저자는 실험실 소모품의 관리에 그녀의 도움 태미 Esmaili 감사드립니다. AA는 알츠하이머 질병 연구 및 치료, 의료 과학, 에디스 코완 대학교 학교의 우수의 센터에서 박사 장학금의 수상자이다. MC는 로타리 클럽, 퍼스 (Perth)에서 박사 자금 지원을받습니다. AM, GV, KT, 그리고 RNM은 McCusker 알츠하이머 연구 재단의 지원을받는됩니다.

1. 시스템 유지 보수 <ol><li> Zebrafish는 지속적으로 필터 순환 시스템에 보관하고 건강한 수산 환경에 필요한 수질을 유지하기 위해 시스템 물을 aerates 있습니다. 순환 시스템은 또한 과도한 음식과 생선 배설물을 필터링 할 수 있습니다. 다른 회사는 zebrafish 시스템을 제공하지만, 우리는 우리의 실험실에서, 미국 수중 서식지에서 시스템을 사용합니다. (: 어두운 빛) 실내 온도 또​​는 탱크 온도는 일반적으로 26-28.5 사이 ° C와 조명 조건이 14시 10분 시간 아르 유지됩니다. 수중 서식지에서 zebrafish 시스템 (예를 들어, Benchtop 시스템) 비용 ~ 9,000 USD. 이 선반이있는이 benchtop 시스템은 각 선반은 여섯 10 리터, 3 리터 12 년에서 20 1.5 리터 탱크를 보유 할 수 있습니다. 물고기의 여러 라인 (예를 들어, 유전자 변형, 돌연변이 야생 형)도 동일한 시스템에 보관 될 수 있습니다. </li><li> 필터의 다양한 종류의 세트가 시스템에 사용됩니다. 모든 탱크 PA의 시스템에서, 물120 마이크론 필터 패드, 50 마이크론 통 필터, 생물 필터, 활성 탄소 흡수 필터와 UV 살균 필터를 통해 sses는 전에 탱크로 다시 순환된다. De-chlorinated/aged 물은 zebrafish 시스템에 사용됩니다. 물은 최소 48 시간을 위해 노화에 의해 DE-염소화 할 수 있습니다. 이상적인 조건에서 물을 따뜻하게하기 위해 물을 순환 펌프로 저수지에 보관하고, 드 - 염소화을 신속하게해야합니다. </li><li> 시스템 물의 pH는 매일 확인하고 6.8과 7.5 사이에 유지해야합니다. 필요한 경우, 나트륨 중탄산염은 pH를 증가하는 데 사용됩니다. </li><li> 물고기 탱크는 정기적으로 청소해야합니다. , 수조 청소이 탱크에 물 흐름을 닫고, 뒤로 기울이기 탱크에 의해 초과 물을 배수하고 시스템에서주의 깊게 탱크를 제거하려면 다음과 같이하십시오. 먼지와 조류 성장은 탱크의 바닥과 측면에 명백 할 것이다. </li><li> 깨끗한 탱크에 배플을 배치하고, 디 - 염화 물 (일명 시스템 WA로 작성적이). 조심스럽게 물고기 그물이 수조에 물고기를 전송합니다. 뚜껑을 닫고 탱크의 이름 태그를 전송할 수 있습니다. 조심스럽게 시스템으로 깨끗한 탱크를 배치하고 물 공급을 전환 할 수 있습니다. </li><li> 70 %의 에탄올과 물고기 그물, 스프레이를 오염을 제거하다하기 위해 물에 헹구고, 다시 사용하기 전에이 건조 보자. 더러운 탱크에서 배플을 제거하고 70 % 에탄올로 두 부분을 스프레이. 수돗물로 깨끗이 씻어 탱크를 허용하고 다시 사용하기 전에 완전히 건조 배플. </li><li> 순환 시스템 필터는 선택과 적절한 기능을 보장하기 위해 정기적으로 변경해야합니다. 이 필터는 모든 물고기 탱크에 적절하고 깨끗한 물 공급을 보장하기 위해 정기적으로 변경해야합니다. </li><li> 120 마이크론 필터 패드는 일반적으로 재배치 또는 매일 교체, 새로운 하나를 교체하기 전에 완전히 사용하려면 물 흐름으로 변경할 수 있습니다. </li><li> 용기 필터는 주 단위 변경해야합니다. 용기 필터를 변경하려면, 개미을 왜곡하여 필터 유닛을 제거렌치 나 손으로 iclockwise. 플라스틱 시트 나 물 spillage를 방지하거나 흡수 아래에 타월을 놓습니다. 새와 용기 필터를 교체하고 필터 유닛 다시 시스템에 맞게 신중 손과 렌치 필요한 경우를 조입니다. </li><li> 탄소 필터 (2 주마다) 격주 변경해야합니다. 탄소 필터를 변경하려면 렌치로 조심스럽게 탄소 필터 장치를 제거합니다. 사용 된 활성탄을 취소하고 새로운 활성탄으로 대체합니다. 탄소 홀더를 다시 맞게 및 필터 장치에 다시 넣으십시오. 시스템에 필터 유닛을 다시 맞 춥니 다. 시스템에 전환하고 물이 필터에 흐르는 확인합니다. 필요한 경우, 시스템에 필터를 맞는 전에 파이프에 먼지를 청소하기 위해 파이프를 통해 물을 플러시. </li><li> 생물학적 필터는 6 개월마다 청소해야합니다. 생물학적 필터는 일반적으로 순환 시스템에서 깡통와 탄소 필터 사이에 위치하고 있습니다. 생물학적 필터 수치를 변경하려면시스템에서 필터 장치를 ove. 