We thank Dr. Gaudenz Danuser and members of his lab for creating the plusTipTracker software and for helpful discussion regarding using the software, in particular Maria Bagonis and Sebastien Besson. We especially thank the Boston College Media Center for their assistance and support in the creation and editing of the video. We also thank members of the Lowery Lab for useful discussions and constructive criticism, and Abigail Antoine for proof-reading the manuscript. This work was funded by an NIH R00 MH095768 award to LAL.

このプロトコルやビデオをより詳細4にソフトウェアパッケージを記述する元の紙だけでなく、DanuserラボのWebサイトでソフトウェアのダウンロードが付属していますテクニカルレポートにコンパニオンとして機能するように意図されている。読者は、ソフトウェアを使用してに関する追加の質問がある場合は、慎重にこれらの文書をレビューすることをお勧めします。 画像解析の前に1。 <ol><li> TIFF（タグ付き画像ファイル形式）の画像ファイルのシーケンスに各タイムラプスムービーを変換します。指定された映画、独自のイメージシーケンスを作成するための最初の収穫各成長円錐/セル内の複数の成長円錐/細胞が存在する場合。 注：これは必要ではなく、個別の関心領域（ROI）をplusTipTracker内で選択することができる。しかし、より小さな画像の寸法を使用すると、演算処理の速度が向上しますので、画像が大幅に空白スペースがある場合は、この手順をお勧めします。 </li><li>自身の中で、各TIFFシリーズを保存MATLABは、アクセス権に設定されているパス内の「画像」というフォルダは、（ &quot;画像&quot;は大文字と小文字が区別されることに注意してください）​​。新しいパスを追加するには、「現在のフォルダ」ウィンドウ内の該当するファイルのディレクトリに移動して、ディレクトリのアイコンを右クリックし、「パスに追加 - 選択したフォルダやサブフォルダ」を選択してください。これは、plusTipTrackerソフトウェアフォルダが同様に、パスに追加されることが重要である。 </li></ol> 2 plusTipGetTracks 注：画像解析の最初のステップは、EB1-GFP彗星を検出するトラックに彗星をリンクし、微小管動力学のパラメーターを決定することである。これは、コマンド「plusTipGetTracks」4で得られる。 <ol><li>分析、オープンMATLABアプリケーションを開始し、コマンドウィンドウに「plusTipGetTracks」を入力します。これは、新しいダイアログボックスが表示されます。 </li><li> 「セットアップ新規プロジェクト」をクリックして、1（またはMORを選択e）の適切な「画像」フォルダ（または「画像」フォルダ）を含むディレクトリを選択することで、以前のTIFF画像シリーズ。このステップが完了すると、ファイル·ディレクトリ（roi_1）は、将来のデータファイルが含まれています（ &quot;画像&quot;を保持している同じフォルダに）作成されます。注：「設定新規プロジェクト」ステップは、別のセッションの間に、事前に完了させることができる。 </li><li> 「最後の点を右クリックし、多角形を選択して、「マスクを作成」をクリックし、「新しいウィンドウが表示されます。 「OK」をクリックします。選択した画像シリーズの最初の画像は表示されます。クリックして、成長円錐の全体を包含するポリゴンを作成するためにマウスを使用しています。ダブルポリゴンを閉じるために、マウスをクリックします。 </li><li>ポリゴンが閉じられた後は、ダイアログボックスが表示されます： &quot;あなたは別のROIを選択しますか？」イメージは、「はい」を選択し、分析するための別の成長円錐を持っている場合。そうでない場合の「いいえ」を選ぶ。 </li><li>直ちに分析されたプロジェクトを選択します。 「プロジェクトの選択」をクリックし、分析するために、フォルダ（roi_X）を選択します。 </li><li> listSelectGUI画面が表示されます。画面の左側からプロジェクトを選択して、画面の右側にそれらを上に移動。 「OK」をクリックします。プロジェクトリストを保存して「保存」をクリックする場所を選択してください。 </li><li> 「検出」、「トラッキング」を選択し、「後処理」。これらの選択が行われた後は、ダイアログボックスの右側には、設定可能になります。各オプションを設定します。 <ol><li>これらのパラメータは、MTのトラックに検出された彗星をリンクするために使用される。追跡のためのこれらの制御パラメータを選択するための詳細は、ページソフトウェアパッケージのダウンロードに付随する技術報告書をPDFの9-10に含まれています。問題が発生した場合は、この報告書を注意深くお読みください。 がxenopにおけるEB1-GFP彗星を追跡する目的のために私たちは、成長円錐は、使用ツメガエル以下トラッキングセッティング：検索半径範囲（ピクセル）5-12、最小サブトラック長（フレーム）3;最大ギャップ長（フレーム）8;マックスファクター収縮0.8、フォワード最大角度50、後方最大角度10、ゆらぎ半径2.5。