Name: genome-wide determination of mammalian replication timing by dna content measurement
Uploaded: 2017-01-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
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Ringraziamo Oriya Vardi per l&#39;assistenza nella generazione di figure. Il lavoro del gruppo è stato sostenuto dalla Israel Science Foundation (Grant No. 567/10) e il Consiglio europeo della ricerca Starting Grant (# 281306).

Nota: Tor può essere misurata solo sulla crescita, le cellule non sincronizzati. La procedura dovrebbe iniziare con almeno 1 - 2 x 10 6 cellule in rapida crescita, che di solito provoca ~ 1 x 10 5 cellule in fase S (il passo rate limiting). Si raccomanda di condurre ogni esperimento utilizzando due o tre repliche. L&#39;intero processo di CNR-Tor può essere completato entro una settimana - due giorni dovrebbero essere dedicati a tutte le fasi fino alla preparazione biblioteca, uno o due giorni sono necessari per il sequenziamento e un giorno in più è necessario per l&#39;analisi dei dati iniziali. 1. Raccolta delle cellule dalla cultura NOTA: Il protocollo è scritto per cellule in crescita in coltura in piastre di 10 cm (contenente circa 2 - 5 x 10 6 cellule), ma può essere facilmente regolata per altre piattaforme. <ol><li> Per le celle che sono state coltivate in sospensione, procedere alla fissazione (sezione 2). </li><li> Per cellule aderenti, aspirare e lavare il plmangiato con 3 ml di PBS senza Ca 2+ e Mg 2+. </li><li> Eliminare il PBS e incubare le cellule per 5 minuti a 37 ° C con 1 ml commerciale tripsina-EDTA fino cellule si staccano. NOTA: La durata del trattamento tripsina deve essere regolata per ciascun tipo di cellula. </li><li> Aggiungere 3 ml terreni di coltura per neutralizzare la tripsina e raccogliere le cellule in un tubo da 15 ml o una provetta 5 polistirolo. Tenere in ghiaccio. </li></ol> 2. Fissazione NOTA: Per questa parte, tutti i passaggi dovrebbe essere fatto a 4 ° C. <ol><li> Centrifugare le cellule a 300 xg per 5 minuti a 4 ° C. </li><li> Aspirare e lavare le cellule due volte con 1 ml di PBS freddo. </li><li> Risospendere le cellule in 250 microlitri (totale) PBS freddo. </li><li> Mentre vortex delicatamente il tubo, aggiungere lentamente goccia a goccia 800 ml di -20 ° C al 100% di etanolo. Questo porta ad una concentrazione di etanolo finale del 70 - 80%. NOTA: Alta etanolo purezza è consigliabile in questa fase. </li><li> Incubare le cellule in ghiaccio FOr 30 min. NOTA: A questo stadio le cellule possono essere conservate per un paio di giorni a 4 ° C o per un paio di mesi a -20 ° C. </li></ol> 3. PI colorazione <ol><li> Centrifugare le cellule a 500 xg per 10 min a 4 ° C. </li><li> Aspirare il surnatante accuratamente e lavare le cellule due volte con 1 ml di PBS freddo. </li><li> Aspirare e risospendere ogni campione con la seguente miscela: 1 ml di PBS, 5 microlitri 10 mg / mL RNaseA, 50 microlitri di 1 mg / ml di ioduro di propidio (PI; miscela flacone prima dell&#39;uso). Regolare la concentrazione fino a ~ 2 x 10 6 cellule / ml). NOTA: Tenere fuori dalla luce - PI è sensibile alla luce. </li><li> Filtrare 35 micron mesh una provetta 5 polistirolo, e chiudere con Parafilm. </li><li> Incubare a RT al buio, per il 15 - 30 min. NOTA: Le cellule sono ora pronti per l&#39;analisi FACS. Se necessario, le cellule colorate possono essere conservate per almeno 24 ore a 4 ° C al buio. </li></ol> 4. Sort <ol><li> cellule ordinare utilizzando una macchina FACS. Noivia e il laser 561 nm a differenziare le cellule in base alla loro intensità PI. Altri