氏は、デンマークの癌学会 (R146-A9394-16-S2) から奨学金によって賄われていた。MFB と MKT AUFF ノヴァ (AUFF-E-2015-FLS-9-8) によって資金を供給されました。氏と MFB 共同大学院, 健康, AU によって資金を供給されました。E.F.W. 研究所は、経済 (SAF2015 70857、共同 ERDF EU によって資金を供給) と、ERC の助成 (741888 - CSI 楽しい) を高度なスペイン語省からの補助金によってサポートされます。
リリアナ ファハルド メラー (遺伝子、開発と病気に感謝したいです。国立がん研究センター) 原稿の重要な読書のため。

このプロトコルには、実験用マウスで手術が含まれます。すべての動物実験は、個別に審査し、機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) 承認する必要があります。アプローチは、動物の回復と生存率に基づいている、すべての時に適切な麻酔、疼痛管理、無菌の手術環境を確認します。手術中や麻酔から回復まで低体温症を防ぐために加熱パッドを使用します。
1. 開始の考慮事項
<ol><li>使用されるウイルス、に応じて異なる価要件が適用されます。ウイルスを適宜希釈します。 注: この例で PBS で希釈したアデノ随伴ウイルスは 1 x 1012 IU/mL の抗体価で注入されます。ウイルスは、血清型 9 でガイド RNA Ptenと Cre タンパク質ユビキチン プロモーター (図 1) の下での表現が含まれています。Ptenの損失は pAKT13前立腺腺上皮細胞の増殖を増加しました。</li>
	<li>十分な前立腺開発を確保するため、手術の時に 8 週の年齢で雄マウスを使用します。 注: マウスの実験で示されている、Rosa26-LSL-Cas9-EGFP ノッキン マウス c57bl/6 j バック グラウンド12 (図 1)。</li>
	<li>新鮮な全身麻酔のミックスを準備し、可能であれば無菌に保つため。 注: より良い動物回復手術後、麻酔解毒剤は強くお勧めします。<ol>
<li>麻酔 5 mL の容量をミックスを準備するには、0.25 mL ブトルファノール (10 mg/mL)、0.4 mL (5 mg/mL)、ミダゾラム 0.15 mL 塩酸メデトミジン (1 mg/mL) 4.2 ml 滅菌生理食塩水水。 注: 制度上のアニマル ・ ケアのガイドラインに従って吸入イソフルランなどの代替の麻酔方法を使用できます。</li>
		<li>塩酸メデトミジン術後の効果を反転、4.9 ml 滅菌生理食塩水水 0.1 mL アチパメゾール (5 mg/mL) をミックスします。</li>
	</ol>
</li>
	<li>適切な消毒と滅菌によって無菌手術環境を準備します。使用する前に手術器具をオートクレーブ。</li>
</ol>2. マウスの前立腺へのウイルス配信
<ol><li>1 mL の滅菌シリンジと針 27 x ½"腹腔内投与による動物を麻酔します。0.01 mL/g 体重の麻酔用量を使用します。プロシージャは 30 分以上続く、麻酔を注射することによって維持投与量の 1/3 開始の 30 分毎。</li>
	<li>麻酔の深さを確認するには、筋肉の弛緩、ペダルの撤退・眼瞼反射を評価します。反射の損失が観察されるとき、動物の下腹部を剃る。</li>
	<li>動物の目にかぶせて獣医眼科用軟膏角膜反射の欠如による失明を防ぐために滅菌綿棒を使用して慎重に。</li>
	<li>外科領域を消毒する 70% エタノール、10% ポビドン ヨードと坊主の腹部を拭きます。外周方向へ外科領域の中心から外科領域をスクラブします。</li>
	<li>滅菌手術用ハサミを使用した約 1 cm の低腹部正中線で縦皮膚切開を行います。</li>
	<li>下に敷設している臓器の損傷を防ぐために細かい点の鉗子を用いた腹膜を持ち上げます。慎重に腹膜を介して手術用のはさみを使用して < 8 mm の切開を行います。 注: 齧歯動物の前立腺の人間とは対照的は 4 つの別々 の葉を装備されています。前葉は、精嚢に添付されます。</li>
	<li>そっと精液小胞を明らかに脇の脂肪を移動します。リング鉗子を使用して慎重に持ち上げ精液小胞, 前立腺ができるまで識別される (図 1)。</li>
	<li>30 x 8 mm 針で 0.5 mL インスリン注射器を使用して、前立腺上皮で 30 μ L のウイルス (3 x 1010ウイルス粒子) ソリューションの総容積を注入します。漏れを最小限にし、小さな気泡を形成する組織内で流体を吸収します。腹腔内に戻って、精嚢を配置します。</li>
	<li>13 mm、3/8 円、テーパー ポイント針と 6-0 吸収性縫合糸を用いた 2-3 簡単な中断されたステッチで腹膜を縫合します。</li>
	<li>3 滅菌 4.8 x 6.5 mm クリップ腹膜を損傷しないようにピンセットで皮膚を持ち上げると皮膚を定番します。</li>
	<li>良い回復のため滅菌 1 mL 注射器と針 27 x ½"を使用して腹腔内投与によって 0.01 mL/g 体重の投与量で麻酔解毒剤を適用します。慎重にその檻の中で裏では動物を配置します。</li>
</ol>3. 手術後の手順
<ol><li>手術 1 時間加熱パッドが完全に回復するまでは低体温を防ぐために、手順の後のマウスにケージを維持します。解毒剤を適用した場合、動物は、注入後数分に目がさめているはずです。</li>
	<li>適切な創傷治癒や痛みの徴候のために毎日動物を監視します。必要に応じて、制度上のアニマル ・ ケアのガイドラインに従って追加の鎮痛剤を管理します。</li>