これらの設定は、 図1に示されている。 </li></ol> 注：マックス収縮ファクターは「後方ギャップ」として、検出された「逆方向のギャップ」の数を減らすために設定されているトラックの連携における混雑した状況や可能性の誤差を考えると、成長円錐のコンテキストで分析するのに有用ではない。成長円錐のMTは、成長及び収縮に加えて、小さな頻繁な転座を示し、これらの制御設定値を増加させると、連結工程の間に、この増加した運動を可能にするように加えて、両方の最大順方向角度と同様に変動半径は、比較的高く設定されている。 <ol><li>所望の特定の画像取得設定に応じ後処理の設定を入力してください。 </li></ol> &lt;/李&gt; <li>設定が設定されたら、「スタート」をクリックしてください。ソフトウェアは、選択された方の設定が実行されます。これにより、選択したプロジェクトとその大きさの数に応じて、数分から数時間かかることがあります。コマンドウィンドウは、各関数の推定残り時間が表示されます。 plusTipGetTracksステップが完了すると、コマンドウィンドウは、「完了！」と表示されます 注：MT力学の特定のパラメータの長いリストになりました（詳細は文献4参照）、このソフトウェアによって計算されているが、成長円錐のMTダイナミクスの解析のために、検査するための最も有用なパラメータは、ミクロン単位でのMT成長軌道速度（ある/分：秒）、成長軌道寿命（）、およびミクロン単位で成長軌道の長さ（）。 </li></ol> 3 plusTipSeeTracks 注：ここで微小管トラックが定義されていることを、関数「plustipSeeTracksは「トラックの視覚4のために使用される。この関数空間的なMTダイナミクスマップとスピードムービーなど、視覚化のために複数の出力を提供しますが、ここでは、焦点は、もっぱら成長円錐の画像に重畳されたMTトラックを表示するには、「トラックのビデオ」を使用して上にあることができます。 plusTipGetTracks一度に複数のムービーを分析することができますが、plusTipSeeTracksは一度に一つの映画を分析することができます。 <ol><li>コマンドウィンドウに「plusTipSeeTracks」と入力します。 </li><li>ダイアログボックスがロードされた後、「プロジェクトの選択」をクリックしてください。視覚化し、「フォルダを選択」をクリックして、プロジェクトを含む親ディレクトリを選択します。新しいウィンドウが表示されます：「あなたが視覚化するプロジェクトを選択」。視覚化し、「OK」をクリックするファイルを選択してください。 </li><li>次に、「セレクト保存ROI」をクリックしてください。前のステップで選択したものと同じroi_Xフォルダに移動し、「roiYX」という名前のファイルを選択します。 </li><li> wを指定する場合は、「出力ディレクトリの選択」をクリックしますここでMATLABは、トラックの可視化ファイルを保存します。注：私たちは残りのデータを含む同じフォルダを使用することをお勧めします。 </li><li> 「トラックのムービーを作る」を選択し、画面は+ヒント彗星から算出したトラックplusTipGetTracksのすべてを表示する表示されます。このステップは、ファイル &quot;allTracks_X_X_X」で、ムービー形式で追跡時系列を保存します。 AVIなどの動画を保存するためのオプションがそれ以外の場合は、デフォルトの形式はQuicktime.movファイルとしてある、あります。 </li></ol> 4。plusTipGroupAnalysis 注：この最後の機能は、分析及びそれらのMTトラックパラメータの比較のために映画のグループを作成するために使用される。 <ol><li>コマンドウィンドウに「plusTipGroupAnalysis」と入力します。手動で比較するためにグループを選択するには、最初の「階層から自動グループ」を選択解除。次に、「プロジェクトの選択」をクリックしてください。すべてroi_Xフォルダを含む親ディレクトリに移動します分析する。 </li><li> listSelectGUI画面が表示されます。画面の左側からグループに含めると、画面の右側にそれらを上に移動するためのすべてのプロジェクトを選択します。 「OK」をクリックします。プロジェクトリストを保存して「保存」をクリックする場所を選択してください。 </li><li>ウィンドウが表示されます：「リストから最初のグループを選択してください」。 「OK」をクリックします。 listSelectGUIウィンドウが再び表示されます。今回は、一緒にプールされるべき第一のグループに対応したファイルのみを選択します。 「OK」をクリックします。 </li><li>次に、グループ名を入力し、「OK」をクリックしてください。ウィンドウが表示されます：「別のグループを選択します？」は、それに応じて応答し、グループを選択し続ける。ウィンドウが表示されます：「あなたのグループのリストを保存する場所を選択」。場所に移動し、「保存」をクリックしてください。 </li><li>出力フォルダがされ​​る場所を選択するために、「出力ディレクトリの選択」をクリックします格納された。 </li><li>実施する基分析の種類を選択 - MTトラックを行うべき各グループまたは細胞分析ごとにプールすべきかどうか。推奨される統計的検定は、すでに指定されている。分析におけるすべてのトラックを含めるには、選択解除」ムービーの最初/最後にトラックを削除 &quot;。それ以外の場合は、選択したこのボックスを持つことは、ムービーが開始または終了などのプロセス内にあるすべてのMT成長トラックを削除します。 </li><li>グループの分析の選択が行われた後、「グループの比較」を選択します。 </li></ol>

