This work was supported by NIH R01 EY020533, WSU Startup Fund, and RPB grants.

倫理声明：動物を対象とする手順は、ウェイン州立大学の施設内動物管理使用委員会（IACUC）によって承認された。 実験ソリューションの調製<ol><li>実際の実験の前に1週間に解剖ソリューション1日を準備します。なぜなら、より低い温度16でのその強力な緩衝能の網膜解剖のためのHEPES緩衝液を使用してください。 115のNaCl、2.5のKCl、2.5のCaCl 2、1.0のMgCl 2、10 HEPES、28グルコース：（mm）を次のようにすべての化学物質を混ぜる。 NaOHでpHを7.4に調整します。 1週間に冷蔵庫までに解決してください。 </li><li>記録液は、網膜の準備17用に設計された人工脳脊髄液（aCSFの）であるエイムズ」媒体である。実験の日では、チューブ内のエイムズ「粉末（500ミリリットルソリューションの4.4グラム）を秤量。また、 炭酸水素ナトリウム（500ミリリットルソリューションの0.95グラム）を秤量し、Aと混合MES」粉末。 </li><li>実験日によってパッチクランプ記録のための細胞内ピペット溶液を準備します。 111 K-グルコン酸、1.0のCaCl 2、10 HEPES、1.1 EGTA、10のNaCl、1.0のMgCl 2、5 ATP-Mgおよび1.0 GTP-のNaを：（mm）を次のようにすべての化学物質を混ぜる。 KOHでpHを7.2に調整します。従来のシリンジフィルター付きピペット溶液を濾過する。 〜500μlのアリコートを作成し、冷凍庫またはディープフリーザーに保管してください。 </li></ol>実験の日のために2。準備<ol><li> O / N暗順応のために暗い空間に - （雄、8週齢4 C57BL / 6Jまたは類似の背景、）実験前の夜は、ケージにマウスを置く。 </li><li>解剖のための準備： <ol><li>少なくとも10分間、酸素を、ガラスビーカー中 - （200mlの100）の氷の上に置き、気泡液解剖埋める。 </li><li>網膜の準備ストレージ用暗箱の酸素化を開始します。 </li><li>再用グリースレールとプラスチックのカバースリップを準備tinalスライス標本を35mmプラスチックディッシュにそれらの各々を置き。 </li><li>チョッパー（組織スライサー）に新しいカミソリの刃を取り付けます。 </li><li>半分にフィルター膜をカット。これは、網膜スライス用です。 </li><li>解剖顕微鏡の近くに解剖ツールと転送ピペットを合わせます。各ツールは簡単に​​暗闇の中でアクセスできるように作業領域がよく組織されなければならない。 </li></ol></li><li>パッチクランプ記録のための準備： <ol><li>エイムズ&#39;粉末および蒸留水中のNaHCO 3（エイムス4.4グラムおよびNaHCO 3 0.95グラム/ 500ミリリットルのddH 2 O）に溶解する。バブル少なくとも30分間混合酸素（95％O 2および5％CO 2）エイムス「媒体記録温度レベルまで加熱しながら（〜35℃）。まだ吹き込みながらNaHCO 3でpHを7.4に調整します。 </li><li>解剖時の内部ピペット溶液を解凍する。それが解凍された後、細胞内染色のための0.01％のローダミンBを追加します。 </li></ol></li></ol> 3.網膜解剖<ol><li>暗い部屋では、二酸化炭素との二国間気胸を使用して、マウスを安楽死させる。 2の後 - 二酸化炭素を使用しての3分、マウスは意識を失うことになる。 </li><li>マウスは、もは​​やテールピンチに応答しない場合には、すぐに目を脱核、プラスチック皿中の冷たい解剖ソリューションに配置します。動物の死を確実にするために二国間気胸を実行します。すばやく暗箱中皿に目を保​​管。暗闇の中で手続きを行うために赤外線ビューアを使用してください。 注：あるいは、イソフルラン、断頭、または頸椎脱臼は安楽死のために使用することができます。安楽死の方法は、国立衛生研究所（NIH）および/または施設の動物実験委員会のガイドラインに従ってください。 </li><li>暗い部屋では、解剖顕微鏡と赤外線照明を調整します。顕微鏡下で、10cmのプラスチックシャーレWにその皿から目を移す冷却された解剖ソリューション番目。プラスチック皿の底に置かれ、チューブを介して連続的に気泡酸素。それが低すぎないように流量を調節し、それは解剖を乱すのに十分高くないことを確認してください。 </li><li>角膜および水晶体除去： <ol><li>マイクロメスで角膜の上に切開を行います。眼球のもう一方の端にある視神経を保持することは動くから目を防ぐことができます。外科ハサミを使ってカットを拡張します。その周りにいくつかの強膜で角膜を切り取る。 </li><li>細かい鉗子でレンズをつかみ、ゆっくりとレンズを引き出します。硝子レンズを外しすぎて粘着性である場合は、ハサミで硝子体をカット。 </li><li>アイカップが行われると、そっと小さなトランスファーピペットとアイカップに冷たい、酸素解剖ソリューションを注ぐ。 注：切開が角膜に行われた後、眼球を素早く収縮。これは、プロ中の目を変形として、眼の形状を維持することが重要であるcedureは、網膜を損傷し、網膜剥離の原因になります。 </li></ol></li><li>網膜の背側と腹側の識別： 注：緑、紫外線（UV）の不均一な分布は、特定の網膜の領域を識別し、18が円錐ので光応答記録のために重要である。 <ol><li>視神経乳頭近傍を通過網膜アイカップ全体に行くの行を特定します。この行は、主に視神経の腹側を通過する。他の19の腹側であるが、視神経を含む側面は、背側である。赤外線視聴者の下で明確にこのランドマークを参照してください。 </li><li>実験の目的に応じて、不要な側のカットを作る。これは、アイカップから網膜を単離した後に有用であろう。 </li></ol></li><li>硝子体除去： <ol><li>必要に応じて、15分間、ヒアルロニダーゼ（0.5mg / ml）を有するアイカップをインキュベートする。 </li><li>極細ピンセットで硝子体を除去します。硝子体は主であるボトムと目をカップの外縁に取り付ける。そっと触れたり、網膜を突っついせずにそれを削除します。硝子体がしっかりアイカップに添付さかもしれませんが、アイカップから網膜剥離を避けるために、静かに取り除く。全く緊張が感じられなくなるまで引っ張って続けます。 注：この手順は、マウスの網膜を切開するために特に重要である。しかしながら、そのようなラットまたはサンショウウオなどの他の種の網膜は問題ではない。 </li></ol></li><li>アイカップから網膜を分離します。強膜をつかみ、静かに鉗子の裏側を使用して網膜をはがす。 注：ホールマウント網膜の準備が孤立した網膜から作ることができる。縁で三から四カットを作成し、網膜を平らに、またはいくつかの部分に網膜をカット。 </li><li>網膜トリムと網膜（ ステップ3.5）の不必要な半分を捨てる。同じプラスチック皿の中で、二つに残りの網膜をカット。網膜の各部分については、作るために縁を断つ網膜のスラブ、および折りたたみエッジをトリム。 </li><li>大ホールピペット（〜2ミリリットル）を使用して、ガラス板上に網膜のスラブを転送します。小さなピペットで過剰の溶液を吸い取り、スラブを平らに濾紙を使用し、迅速に組織の上にフィルター膜の断片を置き。 <ol><li>小さなトランスファーピペットを使用して、フィルター膜上に溶液を解剖の低下を置く。液が膜に広がるまで〜15秒待ってください。この時間の間に、網膜組織は、フィルター膜に付着するであろう。 </li><li>フィルターの下や周りに、より冷たい解剖ソリューションを注ぐ。フィルター膜と網膜組織がフロートします。鉗子でフィルター膜をつかみ、スライシング室に配置します。組織上の解剖ソリューションを注ぎ、そして暗箱で準備を格納する。 注：ここで説明する手順は非常に重要です。これは、網膜組織は、フィルタMEMにこだわっていることを確認するために迅速にこれらのステップを実行することが重要ですブレーンと乾燥しない。 </li></ol></li><li>チョッパーを用いて、スライスに網膜組織を切断する。約200μmの厚さは、パッチクランプ研究のために可能である。 </li><li>スライスチャンバ内のグリースレールにプラスチック製のカバースリップを置きます。プラスチックカバースリップ上グリースレールの上に網膜スライスを転送します。横断面が見えるようにスライスを90°回転させます。押し下げてカバースリップ上にフィルタ膜が、その後、グリースをろ紙の側面を覆う。 <ol><li>スライスはプラスチック製カバースリップ上に固定化された後、カバースリップをつかみ、35ミリメートルのプラスチックの皿に移す。網膜の準備に冷たい解剖ソリューションを注ぎ、準備を水没。継続的に酸素化されるべきである暗箱で各皿を、保管してください。 注：すべての手順は、フィルター膜が変形しないように慎重に行う必要がある。そうでない場合は、網膜のスライスが簡単にフィルター膜から離れる。 </li></ol></li></ol><ol><li>録音の準備： <ol><li>首相エイムズ」媒体との灌流チューブが。チューブを充填するとき、すべての気泡が通過できるように。 </li><li>プラーでパッチクランプ記録ピペットを作る。ピペットチップが埋め戻されるまで1分間ピペットの裏側でピペット溶液、ディップピペットを充填する。次に、マイクロピペットフィラーを使用してピペットの〜1月3日を記入してください。湿ったピペットボックスの各ピペットを保管してください。 </li><li>パッチクランプ記録のための機器の電源を入れ、コンピュータ、増幅器、CCDカメラ、顕微鏡を含む。 </li></ol></li><li>室内光を遮断してください。赤外線ビューアを使用して顕微鏡ステージ室への網膜スライス標本を置きます。それが固定化された後、連続灌流を開始する。 33から37℃での灌流温度を設定します。 </li><li> CCDカメラでスライス面を表示します。ターゲットCEターゲットの場所に焦点を当てるLLタイプが存在する。 （ すなわち、それは滑らかに見える表面と良好な細胞形状を持つべき）記録パッチクランプのための健康そうなセルを選択します。 </li><li>ピペットホルダーに記録ピペットを置きます。スライス標本にピペットを進める。それはスライス標本（上〜2ミリメートル）に近い場合、顕微鏡でピペットの先端を見つける。ピペットチップは、顕微鏡下で可視になると、標的細胞に向かって下に先端を移動させる。 </li><li>アンプを設定します。 0 MV / 0 PA（ゼロ）でピペットを調整し、〜10Hzで〜5 mVのの連続電気パルスを開始します。ピペット抵抗をチェックします。理想的な抵抗はほとんどの網膜神経細胞のために、5〜10MΩです。 </li><li>先端から吹き出す開始します。マウスピースを使用するか、またはピペットは、浴溶液に浸漬する際に正圧を適用するために、注射器を使用しています。先端は、標的細胞の表面上にあるまで、連続的に内部液を吹き飛ばす。 <ol><li>正圧が目の上の小さなディンプルを行うとE細胞表面、少し先端を進め、吹き出し停止。増加するはずであるピペット抵抗を、確認してください。それが継続的に増加している場合、それを残して、それが&gt; 1GΩ（ギガシール）に達するまで抵抗を監視します。抵抗が自然に増加しない場合は、ギガシールになるまで、穏やかに負圧を加える。 </li></ol></li><li>ギガシールが達成された後、mVのを-70する保持電位を変更する。その後、断続的に、ピペットチップの内部に膜を破裂する負圧を適用する。全細胞構成が行われると、ピペット抵抗は500MΩと1GΩ、容量性電流が見られるの間とすることができる。時々自発性シナプス後電流を観察することができる。 </li><li> -80から+ 40mVまでのIV関係を記録。電位依存性チャネルの異なる種類の細胞型に依存して活性化される。 </li><li>レコード·光誘発シナプス電流または電圧。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Good recordings can only be achieved with good retinal preparations and well-designed patch clamp setups. Although all the steps described above are important, the discussion highlights some critical steps both for the dissection and recordings. 
For dissection, two things are especially important: cooling and oxygenation. After enucleating the eye, quickly remove the front part of the eye in a dissecting chamber with oxygen-bubbled, cooled dissecting solution, and pour cold solution into the ...