laser vicino al 535 nm di eccitazione massima come 488 nm o 532 possono essere utilizzati a seconda della configurazione della macchina FACS. </li><li> Per ottenere risultati ottimali, utilizzare il più piccolo ugello raccomandata per la dimensione specifica cella (per la maggior parte delle cellule di 85 micron). Dare priorità modalità di purezza oltre rendimento. Utilizzare un costante flusso lento, di solito fino a 300-500 eventi / s, con una pressione guaina 45 psi. </li><li> Utilizzando gating, discriminare le cellule morte e detriti subcellulare (basso FCS e alta SSC) tracciando FCS vs SSC. Dalle cellule vitali discriminare doppietti tracciando SSC-Larghezza (W) vs SSC-altezza (H) seguito da un FSC-W vs plot FSC-H e PI- W PI-H vs (doppietti avrà lo stesso valore H ma più grande W-valore). Per le singole cellule vitali disegnare un istogramma dell&#39;intensità PI-Area (A), che rappresenta il contenuto di DNA delle cellule. </li><li> Cellule ordinarli in fasi G1 e S, come mostrato in Figura 1. Gating per S dovrebbe essere ampia e introdursi nelle fasi G1 e G2, mentre G1 gating deve essere stretto e più lontano possibile da S possibile. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55157/55157fig1.jpg" /> Figura determinazione fase del ciclo 1. cellulare basato sulla intensità PI. Istogramma che mostra la distribuzione del contenuto di DNA cellulare (misurata dal PI-Area) embrionali di topo fibroblasti (MEF) popolazione. Il contenuto di DNA viene utilizzato per ordinare la popolazione in due sotto-popolazioni i) cellule G1 (contenuto 2N DNA) e ii) le cellule in fase S (2N - contenuto di DNA 4N), utilizzando le regioni marcate. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55157/55157fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> NOTA: Lo scopo della raccolta di cellule G1 è rendere conto distorsioni nel sequenziamento efficienza tra le diverse regioni genomiche. Un&#39;applicazione alternativascarafaggio è usare cellule arrestate G1 dello stesso tipo cellulare. Questo approccio dà risultati più puliti (in quanto minimizza la contaminazione fase S), ma può introdurre distorsioni derivanti dalle differenze genetiche tra le cellule arrestate e delle celle di misura. <ol start="5"><li> Ordina in condizioni di freddo e raccogliere le cellule ordinati in 1,5 / 2 mL. Mantenere i tubi in ghiaccio dopo l&#39;ordinamento. NOTA: Al fine di migliorare il recupero del DNA, è meglio usare basse tubi vincolanti o usare tubi rivestiti di 4 - 5% BSA per 1 - 3 ore a 4 ° C 18. </li></ol> 5. DNA Purificazione <ol><li> Per ogni campione (G1 e S) purificare DNA utilizzando un kit di purificazione del DNA. NOTA: Quando si utilizza il kit commerciale, eluire con 400 microlitri di tampone di eluizione in una provetta da 2 ml per alta resa, come raccomandato dal produttore. </li><li> Controllare la concentrazione di DNA mediante fluorimetro. NOTA: da 100.000 cellule di mammifero raccolti dal FACS, si dovrebbe ottenere ~ 1 mg di DNA. UNt questo DNA fase può essere conservato per alcuni giorni a 4 ° C oa -20 ° C per una lunga conservazione. </li></ol> 6. Sonicazione <ol><li> Trasferire DNA in una provetta 1,7 ml che è compatibile con il supporto magnetico utilizzato. </li><li> Concentrato DNA utilizzando perline 2x SPRI in base alle istruzioni del produttore, utilizzando un supporto magnetico, ed eluire in 50 microlitri di tampone di eluizione. </li><li> DNA Shear con un ultrasonicatore mirato per una dimensione media obiettivo di picco pari a 250 bp. Utilizzare le seguenti impostazioni per un campione di DNA 50 ml: 