This work was supported in part by grants from the National Institute of Environmental Health Sciences (ES014443 and ES017274) and AstraZeneca to KSR.

注：特に指定のない限り、すべてのステップは室温で実施されるべきです。個々の試薬を準備する方法の詳細については、試薬のセクションを参照してください。 1.ラベリングL1プローブ注：プローブは、化学的またはPCRの標識によって標識することができます。 <ol><li> 化学的標識 <ol><li>臭化エチジウム（0.5μgの/ ml）を追加し溶融するまで、電子レンジでトリス - 酢酸-EDTA（TAE）バッファー、暑さの中で0.7から1パーセントアガロースゲルを作成したゲルを冷却することを可能にする、と。ゲルトレイに注ぎ、コームを追加し、ゲルは室温で固化することができます。 </li><li>製造者のプロトコルに従って、37℃で1時間Cy3またはFITCでSNeoプローブ（1-2μgのを）ラベルを付けます。 注：SNeo Sは ネオマイシン遺伝子は、レトロ転位の完全なサイクル後に発現pliced ​​意味します。プローブのサイズは〜千塩基対です。 SNeoは、任意のベクターから、またはGENOMからPCR増幅することができますIC DNA。ストレプトアビジンCY3 / FITC標識試薬の詳細については、材料および試薬の表を参照してください。 </li><li>各ウェルに1×DNAローディング緩衝液、負荷とラベルされたSNeoプローブ溶液を混合し、15〜20分間75-100ボルトで実行します。 </li><li>ウルトラバイオレット（UV）照明装置を用いたプローブバンドを可視化します。 SNeoプローブの大きさを調整し、ロック核酸（LNA）も（ 図2）を加えることができることができることに留意されたいです。 </li><li>きれいな刃でゲルからSNeoの標識プローブの切断は、製造業者のプロトコルに従ってPCRクリーンアップキットを用いてゲルからSNeoプローブを可溶化し、精製します。 注意：カバー保護シールド（ すなわち、実験室のコートとUVクリアなフェイスマスク）との体のあらゆる露出部分のゲルを表示して切断。 PCR産物を精製したゲルへの情報のための材料および試薬の表を参照してください。 </li><li>再実行SNeoの5μlを0.7％アガロースゲル上の未標識SNeoプローブで標識プローブコンする（1.1.1を参照）企業規模の増大や信号強度の損失（ 図2）。 </li><li> 260nmの吸光度を測定することにより、標識SNeoプローブの量を定量し、ヌクレアーゼフリーのH 2 O中に10ng /μlのアリコートにSNeoプローブを希釈分注して-20℃で保管。 </li></ol></li><li> PCRラベリング（プローブ標識のための代替方法） <ol><li>単一のチューブにPCR試薬とSNeo特異的プライマー（5&#39;-ggatagcattgggagatatacct-3 &#39;および5&#39;-attgaacaagatg gattgcacgc-3&#39;）を組み合わせる：13.6μlのヌクレアーゼフリーのH 2 O; 0.1μlののdATP、dCTPを、dGTPを（10 nM）を、 0.05μlのdTTPの（10 nM）を、 0.05μlのdUTPをビオチン/ dUTPを-FITC / CY3（10 nM）を、 4μlのバッファ5倍タグを移動します。 0.4μlのタグポリメラーゼを行きます。 1μlのSNeoテンプレート（10 NG）。 PCR試薬の詳細については、材料および試薬の表を参照してください。 </li><li>サンプルの総数を乗じて各試薬の量を調整します。 </li><li>以下のPCRサイクルパラメータを使用しますsが増幅し、ラベルSNeoプローブする：2分、95℃; 30秒、30秒、62℃、60秒間72℃、95℃の35サイクル; 2分間72°C;無期限に4℃で保持します。 注：アニーリング温度を調整することができるか、勾配PCRは、他のプローブのための最適なアニーリング温度を決定するために完成させることができます。 </li><li>セクション1.1.1、負荷のように0.7から1パーセントゲルを作成し、セクション1.1.4のようにプローブのバンドを可視化します。 </li><li>セクション1.1.5のようにラベルされたSNeoプローブをカットし、精製します。 </li><li> SNeoの再ラン5μlを（ 図2を参照）信号強度の大きさが増加し、損失を確認するために、未標識SNeoプローブで標識プローブ。 </li><li> 260nmの吸光度を測定することにより、標識SNeoプローブの量を定量し、ヌクレアーゼフリーのH 2 O中に10ng /μlのアリコートにSNeoプローブを希釈</li></ol></li></ol> 2.準備染色体スプレッド<ol><li>ベクター骨格を発現する安定なクローンを生成します（制御L）または標準的な選択方法を使用してレトロ転位コンピL1。12,16非エピソームレポーターは、転写の研究で結果を関連付けるために使用されたが、エピソームベクターを使用することもできます。安定的に制御またはL1ベクトル完全増殖培地中で（必要に応じて作られたプレートサイズの調整と10cmプレートあたり1×10 6個の細胞を、）を発現する細胞を増殖させます。 HepG2細胞は、RPMI-1600、10％FBSおよびハイグロマイシン200μg/ mlのを使用します。 37℃で70％コンフルエンスに培養を成長させ、5％のCO 2。 注：成長培地の選択は、細胞型に依存します。ここで使用されるプラスミドは、ハイグロマイシンおよびネオマイシン両方の選択カセットを運ぶことを指定された、クローンの安定した選択はまた、ハイグロマイシンでの選択の後にネオマイシンを用いて行うことができるが、ネオマイシンの量は、各細胞型のための許容レベルを確立するために最適化する必要があります。 </li><li>培養培地にコルセミド（0.4μgの/ ml）を追加し、metaphで細胞を停止させるために90分間インキュベートASE。異なる種類の細胞を使用している場合は、経験的に最適な中期停止のためのコルセミドと露光時（60、90、および120分）の最適濃度を決定します。 </li><li>洗浄細胞は、細胞に0.25％トリプシン溶液を3-5 mlで添加することによりトリプシン処理し、細胞を分離するために5分間インキュベートし、1×ダルベッコPBS（DPBS）10mlで2倍。 