私たちは、食道組織サンプルと私たちの仕事の支援獲得に彼らの助けのために、ミスターロジャーAckroyd氏アンドリュー·ワイマン氏とクリス·ストッダード、シェフィールド教育病院NHS財団トラストでのコンサルタント外科医に感謝しています。私たちはモデルに腫瘍細胞株を組み込んだ、彼の助けをAshrafulハクに感謝します。私たちは感謝Bardhan研究教育トラスト（BRET）とヨークシャー癌研究（YCR）からの補助金によって、この研究のための財政支援を認めます。

ヒト食道細胞は胃や食道の手術を受けた患者から得られます。組織は、研究目的のために使用されるためにインフォームドコンセントを得て、組織が適切な倫理的承認（SSREC 165/03、ヒューマン研究の組織バンクライセンス12179）の下で匿名で使用します。 ヒト食道上皮細胞の単離1。 <ol><li>層流の組織培養フード内で作業し、無菌技術を使用して、ダルベッコ変法イーグル培地（DMEM）および3のハムF12混合することにより、上皮培養培地を調製：1の比（V：V）を。 10％の追加（v / v）のFCS、10 ngの/ mlの上皮成長因子、0.4 / mlのヒドロコルチゾン、1.8×10 -4 Mのアデニン、5μg/ mlのインスリン、5μg/ mlのトランスフェリン、2×10 -7 Mトリヨードサイロニン、1×10 -10 Mのコレラ毒素、2×10 -3 Mのグルタミン、100 IU / mlペニシリン、100μg/ mlのストレプトマイシン、および0.625 / mlのアムホテリシンBを</li><li>標準の使用滅菌技術は、T75組織培養フラスコ中に100μg/ mlのストレプトマイシンDMEM 11mlの10％FCS、2×10 -3 MのL-グルタミン、100 IU / mlペニシリン、および0.625 / mlのアンホテリシンBを入れます。同じ培地1ml中に1×10 6致死的に照射したマウス3T3線維芽細胞に12を追加し、5％CO 2、加湿雰囲気中で37℃で一晩インキュベートします。これは、上皮細胞のその後の培養のためのフィーダー層を生成します。 </li><li>メスを使用し、組織病 ​​理学者の勧告に続いて、胃や食道の手術を受けた患者から得られた食道扁平上皮粘膜の無病背景領域からの組織の約2cm 2の試料を分析。室温で無菌輸送培地50mlの容器（PBS 100 IU / mlペニシリン、100μg/ mlのストレプトマイシンおよび0.625 / mlのアンホテリシンB）研究室への輸送。 </li><li>この時点で、輸送に組織を保存します便宜上4℃で最大12時間（一晩）用培地;彼らは減少し、細胞の生存率をもたらすようにしかし、より長い保存期間を使用しないでください。 </li><li>層流の組織培養フード内で作業し、無菌技術を用いて、5分間、70％エタノールに浸漬することによって、メスの刃を滅菌します。滅菌PBSですすいでください。 </li><li>滅菌ペトリ皿に組織を配置し、0.5センチメートルのストリップにカットするためにメスを使用しています。 0.1％、5 mlを加え、ペトリ皿にPBS中のトリプシン（w / v）の皿に蓋を置き、37℃で1時間インキュベートします。 </li><li>トリプシンを阻害するためにペトリ皿に組織を5mlのFCSを加えます。滅菌ピンセットで組織のストリップを持って、静かに周囲の媒体への上皮細胞を除去するためのストリップ当たり1〜2分間のメスの刃で上皮表面をこすり。掻き取った組織を除去し、脇に置きます。すべての組織片のためのプロセスを繰り返します。 </li><li> 15mL遠心管に切り離さ上皮細胞を含む培地を収集遠心分離（5分間、200×gで）。上清を捨て、および上皮培地12mlの中にペレットを再懸濁（ステップ1.1に記載）。 </li><li>捨て、ステップ1.2で調製したT75フラスコ中のフィーダー細胞層から培地を捨てます。フラスコに新たに単離された上皮細胞を含む細胞懸濁液を追加し、5％CO 2、加湿雰囲気中で37℃でインキュベートし、滅菌ピペットを使用してください。 </li><li> 24時間後にオフ注ぎ、また、細胞の破片が含まれ、培地を、廃棄し、新鮮な上皮培地12mlのと交換してください。 5％CO 2、加湿雰囲気中、37℃でインキュベーションを続け。コロニーは、次の24〜48時間にわたって表示されるように開始され、標準的な光学顕微鏡下で培養フラスコを配置することによって表示することができます。費やされた培地を捨て、新鮮な培地を等量の2〜3日ごとに交換してください。 </li><li>フラスコを80％の密集度、継代細胞13に達すると。 Cを分割モデルで使用するために細胞数を増加させるために5：1の比率でells。細胞を継代する24時間前に上皮細胞を受信する各フラスコに照射3T3細胞のフィーダー層を確立するために、ステップ1.2に従ってください。 注：通路1とのみ4との間に、以下に記載の食道モデルで上皮細胞を使用してください。 </li></ol>ヒト食道線維芽細胞の単離2。 <ol><li>クリーンベンチでの作業と滅菌技術を使用して、ステップ1.7で確保された組織を取ります。滅菌ペトリ皿に置き、滅菌メスの刃で細断することによって細かく刻みます。 （w / v）の溶液をコラゲナーゼおよびペトリ皿に蓋を置き、5％CO 2、加湿雰囲気中、37℃で一晩インキュベートし、0.5％を10mlを加えます。 </li><li>慎重に、15mlの遠心管と遠心（10分、200 XG）にダイジェストを移しオフ注ぎ、上清を破棄し、線維芽細胞培養培地（DMEM、10％FCS 10mlにペレットを再懸濁、2×10 -3 MのL-グルタミン、100 IU / mlのペニシリン/ mlストレプトマイシン100μgを、0.625 / mlのアンホテリシンB）。 </li><li> T75フラスコに懸濁液を入れ、5％CO 2、加湿雰囲気中、37℃でインキュベートします。 24時間後の破片が含まれており、新鮮な線維芽細胞培地12mlのと交換します媒体を捨てます。