밀도 매칭 주 : 완충액의 농도는 세제 미셀 농도에 일치 될 필요가있다. 일반 밀도 조정 에이전트는 2 H 2 O, H 2 O (18), 2 H 2 O (18), 글리세롤과 자당 (29)를 포함한다. H 2 O (18)는 H 2 O 2와 같은 농도를 가지며, 교환 가능한 양성자 단백질의 중수 소화되지 않게 할 필요가있는 경우는 더 나은 선택 일 수있다. 이 절차에서, 50mM 트리스 pH가 7.3에서 3- (N, N-dimethylmyristylammonio) -propanesulfonate (C14SB)의 세제 농도는 100 mM의 NaCl을 2 H 2 O.과 일치 될 것이다 초기 추측으로 다음과 같은 농도H 2 O 2를 사용한다 : 10, 30, 50 % V / V. 1.1. 샘플 준비 <ol><li> 원액을 다음과 필터가 0.2㎛ 시린지 필터를 통해 살균 준비 : 50 ㎖의 500 mM 트리스 pH를 7.3 M의 NaCl 및 1 (10X 완충 용액); 1 mL를 250 mM의 C14SB (50X 세제 용액). </li><li> 20 ㎕의 10X 완충액 4 ㎕의 50X 세제 용액 20 μL H 2 O 2 (99.9 %), 156 μL를 혼합하여 시료 용액 200㎕를 준비하여 H 2 O를 탈 20 μL H 2 O 2 (99.9 %), 160 μL, 20 μL를 10X 완충 용액을 혼합함으로써 용액의 기준도 200 μl를 준비한 H 2 O를 탈 </li><li> 다른 2 H 2 O 농도 단계를 반복 1.1.2, 적절하게 2 H 2 O와 H 2 O 양을 조절, 30 % 및 50 % 즉. </li></ol> 1.2. 6 채널의 어셈블리UC 세포로 세포 및 샘플 로딩. 주의 : 샘플 로딩 방법에 따라 AUC 셀의 두 종류가있다. 셀을 밀봉 한 후 세포를로드 할 수있는 반면, 외부 입력 외부 충전없이 세포는 세포를 밀봉하기 전에 로딩되어야한다. 외부 입력 AUC 셀의 조립 이전에 3 기술되었다. 이 프로토콜에서, 외부 충전없이 6 채널 AUC 전지의 조립을 설명한다. 주요 차이점은 별도로 체결해야 양쪽 나사 링이 있는지이며 (도. 1) 플러그 하우징을 필요로하지 않는다. 조립 순서의 차이는 아래에 강조 표시됩니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52404/52404fig1.jpg" /> 그림 1. 외부 충전없이 6 채널 AUC 셀의보기를 폭발했다.이 수치는 콜터-50 TI의 수정 및-60 티 Analyti되었습니다CAL 회, 세포 및 평형 사용자 설명서. <ol><li> 사파이어 창 대신 석영 창 (그림. 2) 각 AUC 셀에 대해 두 개의 창 어셈블리를 준비합니다. 창 홀더에 창 가스켓을 놓습니다. 약간 윈도우를 구부리고 라이너 갭 창 홀더 키홈 향하여 형성되도록 창 홀더에 배치. 창 홀더 열쇠 구멍에 마크를 정렬, 윈도우 라이너 내부의 사파이어 창을 놓습니다. . 참고 사항 :이 밀도 일치하는 실험에서와 같이 30,000 rpm으로 위의 간섭 측정을위한 따라서 고속 (28), (30)에 더 많은 빛을 굴절을 생성 할 것이다, 따라서 석영 창을 압축하고, 사파이어 윈도우가 사용된다. 사파이어 창이 석영 창보다 무거운 그면에 에칭 &quot;X&quot;가. </li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52404/52404fig2.jpg" /> 그림 2. 분해도 오F 창 조합.이 그림은 콜터-50 Ti 및-60 티타늄 분석 로터, 세포 및 평형 사용자 설명서에서 수정되었습니다 <ol><li> 부품 번호 거꾸로와 셀 하우징을 놓습니다. 주택 키를 사용하여 정렬 된 열쇠 구멍으로, (왼쪽 그림. 1) 아래로 향하게 창 하나의 창 어셈블리 다음, 먼저 세포 하우징 아래로 경 사진면을 6 섹터 중심에 밀어 넣습니다. </li><li> 가볍게 코트 spinkote로 나사 링 스레드와 나사 링 와셔. 윈도우 어셈블리의 상단에 나사 링 와셔를 놓습니다. 외부 직면하고있는 단어 &quot;OUT&quot;와 창 하우징에 나사 링을 설치합니다. 셀 정렬 도구를 사용하여 나사 링을 손으로 조. </li><li> 토크 렌치를 사용하여 60 인치 - 파운드 나사 반지를 조입니다. </li><li> 부품 번호 똑바로 세워 12 정오에 위치와 셀을 놓습니다. L왼쪽 행에 OAD 120 ㎕를 참조하고 오른쪽 행에 110 ㎕의 샘플. 각 샘플과 참조가 제대로 결합되어 있는지 확인합니다. 참고 : 정확한 샘플 량은 중요하지 않지만 샘플 메 니스 커스가 구별 될 수 있도록 참조 샘플 (5-10 μL)보다 약간 더 많은 양이 필요하다. </li><li> 조심스럽게 창 (그림. 1, 오른쪽) 아래로 향하도록 전지 하우징 하나의 창 조립품에 밀어 넣습니다. 지나치게 셀을 방해하고 내용을 흘리지 않도록주의하십시오. </li><li> 단계를 반복 1.2. 3 1.2. 4, 120 인치 - 파운드 두 번째 나사 링을 체결. 세포 전환, 120 인치 - 파운드로 제 1 나사 링을 다시 조입니다. </li><li> 회 전자에 세포를로드 원심 분리기 회 전자를 설치하고 제조업체의 지침 (28)에 따라 단색을 설치합니다. 참고 : 본 보안 목표 명세서에 대한 세부 사항을EP도이 문헌 3에서 찾을 수있다. </li></ol> 1.3. 간섭 측정 설정 <ol><li> 간단히 다음 단계로 요약 될 제조업체의 지시에 따라, AUC 기기 용 사용자 인터페이스 소프트웨어를 시작하고, 3000 rpm에서 각 셀에 대해 사용 된 레이저 및 반경 보정을 수행. </li><li> 충분한 진공 후 1.3.1.1은 (&lt;100 미크론), 3000 rpm에서 원심 분리기를 실행에 도달했습니다. 사용자 인터페이스 소프트웨어에서의 간섭 패턴을 미리 높은 콘트라스트를 얻기 위해 레이저 파라미터를 조정한다. </li><li> &quot;균형&quot;과 &quot;간섭&quot;측정을 지정 | (새 파일 파일) 새로운 설정 파일을 만듭니다. 침강 평형 방법 ( &quot;방법&quot;버튼) 20 ° C에서 실행 온도, 45,000 RPM 이상 중 단백질 시료에 대한 예상 최고 속도로 실행 한 검사를 수집하는 15 분 간격을 설정합니다. 과정 제어HeteroAnalysis 상기 데이터의 파일을 열어 12 시간 이상 이후에 &quot;매치&quot;기능을 선택하여 연구 진행 평형 (약 밤새도. 3). 참고 : 유사한 기능도 SEDFIT (옵션 |로드 옵션 | 평형에 시험 접근)에서 사용할 수 있습니다. </li></ol><img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52404/52404fig3.jpg" /> 도 HeteroAnalysis match 함수 3. 결과. 대전 함수는 연속적인 검사 및 최종 검사 사이 RMSD 비교함으로써 평형 진행 상황을 모니터링 할 수있다. X 축에 점근 RMSD 값으로 표시된 바와 같이이 예제는 8 시간 후에 평형의 달성을 보여줍니다. 1.4. 데이터 분석 <ol><li> 각 샘플 세트에 대해, H 2 O 2 농도에 대해서 방사상 분포 프로파일의 기울기를 플롯. 참고 : 분포가 매우 얕은 지수가 AP 될 것입니다proaches 선형성. X 축 절편은 일치하는 2 H 2 O 농도에 해당합니다. </li><li> 보다 정확한 결과를 위해, 몇 가지 반복 실험에 실험을 수행합니다. 대안으로, H 2 O 2 농도의 범위가 좁은 실험을 반복한다. </li></ol> C14SB 미셀의 SH 2. 침전 평형 2.1. 실행 매개 변수 <ol><li> SEDNTERP 버퍼를 사용하여 밀도 및 점도, 단백질 부분 체적 원심 분리 속도를 계산한다. D 2 O 농도를 포함하여, &quot;버퍼 데이터 ​​선택&quot;절에서 버퍼 밀도와 점도를 선택 계산을 계산하고 이에 따라 버퍼 구성 요소를 입력합니다. </li><li> 2.1.1.1는 &quot;V-바&quot;절에서 단백질 부분 특정 볼륨, 선택 계산을 계산하고 단백질의 아미노산 서열을 입력합니다. &quot;N =이 단량체 올리고머를 만들기&quot;에서 가장 높은 예상 올리고머 크기를 지정합니다필드,이 경우 N = 5. 메인 창에서 RPM 필드에 값을 입력하여 속도를 계산까지 σ ≈ 1; 이것은 방사상 분포 프로파일 (25)의 형상을 양호한 지수 보장 경험칙이다. 참고 : 다음과 같이이 실험에 대해 계산 된 값이었다 : ρ = 1.03839 g / ㎖, η = 1.0267 cP 인 = 0.7569 ㎖ / g, ω 1 = 16000 RPM. </li><li> 하나의 속도와 다음 25 배포 프로파일 사이에 충분한 차이를 확인하기 위해 수행 이후의 속도를 계산합니다. 