1. バイオアッセイ コンポーネント
<ol><li>
陸上競技場の建設
	<ol>
<li>2.54 cm の長さの材料を点滅使用金属のストリップします。15.24 cm (図 1) の直径を持つ半円に各ストリップを曲げます。</li>
		<li>それぞれ半円の両端を接続し、4 個からクローバーの形を形成します。ロック ナットと #10 機械のネジを一緒にそれらを保持するそれぞれの半円の両端に接続します。</li>
		<li>アリーナの下から 0.79 cm 各の半円の中心に穴を開けます。それぞれの半円の真ん中にドリル穴に 5 mm LED ホルダーに貼付します。</li>
		<li>反射を減らすことを目的とした金属点滅をカバーするアリーナ14全体にマット ブラック スプレー塗料をスプレーします。液体のテクスチャを使用して (e.g。、フルオン) スプレー式塗料を乗り越えて土俵から昆虫を防ぐために。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
空中アリーナ建設 注: 航空アリーナは、同様のサイズとディメンション地上アリーナ。ただし、ポリアクリル酸材料が使用された (図 2)。透明なプラスチックでは、すべての光を通すことができます。透明なプラスチックは、実験を妨害する反射を防ぎます。透明なプラスチックには、撮影するのに実験ができます。<ol>
<li>スレッドのメイン アリーナに台無しにするコレクション コンテナーを許可するそれぞれの半円の最も遠いポイント。クローバーの形は、昆虫に戻る途中に送信します。外部コーナーいいえ昆虫の会衆を奨励します。ただし、空中の昆虫のコレクション カップ隅々 内部と外部コーナーがあります。</li>
		<li>空中競技場の容器、スクリュー トップ ポリメチルペンテンのコンテナー (125 mL、64 mm 外径、高さ 74 mm) を使用し、底 (直径 15 mm) をドリルします。</li>
		<li>容器の底に、スレッド パイプ (直径 15 mm、長さ 60 mm) を貼ります。</li>
		<li>各コンテナーの蓋に 5 mm LED ホルダーを取り付けます。コレクション ケージの大形オリフィスにあるコレクションの各ケージ蓋をスレッドします。</li>
		<li>シートのコレクション檻の反対側に小さなオリフィスのアリーナからねじ込みパイプ。全体スレッド パイプ端アリーナの中の壁と同じ高さ、コレクション ケージにしっかり収まることを確認します。 注: ねじ込みパイプ作られたテフロン.テフロンは、そのコレクションのケージには、LED の色を点灯します。ねじ込みパイプは、各コレクションのケージの基地で灰色のプラスチック物質のためアリーナで昆虫に関して光る唯一の要素だった。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
電子機器の準備 メモ: そこは様々 な色 (波長) の Led の LED を構築するために使用される化学物質に依存している、ので、さまざまな色が可能 (表 1)。<ol>
<li>すべての実験の正と負のリードに標準の 5 mm の Led を使用します。Led 波長 ± 5 nm の範囲が狭いことができます。 またはその波長範囲 ± 50 nm の大きなことができます。</li>
		<li>ディスプレイを閲覧することができる最大の円錐形の角度として、視野角を定義します。これらは Led の穴を通じて知られています。穴 Led を基板、配線ハーネス スロットを介していずれかを必要とするまたはワイヤが正と負の端子にはんだ付け。表面の台紙 LEDs は適切な PCB 設計を必要とし、それらを組み込むにはんだ。</li>
		<li>LED 電源取入口 (LED 輝度) を制御する電子機器に可変抵抗を組み込む (図 3)。光分光計を使用して、強度 (W/m2) と各実験のための Led の波長 (nm) を確認します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. アリーナ準備
<ol><li>
前に、各複製の間、慎重に分解して悪臭や不要な誘引物質を除去する暖かい水で無臭、表面を傷つけない soap を使用してアリーナを掃除します。アリーナを傷つけないように低レベルの研磨にスポンジを使用します。
	<ol>
<li>徹底的にアリーナを乾燥、次の試験の準備で乾燥を終えるために取っておきます。これは、開発からウォーター スポットを防止します。傷やウォーター スポットは、競技場のそれらのポイントの屈折を引き起こします。歪みは、結果のエラーを作成します。</li>
		<li>アリーナを処理する必要があります、ときにアリーナの表面に人間臭いを導入することを避けるためにニトリル手袋を着用します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>以下の環境条件を記録: 湿度、温度、気圧、日付、開始/終了時間、外部光源、アリーナで LED ポジション。これらの値を記録し、実験から実験している傾向をモニターします。これにより、適切な制服実験複製、複製の前後に環境条件を記録します。</li>
	<li>
実験の種類 注: このセットアップはシングルと競争力のある光テストが可能です。<ol>
<li>単一光テスト、1 つ発光単一クローバーの葉のクローバーの葉の残りの部分が何もそれらからの発光を使用します。</li>
		<li>競争力のある実験のため競争に互いに異なる特性を持つすべての 4 cloverleafs から光を発する。 注: 他の実験は、昆虫状態の重要性を評価することが (供給、餓死、対象、嵌合、血液の供給など。) と生活史段階。行動記録/解析ソフトウェアは、記録し、挙動を定量化する使用できます。夜行性の実験のため赤外線カメラは、暗いアリーナと対照をなして記録 IR で白い光る昆虫を表示する使用できます。</li>
		<li>光干渉反対光源とすべての環境設定との間の潜在的な効果を制御するすべてのレプリケート後 LED の位置を回転させます。</li>
		<li>穴に行っていない人の昆虫のコレクションの数をカウントするための赤外 Led、赤外カメラとソフトウェア14を使用します。ビデオの録画は、訪問のカブトムシの数はそれぞれの LED に表示されます。昆虫が過去の LED エッジではなく LED に向かってアリーナの中央から移動しない限り、コレクションはカウントされません。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
アリーナのセットアップ
	<ol>
<li>台座の 4 つの同一の石工の jar ファイルを設定し、それらの上に黒のリネンの布を配置します。リネンの布は、アリーナの下部に反射してからライトを保つために黒です。</li>