10％FBSを含む培地の等量とトリプシンを不活性化します。 </li><li> 4℃、1,000×gで2分間遠心分離細胞は、細胞ペレットから培地を吸引し、DPBSで細胞を洗浄します。細胞を再懸濁するためにDPBSの200μLを残して吸引し、すべてのDPBS、。確認した細胞を十分に混合され、すべての塊が分散していること。ミックスと塊を分散し、ボルテックスを回避するために、ちらつきや穏やかなピペッティングを使用してください。 </li><li>低張溶液5mlを加える（ すなわち、75 mMの塩化カリウム）で水平15mlチューブを回転させながら37℃滴下する前に温め、20分間37℃でインキュベートします。材料とReagenの表を参照してください。取得し、低張液を作成する方法の詳細については、TS。 </li><li>各洗浄後の細胞を再懸濁するために低張液の約200μLを残して2.5 3X - 5 4℃で分間繰り返し、120×gで遠心分離した細胞は、2.4を繰り返します。 3回の洗浄の最後に、ペレットは目に見えて白と腫れであることを確認してください。 </li><li>カルノア固定液溶液200μlでペレットを再懸濁し、1にする：2、1：4、1：8を、カルノア固定液溶液中で1：16の希釈。上記の約1cmからドライクリーンスライド上に各希釈液10μlを削除し、すぐに30秒を沸騰水から熱い蒸気に広がりのない側を露出させます。カルノア固定剤溶液を作成する方法については、材料および試薬の表を参照してください。 </li><li> 、室温でスプレッドを乾燥コプリンジャーで15-20分間の浸漬によっては0.1μg/ mlのヘキスト33342で染色し、DPBSで3回洗浄します。ヘキスト33342溶液を作製する方法については、材料および試薬の表を参照してください。 </li> &lt;李&gt;表示は40倍の倍率で蛍光/位相差顕微鏡に広がります。スプレッドの準備を最適化した後、スプレッドはヘキスト33342で染色する必要はありません 。ビューは、結果セクションで概説されるように広がり、品質と分離を決定するために10倍の倍率で位相差顕微鏡に広がる（ 図3を参照）。 </li><li>スライド（ すなわち、広がりのない側）とは反対側のダイヤモンドポイントマーカーとの良好なスプレッドを選択し、円。 </li><li>ストアは月まで-20℃で広がります。湿気への暴露を避けます。 </li></ol> in situハイブリダイゼーション（FISH）3.蛍光<ol><li> スプレッドを安定化し、脱水 注：-20℃で保存した場合に平衡化中期染色体を室温に広がります。試薬を入手して作成する方法の詳細については、材料および試薬の表を参照してください。 <ol><li>中期染色体が200μlのRNase Aで広がるインキュベート37℃で1時間。 </li><li>洗浄は、それぞれ10mMのHCl溶液ですすぎ、続いて5分間二回2×SSC、バッファにスライド。 </li><li>脱イオンH 2 Oで洗浄し、5分間ずつ2回-SSC緩衝液で2回洗浄し、37℃で10分間、1％ペプシンでスプレッドをインキュベートします。 </li><li> 10分間、4％パラホルムアルデヒドでスプレッドをインキュベートし、5分間ずつ二回2×SSC緩衝液で洗います。 </li><li> 70％、80％、および95％エタノール：エタノールシリーズ中で2分間インキュベートすることによって広がる脱水。 </li><li>空気乾燥スライド。 </li></ol></li><li> ハイブリダイゼーションは、L1標識レトロ転位プローブ（ すなわち、SNeo）とスプレッド 注意：直接標識プローブの場合は、すべての回で光から遠ざけます。試薬を入手して作成する方法の詳細については、材料および試薬の表を参照してください。 <ol><li> 10分間の72℃でのハイブリダイゼーション緩衝液にSNeo 30ngの、熱を加え、室温で2分間のクール。 </li><li>電子にSNeoプローブ溶液の30μlのを追加ACHスプレッドは、カバーガラスで覆い、ゴムセメントでエッジを封印します。全く泡の形成を確認していません。 </li><li>徐々に37℃まで温度をドロップし、37℃で暗所の加湿チャンバー内で一晩インキュベートし、ヒートブロック上で5分間、72℃でスライドを加熱します。 </li></ol></li><li> 洗濯と表示（または二次抗体の添加） 注意：直接標識プローブの場合は、すべての回で光から遠ざけます。 注：準備する方法については、材料および試薬の表を参照してください。染色体全体の広がりをカバーするのに十分な量の使用が推奨されます。カバーガラスを添加した場合、過剰なボリュームが失われることに注意してください。 <ol><li>カバースリップを削除するには、2×SSC緩衝液でスライドを浸し。 </li><li>洗浄は5分間、45℃で2×SSC、バッファー中に浸漬することによりスライド。 </li><li> 5分間、2×45℃で洗浄緩衝液に浸漬することによってスライドを洗浄します。 </li><li>洗浄は、10分間、45℃で0.1×SSC緩衝液中に浸漬することによりスライド。 </li><li>洗浄は、10分間、45℃で2×SSC緩衝液中に浸漬することによりスライド。 注：場所水浴中で推奨される緩衝液を含むコプリンジャーは、45℃に温度を調整します。 </li><li>室温にスライドを冷却し、検出緩衝液でスライドを平衡化します。 </li><li>直接標識プローブの場合は、3.4.10に進みます。 </li><li>間接的な標識プローブの場合は、20〜30分間、およびブロッキング緩衝液中のブロックは、DPBSで3回洗います。 </li><li> 1時間ブロッキング緩衝液（ 例えば 、5μg/ mlのストレプトアビジン-FITC、またはαCY3）二次抗体を50μlとインキュベートします。 </li><li>洗浄は回5分間、2×SSC中でスライド。 </li><li> 10分間ヘキスト33342溶液（0.1μgの/ ml）で対比染色。 注：この染色はプローブとの共局在化のための染色体を染色するために行われます。 </li><li> DPBS 3倍に洗って、マウンティング培地のドロップを追加し、カバースリップを置き、マニキュアとエッジを封印。 </li><li> 40Xミリアンペアで蛍光顕微鏡を用いて、L1のレトロ転位を分析gnification。 </li></ol></li></ol>