참고 :이 또한 함수에서 수행 할 수 있습니다 계정에 솔루션 열 (충전 볼륨) 소요 SEDFIT에서 &quot;평형​​ 로터 기능을 속도 추정&quot;. </li></ol> 2.2. 샘플 준비 <ol><li> 5 mM의 C14SB 1 ㎖의 표준 용액 및 32.3 % 2 H를 준비 2 O 100 μL 10X 버퍼 solutio을 혼합하여 밀도 매칭 실험 (섹션 1)에서 결정N (1.1.1), 20 μL 50X 세제 용액 (1.1.1), 323 μL 2 H 2 O (99.9 %)과 527 μl의 H 2 O를 탈 </li><li> 메탄올 또는 50 % v / V를 아세토 니트릴 등의 적절한 용매에 동결 건조, HPLC 정제 SH 펩티드 (이전 31 설명 발현 및 정제)를 용해. 각 희석하여 280을 수득 세 샘플 마이크로 리터 규모 UV / 비스 분광 광도계 분취 액에 용해 된 펩타이드의 A280을 측정, 12mm = 0.3, 0.5, 0.8 (280, 10mm = 0.25, 0.417, 0.67) 130 μL. 밤새 동결 건조 샘플을 재현 탁하고 130 μl의 표준 용액 (단계 2.2.1)에서 샘플 용액을 얻었다. 주 : Trp의 티르 잔류 물을 포함하고 있기 때문에 SH 단백질 280 nm에서 UV / 마주 흡광도에서 검출 될 수있다. 방향족 잔기가없는 단백질, 또는 방해하여, 적합한 발색단로 태깅 함유 Trp의 돌연변이를 사용하여 검출 될 수있다대신 흡광도의 후부 측정. </li><li> 석영 창문이있는 6 채널 AUC 셀을 조립 1.2 절의 단계를 따르십시오. 가장 가까운 회 센터에서 회 센터와 가장 낮은 농도 샘플 (280, 12mm = 0.3) 멀리로 (280, 12mm = 0.8) 채널을 높은 농도 샘플을로드합니다. </li></ol> 2.3. 흡광도 측정 설정 <ol><li> &quot;균형&quot;과 &quot;흡광도&quot;측정을 지정 | (새 파일 파일) 새로운 설정 파일을 만듭니다. 검출기 파장 280 nm의를 지정합니다. </li><li> 단일 스캔을 방사형 스텝 크기 = 0.01 cm, 복제합니다 = 3 (낮은 해상도, 빠른)와 예를 들어, 낮은 해상도에서 데이터 수집을 지정, 검색 옵션에서 &quot;첫 번째 스캔하기 전에 레이디 얼 교정&quot;을 확인하고 실행하여 3000 rpm에서 반경 보정을 수행합니다 . 스캔이 완료된 후에, 옵션 선택을 해제. </li><li> &quot;(운전 방식을 침강 평형 방법을 설정&quot;버튼) D는 20 ° C에서, 단계 2.1.3에서 계산 된 최초의 속도로 실행하고, 1 스캔 30 분마다 수집합니다. 각 세포 &#39; &quot;세부 사항&quot;에서, 단계 2.3.2에서와 같이 낮은 해상도에서 데이터 수집을 지정합니다. 적어도 18 시간 후에 &quot;일치&quot;기능을 HeteroAnalysis 상기 데이터의 파일을 열어 선택하여 평형 과정을 모니터 (약 밤새도. 4). 주 : 이후의 속도는 시간이 덜 걸릴 것입니다 반면 균형의 달성은 제 속도를 실질적으로 긴 시간이 걸릴 수 있습니다. </li></ol><img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52404/52404fig4.jpg" /> HeteroAnalysis match 함수에서 그림 4. 결과. 제 1 및 제 2 속도는 (상단 왼쪽 및 오른쪽)이 평형에 도달 한 것으로 보인다,하지만 확실하게 몇 시간을 더 기다려야하는 것이 좋습니다. 비교에서, 세 번째와 네 번째 속도 (하단 왼쪽 및 오른쪽)을 명확하게 평형에 도달짧은 시간에. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52404/52404fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol><li> 평형에 도달하면, 레이디 얼 스텝 크기 = 0.001 cm, 복제합니다 = 10 (높은 해상도, 느린)와 높은 해상도, 예에서 단일 스캔을 수집합니다. </li><li> 스캔이 완료되면, 다음 단계 속도 2.3.4 및 2.3.3을 반복. </li><li> 시간이 각각의 속도에 대한 평형 알려진 (계산 또는 경험)입니다 도달하기 위해 필요한 경우 선택적으로, 각 평형 시간 이후 1 스캔을 수집하는 단계 및 2.1.3에서 계산 된 모든 속도를 포함하는 침강 평형 방법 스캔을 설정 속도. 이 경우, 각 셀 &#39;&#39;정보 &quot;의 고해상도 데이터 콜렉션을 지정. </li></ol> 2.4. SEDFIT 및 SEDPHAT에서 데이터 분석 참고 : 자세한 내용 및 데이터 분석 리더의 고려 사항은 t을 언급된다www.analyticalultracentrifugation.com : 다음 웹 사이트 오. <ol><li> 열기 고해상도 SEDFIT에서 스캔 (데이터 |로드 침강 평형 데이터) 및 3 채널 (; |로드 옵션 | 3 하위 집합에서 6 채널 원시 데이터를 저장 옵션이 서로 다른 각각의 샘플에 대한 농도에 해당)에 데이터를 분할합니다. </li><li> 다시 열고 SEDFIT에서 동일한 샘플과 동일한 농도하지만 서로 다른 속도에 속한 데이터 파일. 메 니스 커스 (수직 레드 라인), 셀 하단 (세로 블루 라인) 및 피팅 제한 (수직 녹색 선)을 조정하고 SEDPHAT에 사용하기 위해 데이터를 내보낼 (데이터 | SEDPHAT하는 데이터 내보내기). 입력 요청과 같이 회전 자형과 중심 형뿐만 아니라, 단계 2.1.1에서 산출 파라미터. 모든 샘플과 농도에 대해이 단계를 반복합니다. </li><li> SEDPHAT에서 동일한 샘플의 모든 데이터 (모든 농도 및 속도)을 열고 실험 매개 변수를 입력; 한 가지 예를 도시한다. 5. 참고 : D 2 O 버퍼, 신에 추가 될 때<html> 교환 가능한 양성자 eration 크게 특히 수용성 단백질, 단백질의 분자량을 변경할 수있다. 막 임베디드 지역 교환으로부터 보호되기 때문에 막 단백질, SH 단백질 같은 특히 작은 것들, 덜 영향을 받는다. 이 문제를 해결하려면, 입력 &quot;D에게 몰 분율 버퍼&quot;. 참고 :이 단계에서이 메뉴 데이터를 선택하여 개별적으로 편집 된 데이터 집합을 저장하는 것이 좋습니다 | 새로운 구성으로 복사 모든 데이터와 저장을. </li><li> 모델을 선택하고 그 모델에 대한 전역 매개 변수를 입력합니다. 참고 : 예를 들어, &quot;N 모노머 - 메르 셀프 협회&quot;모델 및 파라미터가도 2에 도시되어있다. 6. </li></ol><img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/52404/52404fig5.jpg" /> 그림 5. 실험 매개 변수를 입력하는 방법에 대한 예. 파일 / ftp_upload / 52404 / 52404fig6.jpg &quot;/&gt; 그림 6. 모노머 - 앤 - 메르 셀프 협회 모델 전역 매개 변수를 입력하는 방법에 대한 예. <ol><li> 메뉴 맞춤 선택하여 글로벌 맞춤을 실행 | 글로벌 맞춤을하고 적합 수렴 할 때까지 기다립니다. 아래 참고 (또는 화면을 캡처) 피팅 결과를, 특히 글로벌 축소 카이 광장과 K에게 값을 기록합니다. 열역학 정보를 표시 |에 맞춤 데이터와 메뉴 복사 및 디스플레이에서 피팅 잔차와 같은 다른 데이터의 압축을 풉니 다. </li><li> 전역 매개 변수로 돌아가서 (1) 단량체 분자량에 맞게 단계 2.4.5를 반복 M을 선택합니다. 장착 분자량 및 글로벌 축소 카이 제곱을합니다. </li><li> 단계를 반복 2.4.3 각 모델이 테스트하기 2.4.6 및 감소 된 글로벌 카이 제곱 값뿐만 아니라 피팅 잔차를 비교하여 각 모델의 적합성 품질을 비교할 수 있습니다. 참고 : 작은 임의 피팅 잔차는 일반적으로 잘 맞는을 나타내고, 것 가장 적합한 모델작은 글로벌 축소 카이 제곱 있습니다. 장착 모노머 분자량과 카이 제곱 값은 고정 (이론) 분자량의 실질적 차이가 나지 않습니다. </li><li> 첫 번째 선택 통계에 의해 값에 의해 얻어진 로그 카에 대한 신뢰 구간을 계산 | 심각한 오류 표면 돌기에 대한 카이 제곱 원하는 신뢰 구간을 입력. 로그 카에 대한 카이 제곱 값을 얻기 위해 전역 매개 변수 대화 상자에서 카 로그 1 차원 오류 표면에 돌기를 생성하고 선택 취소 | 다음, 통계로 이동합니다. 주 : 독자는이 방법 (33)의 방법 (32)뿐만 아니라 그림에 대한 자세한 내용은 다음 소스를 (http://www.analyticalultracentrifugation.com/ sedphat / statistics.htm)를 참조하시기 바랍니다. </li></ol>

