우리는 C.에 nuIs25과 CGC를 들어, Drosophila 새장을 유지하기위한 Drosophila 주식, Tarjani Agarwal에 피터 Juo을 박사 Krishanu 레이 감사 elegans 긴장. SPK는 마이클 구 중창단의 연구실에서 jsIs609했다. 우리는 마이크로 유체 장치에서 jsIs609 동물의 미토콘드리아 교통 시간 경과 영상에서 자신의 도움을 Arpan Agnihotri (BITS Pilani)을 감사드립니다. 우리는 zebrafish 배아으로 우리를 제공하는 박사 Vatsala Thirumalai 및 Surya Prakash에 감사하고 있습니다. 우리는 나노 기술 (제 SR/55/NM-36-2005)의 과학 기술 - 센터의 부서에 의해 지원 회전 디스크 공 촛점 현미경의 사용에 대한 NCBS에서 박사 크리슈나와 CIFF 감사드립니다. 우리는 또한 토론을 Kaustubh Rau, V. Venkatraman과 Chetana Sachidanand 감사드립니다. 이 작품은 DBT 후 박사 휄로 십 (SM), DST 빠른 속도로 트랙 체계 (SM)와에 DBT 부여 (SPK)에 의해 재정 지원되었다. SA는 SPK에 DST와 CSIR 보조금에 의해 지원되었다.