The retina is one of the unique parts of the nervous system. As an accessible part of the brain, its synaptic architecture has been well characterized. In addition, the functions of this neural network can be examined with a physiological stimulus: light. If the retinal tissue is isolated in a dark room with appropriate procedures, neurons in the tissue will respond to light. This preparation has been used to study visual signal processing and elucidate various synaptic mechanisms and neural network functions, as well as disease mechanisms. 
Light responses in retinal neurons have been recorded for decades. Early studies used sharp electrodes to make intracellular recordings from mudpuppy retinal neurons1. In the 1980s, the patch clamp technique was invented2, and soon became a popular method among vision researchers3,4. Single cell recordings from lower vertebrates, including mudpuppy and fish retinal neurons, were popular methods that contributed to the elucidation of visual signal processing mechanisms5,6. 
After genetic mutation techniques were developed, the mouse retina became a more popular model for vision researchers7-9. The mammalian retina is more attractive than that of lower vertebrates because it is evolutionarily closer to the human retina, and there is an opportunity to use disease models. However, mouse retinal cells are small and fragile10, and making retinal preparations and conducting patch clamp recordings in a dark room is challenging. As technology has improved, diverse approaches have become available to study visual signaling mechanisms such as imaging studies11 and the electroretinogram (ERG)12. Nevertheless, single cell recording with the patch clamp method is still important because it is highly temporally and spatially sensitive compared to other methods. Therefore, we have continuously conducted patch clamp recordings and improved our methods to investigate visual signal processing in mouse retinal slice preparations13-15.
In this video tutorial, the protocols are presented with important tips. Good recordings can only be achieved with good preparation. Practicing animal dissection and building a sturdy patch clamp rig will enable most researchers to achieve successful recordings.