압력 해제 버튼을 눌러 필터의 압력을 놓습니다. 렌치로 돌려서 필터를. 일반적으로 두 사람이이 단계가 필요합니다. 필터 장치의 뚜껑을 제거합니다. 물에서 siporax을 분리 할 수​​있는 sieved 용기에 필터의 내용을 비 웁니다. 참고 : Siporax는 질화 및 드 - 질화을 모두 수행 할 수있는 능력을 가진 고급 기공 바이오 필터 미디어입니다. </li><li> siporax이 아주 더러운 경우 새로운로 대체합니다. 시스템 물 (드 - 염화 물)과 필터 장치를 기입, 뚜껑을 닫고, 시스템 및 물 공급에 스위치 필터 유닛을 반환합니다. 참고 : 적응 수족관에서 siporax 여러 nitrifying 박테리아의 고향 될 것입니다. 이 미생물은 아질산 스파이크 다음, 심각한 암모니아 증가 될 수있는 수족관 내에서 질소 사이클을 유지하고, 생물학적 필터 (오염 siporax)에 대한 기본 주택을 제거 중요한하는 동안 N우 생물학적 필터 (새 siporax 포함)입니다 다시 설정. 질소 사이클의 이러한 중간 상태 모두 수생 생물에 독성이 될 수 있으며, 적절하게 답변을하지 않을 경우 zebrafish를 죽일 수 있습니다. 따라서 새로운 siporax에 다음과 같은 중요한 미생물의 빠른 repopulation를 허용하도록 다른 zebrafish 주택 시스템 (예를 들어, 수중 서식지 시스템에서 수집 탱크에)에 보조 생물학적 필터가하는 것이 중요합니다. </li><li> UV 필터는 시스템 생물학적 오염 물질 (예 : 박테리아 등)를 제어하는​​ 데 사용되며 모든 9~10개월 교체해야합니다. 그것은 UV 필터 살균 선량 속도 ~ 110 MJ / 램프 수명의 시작 부분에 cm (2) 및 선량률이가 아직도있는 것 같습니다 경우에도 전 세계를 교체 할 필요가 있습니다 따라서, 시간의 과정을 통해 감소 것에주의해야 할것이다 기능. </li></ol> 2. 급송 <ol><li> Zebrafish는 애벌레의 t 100 마이크론의 건조 식품 (식품 크기 공급 될 수O 300 / 성인 생선) 또는 라이브 식품 (염수 새우) 400 미크론. 염수 새우 (Artemia SP.) 계란은 현지 애완 동물 상점에서 사용할 수 있으며 아래에 설명 된 간단한 단계를 수행하여 실험실에서 부화 할 수 있습니다. <ol class="lalpha"><li> 더 나은 용해도에 대한 자기 교반기에 소금 비커를 배치하여 노인 물에 붉은 바다 소금을 분해. 또한, 소금은 폭기 튜브로 aerating하여 물에 용해 할 수 있습니다. 붉은 바다 소금이 사용할 수없는 경우 즉시 바다 소금은 부화 솔루션으로 사용할 수 있습니다. 소금물 새우는 염분의 다양한 용납 할 수 있지만, 우리는 30-35그램 / L 붉은 바다 소금 물 우리의 염수 새우 (10-15그램)를 부화. 참고 : 경우 염수 새우 계란 한 다음 캡슐화 염수 새우도 새우 부화장에 추가하기 전에 일괄 적으로 &quot;를 decapping&quot;후 사용할 수있는 지역 애완 동물 상점에서 쉽게 사용할 수 없습니다. 이것은 또한 애완 동물 가게에 자주 여행을 피할 수 있습니다. </li><li> SA와 염수 새우 까는 채우기이건 물과 1.2 큰술 / 리터의 농도에 새우 달걀을 추가합니다. 공기 펌프로 적극적으로 까는를 폭기와 ~ 48 시간에 부화하기 염수 새우 달걀을 두십시오. 참고 :이 해제 강화 염수 새우는 영양 매 시간 후 부화을 잃어 있다는 것을 알아야한다. 따라서 24 시간 이상 중 해치에 적합한이거나 염수 새우의 최대 영양 가치를 얻기 위해 48 시간 동안 풍성하게 할 수 있습니다. </li><li> 부화 시스템에서 폐기물 물은 표백제와 소독을하고 나중에 처리 할 수​​ 검역 폐기물에 추가됩니다. </li></ol></li><li> 염수 새우를 수집하려면 공기 파이프를 제거하고 문화가 아니라 이상 10 분에 4-5 분 동안 해결 할 수 있습니다. 부화 염수 새우는 해쳐 하단에 모입니다. <ol class="lalpha"><li> 까는 하단에있는 탭을 사용하여 염수 새우를 수집합니다. 해제 - 부화 염수 새우 달걀로 구성되어 초기 흐름을 폐기하십시오. </li><li&gt;을 폐기 한 후 해제 - 부화 염수 새우는 zebrafish 식품으로 사용됩니다 부화 염수 새우를 수집합니다. </li><li> 염수 새우 수집 망을 (~ 350 마이크론 나일론 메쉬)를 사용하여, 소금물에서 염수 새우를 분리합니다. 시스템 물을 사용하여 용기에 넷에서 염수 새우를 씻어. </li></ol></li><li> 수집 된 염수 새우는 일반적으로 그것을 대신 오렌지 색상을 제공 컨테이너의 하단에있는 높은 농도에 존재한다. </li><li> 피펫이나 스포이트 / squeezy 병을 사용하여 zebrafish에 염수 새우에게 먹이를. 