		<li>この台座の上にアリーナのベース プレートを配置します。このベース板の上にアリーナの各部分を組み立てます。</li>
		<li>ベース プレートにリリース ポイントのまわりに集中的にクローバーのアリーナを配置します。これを中央に保つことにより、ない初期設定を与えて実験の中心から出現する昆虫。</li>
		<li>4 つのコレクション コンテナー LED ホルダーに発光ダイオード (Led) をインストールします。</li>
		<li>電気機器を設定し、ライトを制御します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 生物検定を開始
<ol><li>
アリーナ上のアリーナの明確なふたをベース プレートに平行に置きます。昆虫はベース プレートによって解放される場合、アリーナふた既に競技場のはずです。これは、昆虫が含まれますでき視覚的評価またはビデオ録画 (昆虫)。
	<ol>
<li>種 (空を飛ぶ昆虫) が必要な場合 (出現) 檻から抽出、アリーナの導入を許可するように昆虫を一時的に固定します。昆虫をノックダウンできますと一時的に炭酸ガスや低温 (<-20 ° C ユスリカ蚊-4.00 ° C まで)。</li>
		<li>アスピレーターを使用して、倒れた昆虫から目的のセックスと昆虫の数を抽出します。その後、ベース プレートをアリーナに昆虫を紹介します。昆虫抽出用パイプまたはその他の吸引ツールを使用します。あまりにも多くの処理または長い露出生存率が削減されます。</li>
		<li>バイオアッセイ録音/歓呼昆虫が光にのみ応答とエスケープ応答を出展しないを確認する前に評価を開始します。脱出の応答、提供する電子機器の電源を入れる前に昆虫に 1 h の馴化時間を避けるために。昆虫は、新しい環境になったとき、エスケープ応答時に特定波長の光に向けて方向づけます。</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 終了と生物検定の定量化
注: 各実験複製の期間、昆虫の行動に依存して、応答のタイミング、一般的に長い露光を使用より多くの応答がより有益であることに傾向があります。
<ol><li>レコードの環境条件。</li>
	<li>使用する場合は、赤外線カメラなどの録音を停止します。</li>
	<li>コレクション室を使用する場合: 各レプリケート後定量化のための昆虫を殺すために冷凍庫にクローバーのアリーナを配置。凍結環境がクラックするプラスチックを引き起こす可能性がありますので、長すぎるため冷凍庫でアリーナをまましないでください。</li>
	<li>コレクション ケージの中で昆虫のレスポンダーを数えるか、またはビデオの分析で昆虫の行動を定量化します。クローバーのアリーナに残った昆虫はない選択をしたに数えられていた。たとえば、ヌカカがない選択7と比較すると紫外線に最も引き付けられる判明しました。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Briscoe, A. D., Chittka, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+color+vision+in+insects.">The evolution of color vision in insects.</a> Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).</li><li>Srinivasan, M. V., Chahl, J. S., Nagle, M. G., Zhang, S. W., Srinivasan, M. V., Venkatesh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embodying+natural+vision+into+machines.">Embodying natural vision into machines.</a> From living eyes to seeing machines. , 249-265 (1997).</li><li>Srinivasan, M., Moore, R. J. D., Thurrowgood, S., Soccol, D., Bland, D., Barth, F. G., Humphrey, J. A. C., Srinivasan, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Biology+to+engineering:+insect+vision+and+applications+to+robotics.">From Biology to engineering: insect vision and applications to robotics.</a> Frontiers in sensing. , 19-39 (2012).</li><li>Allan, S. A., Day, J. F., Edman, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+ecology+of+biting+flies.">Visual ecology of biting flies.</a> Annu.Rev. Entomol. 32, 297-316 (1987).</li><li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+V.+The+role+of+visual+factors.">Studies of the responses of the female Aedes mosquito Part V. The role of visual factors.</a> Bull. Entomol. Res. 44, 567-574 (1953).</li><li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+VI.+The+attractiveness+of+coloured+cloths+and+Canadian+species.">Studies on the responses of the female Aedes mosquito Part VI. The attractiveness of coloured cloths and Canadian species.</a> Bull. Entomol. Res. 45, 67-78 (1954).</li><li>Snyder, D., Cernicchiaro, N., Cohnstaedt, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sugar-feeding+status+alters+biting+midge+photoattraction.">Sugar-feeding status alters biting midge photoattraction.