<table><tbody><tr><td>Mice (28-60 days old, male)</td><td>Jackson laboratory</td><td>C57BL/6J strain</td><td></td></tr><tr><td>Ames&#039; medium powder</td><td>Sigma</td><td>A1420</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: forceps</td><td>Dumont</td><td>#4, #5, #55</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5605</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: surgery knife</td><td>Surgistar</td><td>7514</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Razor blade (for chopper)</td><td>EMS</td><td>71970</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Chopper</td><td>handmade</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Infrared viewer</td><td>Night Owl Optics</td><td>NOBG1</td><td>It shows bright view. Focusing small objects is an issue.</td></tr><tr><td>Puller</td><td>Sutter</td><td>P-1000</td><td>excellent; makes consistent size pipettes.</td></tr><tr><td>Dark box</td><td>Pelican</td><td>dark box</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Patch clamp system</td><td>Scientifica</td><td>slice scope 2000</td><td>Excellent setup. Most key components are included in one package. Micromanipulators are excellent.</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>multiclamp 700B</td><td>Excellent and easy control.</td></tr><tr><td>Acquiring software</td><td>Molecular Devices</td><td>pClamp software</td><td>Excellent and easy control.</td></tr><tr><td>Light source (LED)</td><td>Cool LED</td><td>pE-2 4 channel system</td><td>Excellent</td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Q-imaging</td><td>Retiga 2000</td><td>Excellent</td></tr><tr><td>Faraday cage</td><td>handmade</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording light-evoked postsynaptic responses in neurons in dark-adapted, mouse retinal slice preparations using patch clamp techniques