투여 음식의 양 개별 탱크의 인구 크기에 따라 달라집니다. zebrafish에 대한 일반적으로 인정 비율은 하루에 음식 체중의 4 %를 받게하는 것입니다. 이 물고기는 과식으로 인해 죽을 수 있으므로 가능성의 사육, 또는 생존에 영향을 미치는, 물에 질산 수준을 높일 수 있으므로 Zebrafish는 overfed 안됩니다. <ol class="lalpha"><li> 로 음식을 주입시물, 배고픈 물고기는 염수 새우를 잡는 수영. </li></ol></li><li> 드라이 수유는 수중 에코 시스템의 / 수중 서식지 간단한 스프링 기반 생선 식품 디스펜서를 사용하여 수행 할 수 있습니다. 또한, 건조 먹이은 간단한 스푼을 사용하여 수행하거나에게 작은 스푼의 모양을 제공하기 위해 가위로 대각선 플라스틱 스포이트를 절단하여 할 수 있습니다. </li></ol> 3. 증식 <ol><li> 빛의 발병에 번식을 시작 Zebrafish. 수정 된 알은 인 - 탱크 번식 또는 pairwise 번식 통해 얻을 수있다. 인 탱크 번식보다 노동 효율적이며, 저희 연구실에서 일반 배아 수집을 위해 구현되는 동안 유전자 또는 변이가 개별 생선 상영 할 때, pairwise 사육하는 것이 좋습니다. </li><li> 인 탱크 사육를 들어, 인 - 탱크 증식을 구성하고 빛의 발병 후 수조에 천천히 내려. 또한, 인 - 탱크 번식 설정은 어항에 밤새 남길 수 있습니다. </li><li> 엘eave 약 15 분의의 - 탱크 증식는 물고기 탱크에서 증식을 제거하고 계란을 수집하기 전에 짝짓기를 할 수 있습니다. </li><li> Pairwise의 번식은 보통 먹이 후 오후에 늦게 설정되어 있습니다. </li><li> 번식 탱크를 조립하고 노인 시스템 물을 채운다. </li><li> 번식 탱크의 반대편에 한 여자와 남자를 전송합니다. 여성 때문에 자신의 더 큰 급소의 남성 구별 할 수 있습니다. 그들은 여성보다 색이 더 슬림하고 어두운이기 때문에 남성은 여성 구별 할 수 있습니다. 또한, 남성은 여성 (그림 1 참조)에 비해 항문 지느러미에 더 많은 노란색 착색을 갖추고 있습니다. 때 여성 zebrafish의 산란관 (그림 4 참조) 의심 모습 인치 </li><li> 곧 빛의 발병 후 다음 날 아침 분배기를 제거합니다. 태아의 충분한 번호는 탱크의 바닥에 떨궈 될 때까지 20 분 또는 방해받지 발생하는 결합 수 있습니다. </li><li> 번식 후,자신의 탱크에 물고기를 반환합니다. 스트레이너를 사용하여 알을 수집합니다. </li><li> 시스템 물 철저 배아를 씻으십시오. </li><li> 일명 EM3 (NaCl, 13.7 MM; KCl, 0.54 MM, MgSO 4, 1.0 MM, CaCl 2, 1.3 MM, 오세영 2 HPO 4, 0.025 MM, 배아 매체로 걸러 린스하여 페트리 접시에 배아를 전송 KH 2 PO 4, 0.044 MM, NaHCO 3, 4.2 ㎜). </li><li> 태아는 현미경으로 관찰 할 수 있습니다. 수정 된 알은 다음 바늘과 피펫을 (그림 3 참조)를 사용하여 unfertilized 계란에서 분리됩니다. </li></ol> 4. 애벌레의 육아 <ol><li> 수정 된 알은 인큐베이터 (~ 28.5는 ° C) 72 시간의 유충이 부화 될 때까지에 보관됩니다. </li><li> 이제 애벌레 자유롭게들이 메인 수조에 이전 할 준비가 융모막, 수영이 부족합니다. 유충은 (조성에 설명 된 오일 후 수정을 (dpf)에서 공급해야하고 배아 매체에 보관제 3 부, 10) 또는 시스템 물. 유충은 물 ~ 50 % 이상이 그 안에 매일 변경과 둥근 접시에 보관하실 수 있습니다. 물 변화가 죽었거나 병에 걸린 애벌레 및 기타 이물질을 제거하는 포함해야합니다. </li><li> 작은 크기의 배플을 (약 300-400 마이크론의)이 포함 된 탱크에 부드럽게 애벌레를 전송합니다. 죽어서 병에 걸린 유충을 제거해야하며 물을 몇 밀리리터은 매일 천천히 추가해야합니다. </li><li> 14 일 후에, 애벌레 탱크는 시스템에 선반이 될 수 있으며, 사이클링 물 작은 스트림 (초 1-2 드랍스)와 함께 제공. 애벌레의 성장에 따라, 물 흐름이 증가 할 수 있습니다. 배플의 다른 크기는 성인 물고기에 사용되어야하는 애벌레 (예 배플 크기 300-400, 500, 700-750, 1000 미크론) 및 일반 플라스틱 배플의 크기에 따라 사용할 수 있습니다. </li><li> 배아는 성적으로 성숙 성인으로 발전하는 것이 보통 3개월 소요됩니다. </li></ol>