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L., Mottet, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+orientation+and+oligomerization+of+the+small+hydrophobic+protein+of+human+respiratory+syncytial+virus.">Membrane orientation and oligomerization of the small hydrophobic protein of human respiratory syncytial virus.</a> J. Gen. Virol. 74, 1445-1450 (1993).</li><li>Collins, P. L., Olmsted, R. A., Johnson, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+small+hydrophobic+protein+of+human+respiratory+syncytial+virus:+comparison+between+antigenic+subgroups+A+and+B.">The small hydrophobic protein of human respiratory syncytial virus: comparison between antigenic subgroups A and B.</a> J. Gen. Virol. 71, 1571-1576 (1990).</li><li>Chen, M. D., Vazquez, M., Buonocore, L., Kahn, J. 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W., Ng, L., Xin, L., Gong, X., Torres, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+ion+channel+activity+of+the+human+respiratory+syncytial+virus+(hRSV)+small+hydrophobic+protein+transmembrane+domain.">Structure and ion channel activity of the human respiratory syncytial virus (hRSV) small hydrophobic protein transmembrane domain.</a> Protein Sci. 17, 813-820 (2008).</li><li>Li, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+the+Human+Respiratory+Syncytial+Virus+Small+Hydrophobic+Protein+and+Structural+variations+in+a+bicelle+environment.">Inhibition of the Human Respiratory Syncytial Virus Small Hydrophobic Protein and Structural variations in a bicelle environment.</a> J. Virol. 88 (22), 11899-914 (2014).</li><li>Burgess, N. K., Stanley, A. M., Fleming, K. 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Sci. 53, 17.12.11-17.12.13 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> An-50 Ti and An-60 Ti Analytical Rotor, Cells, and Counterbalance. , (2005).</li><li>Mayer, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+membrane+proteins+in+detergent+solution+by+analytical+ultracentrifugation:+Different+methods+for+density+matching.">Studying membrane proteins in detergent solution by analytical ultracentrifugation: Different methods for density matching.</a> Prog. Colloid Polym. Sci. 113, 176-181 (1999).</li><li>Laue, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+20.3.">Ch. 20.3.</a> Current Protocols in Protein Science. 20, 20.23.21-20.23.13 (2001).</li><li>Gan, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Small+Hydrophobic+Protein+Of+The+Human+Respiratory+Syncytial+Virus+Forms+Pentameric+Ion+Channels.">The Small Hydrophobic Protein Of The Human Respiratory Syncytial Virus Forms Pentameric Ion Channels.</a> J. Biol. Chem. 287, 24671-24689 (2012).</li><li>Bevington, P. R., Robinson, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Data reduction and error analysis for the physical sciences. 336, (1969).</li><li>Schuck, P., Radu, C. G., Ward, E. 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D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analytical+Ultracentrifugation+Studies+of+the+Influenza+M2+Homotetramerization+Equilibrium+in+Detergent+Solutions.">Analytical Ultracentrifugation Studies of the Influenza M2 Homotetramerization Equilibrium in Detergent Solutions.</a> Progr Colloid Polym Sci. 131, 108-115 (2006).</li><li>Sorkin, A., von Zastrow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+transduction+and+endocytosis:+Close+encounters+of+many+kinds.">Signal transduction and endocytosis: Close encounters of many kinds.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 3, 600-614 (2002).</li><li>Gan, S. W., Ng, L., Lin, X., Gong, X., Torres, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+ion+channel+activity+of+the+human+respiratory+syncytial+virus+(hRSV)+small+hydrophobic+protein+transmembrane+domain.">Structure and ion channel activity of the human respiratory syncytial virus (hRSV) small hydrophobic protein transmembrane domain.</a> Protein science : a publication of the Protein Society. 17, 813-820 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

