우리는 Drs에 감사드립니다. 이 시스템을 설정하는 자신의 도움이 도움 로버트 Gereau, 헨리 라이 라라 오지 그릇. 우리는 또한이 작품에 대한 자금 출처를 인정하고 싶습니다 (BJK - 스캔에 의한 통증 초기 경력 연구 그랜트의 연구를위한 국제 협회 | INGER &amp; 옌스 Bruun은 및 듀 케인 대학 Hunkele 두려워한 질병 기금 디자인 재단).

다음 프로토콜은 듀 케인 대학에서 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인과 건강의 국립 연구소에서 가이드 라인과 일치하고있다. 무균 기술을 사용하여 와이어 전극과 방광 카테터 1. 외과 주입 (총 시간 5 ~ 10 분) <ol><li> 다음 항목은 이전부터 수술 준비를해야합니다 : <ol><li> 적극적으로 (자료 목록) 체온의 추가 제어를위한 낮은 소비 전력 가열 램프에 자동 시스템을 연결 모니터링하고 배터리로 작동하는 전기 패드 및 동물의 신체 온도 프로브와 온도 제어 시스템을 사용하여 37.5 ± 0.5 ° C로 체온을 조절합니다. </li><li> 이소 플루 란 마취에 필요한 장비는 압축 공기 (초기 최저 용) (예를 들어 100 % O 2), 이소 플루 란 기화기, 이소 플루 란, 이소 플루 란 유도 챔버, 코 콘, 배기 시스템을 포함한다. </li><li> 일을 조립전자 적절한 수술 도구, IV 카테터, 전극 (자료 목록) </li></ol></li><li> 2~3% 이소 플루 란 (isoflurane)에서 유도 챔버에서 마취 상태를 유도한다. 바로 잡는 반​​사가 (0-1 분) 손실 된 경우 실에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 2-2.5 %의 이소 플루 란과 코 콘에 마우스를 놓습니다. 전체 마취를 확인하기 위해 발가락을 꼬집어. 동물의 응답이 없어야합니다. 타이머를 시작합니다. </li><li> 마우스의 눈은 안과 연고 1 방울을 넣습니다. </li><li> 그래서 등쪽면이 아래를 향하도록 마우스를 켭니다. </li><li> 요도를 통해 방광에 카테터를 삽입합니다. </li><li> 카테터에 기름칠을하기 위해 수술 윤활유에 카테터를 찍어. <ol><li> 부드럽게 동물의 몸에 수직이 뾰족한 집게와 요도구를 개최합니다. 집게의 2 차 세트와 카테터를 잡고 천천히 동물의 몸에 수직 각도에서 요도 카테터 끝을 삽입합니다. </li><li> 카테터를 요도 ~ 1-2mm 들어갔 때 보러 본체에 평행하도록 부드럽게 카테터를 조정할머리를 향해 목표. 이 운동은 치골을 방지 할 필요가있다. </li><li> 부드럽게 쥐의 몸으로 카테터를 밀어 넣습니다. 카테터가 원활하게 저항없이 체강 내에 슬라이딩한다. 카테터를 강요하지 마십시오. 카테터가 원활하게 들어가 있지 않는 경우, 수직 카테터의 위치로 복귀하고, 다시 시작. </li><li> 카테터가 완전히 방광에 삽입으로 부드럽게 방광 내용을 추방하기 위해 마우스의 복부를 아래로 밀어 넣습니다. 카테터 구멍에 종이 타월의 작은 조각을 밀어 카테터에서 모든 소변을 제거합니다. 종이 타월이 소변을 적신 때 교체하십시오. (아래 프로토콜 3을 참조하십시오.) 방광 팽창 실험 중에 포함 나머지 프로토콜을 통해 지속적으로 소변을 제거 </li></ol></li><li> (지상으로). 왼쪽 복부 근육과 가슴에 하나 실버 와이어에 두 개의 은색 와이어를 삽입 <ol><li> 카테터의 오른쪽에있는 영역 측면을 소독하기 위해 알코올이나 요오드를 사용하여 (몸의 동물의 왼쪽). </li><li> 왼쪽 복부 근육을 노출합니다. <ol><li> 집게로 왼쪽 복부 근육 주변의 피부를 잡아. 매체 수술 가위로 작은 1~2센티미터의 절개를합니다. </li><li> 절개로 가위의 끝을 삽입하고 부드럽게 2cm로 절개를 확장합니다. </li><li> 상사 근 복부 근육을 노출 상부의 밴드를 이동하는 집게를 사용합니다. 이 지역에있는 주요 혈관 중 하나를 추출 / 베이지 않도록주의하십시오. </li></ol></li><li> 반에서 세 실버 와이어를 구부려. 근육의 작은 물린을 날카로운 21 G 바늘을 사용합니다. 그리고, 근육을 통해 바늘을 밀어 넣습니다. 근육에 삽입 할 때 내부 장기에 구멍 근육에 불필요한 손상을 유발하지 않도록주의하십시오. </li><li> 21 G 바늘의 구멍에 하나 실버 와이어의 끝을 스틱. 