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P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EB1+accelerates+two+conformational+transitions+important+for+microtubule+maturation+and+dynamics.">EB1 accelerates two conformational transitions important for microtubule maturation and dynamics.</a> Current biology : CB. 24, 372-384 (2014).</li><li>Zanic, M., Widlund, P. O., Hyman, A. A., Howard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synergy+between+XMAP215+and+EB1+increases+microtubule+growth+rates+to+physiological+levels.">Synergy between XMAP215 and EB1 increases microtubule growth rates to physiological levels.</a> Nature cell biology. 15, 688-693 (2013).</li><li>Lowery, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+cone-specific+functions+of+XMAP215+in+restricting+microtubule+dynamics+and+promoting+axonal+outgrowth.">Growth cone-specific functions of XMAP215 in restricting microtubule dynamics and promoting axonal outgrowth.</a> Neural development. 8, 22 (2013).</li><li>Marx, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+cytoplasmic+linker-associated+protein+1+(XCLASP1)+promotes+axon+elongation+and+advance+of+pioneer+microtubules.">Xenopus cytoplasmic linker-associated protein 1 (XCLASP1) promotes axon elongation and advance of pioneer microtubules.</a> Molecular biology of the cell. 24, 1544-1558 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

PlusTipTrackerを迅速かつ自動的に、細胞または成長円錐において、実質的にすべての可視EB1-GFP彗星を検出するトラックに彗星をリンクし、MTパラメータを計算する簡単なグラフィカルユーザインタフェースを提供する。その他の刊行物は、（例えば、マルクスら成長円錐18内のタグ付けされたEB1ダイナミクスのもまた利用定量分析）ソフトウェア同様のタイプの設計を報告してい...