</a> Med. Vet. Entomol. 30, 31-38 (2016).</li><li>Menzel, R., Shmida, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ecology+of+flower+colours+and+the+natural+colour+vision+of+insect+pollinators:+The+Israeli+flora+as+a+study+case.">The ecology of flower colours and the natural colour vision of insect pollinators: The Israeli flora as a study case.</a> Biological Reviews. 68, 81-120 (1993).</li><li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+selected+thysanoptera+to+colored+surfaces.">Responses of selected thysanoptera to colored surfaces.</a> Environ. Entomol. 3, 295-304 (1974).</li><li>Lelito, J. P., Fraser, I., Mastro, V. C., Tumlinson, J. H., Baker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+visual-cue-based+stickytraps+for+monitoring+of+emerald+ash+borers,+Agrilus+planipennis+(Col.,+Buprestidae).">Novel visual-cue-based stickytraps for monitoring of emerald ash borers, Agrilus planipennis (Col., Buprestidae).</a> J. Appl. Entomol. 132, 668-674 (2008).</li><li>Diclaro, J. W., Cohnstaedt, L. W., Pereira, R. M., Allan, S. A., Koehler, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+Physiological+Response+of+Musca+domestica+to+Colored+Visual+Targets.">Behavioral and Physiological Response of Musca domestica to Colored Visual Targets.</a> J. Med. Entomol. 49 (1), 94D100 (2012).</li><li>Steverding, D., Troscianko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+role+of+blue+shadows+in+the+visual+behaviour+of+tsetse+flies.">On the role of blue shadows in the visual behaviour of tsetse flies.</a> Proc. R. Soc. Lond. B. 271, 16-17 (2004).</li><li>Cohnstaedt, L. W., Gillen, J. I., Munstermann, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-emitting+diode+technology+improves+insect+trapping.">Light-emitting diode technology improves insect trapping.</a> J. Am. Mosq. Control Assoc. 24, 331-334 (2008).</li><li>Duehl, A. J., Cohnstaedt, L. W., Arbogast, R. T., Teal, P. E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+light+attraction+to+increase+trap+efficiency+for+Tribolium+castaneum+(Coleoptera:+Tenebrionidae).">Evaluating light attraction to increase trap efficiency for Tribolium castaneum (Coleoptera: Tenebrionidae).</a> J. Economic Entomol. 104, 1430-1435 (2011).</li><li>Schmid, R. B., Snyder, D., Cohnstaedt, L. W., McCornack, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hessian+Fly+(Diptera:+Cecidomyiidae)+Attraction+to+Different+Wavelengths+and+Intensities+of+Light-EmittingDiodes+in+the+Laboratory.">Hessian Fly (Diptera: Cecidomyiidae) Attraction to Different Wavelengths and Intensities of Light-EmittingDiodes in the Laboratory.</a> Environ. Entomol. 46 (4), 895-900 (2017).</li><li>Cohnstaedt, L. W., Snyder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+features+of+a+proposed+insecticidal+sugar+trap+for+biting+midges.">Design features of a proposed insecticidal sugar trap for biting midges.</a> Vet. Ital. 52 (3-4), 265-269 (2016).</li></ol>