부드럽게 근육 물린 통해 실버 와이어를 그리는 근육을 통해 다시 바늘을 빼냅니다. 바늘이 근육이없는 경우 와이어의 루프와 닿을 때까지 부드럽게 근육을 통해 실버 와이어를 당겨근육 물린. </li><li> 단계를 반복 1.7.3-1.7.4 두 번째 근육 와이어에. 이 와이어는 먼저 근육 와이어에서 ~ 0.5 cm를 배치해야합니다. 그것은 두 개의 와이어가 삽입 후 만지지 않는 것이 중요합니다. </li><li> 마음에 열등 가슴에 세 번째 실버 와이어 (접지)를 넣습니다. <ol><li> 피부의 작은 물린을 (그것은 절개를하거나 피부를 면도 할 필요가 없습니다)과 피부를 통해 바늘을 밀어 날카로운 21 G 바늘을 사용합니다. </li><li> 상술 한 바와 같이 실버 와이어를 삽입하고 피부를 통해 당기십시오. </li></ol></li></ol></li><li> 습기를 유지하고 가능한 한 많이 노출 된 근육을 통해 피부를 당겨 노출 된 근육에 37.5 ° C 살균 미네랄 오일의 작은 금액을 놓습니다. </li><li> 이후의 단계에서 유체 수준을 유지하기 위해 생리 식염수를 피하 0.5 ㎖를 주입한다. </li><li> 체온이 쉽게 유지 될 수 있도록 부드럽게면에 동물을 굴립니다. </li></ol> 2. 부분 마취 스텝 다운 절차 (토타L 시간 ~ 75 분) 다음 마취 프로토콜은 듀 케인 대학에서 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인과 건강의 국립 연구소에서 가이드 라인과 일치하고있다. <ol><li> 즉시 제 후 나는 (위), 1.5 %의 낮은 이소 플루 란이 완료됩니다. 15 분 동안이 수준에서 잡아. </li><li> 니더 이소 플루 란 마취 동물 부분적되도록. <ol><li> 0.125 %의 낮은 이소 플루 란 매 15 분 동물 전시 굴곡 발가락 핀치에 응답하지만 목소리를하거나 이동하지 않습니다 때까지. </li><li> 수준으로 인해 마취 설정의 차이에 따라 다를 수 있지만 일반적으로 0.8 ~ 1.0 %의 이소 플루 란의 수준은 최적입니다. 마취가 적절한 수준에있을 때 발성 및 / 또는 보행은 매우 드문 이벤트입니다. </li></ol></li></ol> . 3 근전도 (EMG) 등급을 매긴 압력 (15 ~ 75 mmHg로)와 방광 팽만 (총 시간 - 변수가 실험에 따라 다름) 동안 기록 <ol&gt; <li> 설치 EMG 기록 및 방광 팽창에 대한 다음과 같은 항목 : <ol><li> 설치 앰프, 디지타이저 및 레코딩 소프트웨어를. 이 설정에서, 디지타이저 (3.1.2 절 아래를 참조 압력과 자극 마커 입력) 증폭기는 하나의 입력과 압력 조절기에 대한 두 개의 입력이 있습니다. 정확한 하드웨어 및 소프트웨어 설치가 (특정 지침에 대한 자료 목록을 참조) 사용자 정의 할 수 있습니다. </li><li> 설치 동물에 공기압의 특정 버스트를 전달하는 시스템. 이 시스템은 다음과 같은 프로토콜 &quot;정해진 압력 조정기&quot;로 지칭된다. 그것은 공기 압력의 디지털화, 재판 길이의 조절, 간 시험 간격 자동화, 시험 번호의 제어 등의 자동화 된 압력 전달이 가능하고, 발병 디지털 신호를 (시간 초과 압력 레귤레이터의 회로도 앤더슨 등. 14 참조) 자극. </li></ol></li><li> 앰프에 마우스 (2 복부 와이어 + 1 접지선)에서 모든 리드 와이어를 연결하고디지타이저 및 디지타이저 소프트웨어에 기록 EMG 신호를 시작합니다. 디지타이저 소프트웨어에서 선택한 어떤 시간 &quot;쓰기&quot;합니다. </li><li> 방광 카테터에서 종이 타월을 제거합니다. (시간 초과 압력 레귤레이터.) 공기 튜브에 카테터를 연결 </li><li> 60 mmHg로의 팽창 압력에 하나 20 초 시험을 제공합니다. <ol><li> 60 mmHg로에 유량 조절기를 설정합니다 (아날로그 혈압계를 사용하여 검사 압력.) </li><li> 20 초 팽창 압력 펄스 뒤에 20 초 prepressure 간격 (이것은 디지타이저 소프트웨어에 기록 2V의 자극 신호가 될 것이다) 제공하도록 정해진 압력 조정기를 설정한다. </li><li> 시험 (prepressure 간격 + 압력 팽창 시험)를 시작합니다. 