細胞数を増加させるために5比：彼らは1のセルを分割、80％の密集度13に到達した後2〜3日ごとに継代細胞培養液を交換してください。 注：通路4のみ10との間に、以下に記載のモデルに線維芽細胞を使用してください。 </li></ol>脱細胞化食道足場の調製<ol><li>食糧生産のために使用される、新たに屠殺ランドレース豚から屠殺場で無傷のブタ食道を取得します。一つの食道は、約30別々の構築のために十分な足場を提供します。 注：これにより大規模で時間共に必要な滅菌プロトコルをnsumingは、一度、通常10食道の最小値を取得し、処理する価値があります。 </li><li>直ちに汚染微生物負荷を低減するために、5分間、10％ポビドンヨード溶液約150ミリリットルを含む180ミリリットルの滅菌ポットに、新たに切除した食道を配置します。 / mlストレプトマイシン200 IU / mlペニシリン、200μgの、および1.25 / mlのアンホテリシンBを含む滅菌PBSの約100ミリリットルを含む第二のポットに食道を転送<ol><li>容器に蓋を交換し、室温に戻って研究室に食道を輸送。二または三食道は、その大きさに応じて、それぞれの容器に搬送することができます。 </li></ol></li><li>実験室での後、微生物汚染を最小限にするために、無菌技術を用いて層流フード内で組織を処理します。 70％エタノール中に5分間浸漬し、滅菌PBSでリンスすることにより、ピンセット、はさみとメスの刃を滅菌します。 </li><li> ESを扱います滅菌ピンセットを使用してophagus。はさみを使用して、縦方向に食道を切り開い。滅菌PBS約100 mlを含む180ミリリットルの滅菌ポットに食道を配置し、任意の破片を除去するために穏やかに振とうすることによって組織をすすぎます。 </li><li> 70％エタノールで自由に噴霧することにより、コルク解剖ボードをきれいにし、乾燥させます。 </li><li> PBSから食道を外し、滅菌針を使用して、ボード上に食道をピン、粘膜表面最上。滅菌ピンセットで食道の一端に粘膜表面をつかみ、ボードから引き離します。これは、基礎となる粘膜下組織から粘膜を分離します。 <ol><li>その後、解剖は粘膜が離れて持ち上げることができるようにするために進むにつれて、ピンを除去し、粘膜固有層に沿って長手方向に食道を分析するために、無菌手術用メスの刃を使用しています。 </li></ol></li><li>解剖粘膜を保持し、下にある粘膜下層を捨てます。 </li><li>カットオフとtの最も近位および遠位の2センチメートルを破棄それぞれ、7それらの領域における粘膜下腺より多数の厚い粘膜固有層が存在するように、彼は粘膜。 </li><li> 5cm 2の中に残った組織を切断するためにメスを使用してください。滅菌PBSの約150 mlを含む180ミリリットルの滅菌ポットにすべて切断組織を置き、組織を洗浄するために穏やかに攪拌します。一度つ以上の食道を処理する場合は、このために、複数のポット三以降の手順を使用する必要があるかもしれません。 </li><li>滅菌ピンセットを用いて、滅菌1MのNaCl、37℃で72時間、200 IU / mlペニシリン、200 / mlのストレプトマイシンおよび1.25 / mlのアムホテリシンBをインキュベートの150ミリリットルを含む180ミリリットルポットに切断組織を移します。 </li><li> 150ミリリットル滅菌PBSを含む新鮮な180ミリリットルポットに組織を配置します。上皮は目に見えて、下にある組織から分離し始めているだろう。静かに滅菌ピンセットを用いて、豚の食道から切り離し上皮を剥離し、捨てます。 <ol><li>残りのTを配置新鮮な180ミリリットルの鍋に問題とは、滅菌PBSの150ミリリットルを追加します。洗浄するために5分間穏やかに攪拌します。 PBSを捨て、新鮮なPBSでさらに2回繰り返します。 </li></ol></li><li>室温で24時間滅菌し、80％（v / v）のグリセロール溶液400mlを含む500mlのガラス瓶に、すべての組織を置きます。さらに24時間の滅菌90％（v / v）のグリセロール溶液400mlに移します。 </li><li>脱水と基底膜の完全性を維持しながら、組織を滅菌する4ヶ月以上室温で無菌の100％グリセロール溶液400ml中に保管してください。 </li></ol>培養培地の4生産<ol><li>培養液中で使用するためにキレート化された新生仔ウシ血清を準備します。 <ol><li>ガラス1 Lボトルにキレックス100の100グラムを注ぎ、脱イオン水を加えます。正確な量は重要ではないが、十分な水がキレックス粉末をカバーするために追加する必要があります。磁気撹拌機を追加し、オートクレーブ処理（121℃で滅菌するための15分）。 </li><li>ボトルを冷却することを可能にし、キレックスを解決します。クリーンベンチでは、過剰の水を注ぐ新生仔ウシ血清（NCS）の500ミリリットルを追加し、4℃で一晩攪拌したままにします。 </li><li>攪拌を停止し、キレックスこれは30分までかかることが、解決することができます。 -20℃のクリーンベンチでキレックスを乱さないように注意しながら、滅菌ピペットを用いてキレート化された血清をデカントし、10ミリリットルの分量を保存します。 </li></ol></li><li>プロ増殖性およびプロ分化製剤で終わるで始まる、クリーンベンチ内に三つの異なるメディアを準備します。 <ol><li> （V：V）：1の比率、4×10 -3 M L-グルタミン、0.5 / mlのヒドロコルチゾン、1×10 -4 M Oの -phosphorylethanolamine、2×を私は3にDMEMとハムF12から構成される複合培地を調製10 -12 Mのトリヨードサイロニン、1.8×10 -4 Mのアデニン、1.88×10 -3 MのCaCl 2、4×10 -12 Mのプロゲステロン、10μg/ mlの中sulin、を10μg/ mlのトランスフェリン、10 ngの/ mlのセレン、1×10 -3 Mのエタノールアミンおよび0.1％（v / v）のキレートNCS。 </li><li> 0.1％（v / v）の非キレート化NCSとキレート化した血清を置き換える以外はコンポジットミディアム私として複合培地IIを準備します。 </li><li>オミットプロゲステロン以外複合培地IIとして、コンポジット中IIIを調製し、2％（v / v）の非キレート化NCSに血清を高めます。 </li></ol></li></ol>ヒト食道粘膜モデルの5生産<ol><li>無菌環境を維持するために、無菌技術を用いて、層流フード内のすべての作業を実行します。滅菌PBSですすぎの前に、5分間、70％エタノールに浸漬することによって、すべてのツールを殺菌。 </li><li>それが必要になる前の日は、無細胞ブタの食道足場を再水和。各構築物を作製するための足場の一枚が必要とされます。 <ol><li>滅菌PBS 100mlを含有するポットにブタ足場の組織場所に十分な作品を再水和するために、攪拌し、10分間浸します。デカPBSをNTと新鮮なPBSと交換します。すべてグリセロールトレースの除去を確実にするために洗浄工程を5回繰り返します。 </li></ol></li><li> 37℃で一晩DMEM 100ml中の再水和組織をインキュベートすることにより、足場の無菌性をテストします。足場は、無菌であることが想定されるインキュベーション期間の終わりに、培養培地の色または濁度の変化がない場合。無菌性が確認された後、最上位の、6ウェルプレートに粘膜下側を5cm 2の無細胞の足場を置きます。 </li><li>各足場の中央に滅菌医療グレードのステンレス鋼製のリング（内径10ミリメートル、外径20ミリメートル）を置き、静かに組織との適切なシールを確保するために、滅菌ピンセットを用いて、下に押します。 </li><li>細胞懸濁液を生成するためにトリプシン-EDTA 13を用いて線維芽細胞を収穫。血球計数器14を用いて細胞数を計測します。細胞懸濁液を遠心分離（10分間、200×gで）。 appropriaに細胞ペレットを再懸濁し1mlあたり2.5×10 6細胞の最終細胞数を産生する線維芽細胞の培地のTE体積。 </li><li>各環内に5×10 5のヒト食道線維芽細胞を含む、線維芽細胞培地の0.2ミリリットルを追加します。線維芽細胞培地の約2 mlのリングの外側の周りの領域をあふれさせます。 5％CO 2、加湿雰囲気中、37℃でインキュベートします。 </li><li> 24時間後輪および線維芽細胞培地を除去し、各ウェルに、新鮮な線維芽細胞の培地の少なくとも5 mLを加え、足場は完全培地中に浸漬されることを保証します。 5％CO 2、2〜3日毎に培地を交換し、加湿雰囲気中で37℃で1週間培養物。 </li><li> 1週間後、粘膜表面の最上層に配置し、媒体を除去し、滅菌ピンセットを用いて、各足場を反転、層状洪水フードに足場を含む6ウェルプレートを取り外します。この時点を0日と呼びます。 </li><li>中心部の粘膜表面に鋼リングを配置しますステップ5.4のように組織。 </li><li>トリプシン処理13のための上皮細胞のT75フラスコを準備します。 PBSで洗浄し、前のトリプシンEDTA溶液を添加した後、各フラスコに、滅菌0.02％2mlの（w / v）のEDTA溶液を加えます。 37℃で2分間インキュベートします。添付の上皮細胞を残したまま、選択i3T3フィーダー層を分離するために静かにフラスコをタップします。 注意：一般的に、すでに前の週のモデルに組み込まれた線維芽細胞に上皮細胞と一致している患者に実用的または必要はありません。 </li><li>フィーダー層を含むEDTA溶液を捨ておよび上皮細胞13を採取するために、トリプシン-EDTA溶液を加えます。血球計数器14を用いて細胞数を計測します。細胞懸濁液を遠心分離（10分間、200×gで）。 1mlあたり5×10 6細胞の最終細胞数を産生するために、複合培地1の適切な量に細胞ペレットを再懸濁します。 </li><li> ×1 1を含む、複合メディアIの0.2ミリリットルを追加します。リング内の0 6上皮細胞。複合メディアIの約2 mlのリングの外側の周りの領域を洪水、5％CO 2、加湿雰囲気中、37℃のインキュベーター内に構築物を配置します。 </li><li> 24時間（1日目）の後輪とメディアを除去し、新鮮な複合メディアIの少なくとも5ミリリットルを追加し、足場が完全に水没している確保し、インキュベーターに戻します。さらに24時間（2日目）後、培地を除去し、複合培地IIの少なくとも5mlで置き換え、再度足場を確保し、完全に水没し、インキュベーターに戻すされています。 </li><li>日に4場所滅菌医療グレードのステンレス鋼製メッシュグリッド新鮮な6ウェルプレートに（2センチ×0.5センチの高ワイド×2センチ）、構造物ごとに1。スチールグリッド、粘膜表面最上の一番上に構築物を転送するために滅菌ピンセットを使用してください。 <ol><li>液体は、合成の下側に到達するが、表面になるように十分な複合培地IIIを追加空気にさらされる、これは、サンプルが空気 - 液体界面で維持されることを保証します。必要なメディアの正確な量は、足場の厚さ、ウェルの容積とステンレス鋼グリッドの正確な高さに依存して変化します。 </li></ol></li><li>実験の要件に応じて、10〜20日（24日目に14日目）のための気液界面での複合体を維持します。新鮮な培地で複合培地IIIを交換するごとに2〜3日（月曜日、水曜日、金曜日は、ユーザーフレンドリーな政権です）。 注：気液界面（9日目）で5日後、構築物が食道上皮における環境要因の影響の実験に使用されるのに十分に成熟した食道上皮を持っています。 </li><li>実験の最後に、さらなるanalys用上皮から組織学的分析および免疫組織化学染色7、または抽出タンパク質15またはRNA 11,16のための構築物を修正です。必要に応じて、細胞外シグナル伝達分子17の分析のための馴化培地を保持します。 </li></ol>

