Name: in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing at JoVE.com

Il progetto è stato sostenuto da Lundbeck Foundation, la Fondazione di Novo Nordisk, il Danish Medical Research Council, il Ludvig e Sara Elsass Foundation, Fondazione per la ricerca in neurologia e Jytte e Kaj Dahlboms Foundation. R. a è supportato da una precoce carriera induttrici Fellowship del National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)

Tutte le procedure sperimentali descritte qui rispettato con la cura degli animali e il comitato etico di UNSW Sydney e sono state eseguite in conformità con il National Health and Medical Research Consiglio (NHMRC) dei regolamenti di Australia per la sperimentazione animale.
1. sperimentale istituito
Nota: 12 settimane di età, femminile ratti lungo Evans sono stati utilizzati in questa procedura.
<ol><li>Anestetizzare il ratto in una camera di induzione con 4% isoflurane e 1 L per ogni portata min O2 . Confermare l'anestesia sufficiente di test per il riflesso di raddrizzamento e garantire la sua assenza prima di rimuovere l'animale dalla camera di induzione. Si noti che i vari agenti anestetici avere effetti differenziali sul nervo eccitabilità10.</li>
	<li>In modo sicuro mettere il muso dell'animale nell'allegato del cono di naso e consegnare una dose di mantenimento di 2,5% isoflurane e 1 L al min O2 portata.</li>
	<li>Confermare un'anestesia adeguata controllando per ritiro pedale e riflessi corneali di pizzicare le dita dei piedi dell'animale e sfiorando il suo occhio. Nota: Applicazione dell'unguento veterinario sugli occhi, per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia, è consigliato ma non essenziale come la procedura richiede in genere 30 min per ogni animale.</li>
	<li>Mantenere la temperatura corporea del ratto a 37 ° C con l'uso di un tappetino di riscaldamento di feedback controllato e una sonda termometro rettale. Impostare la stuoia di riscaldamento e sensore di temperatura integrato corpo a 40 ° C per evitare eventuali danni alla pelle che si verifica con temperature più elevate. Nota: Si consiglia di monitorare e registrare misure fisiologiche (frequenza cardiaca, saturazione dell'ossigeno, la temperatura corporea e frequenza respiratoria) ogni 10s con l'uso di un sistema di monitoraggio fisiologico degli animali. Procedure di registrazione ottimale dovrebbero includere locale misurazione della temperatura degli arti come la temperatura periferica può essere più fredda di quello del nucleo temperatura11 (Figura 1).</li>
	<li>Indossare guanti di antisettici e utilizzare sempre strumenti che sono stati puliti con etanolo al 70%, per mantenere un ambiente privo di agenti patogeni durante tutta la procedura.</li>
</ol>2. elettrofisiologici Set Up
<ol><li>Per questa procedura, usare elettrodi ad ago di bassa impedenza platino dell'elettroencefalogramma (EEG).</li>
	<li>Preparare gli elettrodi dell'ago di registrazione inserendo l'elettrodo ad ago di registrazione (Figura 1; indicato in viola) attraverso il muscolo ipotenar e l'elettrodo di riferimento attraverso la funzione dorsale della cifra 4 (Figura 1; indicato in arancione) per registrare i potenziali di azione composti del muscolo (CMAPs).</li>
	<li>Posizionare l'elettrodo di terra attraverso la pelle sulla funzione superiore dell'avambraccio tra stimolazione e registrazione elettrodi (Figura 1; indicato in verde). Fare attenzione quando si inseriscono gli elettrodi per evitare il tessuto muscolare.</li>
	<li>Preparare lo stimolante elettrodi ad ago percutaneo inserendo il catodo (Figura 1; etichettati in blu) del tunnel di circa 4 millimetri distale per il cubitale al gomito. Inserire l'anodo (Figura 1; etichettati in rosso) circa 1 cm prossimalmente attraverso la pelle della regione ascellari.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Figura 1: un diagramma schematico dei posizionamenti dell'elettrodo dell'ago nell'arto anteriore ratto. Il catodo (blu) viene inserito circa 4 mm distale del tunnel cubitale al gomito e l'anodo (rosso) viene inserito circa 1 cm prossimalmente attraverso la pelle della regione ascellari. L'elettrodo ad ago di terra (verde) viene inserito attraverso la pelle sulla funzione superiore dell'avambraccio tra stimolando ed elettrodi di registrazione. La registrazione (viola) e gli elettrodi ad ago di riferimento (arancione) vengono inseriti attraverso il muscolo ipotenar e attraverso la funzione dorsale della cifra 4th . La sonda di temperatura (grigio) è posto sulla funzione superiore del muscolo thenar. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
3. axonal eccitabilità procedure
<ol><li>Eseguire il nervo motore roditore protocollo TRONDNF utilizzando un semi-automatico, programma per computer controllato eccitabilità assonale (Vedi la tabella materiali) collegata a uno stimolatore di corrente costante e di un amplificatore. Rimuovere il rumore elettrico in eccesso di 50 Hz utilizzando un eliminatore di rumore 50/60 Hz.<ol>
<li>Registrare il CMAP dal muscolo ipotenar contemporaneamente visualizzare la morfologia CMAP e applicando un 1 impulso di onda quadra di ms al nervo ulnare con l'elettrodo ad ago del catodo.<ol>
<li>Per ottenere registrazioni ottimale, regolare con cura l'angolo e/o la posizione del catodo fino a una curva di risposta ottimale bifase con ampiezza costante è raggiunto (Figura 2A.). Una volta stabilita la posizione ottimale, stabilizzare il catodo con una pinza porta elettrodo riposizionabile. Nota: Il software utilizzato automaticamente trasporta gli stimoli test, descritti di seguito e aumenta o diminuisce la corrente necessaria per raggiungere la soglia.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Registrare una curva stimolo-risposta aumentando gradualmente l'intensità dello stimolo di 1 ms impulso da 1 mA fino a quando una risposta massima è raggiunta. Nota: La linea viola e verde in figura 2B e 2C rappresenta rispettivamente l'aumento incrementale dell'intensità dello stimolo e il sistema automatizzato. L'ampiezza di destinazione per la soglia di rilevamento viene impostata automaticamente al 40% della massima ampiezza corrispondente alla zona del versante più ripida della curva di risposta agli stimoli. Il cambiamento di 'soglia' (cioè stimolo necessario suscitare 40% CMAP) indotto da vari stimoli di prova è la variabile di ottenuti in tutto il resto del protocollo.</li>