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</ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

북부 인도에서 갠지스 강에서 발생한을 Zebrafish 및 스펜스 외를 검토, 그들의 성인과 애벌레의 단계 2 모두에서 연구에 인기를 끌고있다. 3. Zebrafish는 높은 생산력, 유지 보수의 편의성, 배아의 광 통관, 빠른 배아 개발, 낮은 유지 보수 비용 등의 동물 모델 이상의 몇 가지 장점을 가지고 있습니다. 그들은 유전자 조작 6 의무가 높은 처리량 약물 검사 4,5 적합합니다. 그들의 기름지게는 발달 생물 학자에 의해 자신의 사용을위한 이익이되는 외부입니다. 이러한 유리한 특성으로 인해, zebrafish는 유전학 7, 약리 8, 및 행동 연구 9,10에서 인기를 받고 있습니다. 배아를 얻기 위해 zebrafish 시설 및 zebrafish의 가정을 유지하기 위해 도전에는 여러가지가 있습니다. 여기, 우리는 이러한 도전과 O를 해결에서 우리의 경험과 권장 사항을 설명시스템 유지 보수를위한 프로토콜, 먹이를 사육하고 유충의 양육을 utline. 시스템 유지 보수 건강 상태 zebrafish을 유지하려면이 제대로 작동 수족관 시스템의 깨끗한 환경을 제공하는 것이 중요합니다. 이 중요한 부분은 정기적으로 혼자서 모든 탱크가 적절한 물 흐름과 깨끗한 물을받을 수 시스템 필터를 변화하고 있습니다. 이 차단 시스템 파이프로 인해 각 탱크에 자전거 물 공급의 실패를 방지하기 위해 매우 중요합니다. 막힘이 발생하면 파이프는 일반 물 압력보다 높은과 흐름을 사용하여 청소 할 수 있습니다. 이상적으로, 시스템의 물 약 10 %가 좋은 수질을 유지하기 위해 매일 교체해야합니다. 깡통 또는 탄소 필터를 변경하는 동안 또는 물을 교체 할 수 있습니다. 이 필터를 연결하는 파이프에 입금 먼지가 제거 보장합니다. 물 품질은 정기적으로 확인해야합니다. 이러한 알칼리도, 산도, temperat 등의 매개 변수우레, 경도, 암모니아, 용존 산소, 염분 및 전도성은 시스템 물 (자세한 내용은 표 2 참조)의 품질을 나타내는에 중요한 요소로 간주해야합니다. 최소한 질산염에서 산도, 온도가 주택 zebrafish에 대한 좋은 수질을 보장​​하는 정기적으로 모니터링해야합니다. 이상적인 질산염 (NO 3 -) 수준은 &lt;50 MG / L 11, 높은 경우에는 이러한 수준은 신선한 시스템 물 순환 시스템에 물을 교체하여 감소 될 수있다.주세요 경우에 따라, 필터는 잘 맞지되고이를 필터 변경 이후에 누출이 있는지 확인하는 것이 좋습니다 때문에 누출하지 않습니다. 주요 저수지의 물 흐름은 워터 펌프를 변경하거나 필터를 변경 한 후에는 하나 차단하면 물 흐름이 느슨해 또는 파이프에서 생성되는 모든 진공을 출시 할 몇 초 동안 필터를 제거에 의해 복원 할 수 있습니다. 필터를 변경하는 데 필요한 시간은 총 생물 부하 O 등 다양한 요인에 따라 다를 수 있습니다N 시스템, 다른 필터 청결하고 먼지가 파이프에 입금. 사람들은 부패 나타나는 경우 또는 모든 탱크가 올바른 물 공급을받지 못한 경우 따라서, 필터는 즉시 변경해야합니다. 또한 물고기 그물은 70 % 에탄올로 세척하고, 그것을 오염을 제거하다하는 물에 헹구어하고, 다시 사용하기 전에 건조하도록 허용하는 것이 좋습니다. 건조는 달리 생선에 독성 에탄올의 증발을 보장합니다. zebrafish 시스템의 대부분은 드 - 염화 수돗물을 사용하지만, 일부 시스템은 탈 이온수를 사용합니다. 그것은이 물고기는 몸의 소금을 유지하는 데 필요한 에너지를 감소로 300 ~ 1,500 μS 사이에 시스템 물 전도성을 유지하는 것이 중요합니다. 소금은 최적의 전도성 수준을 유지하기 위해 추가하지 않는 한 따라서, zebrafish는 deionised 물에 보관 할 수 없습니다. 탄소 필터가 구리를 제거하지 않기 때문에 수돗물을 사용하는 경우 시스템 물에서 가능한 높은 구리 농도의 위험이 있습니다. 따라서, Users은 구리 농도를 확인하고 가능한 배관 구리를 방지해야합니다. 급송 어떤 물고기는 과식으로 인해 죽을 수 있으므로이 가능성의 사육 11 또는 생존에 영향을 미치는, 물에 질산 수준을 높일 수 있으므로 Zebrafish는 overfed 안됩니다. 우리는 물고기의 탱크로 10 분 이내에 완료 할 수 있습니다보다 한 수유하는 동안 더 이상 음식을 제공하지 것이 좋습니다. 그것은 과잉 소금 농도가 사망의 원인으로 zebrafish에 먹이를하기 전에 소금물 새우에서 소금을 제거하는 것이 매우 중요합니다. 더 많은 ze​​brafish 달걀이 필요하면 생선은 하루에 세 번 먹 할 수 있습니다. 매일 증식 물고기 탱크를 청소하면 계란 생산의 수준을 향상시킵니다. 수중 서식지 시스템에서 먹이를 때 우리는 일반적으로 물고기는 10 분의 음식을 먹을 수 있도록 물 펌프 및 공기 펌프를 해제합니다. 이 필터로 세탁 식량의 양을 감소시킵니다. 그러나, 사용자는 수치에 조심해야다시 나중에이 펌프를 켜 엠버. 증식 Zebrafish는 ~ 3 세 18 개월 사이의 최적의 사육 조건에서 일반적입니다. Pairwise의 번식이 연속 2 일 11 수행 할 수 없습니다하지만, 인 - 탱크 번식은 탱크로 매일 수행 할 수는 연속 이틀 동안 사육되는 물고기의 동일한 쌍의 기회를 줄일 수 많은 물고기를 수용 할 수 있습니다. 