1. SU8 마스터 제작 <ol><li> Clewin 소프트웨어를 사용하여 마이크로 유체 구조를 설계하고 회로 기판 필름 8 μm의 최소 기능 크기 65,024 DPI 레이저 플로터를 사용하여 인쇄 할 수 있습니다. </li><li> 흐름 층과 상응하는 제어 계층에 대해 하나의 웨이퍼 각, 1 분 및 탈 이온수에 씻어 20 % 코에서 네이티브 산화를 2cm X 2cm 실리콘 웨이퍼를 청소합니다. </li><li> 질소 가스로 조각을 건조 4 시간에 120 ° C에서 핫 플레이트에 탈수 불어. 조각이 다음 단계로 진행하기 전에 실온으로 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 장소 실리콘 조각 스피너 척에 한 번에 한하고 진공을 설정합니다. ~ 20 μl 헥사 메틸 디 실라 잔 - (HMDS)와 코트들을 사용하여 초, 30 초에 3,000 rpm에서 다음 5 500 rpm으로 SPIN150 회 전자.에게로 실리콘 표면을 커버 </li><li> SU8-2025의 ~ 1.5 ML (와 완전히 실리콘 웨이퍼를 커버 <a href="http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm" target="_blank">http://를</a>www.microchem.com/Prod-SU82000.htm)과 5 초 500 rpm으로 SPIN150 스피너를 사용하여 코트 웨이퍼는 30 초에 2,000 RPM이 나타납니다. 이 회전 프로토콜은 C.의 조기 애벌레의 단계에 대한 제어 및 흐름 층에 적합합니다 ~ 40 μm의 포토 레지스트 두께를 생산 elegans. </li><li> 스핀 ~ 5 500 rpm으로 SPIN150 스피너를 사용하여 1.5 ML SU8 - 2050 초는 C의 말 애벌레의 단계에 대한 흐름 계층 제조에 적합합니다 ~ 80 μm의 포토 레지스트 두께를 얻기 위해 30 초에 2,000 RPM 다음 elegans, Drosophila / zebrafish 애벌레와 해당 컨트롤 레이어에 대한 기저 유량 층. </li><li> 상단에있는 SU8 코팅 레이어와 핫 플레이트에 실리콘 조각을 놓으십시오. 소프트 베이킹 65 코팅 실리콘 조각 ° C 10 분 동안 95 ° C에 이어 1 분에. 조각이 다음 단계로 진행하기 전에 실온으로 냉각 할 수 있습니다. </li><li> SU8-2025 코팅 쉬르로 노출 무대에서 부드러운 구운 실리콘 조각을 놓으십시오UV 램프를 직면 상단에있는 얼굴. C.의 조기 애벌레의 단계에 대한 각각의 흐름 계층과 제어 계층 패턴을 설계 I (L1, 그림 1B) 및 설계 II (L2, 그림 1b)와 사진 마스크를 사용하여 elegans. SU8 층의 상단에있는 사진 마스크​​를 놓고 마스크가 코팅 층에 대한 평평 보장합니다. UV 램프의 셔터를 열고 15 초 동안 사진을 마스크를 통해 200 와트 UV 램프에 부드러운 구운 SU8 웨이퍼을 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> C. 월말 애벌레의 단계에 대한 흐름 계층과 제어 계층을 조작하는 (단계 1.6에서 작성) SU8-2050 코팅 조각에 설계 I (L1, 그림 1B) 및 설계 II (L2, 그림 1b)와 사진 마스크를 사용하여 elegans. (I을 준비 SU8-2050으로 코팅 웨이퍼에 Drosophila / zebrafish 애벌레에 대한 각각 기저 흐름 계층과 제어 계층을위한 디자인 I (L1, 그림 1C) 및 설계 II (L2, 그림 1C)와 사진 마스크를 사용하여N 단계 1.6). 15 초에 200 와트 UV 램프에 사진 마스크​​를 통해 SU8 표면을 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> 상단에 코팅 층과 핫 플레이트에 노출 된 실리콘 조각을 놓으십시오. 10 분 동안 95 ° C에 이어 1 분에 65 ° C에서 웨이퍼를 구워 게시합니다. 조각이 다음 단계로 진행하기 전에 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 20 분의 SU8 개발자 솔루션을 사용하여 조각을 개발할 수 있습니다. 이소 프로필 알코올 (IPA)의 조각을 씻어 건조하여 질소 가스를 불어. </li><li> 상단에있는 SU8 패턴으로 건조기의 실리콘 조각을 놓으십시오. tricholoro 50 μl (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) 2 시간을위한 건조기에 실란 증기로 코팅 조각. </li></ol> 주의 사항 : 코 처리, 포토 레지스트 코팅 및 개발 기간 동안 화학 물질 취급에 대한 안전주의 사항을보십시오. 실란 증기 코팅은 통풍이 지역에서 건조기 내에서 수행해야합니다. 보호 SU8 빛에 노출 이상에서 저항. UV lig와 보호용 안경을 사용하여HT 소스. 2. PDMS 금형 제작 <ol><li> 플라스틱 컵에 경화 에이전트 5g과 Sylgard 184베이스 50g를 결합하여 10시 1분 PDMS를 준비합니다. ~ 3 분 동안 수동으로 내용을 섞는다. 혼합하는 동안 형성된 모든 기포를 제거 할 수있는 건조기 내부의 가스를 제거하다의 혼합물. </li><li> 기포 형성을 피하기 위해 부드럽게, 제어 계층을 위해, 디자인 II의 SU8 패턴을 실리콘 웨이퍼 위에 5mm 두께 PDMS 혼합물을 부어. 경우 거품은 모든 거품을 제거하는 낮은 진공의 SU8 패턴에 가스를 제거하다 PDMS를 주입하는 동안 형성된다. </li><li> 스피너 척에 흐름 층을 위해 디자인 I의 SU8-2025 패턴으로 실리콘 웨이퍼를 배치하고 잡아 진공을 설정합니다. ~ 1 PDMS 믹스의 ML와 코트 5 500 rpm으로 SPIN150 회 전자를 사용하여 웨이퍼와 웨이퍼를 커버 초는 30 초에 1,500 RPM이 나타납니다. </li><li> 코트 ~ 디자인 I (L1, 그림 1b)의 SU8-2050 패턴 80 μm와 실리콘 웨이퍼에 1 ML PDMS 혼합, 용C. 월말 애벌레의 단계에 대한 흐름 층 5 초 500 rpm으로 SPIN150 회 전자를 사용 elegans는 30 초에 1,000 RPM이 나타납니다. 코트 35 초 500 rpm으로 SPIN150 회 전자를 사용 Drosophila / zebrafish 애벌레에 대한 흐름 계층 설계 I (L1, 그림 1C)의 SU8-2050 패턴과 실리콘 조각에 PDMS 믹스의 두꺼운 층. </li><li> 디자인의 굽 PDMS 코팅 실리콘 조각은 I 및 제어 계층에 대한 해당 디자인 II와 웨이퍼는 C.에 PDMS를 포함하는 50 뜨거운 공기 대류 오븐에 elegans 및 / 또는 Drosophila / zebrafish 애벌레 ° 6 시간에 C. </li><li> C.에 대한 SU8 패턴 II를 포함하는 실리콘 기판에서 PDMS 조각을 잘라 elegans 및 / 또는 Drosophila / zebrafish 애벌레는 날카로운 칼날을 사용합니다. 해리스 구멍을 뚫는를 사용하여 PDMS 금형의 주요 함정을 연결하는 저수지 상단에 ~ 1mm 직경의 작은 구멍을 펀치. </li><li> 천공 PDMS 블록을 (제어를위한 40 μm 두께의 금형을 포함하는 장소최대 직면하고있는 제어 계층의 성형면과 플라스틱 트레이에 레이어 L2). PDMS 코팅 표면이 위로 향한와 같은 트레이에 40 μm 두께의 SU8 디자인 I가 포함 된 PDMS 코팅 실리콘 웨이퍼를 놓습니다. 플라즈마 클리너의 챔버 내부 트레이를 넣고 2 분의 진공을 설정합니다. 그 후, 플라즈마 전원을 켜고 챔버 색 빛 핑크색을 화나게 할 때까지 챔버 압력을 낮 춥니 다. 2 분을위한 저 진공에서 18 와트 공기 플라즈마에 두 표면을 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> C. 월말 애벌레의 단계에 두꺼운 SU8 마스터 포함하는 패턴 II 80 μm에서 제거 천공 PDMS 블록을 삽입합니다 최대 직면하고있는 제어 계층의 성형면과 플라스틱 트레이에 elegans 나 Drosophila / zebrafish 애벌레. 나중에 C.