	<li>傷口が閉じられると、4-5 日後皮膚クリップを削除します。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Ferlay, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+incidence+and+mortality+worldwide:+sources,+methods+and+major+patterns+in+GLOBOCAN+2012.">Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012.</a> Int J Cancer. 136, E359-E386 (2015).</li><li>Gerlinger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratumor+heterogeneity+and+branched+evolution+revealed+by+multiregion+sequencing.">Intratumor heterogeneity and branched evolution revealed by multiregion sequencing.</a> N Engl J Med. 366, 883-892 (2012).</li><li>Robinson, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrative+Clinical+Genomics+of+Advanced+Prostate+Cancer.">Integrative Clinical Genomics of Advanced Prostate Cancer.</a> Cell. 162, 454 (2015).</li><li>Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R., Elder, G. 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C., Wang, X. D., Gao, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+of+generating+prostate-specific+Cre-LoxP+gene+switching+via+intraductal+delivery+of+adenovirus.">Novel method of generating prostate-specific Cre-LoxP gene switching via intraductal delivery of adenovirus.</a> Prostate. 65, 1-9 (2005).</li><li>Thomsen, M. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+knockin+mice+for+genome+editing+and+cancer+modeling.">CRISPR-Cas9 knockin mice for genome editing and cancer modeling.</a> Cell. 159, 440-455 (2014).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostate-specific+deletion+of+the+murine+Pten+tumor+suppressor+gene+leads+to+metastatic+prostate+cancer.">Prostate-specific deletion of the murine Pten tumor suppressor gene leads to metastatic prostate cancer.</a> Cancer Cell. 4, 209-221 (2003).</li><li>Liu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Copy+number+analysis+indicates+monoclonal+origin+of+lethal+metastatic+prostate+cancer.">Copy number analysis indicates monoclonal origin of lethal metastatic prostate cancer.</a> Nat Med. 15, 559-565 (2009).</li><li>Haffner, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+clonal+origin+of+lethal+prostate+cancer.">Tracking the clonal origin of lethal prostate cancer.</a> J Clin Invest. 123, 4918-4922 (2013).</li><li>Daya, S., Berns, K. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+using+adeno-associated+virus+vectors.">Gene therapy using adeno-associated virus vectors.</a> Clin Microbiol Rev. 21, 583-593 (2008).</li><li>Price, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+Aspects+of+Development+and+Structure+in+the+Prostate.">Comparative Aspects of Development and Structure in the Prostate.</a> Natl Cancer Inst Monogr. 12, 1-27 (1963).</li><li>McNeal, J. 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このプロトコルでは前立腺癌 (図 2) のための強力な新しいマウス モデルを作成するウイルス注入によるマウス前立腺の前葉に遺伝子発現を変更する方法を説明します。アデノ ウイルスの成功の管理最初、2005年8: leow/らによって記述されていた。我々 は以前に Cre リコンビナーゼ蛋白質のアデノ ウイルス コーディングによって組織固有の削除<su...