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著者らは、潜在的な競合する利益を宣言しません。

このような全ゲノムシーケンシング、逆PCRおよびサザンブロッティングなどの方法論は、L1のレトロ転位を研究するために使用されてきました。これらの方法論は、L1の挿入がゲノム内で発生する場所位置で非常に貴重であるが、それらのすべてのための交絡課題は、シーケンスを再構成するためのインシリコプログラミングの必要性があります。ここで説明するFISH法は?...

人間の長い散在要素-1（ ライン1またはL1）は 、「コピー＆ペースト」レトロ転位機構を介してゲノム内を伝播する自律移動要素です。典型的なヒトL1は 〜6キロバイトの長さであり、プロモーターとして機能5&#39;UTR（非翻訳領域）で構成され、2つのオープンリーディングフレーム（ORF）：L1 -ORF1とL1 -ORF2、およびポリAとの3&#39;UTR 。コイルコイルドメイン、RNA認識モチーフとC末端ドメイン、L1 -ORF2タンパク質はエンドヌクレアーゼを持っていながら、転写酵素およびシステインリッチドメイン1,2,3,4,5リバース ：尾L1 -ORF1タンパク質は、3つの異なるドメインを持っています。 L1 -ORF2はレトロ転位1,2,6-に必要な両方のタンパク質と、酵素活性を提供しつつ、L1 -ORF1は、核酸シャペロン活性を示します。 L1のレトロ転位のサイクルは、L1の5&#39;UTRからの転写で始まります</RNAポリメラーゼII、細胞質への転座、および翻訳によってem&gt;の二シストロン性mRNAを。細胞質では、L1 -ORF1展示どちらかそれは独自のRNAまたはそれがL1 -ORF2p 7とリボ核タンパク質粒子（RNP）を形成するために他のRNA（ すなわち、SINE / SVAS /偽）をパッケージ化し、トランス -結合をパッケージ化シス -結合、 8。 RNPはOHを露出させるために、L1 -ORF2pニックのエンドヌクレアーゼ活性ゲノムDNA（gDNAを）核内に移行-グループ9、それが素数に逆転写酵素によって使用される順番で、3 &#39;末端からDNAにRNAを合成する逆。逆合成の間、DNAの第二鎖は、署名のL1挿入配列（ 例えば 、TTTTAA）と呼ばれる標的部位の重複（TSD）9,10を形成するために充填されている互い違いの休憩を作成するために、オリジナルのニック部位7から20塩基対をニックが入っています。このプロセスは、ターゲットプライム逆転写（TPRT）として知られており、insertiにつながります挿入配列の両端にTSDSとL1 /他のDNAの完全または切断型コピーの上。L1のレトロ転位はまた、いくつかの細胞型11にTPRT状の非相同末端結合を介して媒介されることが示されています。 私たちの研究で採用さL1のレトロ転位ベクターは、非エピソームであるとタグ付けされたL1 -ORF1＆2P組み合わせたCMV-L1-5&#39;UTRプロモーターによって駆動される（ 図1）12から構成されています。この構築物の以前のバージョンでは、酵母とヒトの細胞培養物13,14,15を用いた研究に記載されています。スプライシングおよび統合後ネオマイシンの発現を駆動するために逆方向に配置された3 &#39;末端を有する、ベクターの5&#39;および3 &#39;末端に位置する2つの別個のCMVプロモーター。 3 &#39;末端のレトロトランスポジションインジケーターカセットは、L1 -ORFsにネオマイシン遺伝子挿入アンチセンスで構成され、グロブによって半分に分離することによって不活性化さスプライスドナー（SD）およびスプライスさアクセプター（SA）部位（ 図1）とイントロンインチ染色体への組み込みの際に、L1はシストロン性mRNAおよび非アクティブネオマイシンのmRNAから構成されてmRNAを生成するために、共通のプロモーターから転写されます。 RNAプロセシングの間に、グロビンイントロンは完全に機能するネオマイシン遺伝子を復元するために、ネオマイシン遺伝子の外にスプライスされます。ハイブリッドmRNAはシスでRNPにパッケージ化し、それがTPRTを使用して、完全長または切断のいずれかの挿入などゲノムに組み込まれている核内に移行されます。 ここでは、単一の核レベルでのL1 -retrotransposiitionパターンと挿入率を追跡するために、具体的スプライシングされたネオマイシン遺伝子（SNeo）に向けプローブを用いたin situハイブリダイゼーション（FISH） の蛍光を使用する方法について説明します。検出の効率と特異性は、DETにレトロ転位有能と無能な構築物およびプローブを用いて確認しました電気ショック療法SNeoまたはネオマイシンおよびイントロン接合部16をグロビン。この方法論は、このような複数の挿入、コロニー抵抗、良好なクローンの拡大などの細胞培養ベースのレトロ転位アッセイの欠点のいくつかを占めます。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Labeling Probes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Go Tag DNA polymerase</td>
			<td>Promega</td>
			<td>M3178</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GO Tag 10X colorless buffer</td>
			<td>Promega</td>
			<td>M3178</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Individual dNTP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>DNTP10</td>
			<td>Adjust the concentration of dATP, dGTP, dCTP to 2mM and dTTP to 1.5mM&#160; in nuclease free water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;dUTP-16-Biotin (0.5mM)</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11093070910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dUTP-FITC (0.5mM)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dUTP-CY3 (0.5mM)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>GEPA53022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MIRUS FISH Labeling Kit</td>
			<td>MIRUS</td>
			<td>MIR3625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MIRUS FISH Labeling Kit</td>
			<td>MIRUS</td>
			<td>MIR3225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucleoSpin PCR Clean-Up kit&#160;</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>1410/0030</td>
			<td>Any PCR clean reagent can be used in place of NucleoSpin PCR Clean Up Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCR Machine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any Thermocycler machine can be used to amplify the label product.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A9539</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preparing chromosome Spreads.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; Colcemid&#160;</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>15212-012</td>
			<td>Add Colcemid directly to growth media&#160; to a final concentration of 0.4 &#181;g/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1M KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9541</td>
			<td>Dilute 1M KCl solution to 75 mM solution to make Hypotonic Solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carnoy Fixative Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mix 3 volumes of methanol and 1 volume of acetic acid to make Carnoy Fixative Solution. Make Fresh everytime.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>322415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>320099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst-33342</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>62249</td>
			<td>Dissolve Hoechst-33342 in PBS to final concentration of 1 mg/mL.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond Point Marker</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frosted Slides</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>2951-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA (0.25%)</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>R001100</td>
			<td>To detech cells, incubate cell in Trypsin for 5 mins and inactive with equal volume of complete media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slides&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coplin Jars</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Heat Block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any heat block can be used for this purpose, though blocks fitted for heating slides are recommended.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Beaker (600ml)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>CLS1003600</td>
			<td>Fill the beaker with water, heat to boil, use the hot steam to burst chromosomes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>125690</td>