50 W, 20% Fattore di utilizzo, 200 cicli per raffica, 20 ° C, 120 s. </li><li> Verificare la dimensione del DNA tranciata mediante elettroforesi. La granulometria consigliata è 200 - 700 bp con un picco a ~ 250 bp. NOTA: In questa fase il DNA può essere conservato per alcuni giorni a 4 ° C oa -20 ° C per una lunga conservazione. </li></ol> 7. Biblioteca Preparazione, e Sequencing NOTA: molti kit di preparazione biblioteca e si differenzianopiattaforme di sequenziamento ent dovrebbero funzionare in modo simile a quelli usati da noi e menzionati nella sezione materiali. In realtà nel passato, mappe ToR sono stati generati utilizzando un metodo molto simile con piattaforme microarray 2. <ol><li> Preparare le librerie utilizzando qualsiasi kit di preparazione libreria commerciale. </li><li> Alla fine della preparazione libreria, selezionare dimensioni utilizzando biglie magnetiche per 300 - 800 bp. </li><li> Dopo aver preparato le biblioteche, misurare la concentrazione di DNA utilizzando fluorimetro. </li><li> Misurare le dimensioni del DNA mediante elettroforesi. </li><li> Eseguire il sequenziamento su qualsiasi piattaforma. NOTA: Sequencing almeno 10 M legge per campione è raccomandato. Questa profondità è equivalente ad una lettura circa ogni 300 bp (per ~ 3 dimensioni genomi Gb), ed è sufficiente per misurazioni ToR ad una risoluzione di 50 - 100 kb. Aumentando la profondità si tradurrà in una diminuzione della dimensione delle finestre e quindi permetterà aumentando la risoluzione con maggiore certezza. Accoppiato sequenza finale non è necessariaquesto protocollo poiché le informazioni solo una copertura viene raccolto. E &#39;, tuttavia, può aiutare a risolvere la posizione di legge che contengono sequenze ripetitive. </li></ol> 8. Analisi NOTA: L&#39;analisi dei dati è basata sul metodo usato da A. Koren et al. 19. <ol><li> Dati Mappa di sequenziamento ai corrispondenti genoma utilizzando bowtie2 o qualsiasi affidabile breve allineatore lettura. Definire varia grandezza, pari-copertura Windows cromosomiche come segmenti coperti da 200 legge nella frazione G1 e contano fase S legge nelle stesse finestre. </li><li> Calcolare il rapporto S / G1 per ogni finestra. Questo dovrebbe generare una mappa con ampie variazioni del rapporto S / G1 lungo il genoma (Figura 3). Un buon controllo per l&#39;affidabilità delle misurazioni Tor è confrontare questa mappa al rapporto G1 / G1 (da due misurazioni separate di G1) che dovrebbe essere molto più piatta. </li><li> Normalizzare i dati a 0 media e 1 SD sottraendo dal ciascun valore il valore medio di tutte le finestre (escluso il cromosoma X) e dividendo il risultato per la deviazione standard della S / G1 di tutte le finestre. Questo viene fatto al fine di convertire in z punteggi e consentire una comparazione tra i diversi esperimenti. </li><li> Rimuovere tutte le regioni gap elencati dal browser genoma UCSC così come ogni rimanente frammento tra divario che contiene meno di 15 finestre di dati. </li><li> Smooth i frammenti rimanenti con una spline cubica smoothing tramite la funzione csaps Matlab con un parametro di 10 - 16 e interpolare al set point ogni 100 kb. NOTA: Parametri di levigatura e interpolazione devono essere regolati in base alla profondità dei dati. Esistono altri metodi di smoothing adatti e funzioni e possono essere utilizzati. </li><li> Dopo la conferma visivamente l&#39;affidabilità di ogni replicano, unire tutte le letture e calcolare un profilo più profondo risoluzione eseguendo la stessa procedura descritta in precedenza su questi dati. </li></ol>