最後の 10 年間で、前立腺癌の発見・治療が大幅に向上します。それでも、平均寿命以下、前立腺癌の発生が増えています。症例、推定 110 万新しい世界、男性1の癌関連死の最も一般的な原因の中でです。前立腺癌は、その開発に遅いですが、予後は限られた治療の選択肢のため貧乏癌は、高度な転移状態に進んでいると。これまでに少数の遺伝子だけは、このがんの一般的なドライバーとして識別されているし、不均質性と multifocality バイオ マーカーと対象疾患ドライバー2,3の検出を阻害します。
生成 GEMMs の古典的な手法にはしばしば複雑さ、タイムリーな費用、コスト、障害します。条件付きノックアウト モデルは、胚性致死4生殖細胞で不活性化するときに発生する前立腺がんの候補者の遺伝子の研究に広く使用されています。最も一般的なモデルは、変更された Probasin5のいずれかによって駆動される前立腺特異 Cre リコンビナーゼまたは追加の交配によって、ジェム、統合されて PSA6プロモーターを含みます。これらのモデルでは興味の遺伝子は動物の尿路機能7を損なう可能性があります全体の臓器で増殖を生成する前立腺の上皮細胞の大半で対象となります。
マウス前立腺の前葉注入による Cre タンパク質のウイルスの伝達は、のみいくつかのセル8をターゲットにこの問題を解決できます。研究所の技術的な前提条件、専門知識、および目標を考慮に入れるの可能なバリエーションの広い範囲からメソッドの利点。アデノ ウイルスJunBとPten9やレンチ ウイルスPtenおよびTrp5310のターゲットをターゲットを活用した成功のアプローチは、他の中で示されています。ウイルスの構造または、ジェムなど、ルシフェラーゼの遺伝子を追加することが生物発光イメージング11を介して病気の進行の非侵襲的モニタリングとさらに有効にします。
ゲノム編集 CRISPR/Cas9 技術に基づく体ノックアウト12の急速な生成によってがんを研究する新たな機会を明らかにします。マウス前立腺の前葉にシングル ガイド Rna (sgRNAs) のウイルスの伝達は、前立腺癌のより関連する生理学的モデルを確立します。これにより、選択した突然変異を運ぶ単一のセルは膨張・侵略のことができるクローンを形成できます。さらに、複数のターゲット遺伝子の Rna ガイドの使用異なった遺伝子の変化と細胞クローンが生成されます。これは、癌の進行は、各遺伝子の改変や優性メカニズムの重要性を明らかにすることができますに腫瘍の不均一性と自然淘汰の圧力が許可されます。
遺伝子発現の変化のマウスの前立腺にウイルス粒子を配布する方法をご紹介します。小さな腹部切開によるマウスの前立腺前葉は公開され、葉にウイルス粒子を注入します。前立腺がんは 8 週間後から分析できるし、5 日間手術後、外科用クリップを皮膚から削除できます。全体的にみて、これはマウスにほとんど影響を持ってより大きい腫瘍マウスを損なうことがなく開発することができます迅速かつコスト効率の高いプロシージャです。