写真魅力生物検定は、最適な魅力的なカラーを決定し、これらの色のフィールド試験のためオプションを最小限に抑えるために重要なツールです。ただし、特定昆虫などの生物検定を最適化するとき、いくつかの要因を考慮されなければならない: 単一光対。競争力のある光実験、明るさ、最適なスペクトル範囲、周囲光の干渉、昆虫、および可能な応答を制限することが自然な行動?...

ほぼすべての昆虫の監視は、嗅覚や視覚的誘引と多くの場合両方に依存します。揮発性嗅覚誘引可能性があります魅力的な広域の環境全体にわたって分散させます。しかし、ビジュアルの誘引は、無脊椎動物の複眼画像1,2,3を解決するためより限られた範囲をかもしれません。したがって、visual の誘引は、魅力とターゲット昆虫の自然な行動を活用するように設計の罠を最大限に関心の昆虫に最適化されなければなりません。
視覚的な魅力は太陽または吸収またはオブジェクトの表面で反射される光の他の情報源からの波長に基づいてください。生物は、この吸収波長/屈折を色として表示します。昆虫の視覚は、青、緑、および紫外線 (UV) の波長1を含むように発見されています。昆虫は仲間、食品、および避難所4の検索を支援するためのビジョンを使用します。昆虫は、オブジェクトのサイズ、色、形、動き、コントラスト5,6を視覚的に定義することができます。夜間アクティブな昆虫は、色とイメージ、日中光子可用性の向上のためのコントラストに加え、昼行性昆虫が解決できるに対し一般的に異なるコントラストの強度4光に惹かれます。モニタリング トラップは、魅力を最適化し、7をキャプチャする自分に有利に昆虫の視覚的な合図を使用します。
写真の魅力を評価する最も一般的な方法は、花8などの様々 な色の図形またはオブジェクト (付箋カード9,10) などに向けて昆虫の動きの観察でした。植民地化された昆虫を使用して視覚的生物検定は、実地試験の数が減るの波長や強度、最適の範囲を特定するのに役立ちます。「両面の光のトンネル」などビジュアル生物検定ハエ11のテスト用です。2 つの両面光トンネルの問題は収集されません昆虫考慮されません。ほとんどの昆虫は、内部のコーナーで、アリーナでのエッジに沿ってスタックを取得します。また 2 つの色を一度にテストできます。その他の試金は Steverding & Troscianko のメソッドを含める (2004)12, 明るい色の広いバンド (± 50 nm) へのツェツェ バエの魅力を縮小します。発光ダイオード (Led) は、放出光1,13,14の波長を最適化することにより昆虫の魅力を向上させるトラップに組み込まれています。これらのトラップの視覚的な魅力を最適化またはデバイスの監視が昆虫を魅惑するために昆虫の生得的な行動を使用して昆虫コレクションの効率を向上します。この方法では、生物検定結果を使用して既存のトラップ技術を最適化します。陸生節足動物罠」赤小麦粉カブトムシ監視 (米国特許番号 US8276314B2) の業界標準的なドーム型トラップを改善) と、「メソッドと組成の改良光トラップ」空中に発光ダイオードを組み込んだ昆虫トラップ (米国特許番号 US2009/0025275A1)。2 つの特許は、昆虫のトラップを大幅に改善する生物検定結果を使用して最適化された LED 技術を使用します。
本研究では、写真の魅力バイオアッセイ アリーナと研究者として競争力のあるまたは 1 つの魅力的な色の波長を絞り込む昆虫の反応を評価することができる方法について説明します。装置および実験的変更は、夜行性、昼行性、地上、空中の昆虫を掲載されています。