この方法の目的は、生きた成長円錐微小管（MT）プラスエンド追跡タンパク質（+ TIP）ダイナミクスに関する定量的情報を得ることである。 MT +ヒントはMTが9,10のプラス両端に局在するタンパク質の一群である。彼らは、重合、大災害、救助のレートを含むMT動的不安定11のパラメータを調整するためにさまざまな機能を実行します。 MTのダイナミクスを分析するための1つのよく使用される方法は、MT 1,12プラス終わる成長に特異的に結合する+ヒントのEB1の行動を追跡することである。 EB1は13,14をプラス終了し、最近では、MTの成長と破局周波数15,16の両方を促進し、MT成熟因子15として確立されている。成長しているMTにいくつかの他のタンパク質を動員することが知られている成長円錐内のMTダイナミクスの多くの研究がEB1のlocalizatiように時間1-3オーバーEB1-GFPのダイナミクスの変化を測定するために手の追跡方法を利用しているMT上にプラスの端部は、MTの重合のためのマーカーとして使用することができる。 MTの成長のためのプロキシとしてEB1-GFP彗星を調べるための主な利点は、MT動態でも有意なMTの重複領域で測定することができることである。ハンドトラッキングEB1-GFP彗星の方法は、MTに有用な洞察を提供してきたが1-3ビヘイビア 、それは時間がかかり、バイアスすることができる。さらに、異常な成長円錐の行動はMTの小さなサブセットのみを分析し、可能性が高い細胞骨格のダイナミクスの微小シフトの結果であるように（通常は必要に応じて手でトラッキング）重要な情報を見逃すことがあります。 そこで、高解像度、培養された胚の成長円錐5でタグ付けされたEB1のライブ画像を取得した後、ソフトウェアパッケージ、plusTipTracker 4を使用してグローバルMT動態パラメータを測定する。 Danuser研究室で開発されたこのソフトウェアは、さまざまな細胞型6-8のMT動態を特徴付けるいくつかの研究で使用されている。それは、私たちのオープンソースであるERに優しい、蛍光標識+チップの映画のための自動検出、追跡、可視化、分析が含まれ、MATLABベースのパッケージ。 MT力学の特定のパラメータは、このソフトウェアによって計算されたの長いリストが（詳細は文献4を参照）、成長円錐のMTダイナミクスの解析のために、最も有用なパラメータは（ミクロン/分で）MT成長軌道速度である、成長軌道（秒単位）、寿命、および（ミクロン単位）成長軌道の長さ。ソフトウェアは、（「ソフトウェア」の下）DanuserラボのWebサイトから直接ダウンロードすることができます。 Danuser Labは現在、2.0のu-トラックと呼ば​​れるソフトウェアパッケージに組み込まれている+ TIPのトラッキング分析のための新しいインターフェースをサポートしていますが、オリジナルの、スタンドアローンのソフトウェアが利用可能なままになります。二つのプログラムの間に根本的なアルゴリズムは、インターフェースや分析出力の唯一の違いは、（少なくとも2014年現在）と同じである。少しMATLABおよび/または計算分析experiと初心者ユーザーのためにレンスは、plusTipTrackerは、自動化された統計的パラメータ出力など、よりユーザーフレンドリーな機能を備えています。 ここでは、培養されたアフリカツメガエルの成長円錐にEB1-GFPダイナミクスの画像を分析するための手順を説明します。このプロトコルは、MTのダイナミクス17を検査する最近の論文で利用した。 EB1-GFPを発現する培養成長円錐に関する詳細手順については、ロウリーら 2012 5をも参照してください。この論文は、主に成長円錐におけるEB1-GFP動態を調べることに焦点を当てているが、同一のプロトコルは、他の細胞型17のために使用することができる。全ての細胞型では、フレーム間の時間間隔は、最適+ヒント追跡のための0.5〜2秒の間であるべきである。フレーム間の最大4秒の時間間隔が可能であるが、これは、追加の追跡誤差のインターバル時間の結果を増加させた。

<table><tbody><tr><td>plusTipTracker software</td><td>Danuser Lab</td><td>&lt;a href=&quot;http://lccb.hms.harvard.edu/software.html&quot;&gt;http://lccb.hms.harvard.edu/software.html&lt;/a&gt;</td><td>This software may be hosted by another website in the future.&amp;nbsp; If the listed site does not exist, search &quot;Danuser Lab Software&quot; on a web search engine to find the site.</td></tr><tr><td>MATLAB software</td><td>Mathworks</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.mathworks.com/products/matlab/&quot;&gt;http://www.mathworks.com/products/matlab/&lt;/a&gt;</td><td></td></tr></tbody></table>

using plustiptracker software to measure microtubule dynamics in xenopus laevis growth cones

微小管（MT）プラスエンド追跡タンパク質（+ヒントは）MTの成長プラス端に局在し、MTのダイナミクス1,2を調節する。最もよく知られており、MT動態を分析するため+広く利用されるチップの一つは、全ての成長MTプラス端を結合するエンドの結合タンパク質EB1、であり、従って、MTの重合1のマーカーである。成長円錐内のEB1の挙動の多くの研究は、個別のMT 1-3を分析するために時間がかかり、バイアスされたコンピュータ支援、手追跡の方法を使用している。私たちのアプローチは、培養された胚の成長円錐5におけるタグ付きEB1の高解像度、ライブ画像の取得以下、plusTipTracker 4、ソフトウェアパッケージを使用して、MTダイナミクスのグローバルパラメータを定量化することである。このソフトウェアは、蛍光標識された+チップの映画のための自動検出、追跡、可視化、および分析を組み合わせた、MATLABベースの、オープンソースの、ユーザーフレンドリーなパッケージです。ここでは、plusTipTを使用するためのプロトコルを提示する培養されたアフリカツメガエルの成長円錐での蛍光標識+ヒント彗星の分析のためのラッカー。しかし、このソフトウェアは、さまざまな細胞タイプ6-8のMT動態を特徴付けるために使用することができる。

ここで説明するように、このソフトウェアを使用すると、生きた細胞内+ TIP動態を定量化、情報のいくつかのファイルを提供します。 関数plusTipGetTracks（ 図1に示される例の設定を使用して）トラックを識別し、その後+ヒント·トラックに関するパラメータを提供する。ソフトウェアが取得した情報を表示するには、ステップ2.2で作成されたroi_Xディレクトリ?...