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>B6J.129(B6N)-Gt(ROSA)26Sor&lt;sup&gt;tm1(CAG-cas9*,-EGFP)Fezh&lt;/sup&gt;/J mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>26175</td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml U-100 insulin syringe</td><td>BD</td><td>324825</td><td>for virus injection</td></tr><tr><td>1 ml syringe</td><td>BD</td><td>300013</td><td>for anesthesia injection</td></tr><tr><td>30 G 1/2&#039;&#039; needle</td><td>BD</td><td>304000</td><td>for anesthesia injection</td></tr><tr><td>6-0 Polysorb Suture</td><td>Medtronic</td><td>GL889</td><td>to close the peritoneum</td></tr><tr><td>Disposable sterilized surgery drape</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine Prep Pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-669-70</td><td></td></tr><tr><td>Trimming machine</td><td>Aesculap</td><td>GT415</td><td>to shave the abdomen</td></tr><tr><td>Dumont Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Micro Needle Holder</td><td>F.S.T</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors</td><td>F.S.T</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Narrow Pattern Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Ring Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11106-09</td><td></td></tr><tr><td>Wound Clip System Handle incl. Clips</td><td>F.S.T</td><td>12030-01</td><td>to close the skin</td></tr><tr><td>Wound Clip System Remover</td><td>F.S.T</td><td>12030-04</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td></td><td>different models have been used</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Antisedan</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Butorphanol</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Medetomidinhydrochlorid</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>100% Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-032-103</td><td></td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Takeda</td><td>7242</td><td></td></tr><tr><td>Virus (AAV, AV)</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td>virus used in this protocol is an in-house production</td></tr><tr><td>pAKT antibody</td><td>CST</td><td>4060</td><td>used 1:200 dillution</td></tr><tr><td>GFP anitbody</td><td>CST</td><td>2956</td><td>used 1:100 dillution</td></tr></tbody></table>

virus delivery of crispr guides to the murine prostate for gene alteration

前立腺がんの増加率と腫瘍の新しいドライバーまたは変調器の識別は重要です。前立腺癌の遺伝子組み換えマウス モデル (ジェム) は、腫瘍の不均一性とその複雑な進化ダイナミクスによって妨げています。従来の前立腺癌マウス モデルは、他の中で、生殖、条件付きノックアウト、トランスジェニック発現遺伝子、および異種移植モデル。これらのモデルのde novoの突然変異の生成は、複雑な時間のかかる、高価です。さらに、ひと前立腺癌細胞の小さなサブセットだけで孤立したイベントとして進化を知られているに対し、従来のモデルのほとんどは前立腺の上皮の大半を目標します。貴重なモデルでは、前立腺癌の開始だけでなく、高度な病気への進行をシミュレートする必要があります。
ここでウイルス粒子によって伝達細胞によって前立腺上皮で少数の細胞をターゲットにする方法をについて説明します。マウスの前立腺への組み換えウイルスの配信は、前立腺の上皮細胞での遺伝子発現の変化をことができます。ウイルスの型と量癌の開始の少数の細胞と遺伝子治療のため多くの細胞の伝達によって遺伝子の変化のための標的細胞の数を定義いたします。前葉、尿トラックから遠位部の手術に基づく注射を通してこのモデルで腫瘍を動物の尿の機能を損なうことがなく展開できます。また、前立腺上皮細胞のサブセットのみをターゲットに技術は腫瘍の栄養系拡張を有効、したがって基底膜を侵略と同様、人間の腫瘍の発生、進行を模倣します。
この手法は、生理学的な関連性の向上と強力な前立腺癌モデルを提供します。動物の苦しみは限られていると、追加の繁殖が不要なため、全体的に個体数が減少します。同時に新しい候補者の遺伝子の経路解析は加速され、効率的なより多くの費用があります。

マウスの前立腺へのウイルスの配信を評価するために、手術後 3ヶ月を行なった。Rosa26-LSL-Cas9-EGFP マウス12は、ウイルスによって表現される Cre 蛋白質にさらされている細胞での GFP を表現します。前立腺のサンプルを GFP 信号 (図 2 a) の領域を識別する蛍光顕微鏡で調べた。Gfp は、前立腺の上皮がかどうか遺伝子編集が誘導され...