		<li>Registrare i parametri di eccitabilità assonale multipli, compreso electrotonus soglia (TE), corrente-soglia (io / V) rapporto e recupero ciclo (RC) come descritto nella Guida di riferimento12. Nota: Il programma del computer controllato eccitabilità assonale valuta la soglia (TE) con un 100 ms sottosoglia depolarizzante e hyperpolarizing correnti che è fissata a ± 20% e ± 40% del limite di controllo corrente. Il cambiamento nella soglia dopo sia depolarizzazione e hyperpolarizing correnti viene automaticamente registrato a 14 punti di tempo durante i 100 ms corrente di polarizzazione e 12 punti dopo la corrente di polarizzazione. Electrotonus soglia indirettamente valuta le conduttanze internodale ed è un indicatore del potenziale di membrana. I / V relazione è valutata con correnti di sottosoglia condizionata 200 ms che si alternano in intensità da + 50% a -100% del limite di controllo in incrementi del 10%. I / V relazione è diversa per TE in quanto le correnti sono più lunghe della durata, l'intensità di polarizzazione è progressivamente alterato da + 50% a -100% e il cambiamento di soglia è valutata a ogni intensità 1 ms dopo la corrente di polarizzazione ha cessato. I / rapporto V fornisce la comprensione nelle proprietà rettifica del assone1. La RC è valutata con un paradigma di impulsi appaiati, dove viene applicato uno stimolo condizionata sopramassimale iniziale seguito da una serie di stimoli prova intervalli specifici da 2,5 ms a 200 ms. questo parametro test una serie ben definita di eventi che si verificano nella nodale regione dell'assone dopo stimolazione sopramassimale. Tali eventi includono, l'inattivazione delle scanalature tensione-gated di Na+ che rende più difficile suscitare una risposta successiva ed è quantificata dalla refrattarietà e il periodo refrattario relativo 1. Questa è seguita da una ricarica l'internodo e un periodo di maggiore eccitabilità mediata dai canali del potassio veloce, quantificati da superexcitability. Infine, lentamente d'attivazione canali del potassio mediano un tardo periodo di ridotta eccitabilità, quantificata come subexcitability.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Figura 2: dati non elaborati da un test di eccitabilità assonale. Pannello A dimostra abiphasic curva di risposta CMAP dopo aumento incrementale di stimolazione del nervo ulnare. Pannelli B e C rappresentano l'intensità dello stimolo (mA) e l'ampiezza di CMAP (mV), rispettivamente. Il componente verde di B e C vengono illustrate la diminuzione incrementale automatizzata in intensità dello stimolo e la diminuzione a forma sigmoidea associata in CMAP necessarie per soglia di rilevamento.
4. procedure di elettrofisiologia di post
<ol><li>Trasferire il ratto in una gabbia separata fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale. Non lasciare un animale incustodito e in compagnia di altri animali fino a quando non ha pienamente recuperato dall'anestesia. Una volta che il ratto ha recuperato pienamente dall'anestesia, trasferirlo indietro nella sua gabbia originale.</li>
	<li>Al termine dello studio, eutanasia il ratto senza dolore per l'animale, per esempio letale iniezione intraperitoneale di un barbiturico (ad es. lethabarb).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside:+a+translational+neuroscience+perspective.">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li><li>Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li><li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity.">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li><li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients.">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse.">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li><li>Bo&#235;rio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1(G93A)+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle &amp; Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li><li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+motor+axons+of+SOD1(G127X)+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration.">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li><li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A.">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li><li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models.">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li><li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice.">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li><li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy:+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+(Neurodiab).">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents.">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li><li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb:+a+technique+to+improve+translational+utility.">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li><li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration.">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li><li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation.">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li><li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Na+/K++pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve.">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