번식은 계란이 필요하지 않더라도 정기적으로 수행해야합니다. 이 과정은 물고기의 번식주기가 유지되어 있는지 확인합니다. 이것은 번식의 남성 설정보다 더 많은 여성이 있다는 것을 권장합니다. 남성 zebrafish 더이 추천을 지원하는 매일 (12)에 자신 여성 파트너를 변경합니다. 또한, 저희 연구실에서 우리는 처음에 설정 문제를 해결 도움이 번식에 남성보다 더 많은 여성을 사용하지만, 번식에 문제가 발생했습니다. 또한, 고 단백질 콘테와 공급NT 다이어트와 염수 새우 2-3 회, 설정 27 및 28 사이 ° C 및 차단 난소 튜브로 여성의 배를 쥐어하면 사용 번식의 온도를 유지하는 다른 탱크 (다른 부모의)에서 혼합 물고기 부드러운 마사지 더 계란 생산을 향상. 우리는 물고기 라인 / 기원의 기록 형제 자매 사이 - 번식에 방지하기 위해 유지하는 것이 좋습니다. 이 더 배아 생산을 향상시킵니다. 각 탱크에서 물고기가 마련 배아의 수에 대한 기록을 유지하는 것은 또한 추천합니다. 이 가장 번식 물고기 탱크의 트랙을 유지 계란을 가는게 아냐 물고기에 번식을 개선하기위한 조치를 지원합니다. 애벌레의 육아 유충의 먹이 5 dpf (일 게시물 수정을)에서 시작해야합니다. 영 애벌레는 ~ 100 사이즈 마이크론 (예를 들어, ZM100) 또는 paramecium 및 rotifers (성장을 자극하는)과 같은 라이브 식품의 건조 식품을 공급 할 수 있습니다. 음식 크기가 서서히 증가 될 수있다200 미크론 (예 : ZM200) 또는 400분의 300 미크론 (예 : ZM300)로 변경합니다. 성인 물고기의 인구는 물 리터 당 6-7 주위에 물고기가 있어야합니다. 이러한 행위를 탱크에 이르기까지 BOD (생물학적 산소 요구량)의 더 나은 유지 보수를 권장합니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 / 장비의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td></td></tr><tr><td> Zebrafish 순환 시스템 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> 독립형 AHAB, 벤치 탑 시스템 </td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 중탄산염 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> S6297 </td><td></td></tr><tr><td> 생선 식품 디스펜서 / 건조 식품 피더 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> AH19 </td><td></td></tr><tr><td> 현미경 </td><td> 하늘 </td><td> SZX12 </td><td></td></tr><tr><td> 건조 식품 </td><td> ZM 생선 식품, 영국 </td><td> ZM100, ZM200, ZM300 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 계란 </td><td> 소금 크릭, 주식회사, USA </td><td> 프리미엄 학년 </td><td></td></tr><tr><td> 인 탱크 브</td><td> 수상 서식지, USA </td><td> ITSTS-A </td><td></td></tr><tr><td> 활성탄 </td><td> 펜 - Plax 프로 - 게, USA </td><td> PBC3MF </td><td></td></tr><tr><td> 사육 탱크 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> SBTANK (1L) 증식 탱크-2 (2L) </td><td></td></tr><tr><td> 홍해 (Red Sea) 소금 </td><td> 홍해 (Red Sea) 소금, USA </td><td> 지역 애완 동물 상점 / <a href="http://www.redseafish.com" target="_blank">www.redseafish.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> 필터 (용기, 필터 패드, 그리고 UV) </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> Siporax 미디어 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BF 820 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 그물 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BSN1 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 까는 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BS252 </td><td></td></tr><tr><td> 배플 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 표 1.이 프로토콜에 사용되는 특정 시약 및 장비 표. </td></tr></tbody></table>