			<td>Any microscope can be used to look at spread quality.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents and Materials for FISH</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trisodium citrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S1804</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chroride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formamide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F9037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F1379</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Detran Sulfate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDS</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L3771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Salmon Sperm DNA</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>15632-011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A8531</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl (N)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>38283</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl Alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>459844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>322415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>14190-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S8045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rnase A</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>R4642</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pepsin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst-33342</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>62249</td>
			<td>Dissolve Hoechst-33342 in PBS to final concentration of 1 mg/mL.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber Cement/Cytobond Sealant&#160;</td>
			<td></td>
			<td>2020-00-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seven Coplin Jars</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160; Dark Humidified chamber</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>CLS2551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slides&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Digital Heat Block</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13259</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Fluorescence Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X Saline-Sodium Citrate (20X SSC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Combine 175 g of NaCl, and 88.2 g of trisodium citrate with 800 mL of molecular grade H2O. Stir while adjusting to pH 7. Once the all salts dissolve, adjust the volume to 1 L and filter through 0.22 &#181;m Filter paper. Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;1mg/mL of Rnase A</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dilute 20X SSC buffer to 2X SSC buffer. Dissolve RNase A in 2X SSC buffer to a final concentration of 1 mg/mL. Make fresh solution every time.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% Pepsin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dissolve&#160; pepsin (W/V) in 10 mM HCl to a final concentration of 1 % solution. Make fresh every time.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% Paraformaldehyde (4% PFA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Weigh 4.0 g of PFA in fume hood, add 50 mL of 1xPBS, heat to 60 &#176;C while stirring and adjust the pH with drops of NaOH until all PFA dissolves and the solution becomes clear. Adjust the volume to 100 mL, filter through 0.22 &#181;m Filter paper and store 5 mL aliquots at -20 &#176;C. Thaw aliquot of PFA at 37 &#176;C for 10-15 min for subsequent uses.&#160; Adjust filter size depending on amount of paraformaldehyde.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wash Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Combine 100 mL of Formamide (20%) with 2.5 mL of 20X SSC, adjust to pH 7 with 1.0 M HCl and bring the volume to 500 mL with molecular grade H2O.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hybridization Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Combine 50% formamide, 10% dextran sulfate, 0.1% SDS, and 300 ng/mL Salmon Sperm DNA in 2X SSC buffer.&#160; Amount of Formamide determine how focused chromatids are, titrate the amount&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Detection Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dilute 20X SSC buffer to 4X and add 0.2% Tween-20 to make detection buffer.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blocking Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Combine 5% bovine serum albumin (BSA) with 0.2% Tween-20 in 4X SSC buffer.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dehydrating Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Make 70%, 80%, and 95% ethanol solutions.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

analysis of line-1 retrotransposition at the single nucleus level

Long interspersed nuclear element-1 (Line-1 or L1) accounts for approximately 17% of the DNA present in the human genome. While the majority of L1s are inactive due to 5' truncations, ~80-100 of these elements remain retrotransposition competent and propagate to different locations throughout the genome via RNA intermediates. While older L1s are believed to target AT rich regions of the genome, the chromosomal targets of newer, more active L1s remain poorly defined. Here we describe fluorescence in situ hybridization (FISH) methodology that can be used to track patterns of L1 insertion and rates of ectopic L1 incorporation at the single nucleus level. In these experiments, fluorescein isothiocyanate/cyanine-3 (FITC/CY3) labeled neomycin probes were employed to track L1 retrotransposition in vitro in HepG2 cells stably expressing ectopic L1. This methodology prevents errors in the estimation of rates of retrotransposition posed by toxicity and account for the occurrence of multiple insertions into a single nucleus.