에 대한 I 80 μm 두께의 디자인을 포함하고있는 실리콘 웨이퍼에 코팅 해당 구운 PDMS 층 스핀을 놓습니다 elegans 단계 또는 평면 PDMS 코팅의와 동일한 트레이에서 동시에 Drosophila / zebrafish는 애벌레urface가 마주보고 있습니다. 같은 프로토콜을 사용 공기 플라즈마에 노출하기 위해 위에서 언급 한. </li><li> C.에 대한 두 개의 플라즈마 처리 표면을 배치 elegans 및 / 또는 함께 부드러운 압력과 2 시간에 50 ° C에서 그들을 뜨거운 공기의 대류 오븐에서 빵을 구워과 Drosophila / zebrafish 애벌레. </li><li> C.에 대한 SU8 디자인 I와 실리콘 기판에서 보세 장치를 잘라 elegans 및 / 또는 Drosophila / zebrafish 애벌레. 펀치 액세스 유동 채널의 입구와 출구 저수지에서 구멍. </li><li> C.를위한 플라스틱 트레이에 보세 PDMS 금형을 배치 최대 직면하고있는 유동 레이어 디자인의 성형 측면과 elegans. 클린 유리 커버 슬립 (22 X 22mm, 제 1 두께) 같은 플라스틱 트레이에 놓습니다. PDMS 몰드와 플라즈마 챔버 내부에 유리 커버 슬립이 포함 된 트레이를 삽입합니다. 맨 아래 장치의 PDMS 표면과 유리 커버 슬립 18 2 분에 대한 낮은 압력의 와트 공기 플라즈마를 쉽게받을 수 있습니다. 세대와 함께 두 개의 플라즈마 처리 표면을 배치tle 압력과 2 시간에 50 ° C에서 그들을 뜨거운 공기의 대류 오븐에 구워. </li><li> 나중에 사용할 수 있도록 깨끗한​​ 환경에서 장치를 저장합니다. </li></ol> 3. Drosophila / Zebrafish 장치에 대한 추가 단계 <ol><li> 깨끗한 유리 크기의 표면 2cm tricholoro의 50 μl와 X 2cm (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) 2 시간을위한 건조기에 실란 증기.를 노출 </li><li> 스핀 ~ 35 초 500 rpm으로 SPIN150 회 전자를 사용하여 silanized 유리 표면에 단계 2.1 준비 10시 1분 PDMS 믹스 1 ML. 최대 직면하고있는 코팅면 6 시간 50 ° C의 뜨거운 공기 오븐에서 PDMS 코팅 유리 기판을 구워. PDMS 층이 다음 단계로 진행하기 전에 실온으로 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 펀치 PDMS 스페이서 층을 형성하기 위해 PDMS의 중간에서 사용자 정의 구축 날카로운 금속 구멍을 뚫는를 사용하여 코팅 층. 금속 구멍을 뚫는의 모양은 Drosophila / zebrafish의 흐름 설계 (L1, 그림 1C와 비슷한 설계되어 있습니다 </str긴 사연&gt;). </li><li> PDMS 스페이서 층과 낮은 진공에서 플라즈마 클리너를 사용하여 단일 보세 블록 (Drosophila / zebrafish 애벌레에 대한 단계 2.9에서 만든 흐름 계층과 제어 계층) 18 와트 공기 플라즈마에 노출. 함께 두 개의 플라즈마 처리 표면을 놓고 50 뜨거운 공기 오븐 ° C 2 시간 동안을 구워. </li><li> 유리 접합 장치를 잘라 입구와 출구 저수지와 단계 2.11에서 설명 드린 바와 같이 플라즈마 클리너를 사용하여 유리 커버 슬립 (22 X 22mm, 제 1 두께)에 본드를의 펀치 액세스 구멍. 이 ~ 500 μm의 채널 높이 첫번째 instar Drosophila의 애벌레에 고정 장치를 생산합니다. zebrafish의 애벌레를 들어, 추가 본딩 단계로 PDMS 스페이서 층 제조 공정을 복제. PDMS-S의 듀얼 레이어 30 hfp zebrafish의 애벌레 900 μm의 채널 높이를 생산하고 있습니다. </li></ol> 주의 사항 : 장치 제조 중에 먼지 입자를하지 마십시오. 두 플라즈마 표면을 청소s은 (는) 올바른 결합을 위해 무료 완전히 먼지가 있어야합니다. 특별한 클린 룸이 장치에서 먼지 입자의 축적을 최소화하기 위해 사용할 수없는 상황에서 건조기에 장치를 저장합니다. 4. PDMS 막 사용 <ol><li> 18 게이지 바늘 (외경 ~ 1.25 mm)를 통해 가압 질소 가스 공급 조정기와 주요 트랩 저수지에 다른 쪽 끝으로 마이크로 플렉스 튜브 (내경 ~ 1.6 mm, 외경 ~ 4.8 mm)의 한쪽 끝을 연결합니다 관에 접착. 튜브 연결의 중간에 사용되는 3 방향 꼭지는 막에 응용 프로그램 또는 압력을 릴리스 할 수 있습니다. </li><li> C.의 주요 트랩의 저수지에 연결하기 전에 증류수 10cm 열로 PDMS 장치에 연결된 관을 채우기 elegans 및 / 또는 Drosophila / zebrafish 애벌레 장치. </li><li> 14 PSI를 읽고 일을 향해 편향의 주요 트랩의 멤브레인을 모니터링 할 질소 공급 장치의 밸브를 돌려역 현미경의 낮은 배율의 전자 흐름 채널. 마이크로 플렉스 관에서 물이 칼럼의 길이는 3 방향 꼭지가 열려있을 때마다 압축됩니다. 편향된 멤브레인의 가장자리는 전송 된 빛 (그림 1I 및 1J)에서 볼 수 있습니다. 막 편향은 PDMS 막 아래에 먼지 입자 / 기포의 변위가 발생하고 채널 경계로 등록합니다. </li><li> 액체 앞에 어떤 갇힌 공기없이 완전히 microchannel을 가득 때까지 기다립니다. </li><li> 의 휴식 위치로 막을 완화하기 위해 3 방향 꼭지를 사용하여 압력을 놓습니다. </li></ol> 5. C. 삽입 elegans, Drosophila와 Zebrafish 장치에 애벌레와 유연한 PDMS 막에서 그것들을 Immobilizing <ol><li> M9 버퍼와 흐름 채널을 채우기 [3 g KH 2 PO 4, 6g 오세영 2 HPO 4, 5g NaCl, 1 ML 1 M MgSO 4, L에 H 2 O는 AUT에 의해 소독oclaving] C.에 elegans 18 1X PBS하기 전에 10 분 동안 Drosophila / zebrafish 애벌레 19 번 좌석을 [8g NaCl, 0.2 g KCl, 1.44 g 오세영 2 HPO 4, 0.24 g KH 2 PO 4, H 2 O 한 L로는 autoclaving하여 소독]를 실험. </li><li> 단일 C.를 찾습니다 낮은 배율 스테레오 현미경을 사용하여 NGM 플레이트 (18)에 필요한 단계 elegans (또는 한천 달걀 판이나 액체 배지 20 년 수동 dechorionated 30 hpf의 zebrafish 애벌레의 첫 번째 instar Drosophila의 애벌레). 마이크로 팁에 완충 용액의 작은 볼륨을 사용하여 하나의 동물을 선택하십시오. 그 끝 마이크로 팁을 사용 큰 Drosophila 또는 버퍼에 zebrafish의 유충을 수용 할 수 자른다. </li><li> 유동 채널 입구를 통해 하나의 유기체를 밀어 넣습니다. 메인 트랩에서 각각의 동물을 배치 할 수있는 pipetting 압력을 조정합니다. </li><li> 천천히 짱에 대한 동물을 위치로 PDMS 막에 압력을 증가nel 경계와 C. 14 PSI 압력으로 고정 elegans, Drosophila와 zebrafish 애벌레 3 PSI 7 프. </li><li> 뷰의 미세 분야의 중심에 고정 동물을 배치합니다. 고해상도 밝은 필드 또는 형광 이미징에 대한 원하는 설정의 역 현미경을 사용하십시오. 미리 정의 된 프레임 속도에서 단일 또는 시간 경과 형광 이미지를 취득. </li><li> 트랩 압력을 해제 낮은 배율에서 5-10 분을위한 동물의 운동을 모니터링 할 수 있습니다. </li><li> 동물을 플러시하고 위​​의 단계를 반복 할 새로운 동물을 삽입합니다. </li><li> 주사기를 사용하여 적용 증류수를 사용하여 폐기물 저장소에서 모든 동물을 씻으십시오. 향후 재사용을 위해 주사기를 사용하여 공기를 밀어하여 채널을 말린다. </li></ol> 주의 사항 : 주 채널 내부의 흐름에 높은 pipetting 압력을 필요로하는 동물이 덫에서 출시 후 가난한 운동 / 건강을 표시하는 경향과 IMA를 위해 피해야한다ging. 결정에 의해 채널의 막힘을 방지하기 위해 버퍼의 흔적에 대한 흐름 채널을 청소하십시오. 기름은 고해상도 이미징에 사용되는 경우, 이후의 실험에 대한 잡음 비율에 좋은 신호를 유지 할 수 있도록 유리 커버 슬립을 청소.