이 논문은 샘플 준비 및 평형 침을 사용하여 세제의 작은 막 단백질의 올리고머의 분석을위한 실험 프로토콜을 제공합니다. 밀도 정합 단계가 필요하지 않은 것으로 설명 프로토콜은 동등하게 유효한 -and simpler- 가용성 단백질이다. 실제로, 시스템은 세제와 단백질의 혼합물로 구성된다. 이 부유 입자에 기여하지 않도록 침강 연구를 수행하기 위해, 세제 중력장에 보이지이어야한다. 따라서, 세제...

분석 용 초 원심 1-5, 생리 학적 조건하에 거대 분자의 상호 작용을 연구 강약의 상호 작용 모두에 액세스 가능한 가장 중요한 방법 중 하나이다. 방법은 라벨없는이고 광 흡수 또는 간섭을 사용하며, 심지어 형광 광학 시스템 (6)의 크기는 몇 배 이상 농도 범위를 액세스하기 위해 사용될 수있다. 대부분의 생화학 적 과정이 가역적 인 상호 작용에 의존하기 때문에이 방법은 특히 유용합니다. 이러한 상호 작용의 강도 화학량 정량적 생물학적 과정을 이해하는 것을 특징으로 할 수 있고, 다수의 방법이 목적 7,8 존재한다. 그러나, 과도 상호 작용을 연구 9 어렵다. 거대 분자의 상호 작용을 특성화하는 방법의 선택은 정적 또는 동적 인 특성에 의존한다. 첫 번째 경우, sedim<html> 정해져있는 속도 (SV)는 방사상 운송 속도가 측정되고, 복합체는 부력 질량 및 형상의 차이에 기초하여 분획 화되는 경우, 사용된다. 반면에, 실험의 시간 스케일에 가역적 동적 연결은 물리적으로 분리 될 수 없다. 이 경우, 자기 또는 비 - 공유 상호 작용으로 이어지는 헤테로 상호 작용은 총 단백질 농도에 의존 평형에있다. 이러한 동적 상호 작용 침강 평형 (SE) 및 침강 속도 (SV) (10) 모두 공부하실 수 있습니다. 그러나, 첫 번째 방법을 수행하는 단순하고 여기에 설명된다. 평형 확산 침강 사이 도달되도록 SE에서 원심 충분히 낮은 속도로 수행된다. 이 시점에서, 반경 방향 거리의 함수로서 광 신호 (UV-VIS)의 평형 프로필은, 연관 (11)에 대해 미리 설정된 열역학적 모델을 사용하여 분석 될 수있다. ve_content &quot;&gt; 본 논문에서는 침강 평형 연구 때문에 그 소수성. 이온 채널을 형성 바이러스 막 단백질의 자기 연관으로 제시되고, 실험은 세제의 존재 하에서 실행하고,이 때의 밀도이다 용매 세제와 정합되어야한다. 그러나,이 프로토콜에는 용매 농도 정합이 요구되지 것 이외에는, 수용성 단백질의 경우에서와 동일한 기재. 사용되는 단백질은 인간의 호흡기 세포 융합 바이러스 (hRSV),하기도 유아 질환, 노인과 면역 인구 전세계 12 원인 paramyxoviridae 제품군의 포락선 pneumovirus 인코딩됩니다. hRSV 감염의 최대 64,000,000보고 된 사례와 160,000 사망 매년 발생합니다. 게놈은 hRSV 세 막 단백질 F, G, 및 작은 소수성 (SH) 단백질을 포함한 11, 사본을 만듭니다. SH 단백질이 관여RSV 감염의 발병. SH 유전자 (RSVΔSH)를 결여 RSV는 실용적이었다 syncytia의 형성을 야기하고, 야생형 (WT) 바이러스뿐만 아니라 13-16 자랐다. 그러나 RSVΔSH 바이러스는 상부 호흡기 (15, 16)에보다 덜 효율적 WT 1/10 복제. 또한, RSVΔSH 바이러스는 생체 내 마우스와 침팬지 모델 13, 17에서 감쇠했다. SH 단백질 64 (RSV 하위 그룹 A) 또는 65 (RSV의 서브 그룹 B) 아미노산으로 유형 골지 실 (18)의 막에 주로 축적 II 세포막 단백질이다. SH 단백질은 하나의 높은 (20, 21)를 보존하는 나선 막 횡단 (TM) 도메인 (19) 예측이있다. C- 및 N- 말단 extramembrane 도메인은 lumenally / 세포 외 및 세포질, 각각 지향하고 있습니다. 모두 합성 TM 도메인 (잔류 물 (18)-43)과 전체 길이 SH 단백질은 세제의 다양한 homopentamers를 형성하는 것으로 나타났다. homopentameric 형태는 평면 22,23 지질 이중층에서 채널 활동에 대한 책임이있다. 지질 이중층의 TM 단량체의 올바른 방향은 먼저 그의-22는, 내강에 가까운 방향, 간 나선형의 제품에 보였다 사이트 특정 적외선 이색 (23)를 사용하여 측정 하였다. 동일한 TM 도메인 배향 (DPC)에 dodecylphosphocholine 펜타 머에게 전장 단백질의 나선 다발 (22)을 재구성 미셀 NMR 연구에 의해 확인 하였다. 이 &#39;미셀&#39;모델에서, 단일의 헬리컬 A- TM 도메인 확장 헤어핀 B-C에 의해 말단 나선 의해 N 말단 어귀 하였다. SH 단백질의 두 protonatable 잔류, 그의-22과 그분의-51, TM 도메인 (lumenally 방향)에 위치하며, extramembrane의 C- 말단 β 머리핀의 끝에서 각각, (지금까지 채널 기공에서). bicellar ENVIRO에서nment 그러나, TM의 α 나선 그의-51까지 연장하고, 그 잔류 물은 두 채널 (24)의 내강에 접근 할 수있다. 22 소수성 사이드 체인 (일드-32, 일드-36, 일드-40와 레우-44), 그리고 줄 지어 채널 구조는 깔때기 모양의 구조 (22), 좁은 지역 채택 (의 Cys-45 빼앗아-29)은 일드-36는 채널 루멘의 좁은 지점을 정의합니다. 그의-51가 가장 작은 개구 선단에있는 반면, 그의-22은,이 깔때기의 가장 큰 개방에 있습니다. 본 논문에서는 침강 평형 모드에서 원심 분리 분석이 그의 양성자 SH 량체 단백질의 안정성에 영향을 미치는지를 결정하기 위해 사용되어왔다. 이 경우, SH 단백질은 그 단백질 SH 형 펜타 머 올리고머 22 보여 이전에 사용 된-C14 베타 인 세제, 가용화 하였다.