L1のレトロ転位ベクターの模式図を図1に示されている。ベクターは、センス配向でグロビンイントロンによって中断され、SDおよびSA部位により挟まれているL1のORFに対してアンチセンス配向のネオマイシン遺伝子から成ります。安定して染色体に組み込まれた場合、L1 mRNAが組み合わさCMVおよびL1-5&#39;UTRプロモーター（ 図1）</str...

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Analysis of LINE-1 Retrotransposition at the Single Nucleus Level

単核レベルでのLINE-1レトロ転位の分析

ここでは、安定的に合成LINE-1を発現したHepG2細胞株の染色体スプレッドの単核レベルでのLINE-1レトロ転位を追跡するためにFISH法を採用しています。

Long interspersed nuclear element-1 (Line-1 or L1) accounts for approximately 17% of the DNA present in the human genome. While the majority of L1s are ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

8.3K ビュー.  University of Arizona College of Medicine. ここでは、安定的に合成LINE-1を発現したHepG2細胞株の染色体スプレッドの単核レベルでのLINE-1レトロ転位を追跡するためにFISH法を採用しています。 

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Method for Measurement of Viral Fusion Kinetics at the Single Particle Level

Membrane fusion is an essential step during entry of enveloped viruses into cells. Conventional fusion assays typically report on a large number of fusion events, making it difficult to quantitatively analyze the sequence of the molecular steps involved. We have developed an in vitro, two-color fluorescence assay to monitor kinetics of single virus particles fusing with a target bilayer on an essentially fluid support.
Influenza viral particles are incubated with a green lipophilic fluorophore to stain the membrane and a red hydrophilic fluorophore to stain the viral interior. We deposit a ganglioside-containing lipid bilayer on the dextran-functionilized glass surface of a flow cell, incubate the viral particles on the planar bilayer and image the fluorescence of a 100 x 100 &mu;m2 area, containing several hundreds of particles, on a CCD camera. By imaging both the red and green fluorescence, we can simultaneously monitor the behavior of the membrane dye (green) and the aqueous content (red) of the particles.
Upon lowering the pH to a value below the fusion pH, the particles will fuse with the membrane. Hemifusion, the merging of the outer leaflet of the viral membrane with the outer leaflet of the target membrane, will be visible as a sudden change in the green fluorescence of a particle. Upon the subsequent fusion of the two remaining distal leaflets a pore will be formed and the red-emitting fluorophore in the viral particle will be released under the target membrane. This event will give rise to a decrease of the red fluorescence of individual particles. Finally, the integrated fluorescence from a pH-sensitive fluorophore that is embedded in the target membrane reports on the exact time of the pH drop.
From the three fluorescence-time traces, all the important events (pH drop, lipid mixing upon hemifusion, content mixing upon pore formation) can now be extracted in a straightforward manner and for every particle individually. By collecting the elapsed times for the various transitions for many individual particles in histograms, we can determine the lifetimes of the corresponding intermediates. Even hidden intermediates that do not have a direct fluorescent observable can be visualized directly from these histograms.

We present an in vitro, two-color fluorescence assay to visualize the fusion of single virus particles with a fluid target bilayer. By labeling viral particles with fluorophores that differentially stain the viral membrane and its interior, we are able to monitor the kinetics of hemifusion and pore formation.

単一粒子レベルでのウイルス融合動態の測定法

Membrane fusion is an essential step during entry of enveloped viruses into cells. Conventional fusion assays typically report on a large number of fusion ...

生物学

Direct Analysis of Single Cells by Mass Spectrometry at Atmospheric Pressure

Analysis of biochemicals in single cells is important for understanding cell metabolism, cell cycle, adaptation, disease states, etc. Even the same cell types exhibit heterogeneous biochemical makeup depending on their physiological conditions and interactions with the environment. Conventional methods of mass spectrometry (MS) used for the analysis of biomolecules in single cells rely on extensive sample preparation. Removing the cells from their natural environment and extensive sample processing could lead to changes in the cellular composition. Ambient ionization methods enable the analysis of samples in their native environment and without extensive sample preparation.1 The techniques based on the mid infrared (mid-IR) laser ablation of biological materials at 2.94 &mu;m wavelength utilize the sudden excitation of water that results in phase explosion.2 Ambient ionization techniques based on mid-IR laser radiation, such as laser ablation electrospray ionization (LAESI) and atmospheric pressure infrared matrix-assisted laser desorption ionization (AP IR-MALDI), have successfully demonstrated the ability to directly analyze water-rich tissues and biofluids at atmospheric pressure.3-11 In LAESI the mid-IR laser ablation plume that mostly consists of neutral particulate matter from the sample coalesces with highly charged electrospray droplets to produce ions. Recently, mid-IR ablation of single cells was performed by delivering the mid-IR radiation through an etched fiber. The plume generated from this ablation was postionized by an electrospray enabling the analysis of diverse metabolites in single cells by LAESI-MS.12 This article describes the detailed protocol for single cell analysis using LAESI-MS. The presented video demonstrates the analysis of a single epidermal cell from the skin of an Allium cepa bulb. The schematic of the system is shown in Figure 1. A representative example of single cell ablation and a LAESI mass spectrum from the cell are provided in Figure 2.