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Pharmacol. 153, 91-98 (2011).</li><li>Fatouros, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+tau+aggregation+in+a+novel+Caenorhabditis+elegans+model+of+tauopathy+mitigates+proteotoxicity.">Inhibition of tau aggregation in a novel Caenorhabditis elegans model of tauopathy mitigates proteotoxicity.</a> Hum. Mol. Genet. , (2012).</li><li>Barkus, R. V., Klyachko, O., Horiuchi, D., Dickson, B. J., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+an+axonal+kinesin-3+motor+for+fast+anterograde+vesicle+transport+that+facilitates+retrograde+transport+of+neuropeptides.">Identification of an axonal kinesin-3 motor for fast anterograde vesicle transport that facilitates retrograde transport of neuropeptides.</a> Mol. Biol. Cell. 19, 274-283 (2008).</li><li>Craig, M. P., Gilday, S. D., Hove, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-dependent+effects+of+chemical+immobilization+on+the+heart+rate+of+embryonic+zebrafish.">Dose-dependent effects of chemical immobilization on the heart rate of embryonic zebrafish.</a> Lab. Anim. (NY). 35, 41-47 (2006).</li><li>Pardo-Martin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+in+vivo+vertebrate+screening.">High-throughput in vivo vertebrate screening.</a> Nat. Methods. 7, 634-636 (2010).</li><li>Stainier, D. Y., Lee, R. K., Fishman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+development+in+the+zebrafish.+I.+Myocardial+fate+map+and+heart+tube+formation.">Cardiovascular development in the zebrafish. I. Myocardial fate map and heart tube formation.</a> Development. 119, 31-40 (1993).</li><li>Hall, D. H., Hedgecock, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-related+gene+unc-104+is+required+for+axonal+transport+of+synaptic+vesicles+in+C.+elegans.">Kinesin-related gene unc-104 is required for axonal transport of synaptic vesicles in C. elegans.</a> Cell. 65, 837-847 (1991).</li><li>Kumar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Caenorhabditis+elegans+Kinesin-3+motor+UNC-104/KIF1A+is+degraded+upon+loss+of+specific+binding+to+cargo.">The Caenorhabditis elegans Kinesin-3 motor UNC-104/KIF1A is degraded upon loss of specific binding to cargo.</a> PLoS Genet. 6, e1001200 (2010).</li><li>Ou, G., Vale, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+signatures+of+cell+migration+in+C.+elegans+Q+neuroblasts.">Molecular signatures of cell migration in C. elegans Q neuroblasts.</a> J. Cell. Biol. 185, 77-85 (2009).</li><li>Levitan, E. S., Lanni, F., Shakiryanova, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+vesicle+motion+and+release+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction.">In vivo imaging of vesicle motion and release at the Drosophila neuromuscular junction.</a> Nat. Protoc. 2, 1117-1125 (2007).</li><li>Morris, R. L., Hollenbeck, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+bidirectional+mitochondrial+transport+is+coordinated+with+axonal+outgrowth.">The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth.</a> J. Cell. Sci. 104, 917-927 (1993).</li><li>Louie, K., Russo, G. J., Salkoff, D. B., Wellington, A., Zinsmaier, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+imaging+conditions+on+mitochondrial+transport+and+length+in+larval+motor+axons+of+Drosophila.">Effects of imaging conditions on mitochondrial transport and length in larval motor axons of Drosophila.</a> Comp. Biochem. Physiol. A. Mol. Integr. Physiol. 151, 159-172 (2008).</li><li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons.">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