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Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

MATLABベースのオープンソースソフトウェアパッケージ、plusTipTrackerは、微小管動態を定量するために蛍光標識+先端の画像シリーズを分析するために使用することができる。

で微小管ダイナミクスを測定するためにplusTipTrackerソフトウェアを使用した<em&gt;アフリカツメガエル</em&gt;成長円錐

Microtubule (MT) plus-end-tracking proteins (+TIPs) localize to the growing plus-ends of MTs and regulate MT dynamics1,2. One of the most well-known and ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

10.3K ビュー.  Boston College.  MATLABベースのオープンソースソフトウェアパッケージ、plusTipTrackerは、微小管動態を定量するために蛍光標識+先端の画像シリーズを分析するために使用することができる。 

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Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and networks often contain subsets of microtubule arrays that differ in their dynamic properties. For example, in dividing cells, stable bundles of crosslinked microtubules coexist in close proximity to dynamic non-crosslinked microtubules. TIRF-microscopy-based in vitro reconstitution studies enable the simultaneous visualization of the dynamics of these different microtubule arrays. In this assay, an imaging chamber is assembled with surface-immobilized microtubules, which are either present as single filaments or organized into crosslinked&#160;bundles. Introduction of tubulin, nucleotides, and protein regulators allows direct visualization of associated proteins and of dynamic properties of single and crosslinked microtubules. Furthermore, changes that occur as dynamic single microtubules organize into bundles can be monitored in real-time. The method described here allows for a systematic evaluation of the activity and localization of individual proteins, as well as synergistic effects of protein regulators on two different microtubule subsets under identical experimental conditions, thereby providing mechanistic insights that are inaccessible by other methods.

Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Here, a TIRF microscopy-based in vitro reconstitution assay is presented to simultaneously quantify and compare the dynamics of two microtubule populations. A method is described to simultaneously view the collective activity of multiple microtubule-associated proteins on crosslinked microtubule bundles and single microtubules.

TIRF顕微鏡による インビトロでの 架橋小管と単一微小管のダイナミクスの同時可視化

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and ...

生化学

Simultaneous Interference Reflection and Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy for Imaging Dynamic Microtubules and Associated Proteins

Several techniques have been employed for the direct visualization of cytoskeletal filaments and their associated proteins. Total-internal-reflection-fluorescence (TIRF) microscopy has a high signal-to-background ratio, but it suffers from photobleaching and photodamage of the fluorescent proteins. Label-free techniques such as interference reflection microscopy (IRM) and interferometric scattering microscopy (iSCAT) circumvent the problem of photobleaching but cannot readily visualize single molecules. This paper presents a protocol for combining IRM with a commercial TIRF microscope for the simultaneous imaging of microtubule-associated proteins (MAPs) and dynamic microtubules in vitro. This protocol allows for high-speed observation of MAPs interacting with dynamic microtubules. This improves on existing two-color TIRF setups by eliminating both the need for microtubule labeling and the need for several additional optical components, such as a second excitation laser. Both channels are imaged on the same camera chip to avoid image registration and frame synchronization problems. This setup is demonstrated by visualizing single kinesin molecules walking on dynamic microtubules.

We present a protocol for implementing interference-reflection microscopy and total-internal-reflection-fluorescence microscopy for the simultaneous imaging of dynamic microtubules and fluorescently labeled microtubule-associated proteins.

動的微小管および関連タンパク質をイメージングするための同時干渉反射および全内部反射蛍光顕微鏡

Several techniques have been employed for the direct visualization of cytoskeletal filaments and their associated proteins. ...