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著者らは、開示することは何もありません。

この原稿は、食道上皮の際に環境ストレスへの暴露の影響を研究するための実験プラットフォームとして使用するのに適した生物学的に関連するヒト食道粘膜モデルの産生および特徴を説明しています。 ヒト食道粘膜モデルの成功の生産のための最も重要なステップは、次のとおりです。上皮細胞の大部分は、増殖のままであり、すでに足場上に播種する前に区別する?...

食道粘膜は、結合組織の層の上に層状、扁平上皮、粘膜固有層を含み、摂取環境ストレスに遭遇した最初のサイトの一つです。 duodenogastro食道逆流は、食道腺癌への進行のリスクの増加と関連しているバレット化生、の病因における重要な要因である一方、食物毒素への暴露は、食道扁平上皮癌の発症に関与しています。食道がんは、英国の男性と食道腺癌で8 番目の最も一般的な悪性腫瘍が急速に西洋世界1に増加しています。また、約15％の全5年生存率と疾患の予後でほとんど改善、がありました。したがってdeveloでこの食道上皮の環境ストレスへの曝露の影響とその潜在的な関与を調査するための実験的なプラットフォームが必要とされています化生または新生物のpment。 不死化または腫瘍細胞株は、研究者は、インビトロでこれらのストレスには、上皮細胞の応答を研究することを可能にするが、それらは、増殖性のままであり、食道粘膜の最上層上に見出される成熟上皮細胞に分化することができません。また、既に腫瘍形成を起こした細胞株は、環境要因に上皮内の正常細胞の初期応答に関する限られた情報を提供することができます。これは、治療的介入の可能性が最も高いとすることができるステージがあります。最後に、従来の細胞培養系は、上皮および間葉細胞の間でおよびインビボでの組織内で発生し、これらの細胞と周囲のマトリックスとの間の潜在的に重要な相互作用を捕捉することができません。 動物モデルは食道epitheliの応答を研究するためのより現実的な微小環境を提供しますUMと胃食道逆流症2の人工的誘導を組み込むことができます。しかし、これらのモデルにおける環境ストレスを操作するより困難にすることができ、それらは完全にヒトの食道内に応答を表していない場合があります。 他の実験、ヒト食道モデルは、コラーゲンの一次細胞、不死化細胞または腫瘍細胞株を利用する開発、またはコラーゲン/マトリゲル、足場を含む線維芽細胞3,4を合わせてきました。なお、この原稿に記載の無細胞食道足場よりもこれらの足場を生成するために少ない労働集約的であり、これらの器官のモデルは、コラーゲンゲル内への腫瘍細胞の浸潤を容易にすることができ、特に腫瘍浸潤5,6の研究に有用なツールを提供します観察しました。しかしながら、これらのコラーゲンゲルは、非天然の機械的特性を有し、特定の基底膜とappropriat含む元の組織の特定の機能を欠いていますEの表面トポグラフィー。これは、コラーゲンゲル骨組7を用いて、上皮と足場との間に、例えば、劣った接着をもたらす細胞の挙動に影響を与えることができます。その結果、無細胞ブタ食道足場は、より生物学的に現実的な足場と実験プラットフォームとして使用するための、より適切であるという利点と、開発されました。それはまた、これらの細胞が、多層上皮が形成するので、そのようなHET-1Aと不死化食道上皮細胞株、より食道構築物中に一次細胞を組み込むが、階層化または4,7,8を区別しない方が良いことが示されています。 したがって、このプロトコルは、組織工学皮膚や口腔粘膜9,10を製造するためのマクニールの研究室ですでに使用中の方法から適応し、初代ヒト食道上皮細胞および線維芽細胞と組み合わせた脱細胞化ブタ食道足場を内蔵しています。ティSプロトコルはCK4、CK14、Ki67をとインボルクリン染色によって示されるように、正常なヒト食道と同様の成熟した、重層上皮を生成します。得られたモデルは、環境ストレスへの応答を研究するための実験的なプラットフォームを提供し、成分11を refluxateに応答して食道上皮における遺伝子発現の変化を調査するために効果的に使用されてきました。

