著者はそれらの従業員とこの挿管法を学びながら、彼らのフィードバック ウサギの処理と麻酔のトレーニング セッションに参加した研究者を認めることを希望します。

以下の挿管手順はメイヨー クリニック機関動物ケアおよび使用委員会によって承認されました。
 1。 準備 ( 図 1) <ol><li>5 フランス ポリプロピレン カテーテルを取得しので、合計の長さは 8-10 インチ非円形の端をカットします。終了するべきである旨を明示してチューブの切断端をマーク しない ( 図 1 の矢印) の気管に挿入する</li>。
	<li>喉頭鏡のサイズ 0 または 1 ミラー喉頭鏡ブレードを置き、光が機能していることを確認してください</li>。
	<li>1 mL のシリンジに 2% リドカインの 0.25 mL を描画します</li>。
	<li>無菌潤滑剤を適切なサイズのカフなし気管内チューブ (通常 2.5 〜 4.0 mm ID) の終わりに適用します</li>。
	<li>用品を備える (例えば、 臍帯テープ) を挿入それは一度場所に気管内チューブを固定します</li>。
	<li>は、成功した挿管 ( 図 1 #5) を確認するための手順の最後で空気の流れを検出するデバイスを取得します。これは省略可能です</li>。
</ol> 2。麻酔 35 mg/kg ケタミン 5 mg/kg とキシラジンの約 4 ヶ月前、3.0 3.5 kg、ニュージーランド ホワイトの後脚の大腿四頭筋に 25 g 針付き 3 mL シリンジを使用して筋肉などの <ol><li>管理注射麻酔ウサギ. 
	注意: この麻酔法は若い健康な特定病原体自由な研究ウサギで一般的に使用される注射の組み合わせが臨床症状および/または実験的な目的を基に、別のプロトコルはより適切な可能性があります</li>。
	<li>ウサギは麻酔後は角膜の組織を維持するために目に滅菌眼科用潤滑剤を適用します</li>。
</ol> 3。気管内挿管 気管内チューブを挿入するための適切な長さを決定するための <ol><li>測定、胸部に門歯から気管内チューブ入口。胸郭入口のレベルで管末の配置を保証管開口部が喉頭気管分岐部に脳が過去がある</li>。
	<li>Sternally 準備テーブル上の表 ( 図 2) の端にわずかに拡張その頭にウサギを配置します。ウサギが配置されると頭と背骨に一直線に並ぶ正方形</li>。
	<li>ウサギを引くガーゼ パッドを使って頭を持ち上げ、&#39; ウサギの舌の外側 &#39; s 右下前歯 (幅)、門歯から外傷を避けるため世話します</li>。
	<li>喉頭鏡を持ち、右手でブレードとウサギから入る、門歯の後ろに口にそれを置く &#39; 左 s.</li>
	<li>軟口蓋が表示されるまで尾側方向にブレードの先端で口の屋根に従います</li>。
	<li>、右手で先端喉頭の前方 (曲げ下喉頭鏡を保持手首) ウサギを拡張しながら &#39; s 頭と首を開いて気道を維持し、喉頭 ( 図 3 を表示する転送A). 基本的に鼻呼吸、喉頭蓋はしばしば、軟口蓋の上と、このメソッドを使用して圧縮、喉頭蓋を転置し、声門を公開する舌のベース。酸素飽和度の低下を防ぐため、挿管時開いて気道を維持するために説明されているように延長首を維持することが重要です</li>。
	<li>舌を解放し、ガイドのカテーテルの配置のための右の手を解放する左手に喉頭鏡ブレードを切り替える</li>。
	<li>過去の喉頭 ( 図 4 開口部を通してガイド カテーテルの丸みを帯びた先端を進める、喉頭鏡を保持と声門 ( 図 3 B) の表示を維持しながら).カテーテルが気管分岐部に自然停止に来る</li>。
	<li>ガイド カテーテルの保持を維持し、気管内チューブをつかみ、カテーテル、気管内チューブ コネクタでキャッチしてカテーテルに力を適用するない世話をスレッドします。声帯 ( 図 5) から抵抗があるまでチューブを進める</li>。
	<li>は、気管内チューブの開口部に 2% リドカインの 0.25 mL を植え付けます。リドカインはローカル麻酔声帯、喉頭 22 ( 図 6) を防止する気管内チューブが旅行されます</li>。
	<li>は、反映し優しく声帯 ( 図 7) を進める、気管内チューブのねじれで局所麻酔まで約 2 分を許可します。チューブが声帯を渡したら、喉頭鏡ブレードとカテーテル、チューブが外れないように世話を削除します</li>。
	空気の流れを観察することで気管内チューブの配置で <li>を確認。組織または毛皮のチューブの曇りやチューブの端にガラス/ミラーの曇りと気流のリッスンを探して、空気の流れを検出する管端の配置を含む、これを達成する複数の方法があります。エアフロー 23 または呼吸を検出するために設計されたデバイス可能性があります ( 図 8) 挿管が成功した (見なさい 材料表 オプション) であるかどうかを決定するために使用します。チューブとヘッドにまきついた臍帯テープなどの優先メソッドを使用して気管内チューブを固定します。肺の両側に換気を確保するために呼吸を与えながら麻酔回路と auscult の胸部の両側をアタッチします</li>。
</ol>