실제 압력 시험이 시작되면, 시스템에 연결된 3 혈압계를 사용하여 압력을 재확인한다. </li><li> 압력 팽창 시험하는 동안, 강한 EMG 신호 (&gt; 0.5 V)는 20 초 동안 팽창 가능성이 후 관찰해야한다. 동물 abdomi가 발생할 수 있습니다NAL 이동하지만, 동물은 목소리를하거나 이동하지 않아야합니다. 드물지만, 비정상적인 움직임이나 발성이 관찰되는 경우, 이소 플루 란의 수준을 높일 수 있습니다. </li></ol></li><li> 1 일 60 mmHg로의 팽창은 1 ~ 2 분의 intertrial 간격으로 적절한 EMG 신호 단계를 반복 3.4 두 번 이상 생성하는 경우. </li><li> 세 60 mmHg로 시험에서 강한 신호를 수신하면, 실험 distentions을 수행합니다. <ol><li> 많은 연구는 낮은 압력 (10 ~ 15 mmHg로)에서 시작하여 10 ~ 15 mmHg로 증가에서 유해 압력 (75 ~ 80 mmHg로)까지 작동 등급을 매긴 distensions를 사용합니다. 다른 압력에서 예를 추적 아래 대표적인 결과를 참조하십시오. </li><li> 일반 시험은 20 초 prepressure 간격, 20 초 압력 팽창 시험, 그리고 1 ~ 2 분 간격 intertrial 있습니다. </li><li> 각 압력에서 세 distentions를 수행 한 후 (각 압력 하나의 내장 운동의 응답을 얻기 위해) 세 가지 실험을 통해 평균. 다른 방법으로, P IN각 압력에서 다섯 distensions을 erform 높고 낮은 시험을 폐기하고 나머지 세 가지 응답을 평균. </li></ol></li><li> 일단 실험 distensions는, 녹음을 중지 실험 파일을 저장하고, 승인 된 방법을 사용하여 동물을 희생 완료됩니다. </li></ol> 원시 EMG의 흔적 4. 분석 <ol><li> 내장 운동 반응 (즉, EMG 녹음)의 분석을 쉽게 온보드 디지타이저 소프트웨어를 사용하거나 타사 프로그램 (자료 목록)을 통해 수행된다 다음은 여러 프로그램을 사용하거나 수동 분석을 사용하여이 데이터를 분석하는 데 사용할 수있는 일반적인 지침입니다 . </li><li> EMG, 압력을 수출하고, 디지타이저 소프트웨어의 자극 신호 데이터는 다음과 같이 <ol><li> 실험 파일을 엽니 다. </li><li> &quot;파일&quot; &quot;내보내기로 클릭합니다.&quot; </li><li> 파일 이름을 클릭하십시오 &quot;, 스프레드 시트 텍스트 (. TXT)&quot;파일 형식으로 변경 &quot;저장.&quot; </li><li> PO에서P 창에 출력 샘플 속도 변경」(1000)를, &quot;시작 모멘트 데이터 수집을 시작 시간을 변경하는 종료 시간 변경&quot;MaxTime ()를. &quot;&quot;타임 시프트 출력을 표시하는 박스를 선택하므로 첫번째 라인이다 0.0 초, OK &quot;를 클릭합니다&quot;. &quot; </li><li> 이제 데이터가 다양한 프로그램에서 열 수있는 텍스트 파일로 내 보냅니다. 이 파일은 네 개의 열 (타이머, VMR (EMG), 압력, 자극)을 포함해야합니다. </li></ol></li><li> 시험 된 각각의 실험 동물의 경우, 다음과 같은 수학적 연산을 수행한다. <ol><li> 각 시점의 절대 값을 계산하여 설정 한 전체 데이터 EMG 신호를 정류. </li><li> 실험의 배경 섹션 동안 평균 EMG 응답을 확인합니다. </li><li> 배경 보정 데이터 세트를 얻기 위해 실험의 모든 정류 데이터 점에서이 평균 배경 EMG 응답을 뺍니다. </li><li> 각 20 초 이전의 곡선 (AUC)에서 지역을 결정배경 보정 데이터 세트의 압력 간격. </li><li> 배경 보정 데이터 세트의 각 20 초 압력 팽창 시험의 AUC를 결정합니다. </li><li> 전체 실험에​​서 가장 낮은 prepressure 간격 AUC에 의해 (단계 4.3.5에서 얻은) 각 압력 팽창 시험 AUC를 나눈다 (단계 4.3.4에서 얻어진.). 이것은 각각의 완전한 압력 팽창 시험에 대한 표준화 및 배경 수정 AUC입니다. </li></ol></li><li> 각각의 실험 동물의 경우, 하나의 압력에서 평균 체류 정규화 실험은 볼트의 정규화 VMR * 초 (Vsec)을 얻었다. </li><li> 실험 설계에 따라 데이터의 적절한 통계를 수행합니다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