<table><tbody><tr><td>Trypsin</td><td>BD Biosciences</td><td>215240</td><td>Prepare 0.1% w/v solution in PBS and filter sterilize. Warm in 37&amp;nbsp;&amp;deg;C water bath before use.</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Labtech</td><td>LM-D1112</td><td>Warm in 37&amp;nbsp;&amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Ham&#039;s F12</td><td>Labtech</td><td>LM-H1236</td><td>Warm in 37&amp;nbsp;&amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Foetal Calf Serum</td><td>Labtech</td><td>FB-1090</td><td></td></tr><tr><td>Epidermal Growth Factor</td><td>R+D Systems</td><td>236-EG-200</td><td>Prepare 200 &amp;micro;g/ml stock solution in 10 mM acetic acid, 1% FCS</td></tr><tr><td>Hydorcortisone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0396</td><td>Prepare stock solution in PBS and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Adenine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2786</td><td>Prepare stock solution in PBS and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I2767</td><td>Prepare 10 mg/ml solution in 0.01&amp;nbsp;M HCl, dilute 1:10 in distilled water and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Transferrin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T2036</td><td>Prepare stock solution in distilled water and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Triiodothyronine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T2752</td><td>Prepare stock solution in distilled water and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Cholera toxin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8052</td><td>Prepare stock solution in water</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7513</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0781</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin B</td><td>Gibco</td><td>15290-026</td><td>Brand name Fungizone</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Oxoid</td><td>BR0014</td><td>Dissolve 1 tablet in 100&amp;nbsp;ml water and autoclave to sterilize</td></tr><tr><td>Collagenase A</td><td>Roche</td><td>10103578001</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iodine solution</td><td>Ecolab</td><td>10830E</td><td>Brand name Videne</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023</td><td></td></tr><tr><td>Chelex 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C7901</td><td></td></tr><tr><td>Newborn calf serum</td><td>Gibco</td><td>26010074</td><td></td></tr><tr><td>Progesterone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8783</td><td>Prepare stock solution in DMEM and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Ethanolamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9508</td><td>Prepare stock solution in DMEM and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>Hydrocortisone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0888</td><td>Prepare stock solution in DMEM and filter sterilize before use use</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;O&lt;/em&gt;-phosphorylethanolamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0503</td><td>Prepare stock solution in DMEM and filter sterilize before use</td></tr><tr><td>ITS (insulin, transferrin, selenium)</td><td>Lonza</td><td>17-838Z</td><td>Used for composite media preparation</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3924</td><td>Warm in 37&amp;nbsp;&amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>EDTA 0.02% solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E8008</td><td>Warm in 37&amp;nbsp;&amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>T75 culture flask</td><td>VWR</td><td>734-2313</td><td></td></tr><tr><td>50 ml centrifuge tube</td><td>Fisher</td><td>11819650</td><td></td></tr><tr><td>15 ml universal tube</td><td>SLS</td><td>SLS7504</td><td></td></tr><tr><td>180 ml pot</td><td>VWR</td><td>216-2603</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>SLS</td><td>150350</td><td></td></tr><tr><td>6 well plate</td><td>VWR</td><td>734-2323</td><td></td></tr><tr><td>stainless steel rings</td><td></td><td></td><td>Manufactured in house - medical grade stainless steel, internal diameter 10 mm, external diameter 20 mm</td></tr><tr><td>steel mesh grids</td><td></td><td></td><td>Manufactured in house - sheets have 0.3 cm diameter holes, bent to produce grid 2&amp;nbsp;cm (w) x 2 cm (d) x 0.5 cm (h)</td></tr><tr><td>ki67</td><td>Novocastra</td><td>KI67-MM1-L-CE</td><td>Clone MM1. Use at 1:100.</td></tr><tr><td>CK4</td><td>Abcam</td><td>ab9004</td><td>Clone 6B10. Use at 1:200.</td></tr><tr><td>CK14</td><td>Novocastra</td><td>LL002-L-CE</td><td>Clone LL002. Use at 1:200.</td></tr><tr><td>Involucrin</td><td>Novocastra</td><td>INV</td><td>Clone SY5. Use at 1:100.</td></tr><tr><td>OE21</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96062201</td><td></td></tr><tr><td>OE33</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96070808</td><td></td></tr><tr><td>Het-1A</td><td>ATCC-LGC</td><td>CRL-2692</td><td></td></tr><tr><td>Mouse 3T3 fibroblasts</td><td>ATCC-LGC</td><td>CRL-1658</td><td>previously growth arrested by irradiation (60 Gy)</td></tr></tbody></table>

production, characterization and potential uses of a 3d tissue-engineered human esophageal mucosal model