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ここでウサギの詳細な説明の任意の臨床設定で簡単に習得することができます挿管法を提供します。この手法は、以前に発行された直接可視化テクニック10,15,20,25 3.5 mm 成形カフなし気管内チューブの使用を含むいくつかの追加の改良と同様、5 フランス尿カテーテルの選択ガイド、カット、切り口で恒久的なマーカーでマークされています。ウサギ気管は容易に損傷を受けやすい、従ってカフなし気管内チューブの使用は一般に場合お勧めウサギを挿カフの圧力から気管粘膜損傷を防ぐため。26 5 フランス尿カテーテル我々 として選んだのガイドは簡単に中に喉頭の直接可視化ビューを妨げることがなく声帯を通過するには十分に小さい。小さいながら、このカテーテルが気管内チューブのためのガイドとしての場所に残っているのに十分硬いです。カテーテルの先端は、分岐に達したときに外傷を減らすために丸められます。カテーテルの近位端は、カテーテルが実行可能な長さ (過度に長いではない) で、注射器に添付の拡大部にカットされます。切り口は、気管、気管の粘膜への損傷を引き起こす可能性がありますにこの最後を挿入しないようにする視覚的なインジケーターとして永久的なマーカーで示されます。
この手法の主な制限は、喉頭鏡のブレードを使用する必要が、ためにできないことがあります非常に若いウサギの口サイズが小さいため非常に小さい品種です。さらに、いくつかの施設では、喉頭鏡ブレード入手のこのサイズがありません。著者の施設でニュージーランド ホワイト (≥6 週) と大人のベルト付きのオランダのウサギのこのメソッドを使用しますが若い動物や小型の品種でこのメソッドを試みたことがないです。状況ウサギ患者が小さい、または小さなミラー刃付き喉頭鏡が利用できない場合、喉頭鏡ではなく、ハンドヘルド耳鏡を使用するは代替オプションを選択。15,20 #5 耳鏡耳鏡を使用して、喉頭は、可視化、直接可視化によるガイド カテーテルを挿入、上記と同じ手順を行う前に、鏡が削除されます。
ガイド カテーテルを配置するカテーテル末気管に通過すると気管分岐部に触れる、外傷や気管支けいれんを引き起こす可能性を避けるために細心の注意を使用することが重要です。これらの合併症のリスクを減少または非常に穏やかな動きとカテーテルを給餌、抵抗がありすぐに停止およびカテーテルは後に頭と首の動きを避けることで回避できます。さらに、カテーテルを気管内チューブを進めとき、カテーテルを気管内チューブ コネクタに追いつくための潜在性があります。したがって、カテーテルが引く; なしコネクタを介してスライドを確認することが重要です。また、コネクタが取り外して交換されると、気管を保護する場合管または麻酔回路へのアタッチします。
気管挿管の方法、合併症、副作用の可能性があります。喉頭鏡で直接可視化手法を使用して、喉頭鏡ブレードまたは気管内チューブの積極的な配置の不適切な挿入は喉頭、舌は、または歯のけができます。動物の正しい位置は、喉頭の可視化中に外傷を最小限に抑えることで最初の重要なステップです。背骨はまっすぐ頭; 脊椎との直接直線でする必要があります。動物はまっすぐではありませんまたは、左または右に首をひねった場合、これは喉頭の可視化をより困難になるし、喉頭鏡ブレードと過度の外傷であります。この手法を使用する場合の成功するもう一つの重要なキーは、喉頭に向かって口の屋根に従うし、軟口蓋を視覚化すると、一度、適切な位置に手首を曲げることによって刃をシフトすることです。こう頭の場所である声帯の見やすい位置にブレードの先端を移動しながらウサギ20,24でかなり腹。