<table><tbody><tr><td>3-(N,N-dimethylmyristylammonio)propanesulfonate</td><td>Sigma</td><td>T0807</td><td></td></tr><tr><td>Deuterium oxide 99.8%</td><td>Cambridge Isotope</td><td>DLM-4-99.8</td><td></td></tr><tr><td>An-50 Ti Rotor, Analytical, 8-Place</td><td>Beckman Coulter</td><td>363782</td><td></td></tr><tr><td>An-60 Ti Rotor, Analytical, 4-Place</td><td>Beckman Coulter</td><td>361964</td><td></td></tr><tr><td>Cell housing</td><td>Beckman Coulter</td><td>334784</td><td></td></tr><tr><td>12 mm six-channel centerpiece, epon charcoal-filled</td><td>Beckman Coulter</td><td>331376</td><td></td></tr><tr><td>Window holder</td><td>Beckman Coulter</td><td>305037</td><td></td></tr><tr><td>Window gasket</td><td>Beckman Coulter</td><td>327021</td><td></td></tr><tr><td>Window liner</td><td>Beckman Coulter</td><td>362329</td><td></td></tr><tr><td>Sapphire window</td><td>Beckman Coulter</td><td>307177</td><td></td></tr><tr><td>Quartz window</td><td>Beckman Coulter</td><td>301730</td><td></td></tr><tr><td>Screw-ring washer</td><td>Beckman Coulter</td><td>362328</td><td></td></tr><tr><td>Screw ring</td><td>Beckman Coulter</td><td>301922</td><td></td></tr><tr><td>Spinkote</td><td>Beckman Coulter</td><td>306812</td><td></td></tr><tr><td>Torque stand assembly</td><td>Beckman Coulter</td><td>361318</td><td></td></tr><tr><td>Counterbalance</td><td>Beckman Coulter</td><td>360219</td><td></td></tr><tr><td>Cell alignment tool</td><td>Beckman Coulter</td><td>362340</td><td></td></tr><tr><td>SEDNTERP</td><td></td><td></td><td>http://bitcwiki.sr.unh.edu/index.php/Main_Page</td></tr><tr><td>HeteroAnalysis&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>http://www.biotech.uconn.edu/auf/?i=aufftp</td></tr><tr><td>SEDFIT</td><td></td><td></td><td>http://www.analyticalultracentrifugation&lt;br/&gt; .com/sedfit.htm</td></tr><tr><td>SEDPHAT</td><td></td><td></td><td>http://www.analyticalultracentrifugation&lt;br/&gt; .com/sedphat/default.htm</td></tr></tbody></table>

sedimentation equilibrium of a small oligomer-forming membrane protein: effect of histidine protonation on pentameric stability