<table><tbody><tr><td>metal flashing material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>#10 stainless steel machine screw</td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>#10 stainless steel locking nut</td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>5 mm LED holder</td><td>Radio Shack Corp</td><td>276-080</td><td></td></tr><tr><td>matte black spray paint</td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>Fluon</td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>molded polyacrylic</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>screw top Nalgene</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Nunc polymethylpentene</td><td>125 mL, 64 mm outer diameter, 74 mm height</td></tr><tr><td>Threaded Teflon pipes</td><td></td><td>Stock</td><td>15 mm diameter, 60 mm length</td></tr><tr><td>StellarNet light spectrometer</td><td>Stellar Net, Inc</td><td>BLACK Comet C-SR-25</td><td></td></tr><tr><td>LED infrared light source</td><td>Tracksys LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>infrared video camera</td><td>Panasonic Corp</td><td>WV-BP330 Panasonic CCTV camera</td><td></td></tr><tr><td>MEDIACRUISE software</td><td>Canopus Corp</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

key elements of photo attraction bioassay for insect studies or monitoring programs

最適化された視覚的誘引は人口コントロールやモニタリング トラップに昆虫を誘導する手段としてターゲット昆虫の生得的な行動 (肯定的な写真-タクシー) を使用して昆虫捕集効率増えます。発光ダイオード (Led) は、特定の波長 (色)、強度、対象害虫がカスタマイズできます帯域幅とカスタマイズ可能な照明オプションを作成しています。写真魅力行動生物検定は、生活史の特定の段階や行動 (交配、供給、または避難所を求めて) 昆虫種の魅力的な色を最適化するために Led を使用できます。研究者分野で生物検定結果を確認し、visual 誘引物質の限られた魅力的な距離を理解します。
クローバー バイオアッセイ アリーナは、またエスケープなど自然な昆虫の行動の範囲を評価し、応答を供給しながらの写真の魅力を評価するために柔軟な方法です。アリーナは、地上または空中の昆虫実験として、昼行性と夜行性昆虫に使用できます。アリーナとデータ収集技術はビデオテープに録画、ライトが付いている接触をカウントまたは彼らはライトの方に引き付けられ、物理的に虫を集めます。選択肢もありませんし、アリーナを作る昆虫のアッセイ アカウントは、(非競合的) 色または複数の色を (競争) を指定できます。クローバーのデザインにより昆虫で彼らを見ることがアリーナのセンターに戻る強い接触すべてオプションで競争力のある LED テスト。ここで示したクローバー アリーナは、蚊、ベッドのバグ、Hessian フライ、イエバエ、ヌカカ、小麦粉赤カブトムシ、チャタテムシと使用されています。生物検定は、正確な開発に使用され、昆虫トラップの最適化、開発をガイドする効果的な昆虫トラップ病気ベクトル リスク アセスメント、外来種の導入のための害虫の人口変動を監視および/または使用するために使用人口抑制。

地上のアリーナは、害虫の赤い粉カブトムシ14のためのトラップを監視を改善するために使用されています、ヘシアンの空中アリーナ飛ぶ15とヌカカ7。クローバーのアリーナが類似した各昆虫の種のための条件が異なっていた、クロールしたり、飛ぶ夜行性や昼行性の昆虫の評価を収容します。さらに重要なこれ?...

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Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

写真魅力バイオアッセイ昆虫研究の監視プログラムの重要な要素

写真魅力バイオアッセイ アリーナを使用昆虫の魅力を最大化する最適な光色を決定しますしかし生物検定とメソッドが対象とする昆虫の行動と生息地特定にあります。カスタマイズ可能な機器変更の夜行性や昼行性と地上空中昆虫解説しています。

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

key-elements-photo-attraction-bioassay-for-insect-studies-or

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

7.6K ビュー.  Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture. 写真魅力バイオアッセイ アリーナを使用昆虫の魅力を最大化する最適な光色を決定しますしかし生物検定とメソッドが対象とする昆虫の行動と生息地特定にあります。カスタマイズ可能な機器変更の夜行性や昼行性と地上空中昆虫解説しています。