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Virus Delivery of CRISPR Guides to the Murine Prostate for Gene Alteration

このプロトコルでは、マウスの前立腺へのウイルスの配信の新しく設立されたメソッドについて説明します。CRISPR/Cas9 の技術、遺伝子の過剰発現、Cre リコンビナーゼ配信のいずれかを使用して、技術は同所性同種遺伝子発現の変化をことができ、前立腺癌新規マウスモデルを実装します。

ウイルスの遺伝子改変マウスの前立腺に CRISPR ガイドの配信

With an increasing incidence of prostate cancer, identification of new tumor drivers or modulators is crucial. Genetically engineered mouse models (GEMM) ...

virus-delivery-crispr-guides-to-murine-prostate-for-gene

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Cancer Research

8.6K ビュー.  Aarhus University. このプロトコルでは、マウスの前立腺へのウイルスの配信の新しく設立されたメソッドについて説明します。CRISPR/Cas9 の技術、遺伝子の過剰発現、Cre リコンビナーゼ配信のいずれかを使用して、技術は同所性同種遺伝子発現の変化をことができ、前立腺癌新規マウスモデルを実装します。

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Highly Efficient Gene Disruption of Murine and Human Hematopoietic Progenitor Cells by CRISPR/Cas9

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. Complete gene ablation in HSCs required the generation of knockout mice from which HSCs could be isolated, and gene ablation in primary human HSCs was not possible. Viral transduction could be used for knock-down approaches, but these suffered from variable efficacy. In general, genetic manipulation of human and mouse hematopoietic cells was hampered by low efficiencies and extensive time and cost commitments. Recently, CRISPR/Cas9 has dramatically expanded the ability to engineer the DNA of mammalian cells. However, the application of CRISPR/Cas9 to hematopoietic cells has been challenging, mainly due to their low transfection efficiencies, the toxicity of plasmid-based approaches and the slow turnaround time of virus-based protocols.
A rapid method to perform CRISPR/Cas9-mediated gene editing in murine and human hematopoietic stem and progenitor cells with knockout efficiencies of up to 90% is provided in this article. This approach utilizes a ribonucleoprotein (RNP) delivery strategy with a streamlined three-day workflow. The use of Cas9-sgRNA RNP allows for a hit-and-run approach, introducing no exogenous DNA sequences in the genome of edited cells and reducing off-target effects. The RNP-based method is fast and straightforward: it does not require cloning of sgRNAs, virus preparation or specific sgRNA chemical modification. With this protocol, scientists should be able to successfully generate knockouts of a gene of interest in primary hematopoietic cells within a week, including downtimes for oligonucleotide synthesis. This approach will allow a much broader group of users to adapt this protocol for their needs.

A protocol for fast CRISPR/Cas9-mediated gene disruption in mouse and human primary hematopoietic cells is described in this article. Cas9-sgRNA ribonucleoproteins are introduced via electroporation with sgRNAs generated through in vitro transcription and commercial Cas9. High editing efficiencies are achieved with limited time and financial cost.

CRISPR/Cas9 によるマウスおよび人間の造血前駆細胞の高効率遺伝子破壊

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. ...