regular care and maintenance of a zebrafish (danio rerio) laboratory: an introduction

이 프로토콜은 zebrafish 연구소의 정기적 인 관심과 유지 보수를 설명합니다. Zebrafish 지금은 유전학, 약리 및 행동 연구에 인기를 얻기 있습니다. 척추으로 인간과 함께 zebrafish 공유 상당한 유전자 시퀀스 유사성은 다양한 인간의 질병 상태에 대한 동물 모델로 사용하고 있습니다. 다른 일반적인 척추 동물 모델에 비해 zebrafish의 장점은 높은 생산력, 낮은 유지 보수 비용, 투명 배아 및 신속한 개발이 포함되어 있습니다. zebrafish 연구, 생산 zebrafish 주택 시설을 구축 및 유지 관리 할 필요가에 대한 관심의 평 때문에도 증가하고있다. 문학은 zebrafish 실험실의 유지에 사용할 수 있지만, 간결 비디오 프로토콜은 부족합니다. 이 동영상은, 먹이를 사육하고 zebrafish 애벌레의 제기, 일반 주택 프로토콜을 보여줍니다. 이 과정은 연구자 zebrafis의 자연 동작과 최적의 조건을 이해하는 데 도움이됩니다H 축산 및 따라서는 생선 축산 조건에서 발생한 실험 문제를 해결. 이 프로토콜은 zebrafish 연구소를 설립하고, 또한 동물 모델로 zebrafish를 사용하는 장래 학생들을 졸업 할 계획 연구원에 엄청난 도움이 될 것입니다.

Zebrafish 주택 및 유지 보수는 전통적인 쥐 모델보다 쉽고 저렴합니다. 수천 zebrafish는 작은 실험실에 자리 잡고 할 수 있습니다. 이 프로토콜의 결과로, 연구팀은 zebrafish에 건강한 환경을 제공 할 것입니다 zebrafish 시설을 관리 할 수​​ 있습니다. 또한 다음 그림 식별 수정 된 계란, 성인 zebrafish, 그들의 음식을 도움이 될 것입니다. 남자 zebrafish (그림 1A)과 여성 zebrafish (그림 1B 및 1C)의 그림은 연구자들이 남성과 목적을 번식 여성 zebrafish를 구분하기 위해 표시됩니다 그림 2의 미세한 전망 묘사,. 12 배의 염수 새우 (그림을 2A), 90X (그림 2B)에서 하나의 염수 새우, 그리고 90X (그림 2C)에서 unfertilized 염수 새우 계란. 이 트럼프에 대한 unfertilized 및 수정 된 염수 새우의 차이를 이해 도움이 될 것입니다응급실 이송의 목적. 수정 된 및 unfertilized 계란은 그림 3에 표시됩니다. 그림 3A는 수정 된 및 unfertilized 배아의 미세한보기를 보여줍니다. Unfertilized 배아는 융모막 내부 파열 셀 (들) (검은 색 화살표) 수정 된 배아를하면서이 손상 및 (zebrafish 배아의 다양한 단계에 대한 세부 읽기 1 참조) 다음 세포 분열 상태로 성장 나타납니다과 일반적으로 불투명 및 / 또는 있습니다. 수정 된과 unfertilized 계란은 각각 그림 3B에 표시하고 3C 있습니다. 그림 4의 높은 배율보기 연구자 남성과 여성 zebrafish를 구분하는 데 도움이 여자 zebrafish의 산란관을 보여줍니다. zebrafish 실험실에서 발생할 수있는 몇 가지 중요한 문제가 / 개인 모두 하우징 시스템의 탱크, 낮은 물 품질 및 순환 시스템의 파이프 또는 저장소의 누설에 대한 물 공급의 막힘 등이 있습니다. 또한,번식의 배아를 얻기에 문제가 또 다른 문제가 될 수 있습니다. 이러한 문제의 해결은 아래에 설명되어 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 남성 zebrafish (A)과 여성 zebrafish (B, C)의 그림. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 12 배 (A), 90X (B)에서 하나의 염수 새우, 그리고 90X (C)에서 unfertilized 염수 새우 계란의 염수 새우의 현미경보기. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 두 달걀 unfertilized 아르 수정 된 및 unfertilized 계란의 미세보기 (16X)가, unfertilized 달걀 (A) 검은 색 화살표로 표시됩니다. 높은 배율의 전망 (90X) 수정 된 (B)와 unfertilized 계란 (C). <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 여자 zebrafish의 산란관 (검은 색 화살표로 표시) 그림. <table border="1"><tbody><tr><td fo:width="2in"> 매개 변수 </td><td fo:width="3in"> 최적의 범위 </td></tr><tr><td> 알칼리도 </td><td> 50-150 MG / L CaCO 3 </td></tr><tr><td> 피에이치 </td><td> 6.8-7.5 (6.0-8.5은 용납) </td></tr><tr><td> 온도 </td><td> 26-28.5 ° C </td></tr><tr><td> 경도 </td><td> 50-100 MG / L CaCO 3 </td></tr><tr><td> 취소 이온화 암모니아 </td><td> &lt;0.02 MG / L </td></tr><tr><td> 질산염 (NO 3 -) </td><td> &lt;50 MG / L </td></tr><tr><td> 아질산 (NO이 없습니다 -) </td><td> &lt;0.1 ​​MG / L </td></tr><tr><td> 용존 산소 </td><td> &gt; 6.0 MG / L </td></tr><tr><td> 염분 </td><td> 0.5-1 g / L </td></tr><tr><td> 전도성 </td><td> 300 -1,500 μS </td></tr></tbody></table> 표 2. 수질 매개 변수입니다. 수질 매개 변수입니다. zebrafish 수족관 11 환경 매개 변수의 최적 범위입니다.