Single cell analysis is performed by mass spectrometry on plant and animal cells at atmospheric pressure by using a sharpened optical fiber to sample the cells for laser ablation electrospray ionization (LAESI) mass spectrometry.

大気圧質量分析法による単一細胞の直接分析

Analysis of biochemicals in single cells is important for understanding cell metabolism, cell cycle, adaptation, disease states, etc. Even the same cell ...

Studying Proteolysis of Cyclin B at the Single Cell Level in Whole Cell Populations

Equal distribution of chromosomes between the two daughter cells during cell division is a prerequisite for guaranteeing genetic stability 1. Inaccuracies during chromosome separation are a hallmark of malignancy and associated with progressive disease 2-4. The spindle assembly checkpoint (SAC) is a mitotic surveillance mechanism that holds back cells at metaphase until every single chromosome has established a stable bipolar attachment to the mitotic spindle1. The SAC exerts its function by interference with the activating APC/C subunit Cdc20 to block proteolysis of securin and cyclin B and thus chromosome separation and mitotic exit. Improper attachment of chromosomes prevents silencing of SAC signaling and causes continued inhibition of APC/CCdc20 until the problem is solved to avoid chromosome missegregation, aneuploidy and malignant growths1.
Most studies that addressed the influence of improper chromosomal attachment on APC/C-dependent proteolysis took advantage of spindle disruption using depolymerizing or microtubule-stabilizing drugs to interfere with chromosomal attachment to microtubules. Since interference with microtubule kinetics can affect the transport and localization of critical regulators, these procedures bear a risk of inducing artificial effects 5.
To study how the SAC interferes with APC/C-dependent proteolysis of cyclin B during mitosis in unperturbed cell populations, we established a histone H2-GFP-based system which allowed the simultaneous monitoring of metaphase alignment of mitotic chromosomes and proteolysis of cyclin B 6.
To depict proteolytic profiles, we generated a chimeric cyclin B reporter molecule with a C-terminal SNAP moiety 6 (Figure 1). In a self-labeling reaction, the SNAP-moiety is able to form covalent bonds with alkylguanine-carriers (SNAP substrate) 7,8 (Figure 1). SNAP substrate molecules are readily available and carry a broad spectrum of different fluorochromes. Chimeric cyclin B-SNAP molecules become labeled upon addition of the membrane-permeable SNAP substrate to the growth medium 7 (Figure 1). Following the labeling reaction, the cyclin B-SNAP fluorescence intensity drops in a pulse-chase reaction-like manner and fluorescence intensities reflect levels of cyclin B degradation 6 (Figure 1). Our system facilitates the monitoring of mitotic APC/C-dependent proteolysis in large numbers of cells (or several cell populations) in parallel. Thereby, the system may be a valuable tool to identify agents/small molecules that are able to interfere with proteolytic activity at the metaphase to anaphase transition. Moreover, as synthesis of cyclin B during mitosis has recently been suggested as an important mechanism in fostering a mitotic block in mice and humans by keeping cyclin B expression levels stable 9,10, this system enabled us to analyze cyclin B proteolysis as one element of a balanced equilibrium 6.

Metaphase to anaphase transition is triggered through anaphase-promoting complex (APC/C)-dependent ubiquitination and subsequent destruction of cyclin B. Here, we established a system which, following pulse-chase labeling, allows monitoring cyclin B proteolysis in entire cell populations and facilitates the detection of interference by the mitotic checkpoint.

全細胞集団の単一細胞レベルでサイクリンBの分解を勉強

Equal distribution of chromosomes between the two daughter cells during cell division is a prerequisite for guaranteeing genetic stability 1. Inaccuracies ...

Efficient Agroinfiltration of Plants for High-level Transient Expression of Recombinant Proteins

Mammalian cell culture is the major platform for commercial production of human vaccines and therapeutic proteins. However, it cannot meet the increasing worldwide demand for pharmaceuticals due to its limited scalability and high cost. Plants have shown to be one of the most promising alternative pharmaceutical production platforms that are robust, scalable, low-cost and safe. The recent development of virus-based vectors has allowed rapid and high-level transient expression of recombinant proteins in plants. To further optimize the utility of the transient expression system, we demonstrate a simple, efficient and scalable methodology to introduce target-gene containing Agrobacterium into plant tissue in this study. Our results indicate that agroinfiltration with both syringe and vacuum methods have resulted in the efficient introduction of Agrobacterium into leaves and robust production of two fluorescent proteins; GFP and DsRed. Furthermore, we demonstrate the unique advantages offered by both methods. Syringe infiltration is simple and does not need expensive equipment. It also allows the flexibility to either infiltrate the entire leave with one target gene, or to introduce genes of multiple targets on one leaf. Thus, it can be used for laboratory scale expression of recombinant proteins as well as for comparing different proteins or vectors for yield or expression kinetics. The simplicity of syringe infiltration also suggests its utility in high school and college education for the subject of biotechnology. In contrast, vacuum infiltration is more robust and can be scaled-up for commercial manufacture of pharmaceutical proteins. It also offers the advantage of being able to agroinfiltrate plant species that are not amenable for syringe infiltration such as lettuce and Arabidopsis. Overall, the combination of syringe and vacuum agroinfiltration provides researchers and educators a simple, efficient, and robust methodology for transient protein expression. It will greatly facilitate the development of pharmaceutical proteins and promote science education.