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CNR-tor può essere eseguita in linea di principio su una popolazione di cellule proliferanti eucariotiche che può essere diviso per FACS a S e le fasi G1 (recensito da Rhind N. e Gilbert 20 DM). Il metodo descritto qui è stato adattato per le cellule di mammifero con una dimensione del genoma di ~ 3 Gb come uomo e topo. Sono necessari Piccoli cambiamenti nel protocollo CNR-TR (in preparazione cellulare e profondità sequenziamento), al fine di adeguare ad altri eucarioti. L&#39;attenzione deve...

replicazione del DNA Mammalian è strettamente regolata per assicurare la replica esatta di ciascun cromosoma esattamente una volta durante il ciclo cellulare. La replica avviene secondo un ordine altamente regolamentato - più grandi regioni genomiche (~ Mb) replicano all&#39;inizio della fase S (inizio replicare i domini), mentre altre regioni genomiche replicano dopo a (domini media e tarda replicanti) medio o tarda fase S 1. La maggior parte del genoma replicati contemporaneamente in tutti i tessuti (domini ToR costitutive), mentre il 30% - 50% del genoma, cambia ToR tra tessuti 2, durante la differenziazione 3, 4 e, in misura minore, anche durante trasformazione di cancro 5 . Inoltre, alcune regioni genomiche replicano asincrono 6, 7, 8, cioè vi è una differenzanel capitolato tra i due alleli. ToR correla con molte caratteristiche genomiche e epigenomiche compresi i livelli di trascrizione, contenuto GC, lo stato della cromatina, la densità genica, ecc 1, 9. TR è anche associato con tassi di mutazione e tipi 10, 11 e quindi non sorprende, perturbazioni del programma di replica sono collegati al cancro 12, 13. La relazione causale tra Tor e la struttura della cromatina non è ancora capito. E &#39;possibile che aperto cromatina facilita replica presto. Tuttavia, un modello alternativo suggerisce che la cromatina è assemblato durante la replica e le diverse autorità di regolamentazione cromatina presenti all&#39;inizio e alla fine di piombo fase S al differenziale confezionamento delle regioni replicanti precoce e tardiva 1, 14 </sup&gt;. Abbiamo recentemente dimostrato che i TR modella il contenuto di GC influenzando il tipo di mutazioni che si verificano in diverse regioni genomiche 11. Ibridazione in situ fluorescente (FISH) è il metodo principale per la misurazione ToR a loci individuale. Si esegue semplicemente contando la percentuale di cellule in fase S che presentano segnali FISH singoli contro la percentuale di doppietti per un dato allele 15, 16. Un metodo alternativo, costituito da impulsi etichettatura del DNA con BrdU, l&#39;ordinamento delle cellule in base al loro contenuto di DNA a più punti di tempo lungo S, immunoprecipitating DNA contenente BrdU, e controllando l&#39;abbondanza di DNA precipitato con qPCR 17. mappatura ToR genomico può essere raggiunto in due modi. Il primo metodo è una versione genomico del metodo basato BrdU-IP sopra descritta, in cui la quantificazione della quantitàdi DNA precipitato in ogni frazione viene effettuata contemporaneamente per l&#39;intero genoma mediante ibridazione di microarray o sequenziamento. Il secondo metodo, CNR-TOR, si basa sulla misurazione il numero di copie di ciascuna regione genomica delle cellule in fase S e normalizzazione dal contenuto di DNA nelle cellule G1. In questo metodo, le cellule sono ordinati per FACS in non-replicante (fase G1) e replicare (fase