Microtubule Plus-End Dynamics Visualization in Huntington's Disease Model based on Human Primary Skin Fibroblasts

Transfection with a fluorescently labeled marker protein of interest in combination with time-lapse video microscopy is a classic method of studying the dynamic properties of the cytoskeleton. This protocol offers a technique for human primary fibroblast transfection, which can be difficult because of the specifics of primary cell cultivation conditions. Additionally, cytoskeleton dynamic property maintenance requires a low level of transfection to obtain a good signal-to-noise ratio without causing microtubule stabilization. It is important to take measures to protect the cells from light-induced stress and fluorescent dye fading. In the course of our work, we tested different transfection methods and protocols as well as different vectors to select the best combination of conditions suitable for human primary fibroblast studies. We analyzed the resulting time-lapse videos and calculated microtubule dynamics using ImageJ. The dynamics of microtubules' plus-ends in the different cell parts are not similar, so we divided the analysis into subgroups - the centrosome region, the lamella, and the tail of fibroblasts. Notably, this protocol can be used for in vitro analysis of cytoskeleton dynamics in patient samples, enabling the next step towards understanding the dynamics of the various disease development.

This protocol is dedicated to the microtubule plus-end visualization by EB3 protein transfection to study their dynamic properties in primary cell culture. The protocol was implemented on human primary skin fibroblasts obtained from Huntington's disease patients.

ヒト原発性皮膚線維芽細胞に基づくハンチントン病モデルにおける微小管プラスエンドダイナミクスの可視化

Transfection with a fluorescently labeled marker protein of interest in combination with time-lapse video microscopy is a classic method of studying the ...

生物工学

3D Particle Tracking for Noninvasive In Vivo Analysis of Synaptic Microtubule Dynamics in Dendrites and Neuromuscular Junctions of Drosophila

Microtubules (MTs) play critical roles in neuronal development, but many questions remain about the molecular mechanisms of their regulation and function. Furthermore, despite progress in understanding postsynaptic MTs, much less is known about the contributions of presynaptic MTs to neuronal morphogenesis. In particular, studies of in vivo MT dynamics in Drosophila sensory dendrites yielded significant insights into polymer-level behavior. However, the technical and analytical challenges associated with live imaging of the fly neuromuscular junction (NMJ) have limited comparable studies of presynaptic MT dynamics. Moreover, while there are many highly effective software strategies for automated analysis of MT dynamics in vitro and ex vivo, in vivo data often necessitate significant operator input or entirely manual analysis due to inherently inferior signal-to-noise ratio in images and complex cellular morphology. &#160;To address this, this study optimized a new software platform for automated and unbiased in vivo particle detection. Multiparametric analysis of live time-lapse confocal images of EB1-GFP labeled MTs was performed in both dendrites and the NMJ of Drosophila larvae and found striking differences in MT behaviors. MT dynamics were furthermore analyzed following knockdown of the MT-associated protein (MAP) dTACC, a key regulator of Drosophila synapse development, and identified statistically significant changes in MT dynamics compared to wild type. These results demonstrate that this novel strategy for the automated multiparametric analysis of both pre- and postsynaptic MT dynamics at the polymer-level significantly reduces human-in-the-loop criteria. The study furthermore shows the utility of this method in detecting distinct MT behaviors upon dTACC-knockdown, indicating a possible future application for functional screens of factors that regulate MT dynamics in vivo. Future applications of this method may also focus on elucidating cell type and/or compartment-specific MT behaviors, and multicolor correlative imaging of EB1-GFP with other cellular and subcellular markers of interest.&#160;

This study presents a noninvasive intravital neuronal imaging strategy combined with a new software strategy to achieve automated, unbiased tracking and analysis of in vivo microtubule (MT) plus-end dynamics in the sensory dendrites and the neuromuscular junctions of Drosophila.

Microtubules (MTs) play critical roles in neuronal development, but many questions remain about the molecular mechanisms of their regulation and function. ...

神経科学

Preparation of Segmented Microtubules to Study Motions Driven by the Disassembling Microtubule Ends

Microtubule depolymerization can provide force to transport different protein complexes and protein-coated beads in vitro. The underlying mechanisms are thought to play a vital role in the microtubule-dependent chromosome motions during cell division, but the relevant proteins and their exact roles are ill-defined. Thus, there is a growing need to develop assays with which to study such motility in vitro using purified components and defined biochemical milieu. Microtubules, however, are inherently unstable polymers; their switching between growth and shortening is stochastic and difficult to control. The protocols we describe here take advantage of the segmented microtubules that are made with the photoablatable stabilizing caps. Depolymerization of such segmented microtubules can be triggered with high temporal and spatial resolution, thereby assisting studies of motility at the disassembling microtubule ends. This technique can be used to carry out a quantitative analysis of the number of molecules in the fluorescently-labeled protein complexes, which move processively with dynamic microtubule ends. To optimize a signal-to-noise ratio in this and other quantitative fluorescent assays, coverslips should be treated to reduce nonspecific absorption of soluble fluorescently-labeled proteins. Detailed protocols are provided to take into account the unevenness of fluorescent illumination, and determine the intensity of a single fluorophore using equidistant Gaussian fit. Finally, we describe the use of segmented microtubules to study microtubule-dependent motions of the protein-coated microbeads, providing insights into the ability of different motor and nonmotor proteins to couple microtubule depolymerization to processive cargo motion.