食道腺癌およびその前駆体、バレット化生の両方の発生率は、西部の世界で急速に上昇しています。さらに、食道腺癌は、一般的に、近年の生存率にはほとんど改善して、予後不良を持っています。これらは、勉強する困難な状況であり、食道粘膜の障害を調査するために、適切な実験プラットフォームの欠如がありました。 ヒト食道粘膜のモデルは、従来の2D細胞培養系とは異なり、 生体内に存在する細胞-細胞及び細胞-マトリックス相互作用を再現すると、正常なヒトの場合と同様、成熟、重層上皮を生成する、マクニールの研究室で開発されました食道。簡単に言うと、モデルは、ブタ由来の無細胞食道足場内で増殖させた形質転換されていない正常な初代ヒト食道線維芽細胞および上皮細胞を利用します。このモデルの免疫組織化学的特性評価CK4、CK14によって、Ki67のとインボルクリン染色は、正常なヒト食道粘膜の組織学の適切な要約を示しています。 このモデルは、ヒトの食道粘膜の強固な、生物学的に関連する実験モデルを提供します。これは、簡単に薬剤の有効性と、アルコール、毒素、高温または胃食道refluxate部品などの環境要因への曝露の影響を含む研究課題の数を調査するために操作することができます。モデルはまた、最大20日間の関心のある物質に成熟した上皮の反復暴露の影響の研究を、 とりわけ可能、従来の2D細胞培養では達成できない、拡張培養期間を容易にします。さらに、このような食道腫瘍またはバレット化生に由来するものなどの細胞株、種々の、例えば、腫瘍浸潤および薬物responsiveneなどのプロセスを調査するためにモデルに組み込むことができますより生物学的に関連する環境でのSS。

この原稿が正常ヒト食道上皮の培養3Dモデルに、 図1に概略的に示され、必要なプロセスについて説明します。実験プラットフォームの組織学的および免疫組織化学的研究として、モデルの適合性を確認するために、正常なヒト食道扁平上皮粘膜との培養組織を比較行われています。 記載の方法により製造上皮の組織学的評価は、細胞の薄い（5〜10層にもか?...

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Production, Characterization and Potential Uses of a 3D Tissue-engineered Human Esophageal Mucosal Model

この原稿は、生産、特性評価および正常な初代ヒト食道線維芽細胞および脱細胞化ブタの足場内に播種した扁平上皮細胞から調製した組織工学3D食道構造物の潜在的な用途を説明しています。結果は、正常なヒトの食道に似成熟重層上皮の形成を実証します。

生産、特性評価および3D組織工学ヒト食道粘膜モデルの使用可能性

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore ...

production-characterization-potential-uses-3d-tissue-engineered-human

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.4K ビュー.  University of Sheffield. この原稿は、生産、特性評価および正常な初代ヒト食道線維芽細胞および脱細胞化ブタの足場内に播種した扁平上皮細胞から調製した組織工学3D食道構造物の潜在的な用途を説明しています。結果は、正常なヒトの食道に似成熟重層上皮の形成を実証します。 

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Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

人間の3次元の組織工学<em&gt; in vitroで</em&gt;腫瘍テストシステム

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

生物工学

Conditional Reprogramming of Pediatric Human Esophageal Epithelial Cells for Use in Tissue Engineering and Disease Investigation

Identifying and expanding patient-specific cells in culture for use in tissue engineering and disease investigation can be very challenging. Utilizing various types of stem cells to derive cell types of interest is often costly, time consuming and highly inefficient. Furthermore, undesired cell types must be removed prior to using this cell source, which requires another step in the process. In order to obtain enough esophageal epithelial cells to engineer the lumen of an esophageal construct or to screen therapeutic approaches for treating esophageal disease, native esophageal epithelial cells must be expanded without altering their gene expression or phenotype. Conditional reprogramming of esophageal epithelial tissue offers a promising approach to expanding patient-specific esophageal epithelial cells. Furthermore, these cells do not need to be sorted or purified and will return to a mature epithelial state after removing them from conditional reprogramming culture. This technique has been described in many cancer screening studies and allows for indefinite expansion of these cells over multiple passages. The ability to perform esophageal screening assays would help revolutionize the treatment of pediatric esophageal diseases like eosinophilic esophagitis by identifying the trigger mechanism causing the patient's symptoms. For those patients who suffer from congenital defect, disease or injury of the esophagus, this cell source could be used as a means to seed a synthetic construct for implantation to repair or replace the affected region.

Expansion of human pediatric esophageal epithelial cells utilizing conditional reprogramming provides investigators with a patient-specific population of cells that can be utilized for engineering esophageal constructs for autologous implantation to treat defects or injury and serve as a reservoir for therapeutic screening assays.