환자는 종종 일반 통증 치료 (15)에 응답하지 않는 고통을 쇠약 때문에 인간, 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS)는 중요한 임상 문제를 나타냅니다. 이해 궁극적 만성 통증 방광 치료 중요한 과제 중 하나는 유해 방광 팽창에 대한 반응에 관여하는 신경 정상적인 프로세스를 이해하는 것이다. 이러한 문제를 극복하기 위해, 방광 통증 동물 모델이 필요하다. 이 모델은, 재생 가능한 ...

만성 통증은 공식적으로 약 3 개월, 또는 정상 조직의 치유 시간 1 이상 지속되는 통증으로 정의된다. 통증이 유형의 사람들이 의사의 치료 2를 추구하는 구동하는 주된 이유 중 하나이며 매년 3 6천3백50억달러 달러까지 비용이 있습니다. 현재 만성 통증 대처 전략은 오래된 것으로 간주됩니다; 의료의 발전, 비 스테로이드 성 소염 진통제 (비 스테로이드 성 항 염증 약물)과 아편의 수십 년 후 의사에 의해 처방의 기본 치료는 여전히있다. 그러나 이러한 치료는 모두 특별히 정확한 통증 사건의 원인에 집중 반대로 몸 진통 효과를 제공하는 동일한 방식으로 고통의 모든 다른 유형을 표적으로한다. 더 나은 만성 통증으로 고통받는 사람들을 돕기 위해, 연구의 관심은 만성 통증의 가장 흔한 원인과 관련된 원인 및 가능한 통증 관련 치료쪽으로 이동해야한다. 이 manuscri의 목표PT는 더 간질 성 방광염 / 괴로운 방광 증후군 (IC / BPS)으로 알려진 상태를 이해하기 위해 사용 모델을 설명하는 것이다. IC / BPS는 사람, 40 (4)의 나이에 주로 여성의 수백만에 영향을 미치는 쇠약 상태입니다. IC / BPS의 정확한 원인은 그러나 유행은 유전학 5, 특정 다이어트, 높은 스트레스 수준 6에 연결되어 있습니다, 알 수없는 . IC / BPS의 증상을 포함 하나 이에 국한되지 않습니다 : 소변을 긴급 증가, 배뇨 빈도 증가, 아프고, 피어싱, 또는 방광의 충만과 배뇨시 통증을 레코딩하고, 야간 빈뇨 7. 이러한 조건을 경험 환자는 더 높은 스트레스 수준이 8 더 걱정이다. 이것은 원래의 스트레스 수준을 증가시키고 증가 통증, 스트레스의 결과를 증가했다. 연구는 우울증과 불안 수준은 소변 통증을 완화 다음 치료, 따라서 효과적으로 긍정적 인 피드백주기를 깨고 감소하는 것으로 나타났습니다 <sup&gt; 9. IC / BPS에 대한 새로운 치료법을 발견의 과제 중 하나는 방광 통증의 기초 과학의 이해의 소수이다. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 많은 동물 모델은 IC / BPS와 관련된 통증과 증상을 모방하기 위해 개발되었습니다. 전통적으로, 방광염 등 겨자유, 아세톤, 리포 폴리 사카 라이드, 염산, 및 방광 시클로 같은 각종 화학 물질의 도입과 함께 동물에서 재현되었다. 그러나 외래 에이전트 따라서 이러한 모델의 유효성에 의문을 제기, IC / BPS 환자의 무균 소변에 존재하지 않습니다. 비뇨기과 고통의 또 다른 쥐 모델은 방광의 팽창 (UBD) 10. 이 모델에서, 특정 압력의 압축 공기가 설정된 시간 동안 어 웨이크 또는 가볍게 마취 동물의 방광에 전달된다. 절차 전반에 걸쳐, 상사 근 복부 근육 기록 전기 액티브있는 전선(근전도 (EMG)와 함께) 근육에서 ITY. 이 활동은 내장 운동 반응 (VMR)로 알려져 있고, 통각 (10)의 신뢰성, 재현성 측정입니다. 건강한 지원자에있는 유사 중공 장기 팽창 (예를 들면 방광, 직장이) 불편의 감정과 고통을보고 11, 12의 상당한 증가, 종종 IC / BPS를 진단하는 데 사용되는 특성을 생성합니다. 따라서, 자극 또는 억제, 전기 약리학 및 optogenetic 방법과 함께, UBD 방광 통각 통증의 양쪽 말초 및 중추 신경계의 성분을 이해하는데 유용하고 올바른 모델이다. 현재 일반적인 마우스 변형, C57BL/6J의 여성 회원에서 우리의 실험실에서 사용 된 바와 같이, 우리는 UBD하는 절차를 설명합니다. 때문에 남성의 카테터 삽입 과정에서 어려움이 절차는 주로 암컷 생쥐에서 수행된다. 이 프로토콜은 네스 &lt;으로 개발 한에서 적응되었습니다EM&gt; 등. 10 이전에 우리의 랩 13에서 발표했다. (1) 방광 카테터 및 기록 전극 수술 (2) 부분 마취의 유도 (3) 방광 팽창 및 VMR 녹화, 원시 VMR / EMG의 흔적 (4) 데이터 분석 : 다음 프로토콜은 마취 된 동물이 모델의 네 가지 기본 구성 요소에 대해 설명합니다 . 때문에 유기체의 선택, 마취의 깊이와 유도, 체온에 UBD-VMR 절차에 미묘한 차이는 아래에 설명되어 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Infrared heating blanket and monitoring system</td><td>Kent Scientific</td><td>Right-Temp System&amp;nbsp;</td><td>This system is set up to monitor two separate temperatures.&amp;nbsp; This should include the animal and the heating blanket.&amp;nbsp; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&amp;nbsp; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&amp;nbsp; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer</td><td>Draeger</td><td>Vapor 19.1</td><td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has multiple notches between 0-2% isoflurane.</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>100% Oxygen air tank</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td>For ventilation of animal</td></tr><tr><td>Air breathing grade</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td>For bladder distention</td></tr><tr><td>24 G 0.56 in IV catheter</td><td>BD Biosciences&amp;nbsp;</td><td>381411</td><td>For bladder catheterization</td></tr><tr><td>Surgilube (sterile)</td><td>Savage Laboratories</td><td>0281-0205-02</td><td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td></tr><tr><td>Mineral oil (sterile)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Saline (sterile)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008 in) D, L, No Insulation&amp;nbsp;</td><td>Warner Instruments</td><td>W4 64-1318&amp;nbsp;</td><td>Any silver wire with these specifications will work.