분석 용 초 원심 분리 (AUC)은 상호 작용의 세기의 광범위한 생리 학적 조건 하에서 고분자 사이의 가역적 인 상호 작용을 연구하는데 사용될 수있다. 이 AUC를 정량적으로 화학 양론과 호모 생화학 적 과정에 과도 되돌릴 수 있습니다 헤테로 협회의 열역학을 평가하기 위해 선택하는 방법을합니다. 침강 평형 양상 (SE)에서, 확산 침강 간의 균형은 특정 관계 모델에 따라 반경 방향 거리의 함수로서 프로파일을 제공한다. 여기서, SE 상세한 프로토콜 분석 초 원심 분리기를 사용하여 작은 막 단백질 올리고머의 크기와 연관 단량체 단량체 에너지를 결정하기 위해 설명된다. AUC-ES는 단지 물리적 원리에 기초하여, 라벨없는이며, 모두 수용성 단백질 및 막에 사용될 수있다. 예는 후자의 도시, 인간 호흡기 합 포체 바이러스의 작은 소수성 (SH) 단백질 (hRSV), 펜타 머 이온 채널을 형성하는 단일 나선 α 횡단 (TM) 도메인과 65 아미노산 폴리펩티드. 기반 구조 NMR 데이터는 SH 단백질이 채널의 루멘에 대향 배향의 막 횡단 도메인의 두 protonatable 그의 잔기를 갖는 것을 보여준다. SE 실험은 pH가 협회 상수와 SH 단백질의 올리고머 크기에 영향을 미치는 방법을 결정하기 위해 설계되었습니다. 펜타 머 형태는 모든 경우에 유지되었지만, 그 연관 상수는 낮은 pH에서 환원시켰다. 이러한 데이터는 SH 단백질의 두 그의 잔류의 내강 방향과 일치 SH 채널 활동에 대한 관찰과 유사한의 pH 의존성과 일치한다. 후자는 낮은 pH에서 정전 기적 반발력 감소 올리고머 안정성이 발생할 수 있습니다. 생리 학적 조건의 미묘한 단백질 - 단백질 연관 변경 정량적 정보를 측정 할 수있을 때마다 요약하면,이 방법은 적용 가능하다.

50mM 트리스에서 C14SB 세제 미셀의 방사상 분포 프로필, 100 mM의 NaCl을 pH가 7.3 형태 선형 모델 (도 7A)에 장착 될 수있는 매우 얕은 지수. 이 분포의 기울기는 반대로 D 2 O 농도 (그림 7B)에 관련된다. 기울기가 0 인 점은, 정합 D 2 O 농도는 32.3 % 인 ​​것으로 밝혀졌다, 즉. 아래 그림 7을 참조하십시오. <p class="j...

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Sedimentation Equilibrium of a Small Oligomer-forming Membrane Protein: Effect of Histidine Protonation on Pentameric Stability

Sedimentation equilibrium (SE) can be used to study protein-protein interactions in a physiological environment. This manuscript describes the use of this technique to determine the effect of pH on the stability of a homo-pentamer formed by the small hydrophobic (SH) protein encoded by the human syncytial respiratory virus (hRSV).

작은 올리고머 형성 막 단백질의 침전 평형 : 펜타 머 안정성에 히스티딘 양성자의 효과

Analytical ultracentrifugation (AUC) can be used to study reversible interactions between macromolecules over a wide range of interaction strengths and ...

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Determination of the Gas-phase Acidities of Oligopeptides

Amino acid residues located at different positions in folded proteins often exhibit different degrees of acidities. For example, a cysteine residue located at or near the N-terminus of a helix is often more acidic than that at or near the C-terminus 1-6. Although extensive experimental studies on the acid-base properties of peptides have been carried out in the condensed phase, in particular in aqueous solutions 6-8, the results are often complicated by solvent effects 7. In fact, most of the active sites in proteins are located near the interior region where solvent effects have been minimized 9,10. In order to understand intrinsic acid-base properties of peptides and proteins, it is important to perform the studies in a solvent-free environment.
We present a method to measure the acidities of oligopeptides in the gas-phase. We use a cysteine-containing oligopeptide, Ala3CysNH2 (A3CH), as the model compound. The measurements are based on the well-established extended Cooks kinetic method (Figure 1) 11-16. The experiments are carried out using a triple-quadrupole mass spectrometer interfaced with an electrospray ionization (ESI) ion source (Figure 2). For each peptide sample, several reference acids are selected. The reference acids are structurally similar organic compounds with known gas-phase acidities. A solution of the mixture of the peptide and a reference acid is introduced into the mass spectrometer, and a gas-phase proton-bound anionic cluster of peptide-reference acid is formed. The proton-bound cluster is mass isolated and subsequently fragmented via collision-induced dissociation (CID) experiments. The resulting fragment ion abundances are analyzed using a relationship between the acidities and the cluster ion dissociation kinetics. The gas-phase acidity of the peptide is then obtained by linear regression of the thermo-kinetic plots 17,18.
The method can be applied to a variety of molecular systems, including organic compounds, amino acids and their derivatives, oligonucleotides, and oligopeptides. By comparing the gas-phase acidities measured experimentally with those values calculated for different conformers, conformational effects on the acidities can be evaluated.

The determination of the gas-phase acidities of cysteine-containing oligopeptides is described. The experiments are performed using a triple quadrupole mass spectrometer. The relative acidities of the peptides are measured using collision-induced dissociation experiments, and the quantitative acidities are determined using the extended Cooks kinetic method.

올리고 펩타이드의 가스 단계 산성도의 결정

Amino acid residues located at different positions in folded proteins often exhibit different degrees of acidities. For example, a cysteine residue ...

연구

화학

Analyzing Protein Dynamics Using Hydrogen Exchange Mass Spectrometry

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique amino acid sequence, it is only realized by the folding of the polypeptide chain into a single defined three-dimensional arrangement or more commonly into an ensemble of interconverting conformations. Investigating the connection between protein conformation and its function is therefore essential for a complete understanding of how proteins are able to fulfill their great variety of tasks. One possibility to study conformational changes a protein undergoes while progressing through its functional cycle is hydrogen-1H/2H-exchange in combination with high-resolution mass spectrometry (HX-MS). HX-MS is a versatile and robust method that adds a new dimension to structural information obtained by e.g. crystallography. It is used to study protein folding and unfolding, binding of small molecule ligands, protein-protein interactions, conformational changes linked to enzyme catalysis, and allostery. In addition, HX-MS is often used when the amount of protein is very limited or crystallization of the protein is not feasible. Here we provide a general protocol for studying protein dynamics with HX-MS and describe as an example how to reveal the interaction interface of two proteins in a complex. &#160;&#160;

Protein conformation and dynamics are key to understanding the relationship between protein structure and function. Hydrogen exchange coupled with high-resolution mass spectrometry is a versatile method to study the conformational dynamics of proteins as well as characterizing protein-ligand and protein-protein interactions, including contact interfaces and allosteric effects.