La procedura descritta di seguito viene illustrato un semplice e affidabile, tecnica mini-invasiva che permette la valutazione delle proprietà biofisiche e potenziale di membrana dell'assone in un breve periodo di tempo. Rispetto ad altre tecniche più invasive, che richiedono l'esposizione del nervo, l'attuale metodo di eccitabilità assonale test induce danno di tessuto minimo consentendo in tal modo in vivo valutazione che preserva le condizioni fisiologiche della nervo di interesse e consente misurazioni ri...

L'uso di tecniche elettrofisiologiche è uno strumento essenziale per lo Studio in vivo della funzione di nervo periferico nei disturbi neurologici. Metodi di conduzione del nervo convenzionali utilizzano stimoli supramaximal per registrare la latenza e l'ampiezza del potenziale di azione del motore. Queste tecniche forniscono pertanto informazioni utili sul numero di fibre di conduzione e la velocità di conduzione delle fibre più veloce. Un prezioso strumento complementare è quello di eccitabilità assonale test. Questa tecnica utilizza stimolazioni elettrofisiologiche a sofisticati modelli per valutare indirettamente le proprietà biofisiche dei nervi periferici, come ad esempio l'attività di canali ionici, energia-dipendente pompe, processi di scambio ionico e potenziale di membrana 1.
Test di eccitabilità assonale è comunemente utilizzata in ambito clinico per studiare processi patofisiologici e gli effetti degli interventi terapeutici in vari disturbi neurologici. D'importanza, misure di eccitabilità assonale sono sensibili agli interventi terapeutici che influiscono sulla funzione di nervo periferica quali l'immunoglobulina endovenosa (IVIg) terapia2, trattamento di chemioterapia3 e calcineurina inibitore (CNI) 4. anche se questi studi hanno fornito le comprensioni importanti, studi clinici spesso precludono inchiesta dei primi tratti di malattia e di nuove opzioni terapeutiche5. Pertanto, l'uso di questi metodi in modelli animali di malattie neurologiche recentemente ha guadagnato trazione6,7,8,9. Infatti, questi metodi forniscono un'opportunità per comprendere i cambiamenti di eccitabilità del nervo specifico associati a questi disturbi, avanzando ricerca traslazionale.
La procedura qui descritta è un metodo semplice e affidabile per record eccitabilità assonale misure sui nervi ulnari del ratto intatto.