喉頭の直接可視化は、我々 は上記概要正確なテクニックに従っていない場合は難しいことができます、ために、喉頭の可視化を必要としない代替挿管戦略の使用は、訴えることができます。たとえば、盲検化は 1 つの可能なオプションを必要としない喉頭鏡16,17,18,19,20の使用です。この手法の使用は、チューブの位置を指示するために気管内チューブを通過する気流を検出する能力に依存し、このメソッドの使用は信頼性の高いない動物の呼吸は非常に浅いまたは逮捕された場合。これらのデバイスの配置に喉頭の可視化が必要がなく、一般的に配置する非常に簡単、声門デバイスも考慮可能性があります。これらのデバイスは、気管を直接入力しないし、こうして気道、喉頭を開発する場合を換気することができない、開胸プロシージャまたは緊急時に換気のため十分なタイトなシールの欠如に直接フローの不足のために可能性があります。蘇生と胃 tympany3,4,8の開発。有望な代替手段を提供するかもしれないウサギのために特別に設計された新しいデバイスがこれらのデバイスを評価するより多くの研究が必要し、気管にエントリの欠如に関する懸念が残る。胃 tympany 挿動物に潜在的な合併症をすることができますも気管内チューブに誤って食道に入れる場合ただし、直接可視化手法の使用は、喉頭にガイド カテーテルの適切な配置を確認することによってこの合併症のリスクを最小化します。
披裂軟骨および/または気管粘膜の外傷は、チューブ26,27,28を手錠インフレータブルを使用して場合は特に、気管内チューブを挿入するもう一つの潜在的な懸念です。家兎気管は皮下気腫、気胸、死さえも10,27,28,29など合併症につながることができます簡単に負傷します。我々 はここで説明するテクニックを実行中、注意は、カフなし気管内チューブ、ガイド カテーテルの丸みを帯びた先端が気管に挿入されますを確保し、声門にガイド カテーテルを強制しないの使用によって気管損傷を防ぐためにすべき。さらに、適切なサイズの気管内チューブの選択は非常に重要です。気管内チューブのサイズ必要があります動物のサイズに対して考慮同様気管より小さい直径があるので、喉頭口の開口部と比較しています。気管内チューブ径が大きすぎると、披裂の粘膜や軟骨外傷する場合があります。その一方で、小さい気管内チューブの使用増加気道抵抗の結果、粘液やキンクによる閉塞の可能性が高くなります。このため、呼吸監視は、挿管ウサギで非常に重要です。パルス酸素濃度計、に加えて気流の測定は、monitore をする必要があります。カプノグラフィ; dカプノグラフが利用できない場合気道モニターの代わりに空気の流れを検出する使用ことができます (しかし、呼気の二酸化炭素の測定を提供して) います。さらに、補助換気の規定は貴重な小さい直径の管が使用される24,30のケースで特にすることができます。
この手法を使用して前述の利点に加えてこのメソッドのもう一つの主な利点は、忙しい臨床の現場で重要なことができるアシスタントを必要とせず単一の個人によって実行できますです。このような状況ですべての必要な物資を収集し、それら近隣挿管中に、ガイドのカテーテルは場所で、頭の動きは避けるべきであるときに特に重要です。
ここで説明する手法は、すべてウサギ挿、年間約 200-400 挿になるのため当施設における研究および獣医のスタッフによって使用されます。それは非常に簡単に時間は約 30 分を作成する典型的なウサギの麻酔トレーニング セッションで行われます。我々 は、次の追加の試行で正常にプロセスを繰り返す彼らの最初 3 つの試みの中で、一般的にそれを学ぶ学生で、習得が比較的簡単であるを発見しました。今後の研究の能力、能力の他の挿管の技術と比較してこの方法の時間をかけて能力を維持するために時間を比較する貴重なこと。これはブラインド テクニック16のバリエーションを研究されている、しながら挿管技術のさまざまな学習曲線の包括的な評価はまだ実行されていません。研究のもう一つの潜在的な将来の方向性は、種特異的な声門気道、新しいデバイス、特に肯定的な圧力換気に関する関数に直接気管内挿管を比較することを含めることができます。
結論としては、ここで述べたいウサギの挿管法は非侵襲的な信頼性の高い特殊な装置の使用を必要としない、マスターしやすい、アシスタントを必要とせず一人で実行できます。すべての気道アクセス技術の現在のリスクのいくつかのレベルが、直接可視化技術を使用し、合併症を最小限に抑えるため上記の説明の手順に従って、リスクは麻酔中に十分な気道を持っていることの利点が勝る。