Microtubules are inherently unstable polymers, and their switching between growth and shortening is stochastic and difficult to control. Here we describe protocols using segmented microtubules with photoablatable stabilizing caps. Depolymerization of segmented microtubules can be triggered with high temporal and spatial resolution, thereby assisting analysis of motions with the disassembling microtubule ends.

逆アセンブル微小管端部によって駆動される運動を研究するセグメント化微小管の調製

Microtubule depolymerization can provide force to transport different protein complexes and protein-coated beads in vitro. The underlying mechanisms are ...

生物学

Analyses of Actin Dynamics, Clutch Coupling and Traction Force for Growth Cone Advance

To establish functional networks, neurons must migrate to their appropriate destinations and then extend axons toward their target cells. These processes depend on the advances of growth cones that located at the tips of neurites. Axonal growth cones generate driving forces by sensing their local microenvironment and modulating cytoskeletal dynamics and actin-adhesion coupling (clutch coupling). Decades of research have led to the identification of guidance molecules, their receptors, and downstream signaling cascades for regulating neuronal migration and axonal guidance; however, the molecular machineries required for generating forces to drive growth cone advance and navigation are just beginning to be elucidated. At the leading edge of neuronal growth cones, actin filaments undergo retrograde flow, which is powered by actin polymerization and actomyosin contraction. A clutch coupling between F-actin retrograde flow and adhesive substrate generates traction forces for growth cone advance. The present study describes a detailed protocol for monitoring F-actin retrograde flow by single speckle imaging. Importantly, when combined with an F-actin marker Lifeact, this technique can quantify 1) the F-actin polymerization rate and 2) the clutch coupling efficiency between F-actin retrograde flow and the adhesive substrate. Both are critical variables for generating forces for growth cone advance and navigation. In addition, the present study describes a detailed protocol of traction force microscopy, which can quantify 3) traction force generated by growth cones. Thus, by coupling the analyses of&#160;single speckle imaging and traction force microscopy, investigators can monitor the molecular mechanics underlying growth cone advance and navigation.

To advance, growth cones must exert traction forces against the external environment. The generation of traction forces is dependent on actin dynamics and clutch coupling. The present study describes methods for analyzing actin dynamics, clutch coupling and traction forces for growth cone advance.

アクチンダイナミクス、クラッチカップリング、成長コーンアドバンスの牽引力の解析

To establish functional networks, neurons must migrate to their appropriate destinations and then extend axons toward their target cells. These processes ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

リビングヒト臍帯静脈内皮細胞における高解像度タイムラプスイメージングと微小管ダイナミクスの自動解析

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells regulate these processes and how genetic mutations impact regulation. The quantification of microtubule dynamics in metazoan models has a number of associated challenges, including a high microtubule density and limitations on genetic manipulations. In contrast, the budding yeast model offers advantages that overcome these challenges. This protocol describes a method to measure the dynamics of single microtubules in living yeast cells. Cells expressing fluorescently tagged tubulin are adhered to assembled slide chambers, allowing for stable time-lapse image acquisition. A detailed guide for high-speed, four-dimensional image acquisition is also provided, as well as a protocol for quantifying the properties of dynamic microtubules in confocal image stacks. This method, combined with conventional yeast genetics, provides an approach that is uniquely suited for quantitatively assessing the effects of microtubule regulators or mutations that alter the activity of tubulin subunits.

Budding yeast is an advantageous model for studying microtubule dynamics in vivo due to its powerful genetics and the simplicity of its microtubule cytoskeleton. The following protocol describes how to transform and culture yeast cells, acquire confocal microscopy images, and quantitatively analyze microtubule dynamics in living yeast cells.

出芽酵母における高解像度画像と個人アストラル微小管動態の解析

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells ...