<table><tbody><tr><td>QTracS Program</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Axonal excitability program</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz</td><td>SDR Scientific</td><td>850005</td><td>Stimulator</td></tr><tr><td>High Performance AC Amplifier Model LP511</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>Amplifier</td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Noise eliminator</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Noise eliminator</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes</td><td>Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Multifunction I/O Device Model USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Multifunction input/output device</td></tr><tr><td>Iron Base Plate IP</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Rotating X-block X-4</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Magnetic Stand GJ-8</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Micromanipulator M-3333</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr></tbody></table>

in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing

Elettrofisiologia consente la valutazione obiettiva della funzione di nervo periferico in vivo. La conduzione del nervo tradizionali misure come ampiezza e latenza rilevare perdita cronica dell'assone e demielinizzazione, rispettivamente. Tecniche di eccitabilità assonale "dalla soglia di rilevamento" espandere su queste misure fornendo informazioni riguardanti l'attività di canali ionici, pompe e scambiatori che si riferiscono alla funzione acuta e possono precedere gli eventi degenerativi. Come tale, l'uso di eccitabilità assonale in modelli animali di malattie neurologiche può fornire una misura utile in vivo per valutare nuovi interventi terapeutici. Qui descriviamo un setup sperimentale per misure multiple di tecniche motore eccitabilità assonale nel nervo ulnare del ratto.
Gli animali sono anestetizzati con isoflurano e accuratamente monitorati per garantire la costante e adeguata profondità dell'anestesia. Temperatura corporea, frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno nel sangue sono continuamente monitorate. Studi eccitabilità assonale vengono eseguiti mediante stimolazione percutanea del nervo ulnare e registrazione da muscoli hypothenar della zampa zampa anteriore. Con posizionamento corretto degli elettrodi, viene registrato un potenziale di azione muscolare composto chiaro che aumenta in ampiezza con l'aumento dell'intensità dello stimolo. Un programma automatizzato è quindi utilizzato per fornire una serie di impulsi elettrici che generano 5 misure di eccitabilità specifico nella seguente sequenza: comportamento di stimolo risposta, costante di tempo di resistenza durata, electrotonus soglia, soglia di corrente rapporto e il ciclo di recupero.
I dati presentati qui indicano che queste misure sono ripetibili e mostrano somiglianza tra sinistra e destra ulnare nervi quando valutate nello stesso giorno. Una limitazione di queste tecniche in questa impostazione è l'effetto della dose e tempo sotto anestesia. Attento monitoraggio e registrazione di queste variabili dovrebbero essere intrapresi per considerazione al momento dell'analisi.

Misure elettrofisiologiche del nervo ulnare del ratto sono stati ottenuti con il presente protocollo. Nella figura 3 viene illustrato un rappresentante registrazione dal nervo ulnare sinistro di un ratto di Evans lungo femminile week-old 12. Potenziale di azione muscolare composto correlato al numero di fibre che vengono attivati contemporaneamente di condurre. La risposta di punta sopramassimale (mV) (Figura 3A) dimostra la risp...

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In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

Tecniche di eccitabilità assonale forniscono un potente strumento per esaminare la patofisiologia e cambiamenti biofisici che precedono gli eventi degenerativi irreversibili. Questo manoscritto viene illustrato l'utilizzo di queste tecniche sul nervo ulnare di ratti anestetizzati.

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

in-vivo-electrophysiological-measurement-rat-ulnar-nerve-with-axonal

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

9.1K Views.  University of New South Wales. Tecniche di eccitabilità assonale forniscono un potente strumento per esaminare la patofisiologia e cambiamenti biofisici che precedono gli eventi degenerativi irreversibili. Questo manoscritto viene illustrato l'utilizzo di queste tecniche sul nervo ulnare di ratti anestetizzati.