S) gruppi (Figura 1). Le cellule in G1 hanno lo stesso numero di copie in tutte le regioni genomiche e quindi il loro contenuto di DNA dovrebbero essere gli stessi. D&#39;altra parte, il numero di copie di DNA in S dipende TR, poiché le regioni replicanti primi sottoposti replicazione in maggior parte delle cellule e quindi il loro contenuto di DNA è raddoppiata, considerando che le regioni tardive replicanti non hanno ancora replicato in maggior parte delle cellule e quindi il loro contenuto di DNA sarà essere simile a quello delle cellule G1. Quindi il rapporto S G1 del contenuto di DNA è indicativa dei TR. La quantità di DNA per ciascuna regione genomica è misurata mediante ibridazionemicroarrays o dal sequenziamento profondo 2, 8. I vantaggi del metodo CNR-TR saranno ulteriormente discussi. Questo documento descrive il metodo CNR-TOR per la mappatura genomica TR come descritto nella Figura 2. L&#39;articolo discute i piccoli dettagli di tutto il processo dalla raccolta delle cellule fino a quando l&#39;analisi di base dei risultati e la creazione di mappe genomiche Tor. Il protocollo descritto in questo documento è stata eseguita con successo su vari tipi di cellule in coltura. Futuri miglioramenti di questo protocollo può portare alla mappatura del capitolato in vivo e in tipi di cellule rare.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>BI (Biological Industries)</td><td>02-023-1A</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>BI (Biological Industries)</td><td>03-052-1B</td><td></td></tr><tr><td>15 mL conical tube</td><td>Corning</td><td>430790</td><td></td></tr><tr><td>5 mL Polystyrene round Bottom tube with cell strainer cap&amp;nbsp;</td><td>BD-Falcon</td><td>352235</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Gadot</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>RNAse-A 10 mg/mL</td><td>Sigma</td><td>R4875</td><td></td></tr><tr><td>Propidiom iodide 1 mg/mL</td><td>Sigma</td><td>P4170</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Parafilm</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL DNA LoBind Eppendorf tubes&amp;nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>22431021</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>1.7 mL MaxyClear tube&amp;nbsp;</td><td>Axygen</td><td>MCT-175-C</td><td></td></tr><tr><td>magnetic beads - Agencourt AMPure XP&amp;nbsp;</td><td>Beckman Coulter</td><td>A63881</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonicator</td><td>Covaris</td><td>M-series&amp;nbsp; -530092</td><td></td></tr><tr><td>50 &amp;micro;L microTUBE AFA Fiber Screw-Cap 6 x 16 mm</td><td>Covaris</td><td>520096</td><td></td></tr><tr><td>Qubit fluorometer</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Qubit dsDNA High Sensitivity (HS) Assay Kit</td><td>Invitrogen</td><td>Q32854</td><td></td></tr><tr><td>Electrophoresis 2200 Tape station system</td><td>Agilent</td><td>D1000 ScreenTape</td><td></td></tr><tr><td>Seqeuncing - Illumina NextSeq system</td><td>Illumina</td><td>SY-415-1001</td><td></td></tr><tr><td>Dneasy kit for DNA purification</td><td>Qiagen</td><td>69504</td><td></td></tr><tr><td>PureProteom Magnetic Stand</td><td>Millipore</td><td>LSKMAGS08</td><td></td></tr><tr><td>Anti-BrdU/FITC</td><td>DAKO</td><td>F7210</td><td></td></tr><tr><td>FACS sorter</td><td>BD</td><td>FACSARIA III</td><td></td></tr><tr><td>FACS software</td><td>BD</td><td>FACSDiva v 8.0.1</td><td></td></tr></tbody></table>