網膜は視覚系へのゲートウェイである。視覚信号処理メカニズムを理解するために、網膜の神経回路網の機能を調査する。ネットワーク内の網膜神経細胞は、多数のサブタイプが含まれる。双極細胞、神経節細胞、およびアマクリン細胞の10以上のサブタイプは、形態学的研究によって確認されている。網膜ニューロンの複数のサブタイプは、そのような動きや色などの視覚的シグナルの明確な特徴をコードする、複数の神経経路を形成すると考えられる。しかし、視覚的な信号処理における各ニューロンの機能的役割は十分に理解されていない。パッチクランプ法は、この根本的な問題に対処するのに便利です。ここでは、暗順応状態でパッチクランプ記録を用いて、マウスの網膜神経細胞の光誘発性シナプス応答を記録するためのプロトコルが提供される。マウスの眼には、O / N暗順応であり、網膜スライス標本は、赤外線照明と視聴者を使用して、暗い部屋で解剖されている。赤外光にはありませんマウスの光受容体を活性化し、したがって、それらの光反応性を保持します。パッチクランプは、網膜神経細胞の光誘発性の応答を記録するために使用される。蛍光色素は、ニューロンの形態学的サブタイプを特徴付けるための録音中に注入される。この手順では、マウスの網膜に各ニューロンの生理的機能を決定することが可能になります。

代表的なスライス標本は、スライス標本が平坦面に神経節細胞の光受容体を示す、真っ直ぐな位置にある。 図1に示されず、濾紙からの剥離される。スライスが傾いている場合、製剤の唯一の部分は、それが困難なパッチクランプのための適切な細胞を同定することを可能にする焦点である。記録のために、それは通常、光沢のある表面を有して良い相馬、さえ丸い形状、目に見...

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Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

パッチクランプ技術を用いたダーク適応、マウス網膜スライス標本におけるニューロンにおける記録光誘発シナプス後応答

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

recording-light-evoked-postsynaptic-responses-neurons-dark-adapted

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.4K ビュー.  Wayne State University School of Medicine. We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

ビデオ: Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

暗順応スライス標本におけるマウス網膜神経細胞からパッチクランプ記録

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

神経科学

An Isolated Retinal Preparation to Record Light Response from Genetically Labeled Retinal Ganglion Cells

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1. This information is then segregated into what are known as the ON and OFF pathways. The photoreceptors signal light information to the bipolar cells (BCs), which depolarize in response to increases (On BCs) or decreases (Off BCs) in light intensity. This segregation of light information is maintained at the level of the retinal ganglion cells (RGCs), which have dendrites stratifying in either the Off sublamina of the inner plexiform layer (IPL), where they receive direct excitatory input from Off BCs, or stratifying in the On sublamina of the IPL, where they receive direct excitatory input from On BCs. This segregation of information regarding increases or decreases in illumination (the On and Off pathways) is conserved and signaled to the brain in parallel.
The RGCs are the output cells of the retina, and are thus an important cell to study in order to understand how light information is signaled to visual nuclei in the brain. Advances in mouse genetics over recent decades have resulted in a variety of fluorescent reporter mouse lines where specific RGC populations are labeled with a fluorescent protein to allow for identification of RGC subtypes 2 3 4 and specific targeting for electrophysiological recording. Here, we present a method for recording light responses from fluorescently labeled ganglion cells in an intact, isolated retinal preparation. This isolated retinal preparation allows for recordings from RGCs where the dendritic arbor is intact and the inputs across the entire RGC dendritic arbor are preserved. This method is applicable across a variety of ganglion cell subtypes and is amenable to a wide variety of single-cell physiological techniques.

This article provides a description of how to dissect and record from the isolated retinal preparation in mouse. In particular, we describe how to record light responses from a fluorescently labeled ganglion cell population and subsequently identify and analyze its morphology.

遺伝的に標識された網膜神経節細胞からの光は応答を記録するために隔離された網膜の準備

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1.  This information is then ...