&amp;nbsp; Wire does not need to be &quot;chlorinated.&quot;</td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Small surgical scissors</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Sharp forceps</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>21 G Needle</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td><td>Grass Instruments</td><td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td><td>This is the &quot;amplifier&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td></tr><tr><td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>1401 Plus</td><td>This is the &quot;digitizer&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td></tr><tr><td>CED Spike2 software</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike 2</td><td>This is the the &quot;digitizer software&quot; used in the protocol.&amp;nbsp; Should be from same manufacturer as digitizer.&amp;nbsp; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td></tr><tr><td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&amp;nbsp; Air tank to 1/4 in tubing to Gilmont flowmeter to y connector.&amp;nbsp; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&amp;nbsp; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&amp;nbsp; to a 3rd y connector.&amp;nbsp; Branch 1 of y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td></tr><tr><td>Gilmont Flowmeter&amp;nbsp;</td><td>Gilmont</td><td>GF8321-1401</td><td>Multiple brands of flowmeters will work.&amp;nbsp; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&amp;nbsp; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 ml/min (typical mouse rate is 500-1,000 ml/min).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>4-way Gang valve</td><td>Elite</td><td></td><td>This is a specific piece of equipment.&amp;nbsp; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&amp;nbsp; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&amp;nbsp; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1/4 in Tubing</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>3/32 inch Tubing</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>&quot;Y&quot; connectors (1/4 and 3/32 in)</td><td>multiple sources</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>CVS</td><td></td><td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Timed Pressure Regulator</td><td>custom</td><td></td><td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&amp;nbsp; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&amp;nbsp;&amp;nbsp; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see Protocol 4).&amp;nbsp; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>IGOR Pro</td><td>Wavemetrics</td><td>n/a</td><td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td></tr></tbody></table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군으로 고생 (IC / BPS), 특히 방광 충전 또는 증가에 따라 긴급 및 주파수 배뇨뿐만 아니라 야간 빈뇨 및 일반 골반 통증을 특징으로 쇠약 상태 배뇨. 수 년간의 연구에도 불구하고, IC / BPS의 원인이 애매 남아 및 치료 전략은 환자에게 완전한 구제를 제공 할 수 없습니다. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 많은 동물 모델은 IC / BPS와 관련된 통증과 증상을 모방하기 위해 개발되었습니다. 하나의 쥐 모델은 방광의 팽창 (UBD)입니다. 이 모델에서, 특정 압력의 압축 공기를 일정 시간 동안 가볍게 마취 동물의 방광에 전달된다. 절차 전반에 걸쳐, 상사 근 복부 근육에있는 전선은 근육의 전기적 활동을 기록합니다. 이 활동은 내장 운동 반응 (VMR)로 그리고 난 알려져있다통각의 SA 신뢰성과 재현성 측정. 여기서는 수술 조작 생리 기록 및 데이터 분석을 포함 마우스에서이 기술을 수행하는 데 필요한 단계를 설명한다. 이 모델의 사용으로, 기본 감각 신경, 척수 차 구 심성, 방광 통증에 관여 높은 중추 신경계 영역 사이의 조정이 풀어 수 있습니다. 이 기초 과학 지식은 임상 적으로 IC / BPS으로 고통받는 환자를 치료하기 위하여 번역 될 수있다.