genome-wide determination of mammalian replication timing by dna content measurement

La replicazione del genoma si verifica durante la fase S del ciclo cellulare in un processo altamente regolato che assicura la fedeltà di duplicazione del DNA. Ogni regione genomica si replica in un momento distinto durante la fase S attraverso l&#39;attivazione simultanea di più origini di replicazione. Tempo di replica (RPT) correla con molte caratteristiche genomiche ed epigenetici ed è collegato a tassi di mutazione e il cancro. Comprendere la visualizzazione completa del genoma del programma di replica, in salute e malattia è un importante obiettivo futuro e una sfida. Questo articolo descrive in dettaglio il &quot;Numero rapporto di riproduzione di S / G1 per la mappatura genomica tempo di replica&quot; il metodo (di seguito denominato: CNR-Tor), un approccio semplice per mappare il genoma ToR di cellule di mammifero. Il metodo si basa sulle differenze del numero di copie tra le cellule in fase S e le cellule in fase G1. Il metodo CNR-TOR viene eseguita in 6 fasi: 1. Preparazione delle cellule e colorazione con ioduro di propidio (PI); 2. Sorting G1 cellule nella fase S utilizzando cellule di fluorescenza-attivato (FACS); 3. purificazione del DNA; 4. Sonicazione; 5. preparazione biblioteca e sequenziamento; e 6. L&#39;analisi bioinformatica. Il metodo CNR-TOR è un approccio facile e veloce che si traduce in mappe dettagliate di replica.

Una tipica mappa ToR è mostrato in Figura 3 per fibroblasti embrionali di topo (MEF). Questa figura illustra il processo di analisi in quanto mostra entrambi i punti, che sono normalizzate rapporto S / G1 per singole finestre (passo 8.3), così come la linea che risulta dalla levigatura cubica e interpolazione (passo 8.5). Tali mappe catturano l&#39;organizzazione del programma di replica, che è un mosaico d...

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Genome-wide Determination of Mammalian Replication Timing by DNA Content Measurement

We describe here a relatively fast and simple approach for mapping genome-wide mammalian replication timing, from cell isolation to the basic analysis of the sequencing results. A genomic map of a representative replication program will be provided following the protocol.

Determinazione genoma a livello di timing di replicazione del DNA dei mammiferi da contenuti di misura

Replication of the genome occurs during S phase of the cell cycle in a highly regulated process that ensures the fidelity of DNA duplication. Each genomic ...

genome-wide-determination-mammalian-replication-timing-dna-content

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Genetics

8.4K Views.  Hebrew University of Jerusalem. We describe here a relatively fast and simple approach for mapping genome-wide mammalian replication timing, from cell isolation to the basic analysis of the sequencing results. A genomic map of a representative replication program will be provided following the protocol.

Video: Genome-wide Determination of Mammalian Replication Timing by DNA Content Measurement

G2-seq: A High Throughput Sequencing-based Technique for Identifying Late Replicating Regions of the Genome

Numerous techniques have been developed to follow the progress of DNA replication through the S phase of the cell cycle. Most of these techniques have been directed toward elucidation of the location and timing of initiation of genome duplication rather than its completion. However, it is critical that we understand regions of the genome that are last to complete replication, because these regions suffer elevated levels of chromosomal breakage and mutation, and they have been associated with both disease and aging. Here we describe how we have extended a technique that has been used to monitor replication initiation to instead identify those regions of the genome last to complete replication. This approach is based on a combination of flow cytometry and high throughput sequencing. Although this report focuses on the application of this technique to yeast, the approach can be used with any cells that can be sorted in a flow cytometer according to DNA content.

We describe a technique for combining flow cytometry and high throughput sequencing to identify late replicating regions of the genome.

G2-seq: Un'elevato Throughput sequenziamento-base tecnica per identificare replica ritardata regioni del genoma

Numerous techniques have been developed to follow the progress of DNA replication through the S phase of the cell cycle. Most of these techniques have ...

Ricerca

Genetica

Visualizing Single-molecule DNA Replication with Fluorescence Microscopy

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA template is attached to a functionalized glass coverslip and replicated extensively after introduction of replication proteins and nucleotides (Figure 1). The growing product double-strand DNA (dsDNA) is extended with laminar flow and visualized by using an intercalating dye. Measuring the position of the growing DNA end in real time allows precise determination of replication rate (Figure 2). Furthermore, the length of completed DNA products reports on the processivity of replication. This experiment can be performed very easily and rapidly and requires only a fluorescence microscope with a reasonably sensitive camera.