遺伝学

Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear injection of DNA expression constructs into fertilized oocytes remains the most commonly used technique to generate transgenic mice for overexpression. With the introduction of CRISPR technology for gene targeting, pronuclear injection into fertilized oocytes has been extended to the generation of both knockout and knockin mice. This work describes the preparation of DNA for injection and the generation of CRISPR guides for gene targeting, with a particular emphasis on quality control. The genotyping procedures required for the identification of potential founders are critical. Innovative genotyping strategies that take advantage of the "multiplexing" capabilities of CRISPR are presented herein. Surgical procedures are also outlined. Together, the steps of the protocol will allow for the generation of genetically modified mice and for the subsequent establishment of mouse colonies for a plethora of research fields, including immunology, neuroscience, cancer, physiology, development, and others.

The microinjection of mouse oocytes is commonly used for both classic transgenesis (i.e., the random integration of transgenes) and CRISPR-mediated gene targeting. This protocol reviews the latest developments in microinjection, with a particular emphasis on quality control and genotyping strategies.

卵母細胞のマイクロインジェクションによる遺伝子改変マウスの作製

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear ...

発生生物学

In Vivo CRISPR/Cas9 Screening to Simultaneously Evaluate Gene Function in Mouse Skin and Oral Cavity

Genetically modified mouse models (GEMM) have been instrumental in assessing gene function, modeling human diseases, and serving as preclinical model to assess therapeutic avenues. However, their time-, labor- and cost-intensive nature limits their utility for systematic analysis of gene function. Recent advances in genome-editing technologies overcome those limitations and allow for the rapid generation of specific gene perturbations directly within specific mouse organs in a multiplexed and rapid manner. Here, we describe a CRISPR/Cas9-based method (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) to generate thousands of gene knock-out clones within the epithelium of the skin and oral cavity of mice, and provide a protocol detailing the steps necessary to perform a direct&#160;in vivo&#160;CRISPR&#160;screen for tumor suppressor genes. This approach can be applied to other organs or other CRISPR/Cas9 technologies such as CRISPR-activation or CRISPR-inactivation to study the biological function of genes during tissue homeostasis or in various disease settings.

Here we describe a rapid and direct in vivo CRISPR/Cas9 screening methodology using ultrasound-guided in utero embryonic lentiviral injections to simultaneously assess functions of several genes in the skin and oral cavity of immunocompetent mice.

In Vivo CRISPR/Cas9スクリーニングによるマウス皮膚と口腔の遺伝子機能の同時評価

Genetically modified mouse models (GEMM) have been instrumental in assessing gene function, modeling human diseases, and serving as preclinical model to ...

Efficient Genome Editing of Mice by CRISPR Electroporation of Zygotes

With exceptional efficiency, accuracy, and ease, the CRISPR/Cas9 system has significantly improved genome editing in cell culture and lab animal experiments. When generating animal models, the electroporation of zygotes offers higher efficiency, simplicity, cost, and throughput as an alternative to the gold standard method of microinjection. Electroporation is also gentler, with higher viability, and reliably delivers Cas9/single-guide RNA (sgRNA) ribonucleoproteins (RNPs) into the zygotes of common laboratory mouse strains (e.g., C57BL/6J and C57BL/6N) that approaches 100% delivery efficiency. This technique enables insertion/deletion (indels) mutations, point mutations, the deletion of whole genes or exons, and small insertions in the range of 100-200 bp to insert LoxP or short tags like FLAG, HA, or V5. While constantly being improved, here we present the current state of CRISPR-EZ in a protocol that includes sgRNA production through in vitro transcription, embryo processing, RNP assembly, electroporation, and the genotyping of preimplantation embryos. A graduate-level researcher with minimal experience manipulating embryos can obtain genetically edited embryos in less than 1 week using this protocol. Here, we offer a straightforward, low-cost, efficient, high-capacity method that could be used with mouse embryos.