ウサギには、気管内挿管用喉頭の可視性を制限する狭い、深い口の虫歯があります。また非常に大きな肉厚の舌と頬歯がある、狭い口腔内と組み合わせると、喉頭鏡を挿入するとき問題が発生することができ、気管内チューブ1を挿入する声門を可視化します。挿管の際に口腔内や気道の損傷を回避するために細心の注意する必要があります。喉頭組織で挿管する繰り返された試みから過度の外傷は、挿管を作る、重要な炎症を引き起こす可能性があり非常にもろい難しく2。
これらの理由から、さまざまな代替技術に記載されている、最も特に声門気道のデバイス、喉頭を含む管3,4, ラリンジアル マスク気道 (LMA)4,5,6種特異的な声門気道デバイス7。ラリンジアル チューブが気管内に空気の流れを直接 2 つの風船のついたチューブで構成されています: チューブの真ん中に大きなバルーンが上咽頭でシールを形成、遠位端で小さなバルーン シール食道入口3。LMA は声門4,5,6気密シールを形成する水増しが遠位端に楕円形のマスクの管から成っています。種特異的なデバイスが猫のため現在入手可能な最初獣医の種特異的な声門気道デバイス、および圧力を作成するそれぞれの種の解剖学的構造に合わせて設計されたウサギのシール咽頭7。しかし、これらのデバイスは、気管を直接入力しないので現在胃 tympany などの合併症のリスクの可能性があります。気管内の適切なシールの欠如は、呼吸サポート、緊急時、または呼吸器外科3,8の肯定的な圧力換気のためこれらのデバイスの使用の妥当性についての懸念を提示します。さらに、直接気管挿管術の欠如人事露出5麻酔ガスを無駄にする可能性があります。
直接気管内挿管のための多くの方法がされている9,10、11,12,13,14,15を説明しました。人気のある方法の 1 つは、盲検化が、喉頭鏡の挿入に必要な16,17,18,19が isn't 以来、咽頭腔への損傷のチャンスを減少させる可能性があります。,20。 視覚的に盲目の手法としてこの方法は、気管内チューブとガイドの配置を慎重に操作を介して空気の流れを監視する必要。一般研究と著者の経験では、臨床獣医の練習で用いられるがこの手法、時間がかかり、常に成功していない、従って教えることは困難で、麻酔剤の追加投与を必要とする場合があります。9,10します。 さらに、モニタリング呼吸チューブの適切な位置をガイドするために使用、このメソッドは、より困難な信頼性の低い呼吸停止中に。もう一つの普及した方法より大きい種によって行われるように挿管する従来の喉頭鏡技術を使用します。ただし、口に挿管チューブを挿入するときに声帯の視界が妨げられることで、ウサギの従来の喉頭鏡手法は困難です。このメソッドを使用することができますしたがって、繰り返し挿管、増加の麻酔投与と10口腔腔や気道の損傷。
挿管より高価な技術的に挑戦的なオプションがまたあります。光ファイバー喉頭鏡は、チューブに喉頭鏡を挿入して、画面に気管に挿入を可視化により気管内チューブを簡単に挿入できます。同様に、内視鏡は喉頭領域を視覚化し、チューブの位置をガイドに使用できます。ただし、これらのメソッドの両方の典型的な臨床設定9,11,12で容易に入手できない場合があります高価な機器を使用する必要。挿管を介して鼻腔は、鼻腔から肺、特に特定病原体フリー21ではないウサギに日和見主義の病原体を導入のリスクが記載されている別の方法。最後に、挿管のより侵襲的な方法も、公開されているガイド線の配置に続いて針 cricothyroidotomy の使用と同様、気管に入れる, 経皮的針を介して逆行性へのガイド カテーテル挿入を含む容器散大とシース イントロデューサー13,14。侵襲的な技術としてこれらのメソッド手続き後の痛みや感染症などの合併症の可能性があります。喉頭鏡とガイドのカテーテルを使用して、ここで述べる技術能力を短時間で最小限のトレーニングで教えることができる、非侵襲的、アシスタントを必要とせず一人で実行できるの使用を必要としません。特殊な装置。