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Nerve Excitability Assessment in Chemotherapy-induced Neurotoxicity

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy produces symptoms of numbness and paraesthesia in the limbs and may progress to difficulties with fine motor skills and walking, leading to functional impairment. In addition to producing troubling symptoms, chemotherapy-induced neuropathy may limit treatment success leading to dose reduction or early cessation of treatment. Neuropathic symptoms may persist long-term, leaving permanent nerve damage in patients with an otherwise good prognosis3. As chemotherapy is utilised more often as a preventative measure, and survival rates increase, the importance of long-lasting and significant neurotoxicity will increase.
There are no established neuroprotective or treatment options and a lack of sensitive assessment methods. Appropriate assessment of neurotoxicity will be critical as a prognostic factor and as suitable endpoints for future trials of neuroprotective agents. Current methods to assess the severity of chemotherapy-induced neuropathy utilise clinician-based grading scales which have been demonstrated to lack sensitivity to change and inter-observer objectivity4. Conventional nerve conduction studies provide information about compound action potential amplitude and conduction velocity, which are relatively non-specific measures and do not provide insight into ion channel function or resting membrane potential. Accordingly, prior studies have demonstrated that conventional nerve conduction studies are not sensitive to early change in chemotherapy-induced neurotoxicity4-6. In comparison, nerve excitability studies utilize threshold tracking techniques which have been developed to enable assessment of ion channels, pumps and exchangers in vivo in large myelinated human axons7-9.
Nerve excitability techniques have been established as a tool to examine the development and severity of chemotherapy-induced neurotoxicity10-13. Comprising a number of excitability parameters, nerve excitability studies can be used to assess acute neurotoxicity arising immediately following infusion and the development of chronic, cumulative neurotoxicity. Nerve excitability techniques are feasible in the clinical setting, with each test requiring only 5 -10 minutes to complete. Nerve excitability equipment is readily commercially available, and a portable system has been devised so that patients can be tested in situ in the infusion centre setting. In addition, these techniques can be adapted for use in multiple chemotherapies.
In patients treated with the chemotherapy oxaliplatin, primarily utilised for colorectal cancer, nerve excitability techniques provide a method to identify patients at-risk for neurotoxicity prior to the onset of chronic neuropathy. Nerve excitability studies have revealed the development of an acute Na+ channelopathy in motor and sensory axons10-13. Importantly, patients who demonstrated changes in excitability in early treatment were subsequently more likely to develop moderate to severe neurotoxicity11. However, across treatment, striking longitudinal changes were identified only in sensory axons which were able to predict clinical neurological outcome in 80% of patients10. These changes demonstrated a different pattern to those seen acutely following oxaliplatin infusion, and most likely reflect the development of significant axonal damage and membrane potential change in sensory nerves which develops longitudinally during oxaliplatin treatment10. Significant abnormalities developed during early treatment, prior to any reduction in conventional measures of nerve function, suggesting that excitability parameters may provide a sensitive biomarker.

This abstract describes a novel method to assess the development of neurotoxicity in patients receiving chemotherapy treatment. While conventional assessment methods are limited in their ability to detect early changes in nerve function, nerve excitability techniques provide early identification of patients at risk of severe neurotoxicity and insight into pathophysiology.

Nerve valutazione dell&#39;eccitabilità neurotossicità indotta dalla chemioterapia

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. ...

Ricerca

Neuroscienze

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

In Misure Vivo elettrofisiologici sui nervi mouse sciatico

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is impaired, such as aging and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Here we describe an experimental protocol that can be used to measure NMJ functionality by combining two types of electrical stimulation: direct muscle membrane stimulation and the stimulation through the nerve. The comparison of the muscle response to these two different stimulations can help to define, at the functional level, potential alterations in the NMJ that lead to functional decline in muscle.
Ex vivo preparations are suited to well-controlled studies. Here we describe an intensive protocol to measure several parameters of muscle and NMJ functionality for the soleus-sciatic nerve preparation and for the diaphragm-phrenic nerve preparation. The protocol lasts approximately 60 min and is conducted uninterruptedly by means of a custom-made software that measures the twitch kinetics properties, the force-frequency relationship for both muscle and nerve stimulations, and two parameters specific to NMJ functionality, i.e. neurotransmission failure and intratetanic fatigue. This methodology was used to detect damages in soleus and diaphragm muscle-nerve preparations by using SOD1G93A transgenic mouse, an experimental model of ALS that ubiquitously overexpresses the mutant antioxidant enzyme superoxide dismutase 1 (SOD1).