PDMS 마이크로 유체 장치는 따라서 모든 반투명 / 투명 모델 생물의 생체 이미징의 높은 해상도에 사용할 수 있습니다 광학적으로 투명합니다. 우리 디자인은 그대로 살아있는 동물의 세포와 하위 세포 사건의 높은 배율 spatio - 시간적 이미지에 적합합니다. 소프트 리소그래피 기술을 사용하여 Microfabrication 모델 생물의 다양한 크기 장치 크기를 쉽게 조작 할 수 있습니다. 다양한 크기의 디?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 (선택 사항) </td></tr><tr><td> 실리콘 웨이퍼 </td><td> 대학 웨이퍼 </td><td> 150mm (100) Mech 학년 SSP시 </td><td></td></tr><tr><td> Clewin 소프트웨어 </td><td> WieWeb 소프트웨어 </td><td> 버전 2.90 </td><td></td></tr><tr><td> 레이저 플로터 </td><td> 파인 선 영상 </td><td> 65,024 DPI </td><td></td></tr><tr><td> HMDS </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> 440191-100ML </td><td></td></tr><tr><td> SU8 </td><td> Microchem </td><td> SU8-2025, SU8-2050 </td><td></td></tr><tr><td> 개발자 </td><td> Microchem </td><td> SU8 개발자 </td><td></td></tr><tr><td> 실란 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> 448931-10G </td><td></td></tr><tr><td> PDMS </td><td> 다우 코닝 </td><td> Sylgard 184 </td><td></td></tr><tr><td> UV 램프 </td><td> 출창 </td><td> 66,943 </td><td> 200W HG 출창 빛 </td></tr><tr><td> 뜨거운 공기 오븐 </td><td> 울트라 악기 </td><td> 사용자가 만든 </td><td> 50 ° C로 설정 </td></tr><tr><td> 핫 플레이트 </td><td> IKA 연구실 장비 </td><td> 3810000 </td><td> <a href="http://www.ika.com" target="_blank">http://www.ika.com</a> </td></tr><tr><td> 플라즈마 청소기 </td><td> Harrick 플라즈마 </td><td> PDC-32G </td><td></td></tr><tr><td> 스피너 </td><td> 반도체 생산 시스템 </td><td> SPIN150 - NPP </td><td> <a href="http://www.SPS-Europe.com" target="_blank">www.SPS - Europe.com</a> </td></tr><tr><td> 유리 커버 슬립 </td><td> 골드 인감 </td><td> 22 X 22mm, 두께 1 위 </td><td></td></tr><tr><td>C. elegans </td><td> Caenorhabditis 유전학 센터 (CGC) </td><td> e1265, ayIs4 </td><td></td></tr><tr><td> Drosophila </td><td> 블루밍턴 </td><td> P {chaGAL4} / cyo, UAS-syt.eGFP </td><td></td></tr><tr><td> Zebrafish </td><td> 인도 야생 유형 </td><td> 야생 유형 </td><td></td></tr><tr><td> Tygon 관 </td><td> 시그마 </td><td> Z279803 </td><td></td></tr><tr><td> 마이크로 바늘 </td><td> 시그마 </td><td> Z118044 </td><td> 1cm의 조각으로 잘라 내기 </td></tr><tr><td> 3 방향 꼭지 </td><td> 시그마 </td><td> S7521 </td><td></td></tr><tr><td> 해리스 구멍을 뚫는 </td><td> 시그마 </td><td> Z708631 </td><td></td></tr><tr><td> 압축 질소 가스 </td><td> 지역 가스 공급 업체 </td><td></td><td> 압력을 제어하는​​ 조절기를 사용하여 </td></tr><tr><td> 스테레오 현미경 &lt;/ TD&gt; <td> 니콘 </td><td> SMZ645 </td><td></td></tr><tr><td> 공 촛점 현미경 </td><td> ANDOR 및 올림푸스 </td><td> 요코가 회전 디스크 공 촛점 현미경 </td><td></td></tr><tr><td> ImageJ </td><td> 건강의 국립 연구소 </td><td> <a href="http://www.rsbweb.nih.gov/ij" target="_blank">www.rsbweb.nih.gov / 엘 제이</a> </td><td> 자바 기반의 이미지 처리 프로그램 </td></tr></tbody></table>