전체 UBD-VMR 설정의 그림은 그림 1A에서 볼 수 있습니다. 압력 증가 단계는 원시 VMR (즉 EMG) (도 1b). 디지타이저 소프트웨어를 사용하여 기록시 관찰되어야 것의 VMR, 압력 및 자극 마커 신호는도 2에서 볼 수있는 증가를 유도한다. 보이는 베스트 채널 그림 2는 (V에서) EMG 추적이다. EMG 추적의 배경 신호는 꾸준하고 낮은 진폭 (&lt;0.2 V)해야한다. ...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS), 골반 통증에 의해 부분적으로 특징 쇠약 상태에서 고통. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 방광 통증의 생리 학적 모델은 생쥐와 쥐에 사용됩니다.

쥐의 방광 통증 모델로 방광 팽창 유발 내장 운동 응답

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

17.7K 조회수.  Duquesne University.  미국에서 약 3~8,000,000명은 간질 성 방광염 / 방광 통증 증후군 (IC / BPS), 골반 통증에 의해 부분적으로 특징 쇠약 상태에서 고통. 조건 신경계 기여를 연구하기 위해, 방광 통증의 생리 학적 모델은 생쥐와 쥐에 사용됩니다. 

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Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

각종 설치류 모델에 Cystometric 분석을 사용하여 방광 증원을위한 Biomaterials 평가

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

연구

생체공학

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

작은 쥐의 Cystometry의 사용 : 방광 Chemosensation의 연구

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

의학

Measurement of Tactile Allodynia in a Murine Model of Bacterial Prostatitis

Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are pathogens that play an important role in urinary tract infections and bacterial prostatitis1. We have recently shown that UPEC have an important role in the initiation of chronic pelvic pain2, a feature of Chronic prostatitis/Chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS)3,4. Infection of the prostate by clinically relevant UPEC can initiate and establish chronic pain through mechanisms that may involve tissue damage and the initiation of mechanisms of autoimmunity5.
A challenge to understanding the pathogenesis of UPEC in the prostate is the relative inaccessibility of the prostate gland to manipulation. We utilized a previously described intraurethral infection method6 to deliver a clinical strain of UPEC into male mice thereby establishing an ascending infection of the prostate. Here, we describe our protocols for standardizing the bacterial inoculum7 as well as the procedure for catheterizing anesthetized male mice for instillation of bacteria.
CP/CPPS is primarily characterized by the presence of tactile allodynia4. Behavior testing was based on the concept of cutaneous hyperalgesia resulting from referred visceral pain8-10. An irritable focus in visceral tissues reduces cutaneous pain thresholds allowing for an exaggerated response to normally non-painful stimuli (allodynia). Application of normal force to the skin result in abnormal responses that tend to increase with the intensity of the underlying visceral pain. We describe methodology in NOD/ShiLtJ mice that utilize von Frey fibers to quantify tactile allodynia over time in response to a single infection with UPEC bacteria.

Infection of the prostate may be a contributing factor in mediating pelvic pain in chronic prostatitis. We describe the procedure for preparation of standardized bacterial inoculum, instillation of bacteria into the urethra of male mice and methodology for measuring tactile allodynia in mice over time.

세균 Prostatitis의 손쥐 모델에 촉각 Allodynia 측정

Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are pathogens that play an important role in urinary tract infections and bacterial prostatitis1. We have recently ...