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Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

이 프로토콜은 zebrafish 축산을위한 최적의 조건을 유지하기 위해 정기적 인 유지 보수 및 관리를 간략하게 설명합니다. 비디오 시스템 유지 보수, 일반 주택, 먹이, 사육하고, zebrafish 애벌레의 양육에 대한 프로토콜을 보여줍니다.

Zebrafish의 일반 관리 및 유지 관리 (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) 실험실 : 소개

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

89.2K 조회수.  Edith Cowan University. 이 프로토콜은 zebrafish 축산을위한 최적의 조건을 유지하기 위해 정기적 인 유지 보수 및 관리를 간략하게 설명합니다. 비디오 시스템 유지 보수, 일반 주택, 먹이, 사육하고, zebrafish 애벌레의 양육에 대한 프로토콜을 보여줍니다.

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The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an "on-demand", nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.

Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

양육 먼저 먹이 제브라 피쉬의 전체 및 업데이트 &quot;로티퍼 다종 양식 방법&quot;

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science.  One of the most demanding technical aspects of ...

연구

발생학

GF 제브라피시 모델 최적화: 생성, 유지 관리 및 미생물 연구

Generation, Maintenance, and Identification of Germ-Free Zebrafish Models from Larvae to Juvenile Stages

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent embryos developed in a relatively clean chorion environment, and extremely rapid development of larvae compared to rodent models. Germ-free (GF) zebrafish (Danio rerio) are crucial for evaluating pollutant toxicity and establishing human-like disease models related to microbial functions. In comparison to conventionally raised (CR) models (fish in common husbandry), GF zebrafish allow for more accurate manipulation of the host microbiota, aiding in determining the causal relationship between microorganisms and hosts. Consequently, they play a critical role in advancing our understanding of these relationships. However, GF zebrafish models are typically generated and researched during the early life stages (from embryos to larvae) due to limitations in immune function and nutrient absorption. This study optimizes the generation, maintenance, and identification of early GF zebrafish models without feeding and with long-term feeding using GF food (such as Artemia sp., brine shrimp). Throughout the process, daily sampling and culture were performed and identified through multiple detections, including plates and 16S rRNA sequencing. The aseptic rate, survival, and developmental indexes of GF zebrafish were recorded to ensure the quality and quantity of the generated models. Importantly, this study provides details on bacterial isolation and infection techniques for GF fish, enabling the efficient creation of GF fish models from larvae to juvenile stages with GF food support. By applying these procedures in biomedical research, scientists can better understand the relationships between intestinal bacterial functions and host health.

저자 스포트라이트: 미생물군-숙주 관계 연구를 위한 무균 제브라피시 확립

This protocol outlines the primary steps for obtaining germ-free (GF) fish embryos and maintaining them from larvae until the juvenile stage, including sampling and detecting their sterile status. The use of GF models with infection is important for understanding the role of microbes in host health.

유충에서 유년기까지 무균 제브라피시 모델의 생성, 유지 관리 및 식별

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent ...