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A Wind Tunnel for Odor Mediated Insect Behavioural Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study insect chemical ecology. Insects can locate point sources in a three-dimensional environment through the sensory interaction and sophisticated behavior. The quantification of this behavior is a key element in the development of new tools for pest control and decision support. A wind tunnel with a suitable flight section with laminar air flow, visual cues for in-flight feedback and a variety of options for the application of odors can be used to measure complex behaviour which subsequently may allow the identification of attractive or repellent odors, insect flight characteristics, visual-odor interactions and interactions between attractants and odors lingering as background odors in the environment. A wind tunnel holds the advantage of studying the odor mediated behavioural repertoire of an insect in a laboratory setting. Behavioural measures in a controlled setting provide the link between the insect physiology and field application. A wind tunnel must be a flexible tool and should easily support the changes to setup and hardware to fit different research questions. The major disadvantage to the wind tunnel setup described here, is the clean odor background which necessitates special attention when developing a synthetic volatile blend for field application.

Here, we describe the construction and use of a wind tunnel for odor mediated behavioural assays with insects. The wind tunnel design facilitates the release of odor sources by several methods, with and without visual stimuli. Wind tunnel experiments are important methods to identify behaviorally active volatile chemicals.

においの風洞媒介昆虫行動アッセイ

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study ...

行動学

Low-Cost Automated Flight Intercept Trap for the Temporal Sub-Sampling of Flying Insects Attracted to Artificial Light at Night

Sampling methods are selected depending on the targeted species or the spatial and temporal requirements of the study. However, most methods for passive sampling of flying insects have a poor temporal resolution because it is time-consuming, costly and/or logistically difficult to perform. Effective sampling of flying insects attracted to artificial light at night (ALAN) requires sampling at user-defined time points (nighttime only) across well-replicated sites resulting in major time and labor-intensive survey effort or expensive automated technologies. Described here is a low-cost automated intercept trap that requires no specialist equipment or skills to construct and operate, making it a viable option for studies that require temporal sub-sampling across multiple sites. The trap can be used to address a wide range of other ecological questions that require a greater temporal and spatial scale than is feasible with previous trap technology.

To study the impacts of artificial light at night (ALAN) on nocturnal flying insects, sampling needs to be confined to nighttime. The protocol describes a low-cost automated flight intercept trap that allows researchers to sample at user-defined periods with increased replication.

夜間に人工光に引き寄せられた飛行昆虫の時間的サブサンプリングのための低コスト自動飛行傍受トラップ

Sampling methods are selected depending on the targeted species or the spatial and temporal requirements of the study. However, most methods for passive ...

環境学

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

匂い物質へ節足動物Responseの垂直T-迷路チョイスアッセイ

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

神経科学

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

モニタリングの殺虫剤抵抗性のためのバイオアッセイ

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

生物学

Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host plant.1,2 When a host plant is an important agronomic commodity feeding damage by insect pests can inflict serious economic losses to growers. Accordingly, kairomones can be used as attractants to lure or confuse these insects and, thus, offer an environmentally friendly alternative to pesticides for insect control.3 Unfortunately, plants can emit a vast number volatiles with varying compositions and ratios of emissions dependent upon the phenology of the commodity or the time of day. This makes identification of biologically active components or blends of volatile components an arduous process. To help identify the bioactive components of host plant volatile emissions we employ the laboratory-based screening bioassay electroantennography (EAG). EAG is an effective tool to evaluate and record electrophysiologically the olfactory responses of an insect via their antennal receptors. The EAG screening process can help reduce the number of volatiles tested to identify promising bioactive components. However, EAG bioassays only provide information about activation of receptors. It does not provide information about the type of insect behavior the compound elicits; which could be as an attractant, repellent or other type of behavioral response. Volatiles eliciting a significant response by EAG, relative to an appropriate positive control, are typically taken on to further testing of behavioral responses of the insect pest. The experimental design presented will detail the methodology employed to screen almond-based host plant volatiles4,5 by measurement of the electrophysiological antennal responses of an adult insect pest navel orangeworm (Amyelois transitella) to single components and simple blends of components via EAG bioassay. The method utilizes two excised antennae placed across a "fork" electrode holder. The protocol demonstrated here presents a rapid, high-throughput standardized method for screening volatiles. Each volatile is at a set, constant amount as to standardize the stimulus level and thus allow antennal responses to be indicative of the relative chemoreceptivity. The negative control helps eliminate the electrophysiological response to both residual solvent and mechanical force of the puff. The positive control (in this instance acetophenone) is a single compound that has elicited a consistent response from male and female navel orangeworm (NOW) moth. An additional semiochemical standard that provides consistent response and is used for bioassay studies with the male NOW moth is (Z,Z)-11,13-hexdecadienal, an aldehyde component from the female-produced sex pheromone.6-8