면역학 및 감염병학

Real-Time Void Spot Assay

Normal voiding behavior is the result of the coordinated function of the bladder, the urethra, and the urethral sphincters under the proper control of the nervous system. To study voluntary voiding behavior in mouse models, researchers have developed the void spot assay (VSA), a method that measures the number and area of urine spots deposited on a filter paper lining the floor of an animal&#8217;s cage. Although technically simple and inexpensive, this assay has limitations when used as an end-point assay, including a lack of temporal resolution of voiding events and difficulties quantifying overlapping urine spots. To overcome these limitations, we developed a video-monitored VSA, which we call real-time VSA (RT-VSA), and which allows us to determine voiding frequency, assess voided volume and voiding patterns, and make measurements over 6 h time windows during both the dark and light phases of the day. The method described in this report can be applied to a wide variety of mouse-based studies that explore the physiological and neurobehavioral aspects of voluntary micturition in health and disease states.

This article describes a new method to study mouse voiding behavior by incorporating video monitoring in the conventional void spot assay. This approach provides temporal, spatial, and volumetric information on the voiding events and details of mouse behavior during the light and dark phases of the day.

실시간 보이드 스팟 어세이

Normal voiding behavior is the result of the coordinated function of the bladder, the urethra, and the urethral sphincters under the proper control of the ...

행동분석학

Urokinase-type Plasminogen Activator-induced Mouse Back Pain Model

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid induction of a persisting back pain model in mice are provided here using an injection of urokinase-type plasminogen activator (urokinase), a serine protease present in humans and other animals. The methodology for induction of persisting lower back pain in mice involves a simple injection of urokinase along the ligamentous insertion region of the lumbar spine. The urokinase inflammatory agent activates plasminogen to plasmin. Typically, the model can be induced within 10 min and hypersensitivity persists for at least 8 weeks.
Hypersensitivity, gait disturbance, and other standard anxiety- and depression-like measures can be tested in the persisting model.&#160;Back pain is the most prevalent type of pain. To improve awareness of back pain, the International Association for the Study of Pain (IASP) named 2021 the &#34;Global Year about Back Pain&#34; and 2022 the &#34;Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.&#34; One limitation of the therapeutic advancement of pain therapeutics is the lack of suitable models for testing persistent and chronic pain. The&#160;features of this model&#160;are suitable for testing potential therapeutics aimed at the reduction of back pain and its ancillary characteristics, contributing to IASP&#39;s naming 2022 as the Global Year for Translating Pain Knowledge to Practice.

Methods for simple, rapid induction of a back pain model in mice are provided here using an intraligament injection of urinary plasminogen activator.

우로키나아제(Urokinase)형 플라스미노겐 활성제(Plasminogen Activator)에 의한 생쥐 요통 모델

A model of persisting lower back pain can be induced in mice with the simple methodology described herein. Step-by-step methods for simple, rapid ...

Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the age of 50, yet it is the least understood and studied chronic pelvic pain disorder. A significant subset of patients with chronic pelvic pain report having experienced early life stress or abuse, which can markedly affect the functioning and regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal (HPA) axis. Mast cell activation, which has been shown to be increased in both urine and expressed prostatic secretions of CP/CPPS patients, is partially regulated by downstream activation of the HPA axis. Neonatal maternal separation (NMS) has been used for over two decades to study the outcomes of early life stress in rodent models, including changes in the HPA axis and visceral sensitivity. Here we provide a detailed protocol for using NMS as a preclinical model of CP/CPPS in male C57BL/6 mice. We describe the methodology for performing NMS, assessing perigenital mechanical allodynia, and histological evidence of mast cell activation. We also provide evidence that early psychological stress can have long-lasting effects on the male urogenital system in mice.

We are measuring perigenital mechanical sensitivity and mast cell activation in the prostate of male C57BL/6 mice that underwent an early life stress paradigm &#8211; neonatal maternal separation, in order to induce a preclinical model of chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome.

신생아 모자 분리의 마우스 모델에서 Perigenital 감도 및 전립선 비만 세포 활성화의 평가

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the ...

Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into the urinary bladder to either induce animal models of bladder pathologies or evaluate the effectiveness of intravesical treatments. Most rodent models of lower urinary tract (LUT) pathologies are induced in female mice due to ease of intravesical instillation of the substances via the female urethra. However, due to anatomical differences between the female and male LUT, transurethral instillation in a male mouse has been deemed a very challenging procedure, and it has not been previously described. In this manuscript, we provide a detailed description of how to prepare polyethylene (PE) tubing for subsequent insertion into the urethra of a male mouse. In addition, we discuss the ideal types of PE tubing to be used depending on the desired site of inoculation. Furthermore, we describe point by point how to prepare an animal for a successful transurethral instillation to avoid injury to the urethra and ensure the delivery of the solution to the desired location. The procedure is started by retracting the prepuce and the glans to expose the opening of the urethral meatus. Next, the glans are grasped by blunt non-crushing forceps to stabilize the penis and the PE tubing. The PE tubing is first inserted into the urethral meatus parallel to the animal body, then its angle is adjusted by tilting the catheter to maneuver it to follow the natural curvature of the urethra. This technique can be used to induced murine models of bladder pathologies and/or evaluate the effectiveness of intravesical treatments in male mice.

Transurethral instillation is a challenging procedure and has not been well described in the literature. The aim of this manuscript is to describe a technique for transurethral insertion of a catheter for intravesical delivery of liquids with active substances into the urinary bladder and/or prostate in adult male mice.

성인 남성 마우스 transurethral 주입 절차

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among laboratories. The goal of this study was to describe the microsurgical procedure used to implant an intravesical tube and the experimental technique for recording urinary bladder pressure in an awake, freely moving mouse. In addition, experimental data is presented to show how surgery, as well as tubing type and size, affect lower urinary tract function and recording sensitivity. The effect of tube diameter on pressure recording was assessed in both polyethylene and polyurethane tubing with different internal diameters. Subsequently, the best performing tube from both materials was surgically implanted into the dome of the urinary bladder of male C57BL/6 mice. Twelve-hour, overnight micturition frequency was recorded in healthy, intact animals and animals 2, 3, 5, and 7 days post-surgery. At harvest, bladders were assessed for signs of swelling using gross observation and were subsequently processed for pathological analysis. The greatest extent of bladder swelling was observed on day 2 and 3, which correlated with behavioral voiding data showing significantly impaired bladder function. By day 5, bladder histology and voiding frequency had normalized. Based on the literature and evidence provided by our studies, we propose the following steps for in vivo recording of intravesical pressure and voided volume in an awake mouse: 1) Perform the surgery using an operating microscope and microsurgical tools, 2) Use polyethylene-10 tubing to minimize movement artifacts, and 3) Perform cystometry on post-operative day 5, when bladder swelling resolves.

This study describes the surgical procedures and experimental techniques for performing awake cystometry in a freely moving mouse. In addition, it provides experimental evidence to support its optimization and standardization.

마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

A Decentralized (Ex Vivo) Murine Bladder Model with the Detrusor Muscle Removed for Direct Access to the Suburothelium during Bladder Filling

Previous studies have established the release of chemical substances from flat bladder mucosa sheets affixed in Ussing chambers and exposed to changes in hydrostatic pressure or mechanical stretch and from cultured urothelial cells upon hydrostatic pressure changes, stretch, cell swelling, or drag forces, and in bladder lumen at end of filling. Such findings led to the assumption that these mediators are also released in suburothelium (SubU)/lamina propria (LP) during bladder filling, where they affect cells deep in the bladder wall to ultimately regulate bladder excitability. There are at least two obvious limitations in such studies: 1) none of these approaches provide direct information about the presence of mediators in SubU/LP, and 2) the stimuli used are not physiological and do not recapitulate authentic filling of the bladder. Here, we discuss a procedure that enables direct access to the suburothelial surface of the bladder mucosa in the course of bladder filling. The murine detrusor-free preparation we created closely resembles filling of the intact bladder and allows pressure-volume studies to be performed on the bladder in the absence of confounding signaling from spinal reflexes and detrusor smooth muscle. Using the novel detrusor-free bladder model, we recently demonstrated that intravesical measurements of mediators cannot be used as a proxy to what has been released or present in the SubU/LP during bladder filling. The model enables examination of urothelium-derived signaling molecules that are released, generated by metabolism and/or transported into the SubU/LP during the course of bladder filling to transmit information to neurons and smooth muscle of the bladder and regulate its excitability during continence and micturition.

A Decentralized Ex Vivo Murine Bladder Model with the Detrusor Muscle Removed for Direct Access to the Suburothelium during Bladder Filling

The detrusor-free bladder model enables direct access to the suburothelium to study local mechanisms for regulation of biologically active mediator availability in suburothelium/lamina propria during storage and voiding of urine. The preparation closely resembles filling of an intact bladder and allows pressure-volume studies to be performed without systemic influences.

방광 충진 중 수부에 직접 접근할 수 있도록 제거된 분리기 근육이 있는 분권화된(Ex Vivo) 뮤린 방광 모델

Previous studies have established the release of chemical substances from flat bladder mucosa sheets affixed in Ussing chambers and exposed to changes in ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.