Plants offer a novel system for the production of pharmaceutical proteins on a commercial scale that is more scalable, cost-efficient and safe than current expression paradigms. In this study, we report a simple and convenient, yet scalable approach to introduce target-gene containing Agrobacterium tumefaciens into plants for protein transient expression.

組換えタンパク質の高レベルの一過性発現のための植物の効率的なアグロ

Mammalian cell culture is the major platform for commercial production of human vaccines and therapeutic proteins. However, it cannot meet the increasing ...

Analysis of Global RNA Synthesis at the Single Cell Level following Hypoxia

Hypoxia or lowering of the oxygen availability is involved in many physiological and pathological processes. At the molecular level, cells initiate a particular transcriptional program in order to mount an appropriate and coordinated cellular response. The cell possesses several oxygen sensor enzymes that require molecular oxygen as cofactor for their activity. These range from prolyl-hydroxylases to histone demethylases. The majority of studies analyzing cellular responses to hypoxia are based on cellular populations and average studies, and as such single cell analysis of hypoxic cells are seldom performed. Here we describe a method of analysis of global RNA synthesis at the single cell level in hypoxia by using Click-iT RNA imaging kits in an oxygen controlled workstation, followed by microscopy analysis and quantification.&nbsp; Using cancer cells exposed to hypoxia for different lengths of time, RNA is labeled and measured in each cell. This analysis allows the visualization of temporal and cell-to-cell changes in global RNA synthesis following hypoxic stress.

We describe a technique for analysis of global RNA synthesis in hypoxia using imaging. Click-chemistry labeling of RNA has not previously been performed under hypoxia and allows visualization of global RNA changes at the single cell level. This approach complements the existing averaged RNA techniques, allowing direct visualization of cell-to-cell changes in global RNA synthesis.

低酸素症後単一細胞レベルでのグローバルのRNA合成の分析

Hypoxia or lowering of the oxygen availability is involved in many physiological and pathological processes. At the molecular level, cells initiate a ...

CUBIC Protocol Visualizes Protein Expression at Single Cell Resolution in Whole Mount Skin Preparations

The skin is essential for our survival. The outer epidermal layer consists of the interfollicular epidermis, which is a stratified squamous epithelium covering most of our body, and epidermal appendages such as the hair follicles and sweat glands. The epidermis undergoes regeneration throughout life and in response to injury. This is enabled by K14-expressing basal epidermal stem/progenitor cell populations that are tightly regulated by multiple regulatory mechanisms active within the epidermis and between epidermis and dermis. This article describes a simple method to clarify full thickness mouse skin biopsies, and visualize K14 protein expression patterns, Ki67 labeled proliferating cells, Nile Red labeled sebocytes, and DAPI nuclear labeling at single cell resolution in 3D. This method enables accurate assessment and quantification of skin anatomy and pathology, and of abnormal epidermal phenotypes in genetically modified mouse lines. The CUBIC protocol is the best method available to date to investigate molecular and cellular interactions in full thickness skin biopsies at single cell resolution.

This report describes a CUBIC protocol to clarify full thickness mouse skin biopsies, and visualize protein expression patterns, proliferating cells, and sebocytes at the single cell resolution in 3D. This method enables accurate assessment of skin anatomy and pathology, and of abnormal epidermal phenotypes in genetically modified mouse lines.

CUBICプロトコルは、全マウントスキン準備中の単一細胞の解像度でのタンパク質発現を可視化

The skin is essential for our survival. The outer epidermal layer consists of the interfollicular epidermis, which is a stratified squamous epithelium ...

Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to hyperglycemia and severe, life-threatening consequences. Understanding how the beta-cells operate under physiological conditions and what genetic and environmental factors might cause their dysfunction could lead to better treatment options for diabetic patients. The ability to measure calcium levels in beta-cells serves as an important indicator of beta-cell function, as the influx of calcium ions triggers insulin release. Here we describe a protocol for monitoring the glucose-stimulated calcium influx in zebrafish beta-cells by using GCaMP6s, a genetically encoded sensor of calcium. The method allows monitoring the intracellular calcium dynamics with single-cell resolution in ex vivo mounted islets. The glucose-responsiveness of beta-cells within the same islet can be captured simultaneously under different glucose concentrations, which suggests the presence of functional heterogeneity among zebrafish beta-cells. Furthermore, the technique provides high temporal and spatial resolution, which reveals the oscillatory nature of the calcium influx upon glucose stimulation. Our approach opens the doors to use the zebrafish as a model to investigate the contribution of genetic and environmental factors to beta-cell function and dysfunction.

Beta-cell functionality is important for blood-glucose homeostasis, which is evaluated at single-cell resolution using a genetically encoded reporter for calcium influx.

ゼブラフィッシュ ランゲルハンス島における単一セルの解像度カルシウム イメージングを用いた β-細胞機能の解析

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to ...