수소 환율 질량 분석을 사용하여 단백질의 역학 분석

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique ...

Thermodynamics of Membrane Protein Folding Measured by Fluorescence Spectroscopy

Membrane protein folding is an emerging topic with both fundamental and health-related significance. The abundance of membrane proteins in cells underlies the need for comprehensive study of the folding of this ubiquitous family of proteins. Additionally, advances in our ability to characterize diseases associated with misfolded proteins have motivated significant experimental and theoretical efforts in the field of protein folding. Rapid progress in this important field is unfortunately hindered by the inherent challenges associated with membrane proteins and the complexity of the folding mechanism. Here, we outline an experimental procedure for measuring the thermodynamic property of the Gibbs free energy of unfolding in the absence of denaturant, &Delta;G&deg;H2O, for a representative integral membrane protein from E. coli. This protocol focuses on the application of fluorescence spectroscopy to determine equilibrium populations of folded and unfolded states as a function of denaturant concentration. Experimental considerations for the preparation of synthetic lipid vesicles as well as key steps in the data analysis procedure are highlighted. This technique is versatile and may be pursued with different types of denaturant, including temperature and pH, as well as in various folding environments of lipids and micelles. The current protocol is one that can be generalized to any membrane or soluble protein that meets the set of criteria discussed below.

This video article details the experimental procedure for obtaining the Gibbs free energy of membrane protein folding by tryptophan fluorescence.

막 단백질 폴딩의 열역학은 형광 분광학에 의해 측정

Membrane protein folding is an emerging topic with both fundamental and health-related significance.  The abundance of membrane proteins in cells ...

생체공학

Unraveling Entropic Rate Acceleration Induced by Solvent Dynamics in Membrane Enzymes

Enzyme catalysis evolved in an aqueous environment. The influence of solvent dynamics on catalysis is, however, currently poorly understood and usually neglected. The study of water dynamics in enzymes and the associated thermodynamical consequences is highly complex and has involved computer simulations, nuclear magnetic resonance (NMR) experiments, and calorimetry. Water tunnels that connect the active site with the surrounding solvent are key to solvent displacement and dynamics. The protocol herein allows for the engineering of these motifs for water transport, which affects specificity, activity and thermodynamics. By providing a biophysical framework founded on theory and experiments, the method presented herein can be used by researchers without previous expertise in computer modeling or biophysical chemistry. The method will advance our understanding of enzyme catalysis on the molecular level by measuring the enthalpic and entropic changes associated with catalysis by enzyme variants with obstructed water tunnels. The protocol can be used for the study of membrane-bound enzymes and other complex systems. This will enhance our understanding of the importance of solvent reorganization in catalysis as well as provide new catalytic strategies in protein design and engineering.

Channels for the transportation of water molecules in enzymes influence active site solvation and catalysis. Herein we present a protocol for the engineering of these additional catalytic motifs based on in silico computer modeling and experiments. This will enhance our understanding of the influence of solvent dynamics on enzyme catalysis.

막 효소 용매 역학에 의해 유도 탈피 엔트 속도 가속

Enzyme catalysis evolved in an aqueous environment. The influence of solvent dynamics on catalysis is, however, currently poorly understood and usually ...

Using Three-color Single-molecule FRET to Study the Correlation of Protein Interactions

Single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer (smFRET) has become a widely used biophysical technique to study the dynamics of biomolecules. For many molecular machines in a cell proteins have to act together&#160;with interaction partners in a functional cycle to fulfill their task. The extension of two-color to multi-color smFRET makes it possible to simultaneously probe more than one interaction or conformational change. This not only adds a new dimension to smFRET experiments but it also offers the unique possibility to directly study the sequence of events and to detect correlated interactions when using an immobilized sample and a total internal reflection fluorescence microscope (TIRFM). Therefore, multi-color smFRET is a versatile tool for studying biomolecular complexes in a quantitative manner and in a previously unachievable detail.
Here, we demonstrate how to overcome the special challenges of multi-color smFRET experiments on proteins. We present detailed protocols for obtaining the data and for extracting kinetic information. This includes trace selection criteria, state separation, and the recovery of state trajectories from the noisy data using a 3D ensemble Hidden Markov Model (HMM). Compared to other methods, the kinetic information is not recovered from dwell time histograms but directly from the HMM. The maximum likelihood framework allows us to critically evaluate the kinetic model and to provide meaningful uncertainties for the rates.
By applying our method to the heat shock protein 90 (Hsp90), we are able to disentangle the nucleotide binding and the global conformational changes of the protein. This allows us to directly observe the cooperativity between the two nucleotide binding pockets of the Hsp90 dimer.

Here, we present a protocol to obtain three-color smFRET data and its analysis with a 3D ensemble Hidden Markov Model. With this approach, scientists can extract kinetic information from complex protein systems, including cooperativity or correlated interactions.

3 색 단일 분자 무서 워를 사용 하 여 단백질 상호 작용의 상관 관계를 연구 하

Single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer (smFRET) has become a widely used biophysical technique to study the dynamics of biomolecules. For ...

생화학

Analysis of AtHIRD11 Intrinsic Disorder and Binding Towards Metal Ions by Capillary Gel Electrophoresis and Affinity Capillary Electrophoresis

Plants are strongly dependent on their environment. In order to adjust to stressful changes (e.g., drought and high salinity), higher plants evolve classes of intrinsically disordered proteins (IDPs) to reduce oxidative and osmotic stress. This article uses a combination of capillary gel electrophoresis (CGE) and mobility shift affinity electrophoresis (ACE) in order to describe the binding behavior of different conformers of the IDP AtHIRD11 from Arabidopsis thaliana. CGE is used to confirm the purity of AtHIRD11 and to exclude fragments, posttranslational modifications, and other impurities as reasons for complex peak patterns. In this part of the experiment, the different sample components are separated by a viscous gel inside a capillary by their different masses and detected with a diode array detector. Afterward, the binding behavior of the sample towards various metal ions is investigated by ACE. In this case, the ligand is added to the buffer solution and the shift in migration time is measured in order to determine whether a binding event has occurred or not. One of the advantages of using the combination of CGE and ACE to determine the binding behavior of an IDP is the possibility to automate the gel electrophoresis and the binding assay. Furthermore, CGE shows a lower limit of detection than the classical gel electrophoresis and ACE is able to determine the manner of binding a ligand in a fast manner. In addition, ACE can also be applied to other charged species than metal ions. However, the use of this method for binding experiments is limited in its ability to determine the number of binding sites. Nevertheless, the combination of CGE and ACE can be adapted for characterizing the binding behavior of any protein sample towards numerous charged ligands.