Whole-cell Recordings of Light Evoked Excitatory Synaptic Currents in the Retinal Slice

We use the whole-cell patch clamp technique to study the synaptic circuitry that underlies visual information processing in the retina. In this video, we will guide you through the process of performing whole-cell recordings of light evoked currents of individual cells in the retinal slice preparation. We use the aquatic tiger salamander as an animal model. We begin by describing the dissection of the eye and show how slices are mounted for electrophysiological recordings. Once the slice is placed in the recording chamber, we demonstrate how to perform whole-cell voltage clamp recordings. We then project visual stimuli onto the photoreceptors in the slice to elicit light-evoked current responses. During the recording we perfuse the slice with pharmacological agents, whereby an 8-channel perfusion system allows us to quickly switch between different agents.  The retinal slice preparation is widely used for patch clamp recordings in the retina, in particular to study amacrine or bipolar cells, which are not accessible in a whole-mount preparation.

This video shows the process of whole-cell voltage clamp recordings in the retinal slice of the aquatic tiger salamander. We demonstrate the preparation of the slice as well as how to perform patch clamp recordings during visual stimulation of the retina.

光の全細胞録音は網膜スライスにおける興奮性シナプス電流を誘発

We use the whole-cell patch clamp technique to study the synaptic circuitry that underlies visual information processing in the retina. In this video, we ...

生物学

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

両生類網膜スライス標本における感光体と2次ニューロンからの同時ホールセル録音

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic network, electrophysiological recordings are frequently used to study connections among individual neurons. We have optimized a flat-mount preparation for patch clamp recording of genetically marked neurons in both GCL (ganglion cell layer) and INL (inner nuclear layer) of mouse retinas. Recording INL neurons in flat-mounts is favored over slices because both vertical and lateral connections are preserved in the former configuration, allowing retinal circuits with large lateral components to be studied. We have used this procedure to compare responses of mirror-partnered neurons in retinas such as the cholinergic starburst amacrine cells (SACs).

This protocol demonstrates how to perform whole-cell patch clamp recording on retinal neurons from a flat-mount preparation.

Deafferentatedマウス網膜のフラットマウントの準備中のスターバーストアマクリン細胞のパッチクランプ記録

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...

Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in these preparations is perpendicular to the retinal surface, making it ideal for the study of radially oriented neurons like photoreceptors and bipolar cells. However, the large dendritic arbors of horizontal cells, wide-field amacrine cells, and ganglion cells are mostly truncated, leaving markedly reduced synaptic activity in these cells. Whereas ganglion cells and displaced amacrine cells can be studied in a whole-mounted preparation of the retina, horizontal cells and amacrine cells located in the inner nuclear layer are only poorly accessible for electrodes in whole retina tissue.
To achieve maximum accessibility and synaptic integrity, we developed a horizontal slice preparation of the mouse retina, and studied signal transmission at the synapse between photoreceptors and horizontal cells. Horizontal sectioning allows&#160;(1) easy and unambiguous visual identification of horizontal cell bodies for electrode targeting, and (2) preservation of the extended horizontal cell dendritic fields, as a prerequisite for intact and functional cone synaptic input to horizontal cell dendrites.
Horizontal cells from horizontal slices exhibited tonic synaptic activity in the dark, and they responded to brief flashes of light with a reduction of inward current and diminished synaptic activity. Immunocytochemical evidence indicates that almost all cones within the dendritic field of a horizontal cell establish synapses with its peripheral dendrites. The horizontal slice preparation is therefore well suited to study the physiological properties of horizontally extended retinal neurons as well as sensory signal transmission and integration across selected synapses.

We developed a horizontal slice preparation of the adult mammalian retina with the plane of sectioning parallel to the retinal surface. Dendritic fields of nonradially oriented retinal neurons were not truncated, allowing the study of signal processing with patch-clamp and imaging techniques.

電気生理学的研究のための成体マウスの網膜の水平スライスの調製

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

準備やアフリカツメガエルの視蓋ニューロンの全体セル パッチ ・ クランプ記録のためのプロトコル

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Light-Evoked Postsynaptic Responses in Neurons of Mouse Retinal Slices

Source: Hellmer, C. B., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52422">Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the recording of light-evoked post-synaptic responses in a dark-adapted mouse retinal tissue slice preparation. The retinal slice is placed in a recording chamber, and a recording pipette is used to establish electrical continuity with a retinal ganglion cell. Light pulses are applied to generate excitatory post-synaptic potentials in the ganglion cells, which are recorded by the pipette.