<meta charset="utf8"></head><body>배양 및 뼈 생물학 연구를 위한 제브라피시 비늘 제거

In Vitro Culturing Technique for Studying Cellular Dynamics in Zebrafish Scales

Zebrafish scales offer a variety of advantages for use in standard laboratories for teaching and research purposes. Scales are easily collected without the need for euthanasia, regenerate within a couple of weeks, and are translucent and small, allowing them to be viewed using a standard microscope. Zebrafish scales are especially useful in educational environments, as they provide a unique opportunity for students to engage in hands-on learning experiences, particularly in understanding cellular dynamics and in vitro culturing methods. The main objective of this protocol is to describe a method for collecting and maintaining zebrafish scales in culture for use in a variety of biological studies using basic laboratory equipment. Additionally, the protocol details their use in understanding bone homeostasis by examining the activity of bone cells involved in bone resorption and deposition. It also includes additional protocols for general techniques, such as the visualization of nuclei and apoptotic cells. The in vitro culturing protocol produces reliable results with minimal reagents and equipment. This article discusses the benefits of using in vitro cultures of zebrafish scales to foster scientific inquiry and outlines the resources needed to support their integration into educational settings.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: 제브라피시 비늘을 사용한 골세포 활동 연구 발전

This protocol offers a method to study cellular dynamics using a simple in vitro culture technique. It provides an opportunity for zebrafish researchers and educators to study cellular processes, such as those related to bone homeostasis and basic cell biology, by visualizing fluorescent nuclei and apoptotic cells within the scales.

제브라피시 비늘의 세포 역학을 연구하기 위한 체외 배양 기법

Zebrafish scales offer a variety of advantages for use in standard laboratories for teaching and research purposes. Scales are easily collected without ...

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model congenital abnormalities. During the first day of life, the zebrafish embryo progresses through many developmental stages including fertilization, cleavage, gastrulation, segmentation, and the organogenesis of structures such as the kidney, heart, and central nervous system. The anatomy of a young zebrafish embryo presents several challenges for the visualization and analysis of the tissues involved in many of these events because the embryo develops in association with a round yolk mass. Thus, for accurate analysis and imaging of experimental phenotypes in fixed embryonic specimens between the tailbud and 20 somite stage (10 and 19 hours post fertilization (hpf), respectively), such as those stained using whole mount in situ hybridization (WISH), it is often desirable to remove the embryo from the yolk ball and to position it flat on a glass slide. However, performing a flat mount procedure can be tedious. Therefore, successful and efficient flat mount preparation is greatly facilitated through the visual demonstration of the dissection technique, and also helped by using reagents that assist in optimal tissue handling. Here, we provide our WISH protocol for one or two-color detection of gene expression in the zebrafish embryo, and demonstrate how the flat mounting procedure can be performed on this example of a stained fixed specimen. This flat mounting protocol is broadly applicable to the study of many embryonic structures that emerge during early zebrafish development, and can be implemented in conjunction with other staining methods performed on fixed embryo samples.

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is an excellent model for developmental biology research. During embryogenesis, zebrafish develop with a yolk mass, which presents three-dimensional challenges for sample observation and analysis. This protocol describes how to create two-dimensional flat mount preparations of whole mount in situ (WISH) stained zebrafish embryo specimens.

전체 마운트하여 제브라 피쉬 배아 시편 스테인드 관찰 및 분석을위한 평면 마운트 준비<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

생물학

Construction of an Affordable and Easy-to-Build Zebrafish Facility

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it virtually impossible to build and maintain typical rodent facilities for research. Zebrafish research has been demonstrated to be a valuable alternative for in vivo research in pharmacology, physiology, development and genetic studies. This article demonstrates that a functional zebrafish facility can be built in an easy and affordable manner. We demonstrate that such a facility could be built in about one working day with minimal tools and expertise. The cost of the 27 1.8 L fish tank zebrafish facility constructed in this study was approximately $1,500. We estimate that the maintenance of an initial working 150 fish colony for 3 months is $1,000. This project involved students, who were introduced to aquaculturing of zebrafish for research proposes.

A Zebrafish facility suitable for breeding and in vivo research is built in an easy and affordable manner. Maintenance is minimal. This facility is ideal for student involvement and independent research.

저렴하고 간편한 구축 Zebrafish의 시설의 건설

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it ...

Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. Following complete transection of their spinal cord, zebrafish extend glial and axonal bridges across severed tissue, regenerate neurons proximal to the lesion, and regain their swim capacities within 8 weeks of injury. Recovery of swim function is thus a central readout for functional spinal cord repair. Here, we describe a set of behavioral assays to quantify zebrafish motor capacity inside an enclosed swim tunnel. The goal of these methods is to provide quantifiable measurements of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish. For swim endurance, zebrafish are subjected to a constantly increasing water current velocity until exhaustion, and time at exhaustion is reported. For swim behavior assessment, zebrafish are subjected to low current velocities and swim videos are captured with a dorsal view of the fish. Percent activity, burst frequency, and time spent against the water current provide quantifiable readouts of swim behavior. We quantified swim endurance and swim behavior in wild-type zebrafish before injury and after spinal cord transection. We found that zebrafish lose swim function after spinal cord transection and gradually regain that capacity between 2 and 6 weeks post-injury. The methods described in this study could be applied to neurobehavioral, musculoskeletal, skeletal muscle regeneration, and neural regeneration studies in adult zebrafish.

Capable of functional recovery after spinal cord injury, adult zebrafish is a premier model system to elucidate innate mechanisms of neural regeneration. Here, we describe swim endurance and swim behavior assays as functional readouts of spinal cord regeneration.

성인 제브라 피쉬의 수영 지구력 및 수영 행동 평가

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...

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