This protocol combines the characterization of a protein sample by capillary gel electrophoresis and a fast-binding screening for charged ligands by affinity capillary electrophoresis. It is recommended for proteins with a flexible structure, such as intrinsically disordered proteins, to determine any differences in binding for different conformers.

AtHIRD11 내장 장애 및 모 세관 젤 전기 이동 법 및 선호도 모 세관 전기 이동 법에 의해 금속 이온으로 바인딩 분석

Plants are strongly dependent on their environment. In order to adjust to stressful changes (e.g., drought and high salinity), higher plants evolve ...

Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling

The biological small-angle neutron scattering instrument at the High-Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory is dedicated to the investigation of biological materials, biofuel processing, and bio-inspired materials covering nanometer to micrometer length scales. The methods presented here for investigating physical properties (i.e., size and shape) of membrane proteins (here, MmIAP, an intramembrane aspartyl protease from Methanoculleus marisnigri) in solutions of micelle-forming detergents are well-suited for this small-angle neutron scattering instrument, among others. Other biophysical characterization techniques are hindered by their inability to address the detergent contributions in a protein-detergent complex structure. Additionally, access to the Bio-Deuteration Lab provides unique capabilities for preparing large-scale cultivations and expressing deuterium-labeled proteins for enhanced scattering signal from the protein. While this technique does not provide structural details at high-resolution, the structural knowledge gap for membrane proteins contains many addressable areas of research without requiring near-atomic resolution. For example, these areas include determination of oligomeric states, complex formation, conformational changes during perturbation, and folding/unfolding events. These investigations can be readily accomplished through applications of this method.

Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling

This protocol demonstrates how to obtain a low-resolution ab initio model and structural details of a detergent-solubilized membrane protein in solution using small-angle neutron scattering with contrast-matching of the detergent.

막 단백질 구조 분석 및 Ab 론 적 모델링 작은 각 중성자 산란 실험에서 일치 하는 대비 세제

The biological small-angle neutron scattering instrument at the High-Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory is dedicated to the ...

Single Liposome Measurements for the Study of Proton-Pumping Membrane Enzymes Using Electrochemistry and Fluorescent Microscopy

Proton-pumping enzymes of electron transfer chains couple redox reactions to proton translocation across the membrane, creating a proton-motive force used for ATP production. The amphiphilic nature of membrane proteins requires particular attention to their handling, and reconstitution into the natural lipid environment is indispensable when studying membrane transport processes like proton translocation. Here, we detail a method that has been used for the investigation of the proton-pumping mechanism of membrane redox enzymes, taking cytochrome bo3 from Escherichia coli as an example. A combination of electrochemistry and fluorescence microscopy is used to control the redox state of the quinone pool and monitor pH changes in the lumen. Due to the spatial resolution of fluorescent microscopy, hundreds of liposomes can be measured simultaneously while the enzyme content can be scaled down to a single enzyme or transporter per liposome. The respective single enzyme analysis can reveal patterns in the enzyme functional dynamics that might be otherwise hidden by the behavior of the whole population. We include a description of a script for automated image analysis.

Here, we present a protocol to study the molecular mechanism of proton translocation across lipid membranes of single liposomes, using cytochrome bo3 as an example. Combining electrochemistry and fluorescence microscopy, pH changes in the lumen of single vesicles, containing single or multiple enzyme, can be detected and analyzed individually.

전기 화학 및 형광 현미경 검사 법을 사용 하 여 양성자 펌프 막 효소의 연구에 대 한 단일 Liposome 측정

Proton-pumping enzymes of electron transfer chains couple redox reactions to proton translocation across the membrane, creating a proton-motive force used ...

A Hydrogen-Deuterium Exchange Mass Spectrometry (HDX-MS) Platform for Investigating Peptide Biosynthetic Enzymes

Hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry (HDX-MS) is a powerful method for the biophysical characterization of enzyme conformational changes and enzyme-substrate interactions. Among its many benefits, HDX-MS consumes only small amounts of material, can be performed under near native conditions without the need for enzyme/substrate labeling, and can provide spatially resolved information on enzyme conformational dynamics&#8722;even for large enzymes and multiprotein complexes. The method is initiated by the dilution of the enzyme of interest into buffer prepared in D2O. This triggers the exchange of protium in peptide bond amides (N-H) with deuterium (N-D). At the desired exchange time points, reaction aliquots are quenched, the enzyme is proteolyzed into peptides, the peptides are separated by ultra-performance liquid chromatography (UPLC), and the change in mass of each peptide (due to the exchange of hydrogen for deuterium) is recorded by MS. The amount of deuterium uptake by each peptide is strongly dependent on the local hydrogen bonding environment of that peptide. Peptides present in very dynamic regions of the enzyme exchange deuterium very rapidly, whereas peptides derived from well-ordered regions undergo exchange much more slowly. In this manner, the HDX rate reports on local enzyme conformational dynamics. Perturbations to deuterium uptake levels in the presence of different ligands can then be used to map ligand binding sites, identify allosteric networks, and to understand the role of conformational dynamics in enzyme function. Here, we illustrate how we have used HDX-MS to better understand the biosynthesis of a type of peptide natural products called lanthipeptides. Lanthipeptides are genetically encoded peptides that are post-translationally modified by large, multifunctional, conformationally dynamic enzymes that are difficult to study with traditional structural biology approaches. HDX-MS provides an ideal and adaptable platform for investigating the mechanistic properties of these types of enzymes.

A Hydrogen-Deuterium Exchange Mass Spectrometry HDX-MS Platform for Investigating Peptide Biosynthetic Enzymes

Lanthipeptide synthetases catalyze multistep reactions during the biosynthesis of peptide natural products. Here, we describe a continuous, bottom-up, hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry (HDX-MS) workflow that can be employed to study the conformational dynamics of lanthipeptide synthetases, as well as other similar enzymes involved in peptide natural product biosynthesis.

펩타이드 생합성 효소를 조사하기 위한 수소-신투륨 교환 질량 분광법(HDX-MS) 플랫폼

Hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry (HDX-MS) is a powerful method for the biophysical characterization of enzyme conformational changes and ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

Lipidic Bicelle 방법을 사용하여 막 단백질의 높은 처리량 결정

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...