This protocol demonstrates a simple single-molecule fluorescence microscopy technique for visualizing DNA replication by individual replisomes in real time.

Visualizzazione singola molecola di DNA replica con microscopia a fluorescenza

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA ...

Biologia

<meta charset="utf8"></head><body>Elettroforesi su gel 2D per l'analisi della replicazione del DNA e degli eventi di stallo della forcella

Electrophoretic Analysis of Replication Through Structure-Prone DNA Repeats Within the SV40-Based Human Episome

Two-dimensional neutral/neutral gel-electrophoresis (2DGE) emerged as a benchmark technique to analyze DNA replication through natural impediments. This protocol describes how to analyze replication fork progression through structure-prone, expandable DNA repeats within the simian virus 40 (SV40)-based episome in human cells. In brief, upon plasmid transfection into human cells, replication intermediates are isolated by the modified Hirt protocol and treated with the DpnI restriction enzyme to remove non-replicated DNA. Intermediates are then digested by appropriate restriction enzymes to place the repeat of interest within the origin-distal half of a 3-5 kb-long DNA fragment. The replication intermediates are separated into two perpendicular dimensions, first by size and then by shape. Following Southern blot hybridization, this approach allows researchers to observe fork stalling at various structure-forming repeats on the descending half of the replication Y-arc. Furthermore, this positioning of the stall site allows the visualization of various outcomes of repeat-mediated fork stalling, such as fork reversal, the advent of a converging fork, and recombinational fork restart.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Caratterizzazione della replicazione del DNA delle ripetizioni patogene per scoprire i meccanismi di stallo ed espansione della forcella di

Here, we outline the procedure for analyzing replication progression through pathogenic, structure-prone repeats using 2-dimensional gel electrophoresis.

Analisi elettroforetica della replicazione attraverso ripetizioni di DNA a struttura inclini all'episoma umano basato su SV40

Two-dimensional neutral/neutral gel-electrophoresis (2DGE) emerged as a benchmark technique to analyze DNA replication through natural impediments. This ...

Direct Observation of Enzymes Replicating DNA Using a Single-molecule DNA Stretching Assay

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system. Linearized &lambda; DNA is modified to have a biotin on the end of one strand, and a digoxigenin moiety on the other end of the same strand. The biotinylated end is attached to a functionalized glass coverslip and the digoxigeninated end to a small bead. The assembly of these DNA-bead tethers on the surface of a flow cell allows a laminar flow to be applied to exert a drag force on the bead. As a result, the DNA is stretched close to and parallel to the surface of the coverslip at a force that is determined by the flow rate (Figure 1). The length of the DNA is measured by monitoring the position of the bead. Length differences between single- and double-stranded DNA are utilized to obtain real-time information on the activity of the replication proteins at the fork. Measuring the position of the bead allows precise determination of the rates and processivities of DNA unwinding and polymerization (Figure 2).

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system.

Osservazione diretta del DNA Enzimi Replica utilizzando un singolo-molecola di DNA Stretching Assay

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system. ...

Proximity Ligation Assay to Study Oncogene-Derived Transcription-Replication Conflicts

Both DNA replication and RNA transcription utilize genomic DNA as their template, necessitating spatial and temporal separation of these processes. Conflicts between the replication and transcription machinery, termed transcription-replication conflicts (TRCs), pose a considerable risk to genome stability, a critical factor in cancer development. While several factors regulating these collisions have been identified, pinpointing primary causes remains difficult due to limited tools for direct visualization and clear interpretation. In this study, we directly visualize TRCs using a proximity ligation assay (PLA), leveraging antibodies specific to PCNA and phosphorylated CTD of RNA polymerase II. This approach allows precise measurement of TRCs between replication and transcription processes mediated by RNA polymerase II. The method is further enhanced through DNA primers conjugated covalently to these antibodies, coupled with PCR amplification using fluorescent probes, providing a highly sensitive and specific means of detecting endogenous TRCs. Fluorescence microscopy enables the visualization of these conflicts, offering a powerful tool to study genome instability mechanisms associated with cancer. This technique addresses the gap in direct TRC visualization, allowing for a more comprehensive analysis and understanding of the underlying processes driving genome instability in cells.