Here, we describe a simple technique intended for the efficient generation of genetically modified mice called CRISPR RNP Electroporation of Zygotes (CRISPR-EZ). This method delivers editing reagents by electroporation into embryos at an efficiency approaching 100%. This protocol is effective for point mutations, small genomic insertions, and deletions in mammalian embryos.

接合子のCRISPRエレクトロポレーションによるマウスの効率的なゲノム編集

With exceptional efficiency, accuracy, and ease, the CRISPR/Cas9 system has significantly improved genome editing in cell culture and lab animal ...

Designing, Packaging, and Delivery of High Titer CRISPR Retro and Lentiviruses via Stereotaxic Injection

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique has been widely used to encode fluorescent proteins, opto- or chemo-genetic controllers of cell activity, or heterologous expression of human genes in model organisms. These viruses have also successfully been used to deliver recombinases to relevant target sites in transgenic animals, or even deliver small hairpin or micro RNAs in order to manipulate gene expression. While these techniques have been fruitful, they rely on transgenic animals (recombinases) or frequently lack high efficacy and specificity (shRNA/miRNA). In contrast, the CRISPR/Cas system uses an exogenous Cas nuclease which targets specific sites in an organism's genome via an exogenous guide RNA in order to induce double stranded breaks in DNA. These breaks are then repaired by non-homologous end joining (NHEJ), producing insertion and deletion (indel) mutations that can result in deleterious missense or nonsense mutations. This manuscript provides detailed methods for the design, production, injection, and validation of single lenti/retro virus particles that can stably transduce neurons to express a fluorescent reporter, Cas9, and sgRNAs to knockout genes in a model organism.

The CRISPR/Cas9 system offers the potential to make targeted genome editing accessible and affordable to the scientific community. This protocol is intended to demonstrate how to create viruses that will knockout a gene of interest using the CRISPR/Cas9 system, and then inject them stereotaxically into the adult mouse brain.

デザイン、パッケージング、および定位注射を介して高力価CRISPRレトロウイルスおよびレンチウイルスの配信

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique ...

神経科学

Adeno-Associated Virus-Mediated Delivery of CRISPR for Cardiac Gene Editing in Mice

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and living organisms from a wide variety of species. The CRISPR technology has also been explored as novel therapeutics for a number of human diseases. Proof-of-concept data are highly encouraging as exemplified by recent studies that demonstrate the feasibility and efficacy of gene editing-based therapeutic approach for Duchenne muscular dystrophy (DMD) using a murine model. In particular, intravenous and intraperitoneal injection of the recombinant adeno-associated virus (rAAV) serotype rh.74 (rAAVrh.74) has enabled efficient cardiac delivery of the Staphylococcus aureus CRISPR-associated protein 9 (SaCas9) and two guide RNAs (gRNA) to delete a genomic region with a mutant codon in exon 23 of mouse Dmd gene. This same approach can also be used to knock out the gene-of-interest and study their cardiac function in postnatal mice when the gRNA is designed to target the coding region of the gene. In this protocol, we show in detail how to engineer rAAVrh.74-CRISPR vector and how to achieve highly efficient cardiac delivery in neonatal mice.

Here we provide a detailed protocol to carry out in vivo cardiac gene editing in mice using recombinant Adeno-Associated Virus(rAAV)-mediated delivery of CRISPR. This protocol offers a promising therapeutic strategy to treat dystrophic cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy and can be used to generate cardiac-specific knockout in postnatal mice.

心臓の遺伝子がマウスでの編集の CRISPR アデノ随伴ウイルスを介した配信

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and ...