A functional assessment of the neuromuscular junction (NMJ) can provide essential information on the communication between muscle and nerve. Here we describe a protocol to comprehensively evaluate both the NMJ and muscle functionality using two different muscle-nerve preparations, i.e. soleus-sciatic and diaphragm-phrenic.

Funzionalità di misurazione della giunzione neuromuscolare

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Che istituisce un modello murino di una neuropatia pura piccola fibra con l'agonista Ultrapotent di Transient Receptor potenziali vanilloidi tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

In Vivo Elettrofisiologici misurazione del potenziale di azione muscolare composto da arti anteriori in modelli murini di degenerazione del motoneurone

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Uso della registrazione in fibra singola in vivo e della radice dorsale intatta Ganglion con il nervo Sciatico attaccato per esaminare il meccanismo del fallimento della conduzione

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different methods of simulating postoperative physiotherapy are presented. Multiple standardized strategies are used to assess motor and sensory recovery using an MN model of peripheral nerve lesion and repair, thus permitting easy comparison of the results. Several options are included for providing a postoperative physiotherapy-like environment to rats that have undergone MN injuries. Finally, the paper provides a method to evaluate the recovery of the MN using several noninvasive tests (i.e., grasping test, pin prick test, ladder rung walking test, rope climbing test, and walking track analysis), and physiological measurements (infrared thermography, electroneuromyography, flexion strength evaluation, and flexor carpi radialis muscle weight determination). Hence, this model seems particularly appropriate to replicate a clinical scenario, facilitating extrapolation of results to the human species.
Although the sciatic nerve is the most studied nerve in peripheral nerve research, analysis of the rat MN presents various advantages. For example, there is a reduced incidence of joint contractures and automutilation of the affected limb in MN lesion studies. Furthermore, the MN is not covered by muscle masses, making its dissection easier than that of the sciatic nerve. In addition, MN recovery is observed sooner, because the MN is shorter than the sciatic nerve. Also, the MN has a parallel path to the ulnar nerve in the arm. Hence, the ulnar nerve can be easily used as the nerve graft for repairing MN injuries. Finally, the MN in rats is located in the forelimb, akin to the human upper limb; in humans, the upper limb is the site of most peripheral nerve lesions.

Presented is a protocol to produce different types of median nerve (MN) lesions and repair in the rat. Additionally, the protocol shows how to evaluate the functional recovery of the nerve using several noninvasive behavioral tests and physiological measurements.

Metodi funzionali e fisiologici per valutare la rigenerazione mediana del nervo nel ratto

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Medicina

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Preparazione del nervo sciatico di ratto per la neurofisiologia Ex Vivo

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Terminal H-reflex Measurements in Mice

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits after injuries such as spinal cord damage or stroke. An increase of the H-reflex response, together with symptoms like non-voluntary muscle contractions, pathologically augmented stretch reflex, and hypertonia in the corresponding muscle, is an indicator of post-stroke spasticity (PSS).
In contrast to rather nerve-unspecific transcutaneous measurements, here, we present a protocol to quantify the H-reflex directly at the ulnar and median nerves of the forepaw, which is applicable, with minor modifications, to the tibial and sciatic nerve of the hindpaw. Based on the direct stimulation and the adaptation to different nerves, the method represents a reliable and versatile tool to validate electrophysiological changes in spasticity-related disease models.

The clinical evaluation of spasticity based on the Hoffmann reflex (H-reflex) and using electrical stimulation of peripheral nerves is an established method. Here, we provide a protocol for a terminal and direct nerve stimulation for H-reflex quantification in the mouse forepaw.

Misurazioni del riflesso H terminale nei topi

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...

Biologia

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

Source: Wild, B. M., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56102">In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

Misurazione in vivo del potenziale d'azione muscolare composto in un ratto

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
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