A method to rapidly screen host plant volatiles by measurement of the electrophysiological response of adult navel orangeworm (Amyelois transitella) antennae to single components and blends via electroantennographic analysis is demonstrated.

宿主植物の揮発性物質のスクリーニングツールとしてElectroantennographicバイオアッセイ

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host ...

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such as Zika, dengue and malaria. Assays for rapid, high-throughput analyses of unformulated novel chemistries against mosquito larvae and adults are presented. We describe protocols for single point-dose and dose response assays to evaluate the toxicity of small molecule chemistries to the Aedes aegypti vector of Zika, dengue and yellow fever,&#160;the malaria vector, Anopheles gambiae and the northern house mosquito, Culex quinquefasciatus, on contact and via ingestion. As an example, we evaluated the toxicity of amitriptyline, a small molecule antagonist of G protein-coupled receptors, via larval, adult topical and adult blood-feeding assay. The protocols provide a starting point to investigate insecticide potential. Results are discussed in the context of additional experiments to explore product applications and mechanisms for delivery.

Protocols are described for assessing the toxicity of chemistries to immature and adult mosquitoes for development as new classes of larvicides, adulticides and endectocides. The protocols enable high-throughput testing of multiple chemistries at single-point dose and subsequent evaluation via dose response assay to determine toxicity on contact or via ingestion.

蚊を殺虫化合物小説の毒性試験のプロトコル

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

ショウジョウバエの幼虫フォトタキスの分析のための光スポットベースアッセイ

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

蚊やショウジョウバエに対する殺虫剤毒性を定量するための局所適用バイオアッセイ

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

フィーディングアッセイによる Helicoverpa armigera に対する植物化学的影響の評価

Developing a Feeding Assay System for Evaluating the Insecticidal Effect of Phytochemicals on Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and agricultural productivity. In response, plants produce several phytochemicals that negatively impact the insect's growth and survival. This protocol demonstrates an obligate feeding assay method to evaluate the effect of a phytochemical (quercetin) on insect growth, development, and survival. Under controlled conditions, the neonates were maintained until the second instar on a pre-defined artificial diet. These second-instar larvae were allowed to feed on a control and quercetin-containing artificial diet for 10 days. The insects' body weight, developmental stage, frass weight, and mortality were recorded on alternate days. The change in body weight, the difference in feeding pattern, and developmental phenotypes were evaluated throughout the assay time. The described obligatory feeding assay simulates a natural mode of ingestion and can be scaled up to a large number of insects. It permits one to analyze phytochemicals' effect on the growth dynamics, developmental transition, and overall fitness of H. armigera. Furthermore, this setup can also be utilized to evaluate alterations in nutritional parameters and digestive physiology processes. This article provides a detailed methodology for feeding assay systems, which may have applications in toxicological studies, insecticidal molecule screening, and understanding chemical effects in plant-insect interactions.

著者スポットライト:害虫管理のための給餌アッセイの開発と課題 

This protocol describes the obligate feeding assay to evaluate the potentially toxic effect of a phytochemical on the lepidopteran insect larvae. This is a highly scalable insect bioassay, easy to optimize the sublethal and lethal dose, deterrent activity, and physiological effect. This could be used for screening eco-friendly insecticides.

Helicoverpa armigeraに対するファイトケミカルの殺虫効果を評価するための摂食アッセイシステムの開発

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and ...

写真魅力バイオアッセイ昆虫研究の監視プログラムの重要な要素

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Helicoverpa armigeraに対するファイトケミカルの殺虫効果を評価するための摂食アッセイシステムの開発

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