Visualizing the Interaction Between the Qdot-labeled Protein and Site-specifically Modified &#955; DNA at the Single Molecule Level

The fluorescence microscopy&#160;has made great contributions in dissecting the mechanisms of complex biological processes at the single molecule level. In single molecule assays for studying DNA-protein interactions, there are two important factors for consideration: the DNA substrate with enough length for easy observation and labeling a protein with a suitable fluorescent probe. 48.5 kb &#955; DNA is a good candidate for the DNA substrate. Quantum dots (Qdots), as a class of fluorescent probes, allow long-time observation (minutes to hours) and high-quality image acquisition. In this paper, we present a protocol to study DNA-protein interactions at the single-molecule level, which includes preparing a site-specifically modified &#955; DNA and labeling a target protein with streptavidin-coated Qdots. For a proof of concept, we choose ORC (origin recognition complex) in budding yeast as a protein of interest and visualize its interaction with an ARS (autonomously replicating sequence) using TIRFM. Compared with other fluorescent probes, Qdots have obvious advantages in single molecule studies due to its high stability against photobleaching, but it should be noted that this property limits its application in quantitative assays.

Here, we present a protocol to study DNA-protein interactions by total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM) using a site-specifically modified &#955; DNA substrate and a Quantum-dot labeled protein.

した Qdot 標識タンパク質と Site-specifically 変更された λ DNA の単一分子レベルでの相互作用の可視化

The fluorescence microscopy&#160;has made great contributions in dissecting the mechanisms of complex biological processes at the single molecule level. ...

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an application of smFISH to measure the rates of transcription and mRNA degradation in Escherichia coli. As smFISH is based on fixed cells, we perform smFISH at multiple time points during a time-course experiment, i.e., when cells are undergoing synchronized changes upon induction or repression of gene expression. At each time point, sub-regions of an mRNA are spectrally distinguished to probe transcription elongation and premature termination. The outcome of this protocol also allows for analyzing intracellular localization of mRNAs and heterogeneity in mRNA copy numbers among cells. Using this protocol many samples (~50) can be processed within 8 h, like the amount of time needed for just a few samples. We discuss how to apply this protocol to study the transcription and degradation kinetics of different mRNAs in bacterial cells.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

This protocol describes an application of single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) to measure the in vivo kinetics of mRNA synthesis and degradation.

Situハイブリダイゼーションにおける2色単分子蛍光を用いた 大腸菌 における空間と時間におけるmRNA運動学の探査

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an ...

Nuclei Isolation from Adult Mouse Kidney for Single-Nucleus RNA-Sequencing

The kidneys regulate diverse biological processes such as water, electrolyte, and acid-base homeostasis. Physiological functions of the kidney are executed by multiple cell types arranged in a complex architecture across the corticomedullary axis of the organ. Recent advances in single-cell transcriptomics have accelerated the understanding of cell type-specific gene expression in renal physiology and disease. However, enzyme-based tissue dissociation protocols, which are frequently utilized for single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq), require mostly fresh (non-archived) tissue, introduce transcriptional stress responses, and favor the selection of abundant cell types of the kidney cortex resulting in an underrepresentation of cells of the medulla.
Here, we present a protocol that avoids these problems. The protocol is based on nuclei isolation at 4 &#176;C from frozen kidney tissue. Nuclei are isolated from a central piece of the mouse kidney comprised of the cortex, outer medulla, and inner medulla. This reduces the overrepresentation of cortical cells typical for whole-kidney samples for the benefit of medullary cells such that data will represent the entire corticomedullary axis at sufficient abundance. The protocol is simple, rapid, and adaptable and provides a step towards the standardization of single-nuclei transcriptomics in kidney research.

Here, we present a protocol to isolate high-quality nuclei from frozen mouse kidneys that improve the representation of medullary kidney cell types and avoids the gene expression artifacts from enzymatic tissue dissociation.

単核レベルでのLINE-1レトロ転位の分析

要約

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この動画の章

単一粒子レベルでのウイルス融合動態の測定法

大気圧質量分析法による単一細胞の直接分析

全細胞集団の単一細胞レベルでサイクリンBの分解を勉強

組換えタンパク質の高レベルの一過性発現のための植物の効率的なアグロ

低酸素症後単一細胞レベルでのグローバルのRNA合成の分析

CUBICプロトコルは、全マウントスキン準備中の単一細胞の解像度でのタンパク質発現を可視化

ゼブラフィッシュランゲルハンス島における単一セルの解像度カルシウムイメージングを用いた β-細胞機能の解析

した Qdot 標識タンパク質と Site-specifically 変更された λ DNA の単一分子レベルでの相互作用の可視化

Situハイブリダイゼーションにおける2色単分子蛍光を用いた大腸菌における空間と時間におけるmRNA運動学の探査

単核RNAシーケンシングのための成体マウス腎臓からの核分離

単核レベルでのLINE-1レトロ転位の分析

要約

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単一粒子レベルでのウイルス融合動態の測定法

大気圧質量分析法による単一細胞の直接分析

全細胞集団の単一細胞レベルでサイクリンBの分解を勉強

組換えタンパク質の高レベルの一過性発現のための植物の効率的なアグロ

低酸素症後単一細胞レベルでのグローバルのRNA合成の分析

CUBICプロトコルは、全マウントスキン準備中の単一細胞の解像度でのタンパク質発現を可視化

ゼブラフィッシュ ランゲルハンス島における単一セルの解像度カルシウム イメージングを用いた β-細胞機能の解析

した Qdot 標識タンパク質と Site-specifically 変更された λ DNA の単一分子レベルでの相互作用の可視化

Situハイブリダイゼーションにおける2色単分子蛍光を用いた 大腸菌 における空間と時間におけるmRNA運動学の探査

単核RNAシーケンシングのための成体マウス腎臓からの核分離

ゼブラフィッシュランゲルハンス島における単一セルの解像度カルシウムイメージングを用いた β-細胞機能の解析

Situハイブリダイゼーションにおける2色単分子蛍光を用いた大腸菌における空間と時間におけるmRNA運動学の探査