ティッシュ・エンジニアリングと疾病調査に使用するための小児のヒト食道上皮細胞の条件付き再プログラミング

Identifying and expanding patient-specific cells in culture for use in tissue engineering and disease investigation can be very challenging. Utilizing ...

発生生物学

Modeling Oral-Esophageal Squamous Cell Carcinoma in 3D Organoids

Esophageal squamous cell carcinoma (ESCC) is prevalent worldwide, accounting for 90% of all esophageal cancer cases each year, and is the deadliest of all human squamous cell carcinomas. Despite recent progress in defining the molecular changes accompanying ESCC initiation and development, patient prognosis remains poor. The functional annotation of these molecular changes is the necessary next step and requires models that both capture the molecular features of ESCC and can be readily and inexpensively manipulated for functional annotation. Mice treated with the tobacco smoke mimetic 4-nitroquinoline 1-oxide (4NQO) predictably form ESCC and esophageal preneoplasia. Of note, 4NQO lesions also arise in the oral cavity, most commonly in the tongue, as well as the forestomach, which all share the stratified squamous epithelium. However, these mice cannot be simply manipulated for functional hypothesis testing, as generating isogenic mouse models is time- and resource-intensive. Herein, we overcome this limitation by generating single cell-derived three-dimensional (3D) organoids from mice treated with 4NQO to characterize murine ESCC or preneoplastic cells ex vivo. These organoids capture the salient features of ESCC and esophageal preneoplasia, can be cheaply and quickly leveraged to form isogenic models, and can be utilized for syngeneic transplantation experiments. We demonstrate how to generate 3D organoids from normal, preneoplastic, and SCC murine esophageal tissue and maintain and cryopreserve these organoids. The applications of these versatile organoids are broad and include the utilization of genetically engineered mice and further characterization by flow cytometry or immunohistochemistry, the generation of isogeneic organoid lines using CRISPR technologies, and drug screening or syngeneic transplantation. We believe that the widespread adoption of the techniques demonstrated in this protocol will accelerate progress in this field to combat the severe burden of ESCC.

This protocol describes the key steps to generate and characterize murine oral-esophageal 3D organoids that represent normal, preneoplastic, and squamous cell carcinoma lesions induced via chemical carcinogenesis.

3Dオルガノイドによる口腔食道扁平上皮癌のモデリング

Esophageal squamous cell carcinoma (ESCC) is prevalent worldwide, accounting for 90% of all esophageal cancer cases each year, and is the deadliest of all ...

がん研究

Development of a Multicellular Three-dimensional Organotypic Model of the Human Intestinal Mucosa Grown Under Microgravity

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). In fact, it is widely recognized that cells grown in flasks or dishes tend to de-differentiate and lose specialized features of the tissues from which they were derived. Currently, there are mainly two types of 3-D culture systems where the cells are seeded into scaffolds mimicking the native extracellular matrix (ECM): (a) static models and (b) models using bioreactors. The first breakthrough was the static 3-D models. 3-D models using bioreactors such as the rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors are a more recent development. The original concept of the RWV bioreactors was developed at NASA&#39;s Johnson Space Center in the early 1990s and is believed to overcome the limitations of static models such as the development of hypoxic, necrotic cores. The RWV bioreactors might circumvent this problem by providing fluid dynamics that allow the efficient diffusion of nutrients and oxygen. These bioreactors consist of a rotator base that serves to support and rotate two different formats of culture vessels that differ by their aeration source type: (1) Slow Turning Lateral Vessels (STLVs) with a co-axial oxygenator in the center, or (2) High Aspect Ratio Vessels (HARVs) with oxygenation via a flat, silicone rubber gas transfer membrane. These vessels allow efficient gas transfer while avoiding bubble formation and consequent turbulence. These conditions result in laminar flow and minimal shear force that models reduced gravity (microgravity) inside the culture vessel. Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa composed of an intestinal epithelial cell line and primary human lymphocytes, endothelial cells and fibroblasts cultured under microgravity provided by the RWV bioreactor.

Cells growing in a three-dimensional (3-D) environment represent a marked improvement over cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa cultured under microgravity provided by rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors.

微小重力下で増殖させたヒト腸粘膜の多細胞三次元器官型モデルの開発

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., ...

κ-Carrageenan Sub-Microgel Mediumによる3Dバイオプリンティングの進歩

Embedded Bioprinting of Tissue-like Structures Using &#954;-Carrageenan Sub-Microgel Medium

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic scaffolds. However, engineering a suitable gel suspension medium that balances precise bioink deposition with cell viability and function presents multiple challenges, particularly in achieving the desired viscoelastic properties. Here, a novel &#954;-carrageenan gel supporting bath is fabricated through an easy-to-operate mechanical grinding process, producing homogeneous sub-microscale particles. These sub-microgels exhibit typical Bingham flow behavior with small yield stress and rapid shear-thinning properties, which facilitate the smooth deposition of bioinks. Moreover, the reversible gel-sol transition and self-healing capabilities of the &#954;-carrageenan microgel network ensure the structural integrity of printed constructs, enabling the creation of complex, multi-layered tissue structures with defined architectural features. Post-printing, the &#954;-carrageenan sub-microgels can be easily removed by a simple phosphate-buffered saline wash. Further bioprinting with cell-laden bioinks demonstrates that cells within the biomimetic constructs have a high viability of 92% and quickly extend pseudopodia, as well as maintain robust proliferation, indicating the potential of this bioprinting strategy for tissue and organ fabrication. In summary, this novel &#954;-carrageenan sub-microgel medium emerges as a promising avenue for embedded bioprinting of exceptional quality, bearing profound implications for the in vitro development of engineered tissues and organs.