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

家兎気管内挿管は珍しい解剖学を彼らのために挑戦することができます。麻酔中に気道を達成は、気道閉塞、胃 tympany と換気サポートを実現する防止を回避するため重要です。挿管困難のためラリンジアル マスク航空または喉頭のチューブの使用などの代替方法を検討しています。ただし、これらのメソッドは、気管への直接アクセスに発生しないし、したがって合併症発症のリスクを提示可能性があります。さらに、直接気管挿管術の欠如は、麻酔ガスを無駄にする人の接触につながります。気管内挿管のための多数の方法が記載されている、盲目の配置を含む、気管支内視鏡、喉頭鏡や輪状配置の使用します。これらの多数の出版物にもかかわらず、多くはまだ成功を達成するために戦います。ここで能力を短時間で最小限のトレーニングで教えることができる気管挿管法の詳細な説明を提供します。簡単に言えば、注射麻酔の投与ウサギの適切な位置決め後ポリプロピレン カテーテルに気管に喉頭鏡を使用して直接可視化による配置されます。カテーテルは、気管内チューブを気管に直接にガイドとして使用されます。 このメソッドは、高価な機器を必要とせず挿管により、アシスタントを必要とせず一人で実行できます。 この手法が簡単に教えてし、いずれかの非常に少ないコストで実行する結論としては、臨床や研究の設定。