医学

<meta charset="utf8"></head><body>Th17分化における遺伝子編集のためのガイドRNAのレトロウイルス形質導入

Retroviral CRISPR/Cas9-Mediated Gene Targeting for the Study of Th17 Differentiation in Vitro

T helper cells that produce IL-17A, known as Th17 cells, play a critical role in immune defense and are implicated in autoimmune disorders. CD4 T cells can be stimulated with antigens and well-defined cytokine cocktails in vitro to mimic Th17 cell differentiation in vivo. Research has been conducted extensively on the Th17 differentiation regulation mechanisms using the in vitro Th17 polarization assay.
Conventional Th17 polarization methods typically involve obtaining na&#239;ve CD4 T cells from genetically modified mice to study the effects of specific genes on Th17 differentiation and function. These methods can be time-consuming and costly and may be influenced by cell-extrinsic factors from the knockout animals. Thus, a protocol using retroviral transduction of guide RNA to introduce gene knockout in CRISPR/Cas9 knockin primary mouse T cells serves as a very useful alternative approach. This paper presents a protocol to differentiate na&#239;ve primary T cells into Th17 cells following retroviral-mediated gene targeting, as well as the subsequent flow cytometry analysis methods for assaying infection and differentiation efficiency.

<meta charset="utf8"></head><body>in vitroでのTh17分化の研究のためのレトロウイルスCRISPR/Cas9媒介遺伝子ターゲティング

We present a protocol for retroviral transduction of guide RNA into primary T cells from Cas9 transgenic mice, providing an efficient alternative for gene editing in studying Th17 differentiation.

in vitroでのTh17分化の研究のためのレトロウイルスCRISPR/Cas9媒介遺伝子ターゲティング

T helper cells that produce IL-17A, known as Th17 cells, play a critical role in immune defense and are implicated in autoimmune disorders. CD4 T cells ...

免疫・感染学

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms of human diseases such as cancer. Transgenic and conditional knockout mice have been frequently used for gene overexpression or ablation in specific tissues or cell types in vivo. However, generating germline mouse models can be time-consuming and costly. Recent advancements in gene editing technologies and the feasibility of delivering DNA plasmids by viral infection have enabled rapid generation of non-germline autochthonous mouse cancer models for several organs. The bladder is an organ that has been difficult for viral vectors to access, due to the presence of a glycosaminoglycan layer covering the urothelium. Here, we describe a novel method developed in lab for efficient delivery of DNA plasmids into the mouse bladder urothelium in vivo. Through intravesical instillation of pCAG-GFP DNA plasmid and electroporation of surgically exposed bladder, we show that the DNA plasmid can be delivered specifically into the bladder urothelial cells for transient expression. Our method provides a fast and convenient way for overexpression and knockdown of genes in the mouse bladder, and can be applied to building GEMMs of bladder cancer and other urological diseases.

We describe a novel method for the delivery of DNA plasmid into the urothelial cells of mouse bladder in vivo through urethra catheterization and electroporation. It offers a fast and convenient way for generating autochthonous mouse models of bladder diseases.

電気穿孔法によるマウス膀胱尿路上皮にプラスミド DNA 配信法

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

ウイルスの遺伝子改変マウスの前立腺に CRISPR ガイドの配信

要約

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CRISPR/Cas9 によるマウスおよび人間の造血前駆細胞の高効率遺伝子破壊

卵母細胞のマイクロインジェクションによる遺伝子改変マウスの作製

In Vivo CRISPR/Cas9スクリーニングによるマウス皮膚と口腔の遺伝子機能の同時評価

接合子のCRISPRエレクトロポレーションによるマウスの効率的なゲノム編集

デザイン、パッケージング、および定位注射を介して高力価CRISPRレトロウイルスおよびレンチウイルスの配信

心臓の遺伝子がマウスでの編集の CRISPR アデノ随伴ウイルスを介した配信

in vitroでのTh17分化の研究のためのレトロウイルスCRISPR/Cas9媒介遺伝子ターゲティング

in vitroでのTh17分化の研究のためのレトロウイルスCRISPR/Cas9媒介遺伝子ターゲティング

in vitroでのTh17分化の研究のためのレトロウイルスCRISPR/Cas9媒介遺伝子ターゲティング

電気穿孔法によるマウス膀胱尿路上皮にプラスミド DNA 配信法