A Graphical User Interface for Software-assisted Tracking of Protein Concentration in Dynamic Cellular Protrusions

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex signaling mechanisms underlying filopodial initiation, elongation and subsequent stabilization or retraction, it is crucial to determine the spatio-temporal protein activity in these dynamic structures. To analyze protein function in filopodia, we recently developed a semi-automated tracking algorithm that adapts to filopodial shape-changes, thus allowing parallel analysis of protrusion dynamics and relative protein concentration along the whole filopodial length. Here, we present a detailed step-by-step protocol for optimized cell handling, image acquisition and software analysis. We further provide instructions for the use of optional features during image analysis and data representation, as well as troubleshooting guidelines for all critical steps along the way. Finally, we also include a comparison of the described image analysis software with other programs available for filopodia quantification. Together, the presented protocol provides a framework for accurate analysis of protein dynamics in filopodial protrusions using image analysis software.

We present a software solution for semi-automated tracking of relative protein concentration along the length of dynamic cellular protrusions.

動的細胞突起におけるソフトウェア支援トラッキングのためのグラフィカルユーザインタフェース

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex ...

Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a genetically encoded marker for the positive ends of microtubules (EB3 labelled with tdTomato fluorescent protein) and high-speed, high-resolution, live-cell imaging using spinning disk confocal microscopy. Cell cycle synchronization and increased density of microtubules are achieved by inhibiting centrosomal separation in mitotic cells, and analysis of growth is performed using open-source U-Track software. The use of a bright and red-shifted fluorescent protein, in combination with the lower laser power and reduced exposure time required for spinning disk microscopy reduce phototoxicity and the probability of light-induced artifacts. This allows for imaging a larger number of cells in the same preparation while maintaining the cells in a growth medium under standard culture conditions. Because the analysis is performed in a supervised automatic fashion, the results are statistically robust and reproducible.

Here we present a robust and detailed method of microtubule dynamics analysis in cells synchronized in prometaphase using live-cell spinning disk confocal microscopy and MATLAB-based image processing.

単極有糸状スピンドルにおけるスピンディスク顕微鏡による微小管ダイナミクスの測定

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a ...

で微小管ダイナミクスを測定するためにplusTipTrackerソフトウェアを使用した

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TIRF顕微鏡によるインビトロでの架橋小管と単一微小管のダイナミクスの同時可視化

動的微小管および関連タンパク質をイメージングするための同時干渉反射および全内部反射蛍光顕微鏡

ヒト原発性皮膚線維芽細胞に基づくハンチントン病モデルにおける微小管プラスエンドダイナミクスの可視化

3D Particle Tracking for Noninvasive In Vivo Analysis of Synaptic Microtubule Dynamics in Dendrites and Neuromuscular Junctions of Drosophila

逆アセンブル微小管端部によって駆動される運動を研究するセグメント化微小管の調製

アクチンダイナミクス、クラッチカップリング、成長コーンアドバンスの牽引力の解析

リビングヒト臍帯静脈内皮細胞における高解像度タイムラプスイメージングと微小管ダイナミクスの自動解析

出芽酵母における高解像度画像と個人アストラル微小管動態の解析

動的細胞突起におけるソフトウェア支援トラッキングのためのグラフィカルユーザインタフェース

単極有糸状スピンドルにおけるスピンディスク顕微鏡による微小管ダイナミクスの測定

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TIRF顕微鏡による インビトロでの 架橋小管と単一微小管のダイナミクスの同時可視化

動的微小管および関連タンパク質をイメージングするための同時干渉反射および全内部反射蛍光顕微鏡

ヒト原発性皮膚線維芽細胞に基づくハンチントン病モデルにおける微小管プラスエンドダイナミクスの可視化

3D Particle Tracking for Noninvasive In Vivo Analysis of Synaptic Microtubule Dynamics in Dendrites and Neuromuscular Junctions of Drosophila

逆アセンブル微小管端部によって駆動される運動を研究するセグメント化微小管の調製

アクチンダイナミクス、クラッチカップリング、成長コーンアドバンスの牽引力の解析

リビングヒト臍帯静脈内皮細胞における高解像度タイムラプスイメージングと微小管ダイナミクスの自動解析

出芽酵母における高解像度画像と個人アストラル微小管動態の解析

動的細胞突起におけるソフトウェア支援トラッキングのためのグラフィカルユーザインタフェース

単極有糸状スピンドルにおけるスピンディスク顕微鏡による微小管ダイナミクスの測定

TIRF顕微鏡によるインビトロでの架橋小管と単一微小管のダイナミクスの同時可視化