筆者らの施設でこの手法は通常実験室および獣医の担当者にウサギの処理や麻酔技術のトレーニング セッション中に教えられます。専用トレーニング動物教育セッションが実行されます。トレーナーは一度方法を示し、トレーナーの指導の下で技術研修を行います。研修生は、通常 1-3 試行の成功を実現します。後、彼らは正常にされたら、個人は 2 回目の挿管を実行する必要が、正常に追加の最初の試みに再びウサギを挿管することができるウサギを挿管があります。以前、代替技術を訓練されている人から特にこれらのトレーニング セッション中にフィードバックには一貫してどのように簡単この手法は、学習し、正常に完了するはコメントが含まれます。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
図 1。気管内挿管の供給: 1) サイズ 0 または 1 ミラー喉頭鏡ブレード、2) 臍帯テープ (または気管内チューブを保護するための他の供給)、喉頭鏡 2% リドカイン、4) 5 フランス語 3) 0.25 mL ポリプロピレン製カテーテルが 8-10 インチにカット非円形最後は気管 (矢印)、5 にある端点を挿入しないように明示する永久的なマーカーでマーク) 空気流量検出装置、6)、7 管の遠位端に適用する無菌潤滑剤) 気管内チューブを成形カフなし。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
図 2: 気管内挿管の胸骨の位置決め。ウサギは、テーブルの端に拡張前肢を sternally に配置されます。後肢が戻って、拡張し、ウサギの頭が背骨に揃えられます。左の手は、喉頭鏡の挿入のための準備で拡張子に頭を上げるためです。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
図 3: 喉頭鏡の挿入。A) 喉頭鏡は、軟口蓋が表示されるまで次の刃の先端で口の屋根、右手を使って左の幅に挿入されます。軟口蓋が見えると、喉頭鏡がひっくり返された前方でウサギの頭と首を前方を拡張しながら喉頭を視覚化します。B) 喉頭の可視化。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
図 4: ガイド カテーテルの進歩します。A) 喉頭鏡ブレードの左手に切り替え後、は、右手は過去の喉頭開口部を通してガイド カテーテルの丸みを帯びた先端を進めます。B) ガイドのカテーテルは、直接可視化と声帯を介して渡されます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
図 5: 気管チューブの進歩します。気管内チューブ ガイド カテーテル上スレッドし、声帯から抵抗があるまで、高度な。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
図 6: リドカイン注入。リドカイン (2%、0.25 mL) は、気管内チューブの開口部に注入です。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
図 7: 気管内チューブ進歩します。、リドカインの投与後 2 分気管内チューブは、優しく声帯を通過するそれをねじることによって進められます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
図 8: 挿管チューブを介して空気の流れの検証。挿管チューブを介して空気の流れを確認する風量検出デバイスを使用する可能性があります。 またはデンタル ミラーも成功した挿管を示す呼吸から結露を検出する使えます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

家兎気管内挿管は珍しい解剖学を彼らのために挑戦します。ガイドとしてポリプロピレン カテーテルを用いた気管挿管が直接するテクニックをご紹介します。このメソッドは、比較的安価な供給を利用して、最小限のトレーニングを必要とする、あらゆる臨床設定で簡単に実行できます。

ポリプロピレン ガイド カテーテルを用いた家兎気管内挿管

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

33.3K ビュー.  Mayo Clinic. 家兎気管内挿管は珍しい解剖学を彼らのために挑戦します。ガイドとしてポリプロピレン カテーテルを用いた気管挿管が直接するテクニックをご紹介します。このメソッドは、比較的安価な供給を利用して、最小限のトレーニングを必要とする、あらゆる臨床設定で簡単に実行できます。

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

医学

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

生物学

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

新生児ウサギにおける盲目の気管内挿管

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

ウサギモデルにおける孤立した肺灌流システム

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

ブタの安全な気道管理のための標準化モデルとしての柔軟な挿管内内視鏡を使用した気管内挿管

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

ウサギの虚血と再灌流障害のモデル

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>非生存ラットモデルのための気管切開術に基づく気管内挿管プロトコル

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

ポリプロピレンガイドカテーテルを用いた家兎気管内挿管

要約

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マウスの気管内挿管

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

新生児ウサギにおける盲目の気管内挿管

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

ウサギモデルにおける孤立した肺灌流システム

ブタの安全な気道管理のための標準化モデルとしての柔軟な挿管内内視鏡を使用した気管内挿管

ウサギの虚血と再灌流障害のモデル

非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

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ポリプロピレン ガイド カテーテルを用いた家兎気管内挿管

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非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

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