simple microfluidic devices for in vivo imaging of c. elegans, drosophila and zebrafish

마이크로 가공 유체 장치는 작은 생물의 생체 연구에 대한 접근 마이크로 환경을 제공합니다. 간단한 제조 공정은 소프트 리소그래피 기술 1-3을 사용하여 마이크로 유체 장치에서 사용할 수 있습니다. 마이크로 유체 장치는 생체 레이저 미세 2,6 및 셀룰러 이미징 4,7에서 하위 세포 이미징 4,5에 사용되었습니다. 생체에서 영상이 생물의 고정이 필요합니다. 이것은 흡입 5,8을 사용하여 달성되었습니다 테이퍼 채널 6,7,9, 변형 멤브레인 2-4,10, 추가 냉각 5, 마취 가스 11, 온도에 민감한 젤 12, 시아 노 아세틸렌 접착제 13 등 levamisole 14 등 anesthetics와 흡입 15. 일반적으로 사용 anesthetics는 시냅스 전송 16,17 영향을 미치는와 하위 세포 neuronal 교통 4 해로운 영향을 미칠 것으로 알려져 있습니다. 이 성에서udy 우리는 Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila의 애벌레와 zebrafish의 애벌레로 그대로 유전 모델 생물의 마취 무료로 고정 할 수 있습니다 폴리 디메틸 실록산 - (PDMS) 장치 기반 멤브레인을 보여줍니다. 이 모델 생물로 인해 자신의 작은 직경과 광학적 투명 또는 반투명 기관의 마이크로 유체 장치에서 생체의 연구에 적합합니다. 바디 직경은 C.의 조기 애벌레의 단계에 대해 ~ 10 μm ~ 800 μm의에 다양 elegans와 zebrafish 애벌레와 고해상도 시간 경과 영상에 대한 완전한 고정을 달성하기 위해 서로 다른 크기의 마이크로 유체 장치가 필요합니다. 이 생명체는 액체 열을 통해 압축 된 질소 가스에 의해 적용 역 현미경을 사용하여 이미지로 압력을 사용하여 고정합니다. 함정에서 출시 된 동물은 10 분 이내에 정상 운동으로 돌아갑니다. 우리는 C.에 시간 경과 영상의 네 개의 응용 프로그램을 보여줍니다 elegans즉, 뉴런의 이미지 mitochondrial 교통, 교통 - 결함이있는 돌연변이, glutamate 수용체 운송 및 Q의 neuroblast의 세포 분열에 미리 신경 소포 전송. 같은 영화에서 얻은 데이터는 마이크로 유체 고정이 anesthetized 동물 (그림 1J와 3C-F 4)에 비해 휴대 및 하위 세포 사건의 생체 데이터를 수집하는 유용하고 정확한 방법입니다 보여줍니다. 장치 크기가 C. 서로 다른 단계의 시간 경과 영상을 허용하도록 변경되었습니다 elegans 먼저 instar Drosophila의 애벌레와 zebrafish의 애벌레. 감각 뉴런에 GFP (syt.eGFP)로 태그를 synaptotagmin로 표시 소포의 운송은 그대로 첫번째 instar Drosophila의 애벌레의 cholinergic 감각 뉴런으로 표현 시냅스 소포 마커의 이동 움직임을 보여줍니다. 유사한 장치 ~ 30 시간 게시물 수정을 (hpf)에 심장 박동의 시간 경과 영상을 수행하는 데 사용되었습니다애벌레를 zebrafish. 이러한 데이터는 우리가 개발 한 간단한 장치가 생체에 여러 세포 생물학 및 발달 현상을 연구하는 모델 시스템의 다양한에 적용 할 수 있습니다 것으로 나타났습니다.

흐름 층 (레이어 1) 및 제어 계층 (레이어 2) 그림 1과 같이 : 고정 장치는 본딩 두 레이어에 의해 제조 이중층 PDMS 블록입니다. 주요 트랩이 레귤레이터와 액체 열 (그림 1A)를 통해 막 위에 필요한 (3-14 PSI) 압력을 적용 할 수있는 3 방향 스톱 콕을 통해 질소 가스 실린더에 연결되어 있습니다. 편향 멤브레인은 C.를 움직이게 다른 크기 (그림 1B와 1C)와 설계 ...

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Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

간단한 마이크로 유체 장치는 마취 무료를 수행하기 위해 개발되었습니다<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;, 그대로<em&gt; Drosophila</em&gt; 애벌레와 zebrafish의 애벌레. 이 장치는 심장 박동, 세포 분열 및 하위 세포 neuronal 교통 등 다양한 과정의 시간 경과 영상을 수행하기 위해이 모델 생물을 고정 할 수있는 변형 PDMS 막을 활용합니다. 우리는이 장치의 사용을 설명하고 다른 모델 시스템에서 수집 된 데이터의 다양한 유형의 예를 보여줍니다.

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;<em&gt; Drosophila</em&gt;와 Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

simple-microfluidic-devices-for-vivo-imaging-c-elegans-drosophila

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

17.0K 조회수.  NCBS-TIFR. 간단한 마이크로 유체 장치는 마취 무료를 수행하기 위해 개발되었습니다 생체 내 이미징 C. elegans, 그대로 Drosophila 애벌레와 zebrafish의 애벌레. 이 장치는 심장 박동, 세포 분열 및 하위 세포 neuronal 교통 등 다양한 과정의 시간 경과 영상을 수행하기 위해이 모델 생물을 고정 할 수있는 변형 PDMS 막을 활용합니다. 우리는이 장...

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Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting and counting cells. However, manipulating the cell within the fluidic domain remains a challenge and requires complicated fabrication protocols for forming valves and electrodes, or demands specialty equipment like optical tweezers. Here, we demonstrate that conventional printed circuit boards (PCB) can be used for the non-contact manipulation of cells by employing dielectrophoresis (DEP) for bead and cell manipulation in laminar flow fields for bioactuation, and for cell and bead separation in multichannel microfluidic devices. First, we present the protocol for assembling the DEP electrodes and microfluidic devices, and preparing the cells for DEP. Then, we characterize the DEP operation with polystyrene beads. Lastly, we show representative results of bead and cell separation in a multichannel microfluidic device. In summary, DEP is an effective method for manipulating particles (beads or cells) within microfluidic devices.