マウス網膜切片のニューロンにおける光誘発シナプス後応答

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Preparation of Experimental ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Imaging and Optical Techniques

Photostimulation and Whole-Cell Patch Clamp Recordings of Neurons in Mouse Hippocampal Slices

Source: Richevaux, L., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59534">In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices.</a> J. Vis. Exp. (2019)
The video demonstrates a protocol to study synaptic interactions and neuronal responses in a transfected mouse hippocampal brain slice. It involves illuminating long-range sensory neurons to trigger action potentials and recording the resulting excitatory post-synaptic potentials in the recorded neuron using the whole-cell patch-clamp technique.

マウス海馬切片におけるニューロンの光刺激および全細胞パッチクランプ記録

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Solutions for acute slice ...

Electrophysiology Techniques

Optogenetic Stimulation and Electrophysiological Recording of Synaptic Events in Rat Brain Slices

Source: Kinnavane, L., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/63077">Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex.</a> J. Vis. Exp. (2022)
This video demonstrates the procedure for studying synaptic efficiency in the lateral entorhinal cortex (LEC) by optogenetically stimulating medial prefrontal cortex (mPFC) axons and recording the responses of pyramidal neurons in the LEC. This method combines patch-clamp recordings with synaptic activation by light stimulation to study synaptic plasticity.

ラット脳切片におけるシナプスイベントの光遺伝学的刺激と電気生理学的記録

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Electrophysiology and ...

パッチクランプ技術を用いたダーク適応、マウス網膜スライス標本におけるニューロンにおける記録光誘発シナプス後応答

要約

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暗順応スライス標本におけるマウス網膜神経細胞からパッチクランプ記録

遺伝的に標識された網膜神経節細胞からの光は応答を記録するために隔離された網膜の準備

光の全細胞録音は網膜スライスにおける興奮性シナプス電流を誘発

両生類網膜スライス標本における感光体と2次ニューロンからの同時ホールセル録音

Deafferentatedマウス網膜のフラットマウントの準備中のスターバーストアマクリン細胞のパッチクランプ記録

電気生理学的研究のための成体マウスの網膜の水平スライスの調製

準備やアフリカツメガエルの視蓋ニューロンの全体セルパッチ・クランプ記録のためのプロトコル

マウス網膜切片のニューロンにおける光誘発シナプス後応答

マウス海馬切片におけるニューロンの光刺激および全細胞パッチクランプ記録

ラット脳切片におけるシナプスイベントの光遺伝学的刺激と電気生理学的記録

パッチクランプ技術を用いたダーク適応、マウス網膜スライス標本におけるニューロンにおける記録光誘発シナプス後応答

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暗順応スライス標本におけるマウス網膜神経細胞からパッチクランプ記録

遺伝的に標識された網膜神経節細胞からの光は応答を記録するために隔離された網膜の準備

光の全細胞録音は網膜スライスにおける興奮性シナプス電流を誘発

両生類網膜スライス標本における感光体と2次ニューロンからの同時ホールセル録音

Deafferentatedマウス網膜のフラットマウントの準備中のスターバーストアマクリン細胞のパッチクランプ記録

電気生理学的研究のための成体マウスの網膜の水平スライスの調製

準備やアフリカツメガエルの視蓋ニューロンの全体セル パッチ ・ クランプ記録のためのプロトコル

マウス網膜切片のニューロンにおける光誘発シナプス後応答

マウス海馬切片におけるニューロンの光刺激および全細胞パッチクランプ記録

ラット脳切片におけるシナプスイベントの光遺伝学的刺激と電気生理学的記録

準備やアフリカツメガエルの視蓋ニューロンの全体セルパッチ・クランプ記録のためのプロトコル