著者スポットライト:高解像度3Dバイオプリンティングのための均質な κ-カラギーナンサブマイクロゲルバスの開発

This study introduces a novel &#954;-carrageenan sub-microgel suspension bath, displaying remarkable reversible jamming-unjamming transition properties. These attributes contribute to the construction of biomimetic tissues and organs in embedded 3D bioprinting. The successful printing of heart/esophageal-like tissues with high resolution and cell growth demonstrates high-quality bioprinting and tissue engineering applications.

κ-カラギーナンサブマイクロゲル培地を用いた組織様構造の埋め込みバイオプリンティング

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic ...

工学

Tissue-Engineered Graft for Circumferential Esophageal Reconstruction in Rats

The use of biocompatible materials for circumferential esophageal reconstruction is a technically challenging task in rats and requires an optimal implant technique with nutritional support. Recently, there have been many attempts at esophageal tissue engineering, but the success rate has been limited due to difficulty in early epithelization in the special environment of peristalsis. Here, we developed an artificial esophagus that can improve the regeneration of the esophageal mucosa and muscle layers through a two-layered tubular scaffold, a mesenchymal stem cell-based bioreactor system, and a bypass feeding technique with modified gastrostomy. The scaffold is made of polyurethane (PU) nanofibers in a cylindrical shape with a three-dimensional (3D) printed polycaprolactone strand wrapped around the outer wall. Prior to transplantation, human-derived mesenchymal stem cells were seeded into the lumen of the scaffold, and bioreactor cultivation was performed to enhance cellular reactivity. We improved the graft survival rate by applying surgical anastomosis and covering the implanted prosthesis with a thyroid gland flap, followed by temporary nonoral gastrostomy feeding. These grafts were able to recapitulate the findings of initial epithelialization and muscle regeneration around the implanted sites, as demonstrated by histological analysis. In addition, increased elastin fibers and neovascularization were observed in the periphery of the graft. Therefore, this model presents a potential new technique for circumferential esophageal reconstruction.

Esophageal reconstruction is a challenging procedure, and development of a tissue-engineered esophagus that enables regeneration of esophageal mucosa and muscle and that can be implanted as an artificial graft is necessary. Here, we present our protocol to generate an artificial esophagus, including scaffold manufacturing, bioreactor cultivation, and various surgical techniques.

ラットにおける円周食道再建のための組織工学型移植片

The use of biocompatible materials for circumferential esophageal reconstruction is a technically challenging task in rats and requires an optimal implant ...

人間の食道オルガノイドおよび気液界面の培養のプロトコール

Three-Dimensional Cell Culture Models to Investigate the Epithelial Barrier in Eosinophilic Esophagitis

The squamous epithelium of the esophagus is directly exposed to the environment, continuously facing foreign antigens, including food antigens and microbes. Maintaining the integrity of the epithelial barrier is critical for preventing infections and avoiding inflammation caused by harmless food-derived antigens. This article provides simplified protocols for generating human esophageal organoids and air-liquid interface cultures from patient biopsies to study the epithelial compartment of the esophagus in the context of tissue homeostasis and disease. These protocols have been significant scientific milestones in the last decade, describing three-dimensional organ-like structures from patient-derived primary cells, organoids, and air-liquid interface cultures. They offer the possibility to investigate the function of specific cytokines, growth factors, and signaling pathways in the esophageal epithelium within a three-dimensional framework while maintaining the phenotypic and genetic properties of the donor. Organoids provide information on tissue microarchitecture by assessing the transcriptome and proteome after cytokine stimulation. In contrast, air-liquid interface cultures allow the assessment of the epithelial barrier integrity through transepithelial resistance (TEER) or macromolecule flux measurements. Combining these organoids and air-liquid interface cultures is a powerful tool to advance research in impaired esophageal epithelial barrier conditions.

著者スポットライト:好酸球性食道炎の病態生理学の調査

Here, a protocol for the culture of human esophageal organoids and air-liquid interface culture is provided. Esophageal organoids' air-liquid interface culture can be used to study the impact of cytokines on the esophageal epithelial barrier.

生産、特性評価および3D組織工学ヒト食道粘膜モデルの使用可能性

要約

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人間の3次元の組織工学

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3Dオルガノイドによる口腔食道扁平上皮癌のモデリング

微小重力下で増殖させたヒト腸粘膜の多細胞三次元器官型モデルの開発

κ-カラギーナンサブマイクロゲル培地を用いた組織様構造の埋め込みバイオプリンティング

κ-カラギーナンサブマイクロゲル培地を用いた組織様構造の埋め込みバイオプリンティング

κ-カラギーナンサブマイクロゲル培地を用いた組織様構造の埋め込みバイオプリンティング

ラットにおける円周食道再建のための組織工学型移植片

好酸球性食道炎における上皮バリアを調べるための三次元細胞培養モデル

好酸球性食道炎における上皮バリアを調べるための三次元細胞培養モデル