Here, we present a sensitive and specific method to detect oncogene-induced transcription-replication conflicts (TRCs) using the proximity ligation assay (PLA). This approach leverages specific antibodies targeting PCNA and phospho-CTD RNAPII, enabling the assessment of TRC prevalence between RNA polymerase II transcription and DNA replication machinery.

Saggio di legatura di prossimità per studiare i conflitti di trascrizione-replicazione derivati da oncogeni

Both DNA replication and RNA transcription utilize genomic DNA as their template, necessitating spatial and temporal separation of these processes. ...

Ricerca sul cancro

<meta charset="utf8"></head><body>Svolgimento del DNA mediato da CMG osservato dalla crescita del tratto ssDNA-RPA

Single-Molecule Real-Time Visualization of DNA Unwinding by CMG Helicase

Faithful genome duplication is essential for preserving the genetic stability of dividing cells. DNA replication is carried out during the S phase by a dynamic complex of proteins termed the replisome. At the heart of the replisome is the&#160;CDC45-MCM2-7-GINS (CMG) helicase, which separates the two strands of the DNA double helix such that DNA polymerases can copy each strand. During genome duplication, replisomes must overcome a plethora of obstacles and challenges. Each of these threatens genome stability, as failure to replicate DNA completely and accurately can lead to mutations, diseases, or cell death. Therefore, it is of great interest to understand how CMG functions in the replisome during both normal replication and replication stress. Here, we describe a total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy assay using recombinant purified proteins, which allows for real-time visualization of surface-tethered stretched DNA molecules by individual CMG complexes. This assay provides a powerful platform to investigate CMG behavior at the single-molecule level, allowing helicase dynamics to be directly observed with real-time control over reaction conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Svelare le dinamiche della replicazione del DNA eucariotico attraverso la visualizzazione di una singola molecola

This protocol demonstrates performing a single-molecule assay for live visualization of DNA unwinding by CMG helicase. It describes (1) preparing a DNA substrate, (2) purifying fluorescently labeled Drosophila melanogaster CMG helicase, (3) preparing a microfluidic flow cell for total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy, and (4) the single-molecule DNA unwinding assay.

Visualizzazione in tempo reale a singola molecola dello svolgimento del DNA mediante elicasi CMG

Faithful genome duplication is essential for preserving the genetic stability of dividing cells. DNA replication is carried out during the S phase by a ...

Determinazione genoma a livello di timing di replicazione del DNA dei mammiferi da contenuti di misura

Riepilogo

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Capitoli in questo video

G2-seq: Un'elevato Throughput sequenziamento-base tecnica per identificare replica ritardata regioni del genoma

Visualizzazione singola molecola di DNA replica con microscopia a fluorescenza

Analisi elettroforetica della replicazione attraverso ripetizioni di DNA a struttura inclini all'episoma umano basato su SV40

Analisi elettroforetica della replicazione attraverso ripetizioni di DNA a struttura inclini all'episoma umano basato su SV40

Analisi elettroforetica della replicazione attraverso ripetizioni di DNA a struttura inclini all'episoma umano basato su SV40

Osservazione diretta del DNA Enzimi Replica utilizzando un singolo-molecola di DNA Stretching Assay

Saggio di legatura di prossimità per studiare i conflitti di trascrizione-replicazione derivati da oncogeni

Visualizzazione in tempo reale a singola molecola dello svolgimento del DNA mediante elicasi CMG

Visualizzazione in tempo reale a singola molecola dello svolgimento del DNA mediante elicasi CMG

Visualizzazione in tempo reale a singola molecola dello svolgimento del DNA mediante elicasi CMG