Dielectrophoresis (DEP) is an effective method to manipulate cells. Printed circuit boards (PCB) can provide inexpensive, reusable and effective electrodes for contact-free cell manipulation within microfluidic devices. By combining PDMS-based microfluidic channels with coverslips on PCBs, we demonstrate bead and cell manipulation and separation within multichannel microfluidic devices.

멀티 채널 Microfluidic 장치에서 분리 비즈와 세포 Dielectrophoresis와 층류를 사용하여

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

연구

생체공학

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being investigated for applications in imaging and therapy. Viral nanoparticles (VNPs) derived from plants can be regarded as self-assembled bionanomaterials with defined sizes and shapes. Plant viruses under investigation in the Steinmetz lab include icosahedral particles formed by Cowpea mosaic virus (CPMV) and Brome mosaic virus (BMV), both of which are 30 nm in diameter. We are also developing rod-shaped and filamentous structures derived from the following plant viruses: Tobacco mosaic virus (TMV), which forms rigid rods with dimensions of 300 nm by 18 nm, and Potato virus X (PVX), which form filamentous particles 515 nm in length and 13 nm in width (the reader is referred to refs. 1 and 2 for further information on VNPs).
From a materials scientist's point of view, VNPs are attractive building blocks for several reasons: the particles are monodisperse, can be produced with ease on large scale in planta, are exceptionally stable, and biocompatible. Also, VNPs are "programmable" units, which can be specifically engineered using genetic modification or chemical bioconjugation methods 3. The structure of VNPs is known to atomic resolution, and modifications can be carried out with spatial precision at the atomic level4, a level of control that cannot be achieved using synthetic nanomaterials with current state-of-the-art technologies.
In this paper, we describe the propagation of CPMV, PVX, TMV, and BMV in Vigna ungiuculata and Nicotiana benthamiana plants. Extraction and purification protocols for each VNP are given. Methods for characterization of purified and chemically-labeled VNPs are described. In this study, we focus on chemical labeling of VNPs with fluorophores (e.g. Alexa Fluor 647) and polyethylene glycol (PEG). The dyes facilitate tracking and detection of the VNPs 5-10, and PEG reduces immunogenicity of the proteinaceous nanoparticles while enhancing their pharmacokinetics 8,11. We demonstrate tumor homing of PEGylated VNPs using a mouse xenograft tumor model. A combination of fluorescence imaging of tissues ex vivo using Maestro Imaging System, fluorescence quantification in homogenized tissues, and confocal microscopy is used to study biodistribution. VNPs are cleared via the reticuloendothelial system (RES); tumor homing is achieved passively via the enhanced permeability and retention (EPR) effect12. The VNP nanotechnology is a powerful plug-and-play technology to image and treat sites of disease in vivo. We are further developing VNPs to carry drug cargos and clinically-relevant imaging moieties, as well as tissue-specific ligands to target molecular receptors overexpressed in cancer and cardiovascular disease.

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

Plant viral nanoparticles (VNPs) are promising platforms for applications in biomedicine. Here, we describe the procedures for plant VNP propagation, purification, characterization, and bioconjugation. Finally, we show the application of VNPs for tumor homing and imaging using a mouse xenograft model and fluorescence imaging.

에 대한 바이러스 나노 입자<em&gt; 생체에</em&gt; 종양 이미징

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

미세 유체 기술은 셀 변형능을 검사 할

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

최적화 된 Microinjection 및 Zebrafish 애벌레의 이미징 microstructured 장치

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

발생학

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for live high-resolution microscopic imaging of dynamic biological phenomena in space and time with cellular resolution. However, the traditional method of agarose encapsulation for live imaging can impede larval development and tissue regrowth. Therefore, this manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which was designed and fabricated as a functionally compartmentalized device to orient larvae for high-resolution microscopy while permitting caudal fin transection within the device and subsequent unrestrained tail development and re-growth. This device allows for wounding and long-term imaging while maintaining viability. Given that the zWEDGI mold is 3D printed, the customizability of its geometries make it easily modified for diverse zebrafish imaging applications. Furthermore, the zWEDGI offers numerous benefits, such as access to the larva during experimentation for wounding or for the application of reagents, paralleled orientation of multiple larvae for streamlined imaging, and reusability of the device.

This manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which is a compartmentalized device designed to orient and restrain zebrafish larvae. The design permits tail transection and long-term collection of high-resolution fluorescent microscopy images of wound healing and regeneration.

Zebrafish 애벌레의 향상 된 실험적인 조작에 대 한 장기 라이브 이미징 장치

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

꼬마 선 충 에 경도 이미징을 위한 미세 플랫폼

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its completely mapped nervous system and transparent anatomy, presents an ideal model for understanding real-time neural dynamics using calcium indicators. In combination with microfluidic technologies and experimental designs, calcium-imaging studies using these indicators are performed in both free-moving and trapped animals. However, most previous studies utilizing trapping devices, such as the olfactory chip described in Chronis et al., have devices designed for use in the more common hermaphrodite, as the less common male is both morphologically and structurally dissimilar. An adapted olfactory chip was designed and fabricated for increased efficiency in male neuronal imaging with using young adult animals. A turn was incorporated into the worm loading port to rotate the animals and to allow for the separation of the individual neurons within a bilateral pair in 2D imaging. Worms are exposed to a controlled flow of odorant within the microfluidic device, as described in previous hermaphrodite studies. Calcium transients are then analyzed using the open-source software ImageJ. The procedure described herein should allow for an increased amount of male-based C. elegans calcium imaging studies, deepening our understanding of the mechanisms of sex-specific neuronal signaling.

Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons

The use of an adapted &#34;olfactory chip&#34; for the efficient calcium imaging of C. elegans males is described here. Studies of male exposure to glycerol and a pheromone are also shown.

남성 선 충 C. 머리 신경에 있는 페로몬에 대 한 응답에서 신경 활동의 이미징에 대 한 적응된 미세 후 각 칩을 사용 하 여

The use of calcium indicators has greatly enhanced our understanding of neural dynamics and regulation. The nematode Caenorhabditis elegans, with its ...

신경과학

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the influence of mechanical stress on cellular function is still poorly understood. In part, this knowledge gap exists because few tools enable simultaneous deformation of tissue and cells, imaging of cellular activity in live animals, and efficient restriction of motility in otherwise highly mobile model organisms, such as the nematode Caenorhabditis elegans. The small size of C. elegans makes them an excellent match to microfluidics-based research devices, and solutions for immobilization have been presented using microfluidic devices. Although these devices allow for high-resolution imaging, the animal is fully encased in polydimethylsiloxane (PDMS) and glass, limiting physical access for delivery of mechanical force or electrophysiological recordings. Recently, we created a device that integrates pneumatic actuators with a trapping design that is compatible with high-resolution fluorescence microscopy. The actuation channel is separated from the worm-trapping channel by a thin PDMS diaphragm. This diaphragm is deflected into the side of a worm by applying pressure from an external source. The device can target individual mechanosensitive neurons. The activation of these neurons is imaged at high-resolution with genetically-encoded calcium indicators. This article presents the general method using C. elegans strains expressing calcium-sensitive activity indicator (GCaMP6s) in their touch receptor neurons (TRNs). The method, however, is not limited to TRNs nor to calcium sensors as a probe, but can be expanded to other mechanically-sensitive cells or sensors.

Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. elegans

New tools for mechanobiology research are needed to understand how mechanical stress activates biochemical pathways and elicits biological responses. Here, we showcase a new method for selective mechanical stimulation of immobilized animals with a microfluidic trap allowing high-resolution imaging of cellular responses.

기계적 자극 및 높은 해상도 C. 선 충 의 이미징에 대 한 마이크로 장치를 사용 하 여

One central goal of mechanobiology is to understand the reciprocal effect of mechanical stress on proteins and cells. Despite its importance, the ...

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding these biological processes often requires long-term and repeated imaging of the same animal. Long recovery times associated with conventional immobilization methods done on agar pads have detrimental effects on animal health making it inappropriate to repeatedly image the same animal over long periods of time. This paper describes a microfluidic chip design, fabrication method, on-chip C. elegans culturing protocol, and three examples of long-term imaging to study developmental processes in individual animals. The chip, fabricated with polydimethylsiloxane and bonded on a cover glass, immobilizes animals on a glass substrate using an elastomeric membrane that is deflected using nitrogen gas. Complete immobilization of C. elegans enables robust time-lapse imaging of cellular and sub-cellular events in an anesthetic-free manner. A channel geometry with a large cross-section allows the animal to move freely within two partially sealed isolation membranes permitting growth in the channel with a continuous food supply. Using this simple chip, imaging of developmental phenomena such as neuronal process growth, vulval development, and dendritic arborization in the PVD sensory neurons, as the animal grows inside the channel, can be performed. The long-term growth and imaging chip operates with a single pressure line, no external valves, inexpensive fluidic consumables, and utilizes standard worm handling protocols that can easily be adapted by other laboratories using C. elegans.

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

The protocol describes a simple microfluidic chip design and microfabrication methodology used to grow C. elegans in presence of a continuous food supply for up to 36 h. The growth and imaging device also enables intermittent long-term high-resolution imaging of cellular and sub-cellular processes during development for several days.

Caenorhabditis elegans의 장기 성장 및 이미징을위한 간단한 미세 유체 칩

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding ...

Low-cost Polyethylene Terephthalate Lamination Microfluidics Designs for Multiplexed Zebrafish Imaging

Zebrafish embryos are transparent and thus uniquely suited for noninvasive intravital imaging of fundamental processes, such as wound healing and immune cell migration. Microfluidic devices are used for entrapment to support long-term imaging of multicellular organisms, including zebrafish. However, the fabrication of these devices using soft lithography requires specialized facilities and competency in 3D printing, which may not be accessible to every lab. Our adaptation of a previously developed low-cost polyethylene terephthalate lamination method for constructing microfluidic devices increases accessibility by enabling design fabrication and iteration for a fraction of the technical investment of conventional techniques. We use a device made with this method, the Rotational Assistant for Danio Imaging of Subsequent Healing (RADISH), to accommodate drug treatment, manual wounding, and long-term imaging of up to four embryos in the same field of view. With this new design, we successfully capture gross morphological characteristics of the calcium&#160;signal around laser ablation and manual transection wounds for multiple embryos in the 2 h immediately following injury, as well as neutrophil recruitment to the wound edge for 24 h.

An innovative method for fabricating microfluidic devices using polyethylene terephthalate (PET) lamination significantly reduces the cost and complexity of entrapping and imaging multiple live zebrafish embryos.

Zebrafish embryos are transparent and thus uniquely suited for noninvasive intravital imaging of fundamental processes, such as wound healing and immune ...

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치

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